Untersuchung zur Praktikabilität der Anästhesieeinleitung und der Stressbelastung beim Europäischen Fischotter
(Lutra lutra) mit Alphaxalon und Dexmedetomidin verglichen mit der Kombination Ketamin und
Dexmedetomidin.
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von
Frauke Anna Luise Schneider Herford
Hannover 2012
Prof. Dr. med. vet. Sabine B. Kästner, Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule
1. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Sabine B. Kästner
2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Ursula Siebert
Tag der mündlichen Prüfung: 09.08.2012
Meiner Mutter Elfriede Schneider in Dankbarkeit für Ihre unermüdliche Unterstützung
Meinem lieben Partner Dipl. Ing. (FH) Thomas Kempf
und den vierbeinigen Begleitern
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG...1
2 LITERATUR ...3
2.1 DER EUROPÄISCHE FISCHOTTER...3
2.1.1 OTTERARTEN...3
2.1.2 URSPRÜNGLICHE VERBREITUNG...4
2.1.3 HABITUS UND PHYSIOLOGISCHE DATEN...5
2.1.4 NAHRUNG...6
2.1.5 SOZIALVERHALTEN UND REPRODUKTION...7
2.1.6 BEDROHUNG UND SCHUTZ...7
2.2 ALLGEMEINE ÜBERLEGUNGEN ZUR WILDTIERANÄSTHESIE...10
2.3 ANÄSTHESIEMETHODEN BEI VERSCHIEDENEN OTTERARTEN...12
2.4 IN DER ARBEIT VERWENDETE MEDIKAMENTE...15
2.4.1 KETAMIN...15
2.4.2 ALPHAXALON...17
2.4.3 DEXMEDETOMIDIN...19
2.4.4 ATIPAMEZOL...22
2.5 KORTISOL ALS STRESSPARAMETER...22
3 PROBANDEN, MATERIAL UND METHODEN ...24
3.1 TIERE,HALTUNGSBEDINGUNGEN UND TRANSPORT...24
3.1.1 TIERE...24
3.1.2 HALTUNG...24
3.1.3 FÜTTERUNG...25
3.1.4 FANG UND TRANSPORT...25
3.2 ANÄSTHESIEEINLEITUNG...30
3.3 ANÄSTHESIEAUFRECHTERHALTUNG...34
3.4 INSTRUMENTIERUNG UND BLUTENTNAHME...34
3.5 MESSPARAMETER...35
3.5.1 MAULSCHLEIMHAUT UND DER KONJUNKTIVEN...35
3.5.2 REFLEXE...35
3.5.3 MUSKELTONUS...36
3.5.4 KÖRPERTEMPERATUR...36
3.5.5 PULSFREQUENZ UND ARTERIELLE SAUERSTOFFSTÄTTIGUNG...36
3.5.6 ATEMFREQUENZ UND ENDEXSPIRATORISCHER CO2PARTIALDRUCK...38
3.5.7 BLUTDRUCK...39
3.5.8 EKG...40
3.6 POSTANÄSTHETISCHES MANAGEMENT...41
3.7 LABORUNTERSUCHUNGEN...43
3.7.1 BLUTENTNAHME...43
3.7.2 BLUTGASANALYSE UND ELEKTROLYTE...45
3.7.3 KORTISOLMESSUNG...45
3.7.4 HÄMATOLOGIE...46
3.7.5 BLUTCHEMIE...46
3.8 STATISTISCHE AUSWERTUNG...47
3.9 VERWENDETE MEDIKAMENTE UND MATERIALIEN...48
4 ERGEBNISSE ...49
4.1 DEMOGRAPHIE...49
4.2 EINLEITPHASE...50
4.3 KARDIOVASKULÄRE PARAMETER...51
4.3.1 HERZFREQUENZ...51
4.3.2 ELEKTROKARDIOGRAMM...52
4.3.3 MITTLERER ARTERIELLER BLUTDRUCK...52
4.4 KÖRPERINNENTEMPERATUR...53
4.5 RESPIRATORISCHE PARAMETER...54
4.5.1 ATEMFREQUENZ...54
4.5.2 ENDEXSPIRATORISCHER KOHLENDIOXID PARTIALDRUCK...55
4.5.3 SAUERSTOFFSÄTTIGUNG...56
4.5.4 ISOFLURANKONZENTRATION DES VERDAMPFERS...57
4.6 AUFWACHPHASE...58
4.7 LABORPARAMETER...59
4.7.1 BLUTGASE UND ELEKTROLYTE...59
4.7.2 BLUTBILD...61
4.7.3 BLUTCHEMIE...63
5 DISKUSSION ...66
5.1 FANG UND TRANSPORT...66
5.2 EINLEITPHASE...68
5.3 VITALPARAMETER WÄHREND DER ANÄSTHESIE...69
5.3.1 HERZFREQUENZ...69
5.3.2 ARTERIELLER BLUTDRUCK...71
5.3.3 KÖRPERINNENTEMPERATUR...72
5.3.4 ATMUNG UND VENTILATION...73
5.3.5 SAUERSTOFFSÄTTIGUNG...75
5.3.6 ISOFLURANKONZENTRATION DES VERDAMPFERS...75
5.4 AUFWACHPHASE...77
5.5 LABORPARAMETER...79
5.5.1 BLUTGASE...79
5.5.2 ELEKTROLYTE...79
5.5.3 BLUTBILD...81
5.5.4 BLUTCHEMIE...82
6 ZUSAMMENFASSUNG ...84
7 SUMMARY ...85
8 LITERATURVERZEICHNIS ...86
9 TABELLENVERZEICHNIS ...100
10 ABBILDUNGSVERZEICHNIS ...101 11 DANKSAGUNG ...102
Abkürzungsverzeichnis
In der vorliegenden Arbeit wurden, neben dem üblichen Abkürzungen folgende spezielle Kurzformen verwenden:
Gruppe AD Gruppe Alphaxalon/Dexmedetomidin
Gruppe KD Gruppe Ketamin/Dexmedetomidin
KM Körpermasse
MAC Minimale alveoläre Konzentration
NMDA-Rezeptor N-Methyl-D-Aspartat-Rezeptor
Otter BD Otter Buthorphanol/Dexmedetomidin
Otter I Otter Isofluran
OZ Otterzentrum
1 Einleitung
Der Europäische Fischotter breitet sich wieder mehr in Deutschland aus, nachdem er bis zum Ende der 60er Jahre des 20sten Jahrhunderts stark bejagt worden ist. Mit der zunehmenden Wiederbesiedlung durch den Fischotter steigen die Möglichkeiten mehr über Lebensweise, Habitat und Fortpflanzung des Tieres zu erkunden.
Zusätzlich erfreut sich der Fischotter größer werdender Beliebtheit in Zoos und Wildparks, sodass auch hier die Anzahl der Tiere zunimmt.
Dank neuester Technik gibt es viele Möglichkeiten, Beobachtungen durchzuführen, ohne die Tiere zu stören, beziehungsweise ohne dass die Tiere Notiz davon nehmen. Trotz dieser Beobachtungsmöglichkeiten ist oft eine Allgemeinanästhesie notwendig, um Daten über einzelne Tiere zu erheben oder sie mit Sendern auszustatten.
Eine Alternative zur pharmakologischen Immobilisation wäre die mechanische Immobilisation des Fischotters um kleinere Manipulationen vorzunehmen. Die manuelle Fixation stellt jedoch einen enorm hohen Stressfaktor dar und ist mit hoher Verletzungsgefahr für das Tier und die beteiligten Personen verbunden. Daher wird oft aufgrund der Abwehrmöglichkeiten und durch die hohe Beweglichkeit des Tieres und zusätzlich durch das Raubtiergebiss eine Anästhesie unumgänglich, um die Sicherheit der Otter und der beteiligten Personen zu gewährleisten.
In den letzten Jahren und Jahrzehnten sind die diagnostischen Möglichkeiten in der Veterinärmedizin gestiegen. Diese Tatsache macht sich auch in Zoos und Wildparks bemerkbar, sodass häufiger Anästhesien zu diagnostischen Zwecken und zur Probennahme durchgeführt werden. Daher steigt der Bedarf an neuen, sichereren Anästhesietechniken und Anästhetika für den Fischotter, die leicht applizierbar sind.
Ziel dieser Studie war ein Vergleich von zwei Anästhesieprotokollen. Die Kombination des dissoziativen Anästhetikum Ketamin mit dem α2 Agonisten
Dexmedetomidin wurde der Kombination aus dem Neurosteroid Alphaxalon ebenfalls kombiniert mit dem α2 Agonisten Dexmedetomidin gegenübergestellt. Beide
Anästhetikakombinationen wurden zur Einleitung der Anästhesie intramuskulär
verabreicht. Zur Aufrechterhaltung der Anästhesie wurde das
Inhalationsanästhetikum Isofluran über einen Endotrachealtubus gegeben.
Besondere Berücksichtigung erhielten die Einleitungsqualität, der Anästhesieverlauf und die Aufwachphase und die Stressbelastung für das Tier. Zusätzlich wurden hämatologische und die blutchemische Veränderungen untersucht.
2 Literatur
2.1 Der Europäische Fischotter 2.1.1 Otterarten
Der Europäische Otter gehört zur zoologischen Klasse der Säugtiere, Mammalia und zur Ordnung der Raubtiere, Carnivora und Unterordnung der Landraubtiere,
Fissipedia. Er zählt zur Familie der Marder, Mustelidae mit einer eigenen Unterfamilie der Otter, Lutrinae. Somit ist der Otter, auch Wassermarder genannt, eng verwandt mit unseren heimischen Mardern, dem Baum- und Steinmarder, sowie dem Dachs, dem Iltis, dem Nerz, dem Hermelin und dem Mauswiesel (REUTHER 1993).
Der Europäische Fischotter, Lutra lutra, ist einer von insgesamt 13 Otterarten. Der Lutra Lutra ist in Europa beheimatet, zusätzlich besiedelt er auch Teile im nördlichen Afrika (REUTHER 1993). Zwei Arten sind in Nordamerika heimisch, der
Nordamerikanische Fischotter Lontra canadensis, auch Flussotter genannt, und der Seeotter Enhydra lutris, der an das Leben im offenen Meer angepasst ist. In Mittel- und Südamerika sind vier Arten beheimatet, der Riesenotter Pteronura brasiliensis, die weltweit größte Otterart, Neotropische Otter Lutra longitudinalis, der Südliche Flussotter Lontra provocax, in Chile und Argentinien angesiedelt, und der an der Pazifikküste lebende Küsten- oder Meerotter Lutra felina. In Afrika beheimatet sind der Fleckenhalsotter Lutra macullicollis, der Kongo-Otter Aonyx congica und der Kapotter Aonyx capensis. Der Haarnasenotter Lutra sumatrana, der Zwergotter Aonyx cinerea und der Glattotter Lutra perspicillata sind in Asien beheimatet (KRUUK 2006; REUTHER 1993).
2.1.2 Ursprüngliche Verbreitung
Der Europäische Otter hatte von allen Otterarten ursprünglich die weiteste Verbreitung. Er war in Europa, Nordafrika und Asien beheimatet (KRUUK 2006).
Abbildung 2-1: Ursprüngliche Verbreitung des Europäischen Fischotters; Quelle: „Aktion Fischotterschutz e.V.“ mit freundlicher Genehmigung der Aktion Fischotterschutz e.V.
2.1.3 Habitus und physiologische Daten
Das Fell des europäischen Fischotters ist von dunkelbrauner Farbe, teilweise mit einem helleren Fell am Hals, an der Brust und im Bauchbereich. Einige Tiere weisen helle bis fast weiße Kehlflecken auf.
Der Fischotter kann in freier Wildbahn bis zu 16 Jahre alt werden. (HAUER et al.
2000; ANSORGE et al. 1997) Das Durchschnittsalter der Tiere in freier Wildbahn liegt allerdings weit darunter. Schottische Otter und Tiere von den Shetland Inseln erreichen im Durchschnitt ein Alter von 3 bis 3,2 Jahren (KRUUK 2006).
Der Otter ist zwischen 100 cm und 120 cm lang und hat eine Körpermasse zwischen 5 kg und 10 kg. Das Gewicht variiert in den unterschiedlichen Verbreitungsgebieten (KRUUK 2006). Fischotter wirken, bedingt durch ihre kurzen Beine, im Verhältnis zur Körperlänge an Land eher gedrungen. An Land bewegt sich der Otter mit
charakteristischen Sprüngen vorwärts.
Der Otter ist in der Lage in einer Nacht bis zu 20 Kilometer und mehr auch auf dem Landwege zurückzulegen. Bei diesen Wanderungen orientiert sich der Otter an den Wassernetzen der Gebiete (REUTHER 1993).
Im Wasser fällt der stromlinienförmige Körper auf, der dem Otter Schnelligkeit und Wendigkeit im Wasser ermöglicht. Der kräftige Otterschwanz verhindert
Verwirbelungen beim Schwimmen und hat somit hydrodynamische Funktion (REUTHER 1993). Der Kopf des Otters ist an das Leben im Wasser angepasst.
Ohren, Augen und Nase liegen in einer Linie, sodass das Tier nur einen kleinen Teil des Kopfes aus dem Wasser herausragen lassen muss, um alle drei Sinne über Wasser gebrauchen zu können. Zusätzlich ist der Otter mit enorm langen Tasthaaren am Kopf ausgestattet. Diese machen es ihm möglich, auch die kleinsten
Bewegungen im Wasser wahrzunehmen. Auch das Jagen im trüben Wasser wird dem Otter durch die Tasthaare möglich (REUTHER 1993).
Schwimmhäute zwischen den Zehen ermöglichen dem Tier einen schnellen Vorwärtstrieb, sowohl unter Wasser als auch beim Schwimmen. Dabei erreicht er Geschwindigkeiten bis zu 7 km/h. Die Tauchzeit kann bis zu sieben Minuten
betragen, ist in der Regel aber kürzer. Ein Beutetauchgang ist mit 1 bis 2 Minuten deutlich kürzer (REUTHER 1993).
Der Fischotter jagt sowohl im Süßwasser, als auch im Brack- und Salzwasser. Nach Kontakt mit Salzwasser reinigt der Otter das Fell vom Salz in einer nahe gelegenen Süßwasserquelle, da sonst die thermoregulatorischen Funktionen des Fells aufgrund der zurückbleibenden Salzreste nicht aufrecht erhalten werden können.
Als sowohl im Wasser, als auch an Land lebendes Säugetier braucht der Otter eine gute Thermoregulation. Der Otter muss sich im kalten Wasser vor Wärmeverlust schützen. Zu diesem Zweck hat der Fischotter ausschließlich sein dichtes Fell mit 60000 bis 80000 Haaren/cm² (KUHN et al. 2010) als Schutz gegen Auskühlung im Wasser. Auf ein Oberhaar kommen 20-22 Unterhaare, sodass auch bei sorgfältigem Scheiteln der Haare die Haut des Tieres kaum freizulegen ist.
Der Europäische Fischotter hat nur ca. 3% Fett bezogen auf das
Gesamtkörpergewicht, sodass das Körperfett keine thermoregulatorische Funktion und keine Isolation bietet. Zu viel Fett würde ihn in seiner Beweglichkeit sowohl im Wasser, als auch an Land einschränken und zu behäbig werden lassen (KRUUK 2006).
2.1.4 Nahrung
Der Fischotter ernährt sich von Süß- und Salzwasserfischen, Krebsen, kleinen Säugetieren, Vögeln, und sonstigen im Wasser und im Uferbereich lebenden Tieren.
Der Otter ist ein spezialisierter Fischräuber, dessen Beutespektrum das jeweilige Vorkommen der Beutetiere widerspiegelt (REUTHER 1993; KRUUK 2006). Das Vorurteil, dass der Otter nur die besten Fische und die besten Teile am Fisch
verspeist, konnte inzwischen anhand von Kotanalysen widerlegt werden (REUTHER 1993). Aufgrund der Spezialisierung auf den Fisch als Nahrung wurde und wird der Otter als Bedrohung für die Fischerei angesehen.
2.1.5 Sozialverhalten und Reproduktion
Der Europäische Fischotter ist ein Einzelgänger. Nur in der Aufzuchtzeit lebt das Weibchen mit den Jungtieren zusammen.
Die Reviergröße der Tiere lässt sich nur schwer bestimmen. Fischotter passen die Reviergröße an das ihnen gebotene Habitat an. Oft befinden sich in einem
Männchenrevier mehrere Weibchenreviere (REUTHER 1993). Die Weibchen werden von den Männchen toleriert.
Die Weibchen bekommen zwei bis drei Jungtiere, unter optimalen Bedingungen sogar bis zu fünf Welpen. Die jungen Otter bleiben bis zu einem Jahr, manchmal auch länger beim Muttertier (REUTHER 1993).
2.1.6 Bedrohung und Schutz
Der Otter war aufgrund scharfer Bejagung insbesondere durch Fischer, die den Fischotter als Bedrohung ihrer Lebensgrundlage, der Fischzucht sahen selten geworden. Zusätzlich wirkten sich die schlechter werdenden Lebensbedingungen, besonders die sinkende Wasserqualität negativ auf den Otterbestand aus.
Inzwischen breitet sich der heimische Wassermarder, wie der Fischotter auch genannt wird, auch in Deutschland wieder mehr und mehr aus.
Zu verdanken ist diese Entwicklung zum einen der steigenden Wasserqualität und den vielerorts durchgeführten Renaturierungsprogrammen, die zur Verbesserung der Uferrandstreifen und somit zur Verbesserung der Lebensbedingungen für die Tiere führen. Ein Beispiel hierfür bietet das Renaturierungsprojekt der „Ise“ im Landkreis Gifhorn (AKTION FISCHOTTERSCHUTZ E.V.).
Ein weiterer Grund für die Dezimierung der Tiere stellte und stellt noch heute das Ertrinken in den Fischreusen der Fischerei dar. Um die Tiere vor dem Ertrinken in Reusen zu schützen, sind Gitter in den Fischreusen sinnvoll. Die Gitter sind so konzipiert, dass die Fische problemlos in die Reusen gelangen, die Otter aufgrund ihrer Körpergröße und Form jedoch nicht in die Reusen schwimmen können. Auf diese Weise kann ein Ertrinken der Otter in den Reusen verhindert werden.
Wünschenswert wäre, dass diese Gitter noch mehr Verwendung durch die Fischwirte beim Fischen fänden.
Der Otter genießt seit Ende der sechziger Jahre, seit dem Jagdjahr 1967/1968 ganzjährige Schonzeit in Deutschland (DJV 1968/1969) und unterliegt weiterhin dem Jagdgesetz.
Abbildung 2-2: "Fischotterverbreitung Deutschland 1995-2008. Quelle: AKTION
FISCHOTTERSCHUTZ E. V. (2008): Informations- System Otter Spuren (ISOS), Stand 2007.
Datenbank mit Fischotterdaten verschiedener Erhebungen, Gutachten und Zufallsfeldfunden sowie Ergebnissen der Fischotterverbreitungserhebungen Deutschland der ehrenamtlichen ISOS-Mitarbeiter 2000 bis 2007, unveröff.“, mit freundlicher Genehmigung der Aktion Fischotterschutz e.V.
2.2 Allgemeine Überlegungen zur Wildtieranästhesie
Die Anästhesie von Wildtieren ist für viele Manipulationen am Tier notwendig. Zum einen dient die Anästhesie der Stressreduktion bei den Tieren, zum anderen ist sie notwendig, um die Sicherheit der beteiligten Personen zu gewährleisten.
Laut GÖLTENBOTH (1995) sollten Anästhetika, die zur Wildtierimmobilisation eingesetzt werden folgende Eigenschaften haben:
hoher Therapeutischer Index
hohe Konzentrierbarkeit
lange Haltbarkeit ohne Kühlung
Kompatibilität mit anderen Anästhetika
Rasche und ausreichende sedative, muskelrelaxierende und analgetische Wirkung
Geringe Nebenwirkung
Antagonisierbarkeit
Die Autoren empfehlen eine Kombination aus verschiedenen Anästhetika und Sedativa, um durch deren Kombination die gewünschten Effekte zu verstärken und die Menge der einzelnen Medikamente und damit ihre Nebenwirkungen zu
reduzieren (GÖLTENBOTH 1995).
Zusätzlich sollten die Medikamente intramuskulär verabreicht werden können, ohne zu einer Gewebereizung zu führen.
Eine klinische Untersuchung vor einer Anästhesie ist beim Wildtier nicht möglich, sodass über den aktuellen Gesundheitsstatus des Tieres nur wenig bekannt ist. Zum einen erschwert diese Tatsache die Wahl des Anästhetikums, zum anderen auch die Dosierung des Medikaments (HACKENBROICH et al. 2004). Des Weiteren kommt hinzu, dass ein Wildtier seinen eventuell reduzierten Gesundheitszustand verbirgt, sodass auch die Adspektion des Tieres nur dann aussagekräftig ist, wenn sich das Tier unbeobachtet fühlt. Nicht zuletzt wird das Gewicht der Tiere oftmals nur
geschätzt, daher ist eine große Sicherheitsbreite der Medikamente notwendig.
Die Art der Verabreichung der Anästhetika grenzt die geeigneten Medikamente weiter ein, da in der Regel nur eine intramuskuläre Injektion möglich ist
(HACKENBROICH et al. 2004). Dementsprechend scheiden Anästhetika, die streng intravenös verabreicht werden müssen, um ihre Wirkung zu entfalten, aus.
2.3 Anästhesiemethoden bei verschiedenen Otterarten
In der Literatur werden verschiedene Anästhesiemethoden bei den unterschiedlichen Otterarten beschrieben. In der folgenden Tabelle werden beispielhaft einige
Möglichkeiten für die Immobilisation bei verschiedenen Otterarten beschrieben.
Wenn die Information in der Literatur vorhanden war, wurde ein kurzer Vermerk über Qualität, Dauer und mögliche Komplikationen gemacht.
Tabelle 2-1: Verschiedene Anästhesiemethoden aus der Literatur bei fünf Otterarten
Tabelle 2-1: Verschiedene Anästhesiemethoden aus der Literatur bei fünf Otterarten
Tabelle 2-2: Verschiedene Anästhesiemethoden aus der Literatur bei fünf Otterarten
Tabelle 2-2: Verschiedene Anästhesiemethoden aus der Literatur bei fünf Otterarten
2.4 In der Arbeit verwendete Medikamente 2.4.1 Ketamin
Ketamin ist ein Derivat des Halluzinogens Phencyclidin, welches im Jahr 1965 zuerst dokumentiert wurde. Es ist als Anästhetikum und Analgetikum in der Großtier-,
Kleintier- und Wild- und Exotenmedizin weit verbreitet (POTTIE u. DART 2008). Als Antagonist des NMDA Rezeptors unterbricht Ketamin den Informationsfluss aus der Peripherie in das Zentrale Nervensystem (HIROTA u. LAMBERT 1996). Dadurch kommt es zu dem für Ketamin typischen dissoziativen Effekt.
Abbildung 2-3: Strukturformel Ketamin, modifiziert nach (FREY et al. 2002)
Der analgetische Effekt des Ketamins wird antagonistischen Wirkungen am NMDA- Rezeptor, einer Interaktion mit den Opiatrezeptoren im ZNS und Einflüssen auf die zentrale und periphere cholinerge Übertragung durch Wechselwirkungen mit
muskarinergen und nikotinergen Acetylcholin-Rezeptoren zugeschrieben (ADAMS u.
WERNER 1997). Der NMDA Rezeptor spielt eine wichtige Rolle für das Lernen, die Erinnerung und ist an der zentralen Sensibilisierung für chronische Schmerzzustände beteiligt (HUDSPITH 1997; WAGNER et al. 2002).
Ketamin liegt als Racemat seiner beiden optischen Isomere, dem S (+) Ketamin und dem R (-) Ketamin in einer Injektionslösung mit einem pH Wert von 3,5 bis 5,5 vor (POTTIE u. DART 2008). Das S (+) Ketamin ist 1,5 bis 2 fach potenter als sein Racemat der beiden Isomere (KÄSTNER 2007).
Ketamin besitzt ausreichende Wirksamkeit nach intravenöser, intramuskulärer, subkutaner, intraperitonealer, oraler und intranasaler Anwendung (KÄSTNER 2007).
Als alleiniges Anästhetikum verabreicht, führt Ketamin zu erhöhtem Muskeltonus und verursacht Spontanbewegungen (HASKINS et al. 1985; HASKINS et al. 1975). In Kombination mit Sedativa, Neuroleptanalgetika oder Benzodiazepinen wird eine ruhige Anästhesieeinleitung bewirkt (HASKINS et al. 1985; WHITE et al. 2001). Mit 10 mg/kg KM intravenös wird mit Ketamin beim Hund eine Anästhesiedauer von ungefähr 15 Minuten erreicht (HASKINS et al. 1985).
Ketamin verursacht aufgrund seiner sympathomimetischen Eigenschaften eine Steigerung des Herzminutenvolumens, eine Erhöhung der Herzfrequenz und eine Blutdrucksteigerung (HASKINS et al. 1985; CLANACHAN et al. 1976).
In höheren Dosierungen kann Ketamin initial eine geringe Atemdepression mit periodischem Apnoephasen verursachen (CHILD et al. 1972; HASKINS et al. 1975;
KÄSTNER 2007). Ketamin verursacht minimale Atemdepression bei Hunden
(HASKINS et al. 1985; JACOBSON u. HARTSFELD 1993). Durch steigenden PaCO2
setzt die Atmung wieder ein, da Ketamin die ventilatorische Antwort auf einen steigenden CO2 Wert im Gegensatz zu anderen Anästhetika nicht unterdrückt. Die Gewebeoxygenierung bleibt aufgrund des hohen Herzminutenvolumens
unbeeinträchtigt (HASKINS et al. 1975).
Teilweise kann gesteigerter Speichelfluss beobachtet werden, der in der Regel aber keine klinische Relevanz hat (WHITE et al. 2001).
Ketamin allein führt zu einem Anstieg des intrakraniellen Drucks, der allerdings durch Kombination mit anderen Sedativa weitgehend vermieden werden kann (MAYBERG et al. 1995; ALBANESE et al. 1997).
Bei den verschiedenen Otterarten wurde Ketamin in unterschiedlichen Dosierungen und in verschiedenen Kombinationen mit anderen Sedativa verwendet, siehe auch Tabelle 2-1 und Tabelle 2-2.
2.4.2 Alphaxalon
Seit den 70er Jahren ist das hypnotische Potential von Steroiden bekannt (SELYE 1941). Um 1971 wurde eine Kombination aus Alphaxalon und Alfadolon für den klinischen Gebrauch bei Katzen beschrieben (CHILD et al. 1971; BALL u.
WESTHORPE 2001).
Allerdings traten bei der Verwendung dieser Kombination im "Saffan“ negative Nebenwirkungen wie partieller Laryngealspasmus, zeitweise Apnoe, Zyanose, Lungenödeme und verlängerte Erholungsphase auf (MCDONALD 1980; HARDING 1980; DODMAN 1980). Zusätzlich traten Hyperämie und Ödeme der Ohren und Pfoten in 69% der Fälle, sowie Ödeme am Schwanz auf (DODMAN 1980; HARDING 1980). Der Zusatz Cremophor EL wurde hauptverantwortlich für diese Reaktionen gemacht (CHILD et al. 1972). Beim Hund und anderen Caniden wurden allergische Reaktion, wie Urticaria und Erythema beobachten, sowie ein Abfall des Blutdrucks (CHILD et al. 1971; WATKINS u. CLARKE 1978). Daher erhielt das "Saffan" keine Zulassung beim Hund.
Abbildung 2-4: Strukturformel Alphaxalon, modifiziert nach (FREY et al. 2002)
Seit dem Jahr 2000 ist eine neue Formulierung des Alphaxalon auf dem Markt, das
„Alfaxan ®“. Als Trägerstoff wurde β-Cyclodextrin verwendet. In dieser Formulierung führt es zu einer dosisabhängigen Depression des kardiovaskulären und
respiratorischen Systems, ohne eine Histamin Freisetzung zu induzieren (MUIR et al.
2009). Von anaphylaktischen Reaktionen wurde nicht berichtet (BAKER u. NAGUIB 2005).
Alphaxalon wirkt über den γ- Aminobuttersäure A Kanal ( GABAA ) als Agonist für diesen Rezeptor (REEVES et al. 2005). Der GABAA Rezeptor ist der häufigste
hemmende Ionenkanal in zentralen Nervensystem. Seine Aktivierung hyperpolarisiert die Nervenmembran und hemmt so die Aktivität des ZNS (POTTIE u. DART 2008).
Das Alphaxalon stellt sich als lipidlöslich dar (THURMAN et al. 1996), sodass eine schnelle Penetration der Blut-Hirn-Schranke und damit eine schnelle Einleitung der Anästhesie erreicht wird. Zusätzlich kommt es zu einer schnellen Verteilung in die übrigen Gewebe.
Die Anästhesieeinleitung mit Alphaxalon ist in der Regel ruhig, ohne
Erregungszustände, wenn die Einleitungsdosis intravenös über 60 Sekunden verabreicht wird (HASKINS et al. 1975; MUIR et al. 2004).
Alphaxalon ist auch intramuskulär bzw. subkutan wirksam. Für Alfaxan ® ist eine tiefe Sedation bis leichte Anästhesie nach intramuskulärer Verabreichung von 10 mg/kg Körpermasse des Alphaxalons beschrieben (POTTIE u. DART 2008). Zurzeit besteht in Deutschland nur eine Zulassung zur intravenösen Anwendung des Alfaxan ®. In Australien liegt zusätzlich eine Zulassung zur intramuskulären Anwendung vor.
Bei Verabreichung von 20 mg/kg Körpermasse über 60 Sekunden stellte sich bei gesunden, nicht prämedizierten Hunden keine Änderung des Herzauswurfs ein (MUIR et al. 2005). Alphaxalon löst keine Arrhythmien aus (DODDS u. TWISSELL 1972). Die geringe Vasodilatation, die durch Alphaxalon verursacht wird, lässt es geeignet erscheinen für Patienten mit eingeschränkter Herzfunktion (POTTIE u.
DART 2008). Die Blutgaswerte blieben bei Katzen, die Alphaxalon in der
Formulierung von Saffan ® erhielten, im physiologischen Bereich (HASKINS et al.
1975). Alphaxalon wird in der Leber metabolisiert (PALOSKE et al. 2005; KUSSELA 2000).
Die Clearance gibt an, wie viel Plasma pro Minuten von einem bestimmten Stoff befreit wird (FREY 2005; WIESNER 2000). Beim Hund beträgt die Clearence von 10 mg/kg intravenös verabreichtem Alphaxalon 52,9 ± 12,8 ml/min/kg, bei 2 mg/kg Alphaxalon 59,4 ± 12,9 ml/min/kg (FERRÉ et al. 2006). Bei der Katze werden bei 5
mg/kg intravenös injiziertem Alphaxalon 25,1 ± 7,6 ml/kg/min, bzw. bei 25mg/kg intravenöser Verabreichung vom Alphaxalon 14,8 ± 1,8 ml/kg/min vom Medikament befreit (WHITTEM et al.).
Eine klinisch relevante Atemdepression konnte erst bei Anwendung von der Alfaxan- CD RTU Formulierung bei Dosierungen über 20 mg/kg intravenös verabreicht, beobachtet werden (MUIR et al. 2004). Alphaxalon reduziert den zerebralen Sauerstoffbedarf, reduziert den zerebralen Blutfluss und senkt den intrakraniellen Druck (DEARDEN N M u. MCDONALD 1985). Dabei ist bei erhaltenem
systemischen Blutdruck eine ausreichende zerebrale Perfusion gewährleistet (POTTIE u. DART 2008).
2.4.3 Dexmedetomidin
Dexmedetomidin ist das rechtsdrehende optische Isomer des α2 Agonisten
Medetomidin. Es wird auch als das aktive Isomer bezeichnet. Der zweite Isomer, das Levomedetomidin, hat in klinisch relevanter Dosierung eine minimale
pharmakologische Aktivität (KUUSELA et al. 2000). Es hat sowohl eine geringe α1
adrenerge als auch α2 Aktivität. In hohen Dosen, nicht in klinisch angewandten Dosierungen, kann die α1 Wirkung zu antisedativen Effekten führen (KUUSELA et al.
2001b; ANSAH et al. 2000). Das Dosierungsverhältnis von Medetomidin zu Dexmedetomidin für eine equivalente Sedation und Analgesie liegt bei 2 :1.
(KUUSELA et al. 2000; SAVALA u. VIRTANEN 1991).
Das Racemat Medetomidin zeichnet sich durch seine hohe Rezeptorselektivität aus.
Das Verhältnis der Affinität zu α2 im Vergleich zu α1 beträgt beim Medetomidin 1620/1, im Vergleich dazu ist das Verhältnis beim Xylazin 169/1(VIRTANEN et al.
1988).
Als Untergruppe der α-Rezeptoren ist der α2 -Rezeptor für die Regulierung von Bewusstseinszuständen, Erregungszuständen und Wachsamkeit/Aufmerksamkeit verantwortlich (VAINIO 1997).
Die erwünschte Wirkung des Medetomidin ist die Sedation und die Anxiolyse. Diese Effekte werden durch die Bindung des Medetomidin an die zentral präsynaptischen α2 Rezeptoren, hauptsächlich im Locus coeruleus im Hirnstamm eingeleitet (DOZE et al. 1989; CORREA et al. 1992). Über präsynaptische alpha2 Rezeptoren wird die Freisetzung von Norepinephrin, welches für Erregungszustände verantwortlich ist, gehemmt (SINCLAIR 2003). Bedingt dadurch wird der sympathische Tonus gesenkt, es kommt zur Sedation. Durch postsynaptische α2 Rezeptoren in den Gefäßwänden kommt es zur direkten Vasokonstriktion. Als Folge der vasokonstriktorischen Wirkung zeigt sich klinisch initial ein Anstieg des Blutdrucks mit reflektorischem Abfall der Herzfrequenz, teilweise begleitet von Arrythmien (AUTRAN MORAIS u. MUIR 1995;
SCHMELING et al. 1991).
Faktoren, die zur Freisetzung von endogenen Katecholaminen führen, wie Stress, Angst, Aufregung und Schmerz können die Sedation nach alpha 2 Agonisten
beeinträchtigen und sogar unterbinden. Am zuverlässigsten wird eine Sedation mit α2 Agonisten daher bei entspannten Patienten in ruhiger Umgebung ohne externe Stimuli erreicht (SINCLAIR 2003; CLARKE u. ENGLAND 1989).
α2 Agonisten führen zu starken kardiovaskulären Wirkungen wie Bradykardie und Bradyarrhythmie mit Atrioventrikularblock ersten und zweiten Grades. Es kommt zur Reduktion des Herzminutenvolumens um bis zu 50% und zum Anstieg des
systemischen vaskulären Widerstandes (LAMMINTAUSTA 1991; PYPENDOP u.
VERSTEGEN 1998). Diese Effekte sind bei kranken, geschwächten und kardiologisch beeinträchtigen Patienten besonders bedenklich (CULLEN 1996;
PADDLEFORD u. HARVEY 1999). Die Dauer und Ausprägung der erwünschten und unerwünschten Effekte sind abhängig von der Selektivität der α2 Agonisten, der Dosis und der Art der Injektion, intravenös, intramuskulär oder subkutan (SINCLAIR 2003).
Bei Hunden reduziert Medetomidin signifikant die Atemfrequenz (VAINIO u. PALMU 1989). Dieser Effekt konnte beim Dexmedetomidin bei Katzen nicht nachgewiesen werden (SELMI A L et al. 2003). Vor allem die Kombination mit anderen Sedativa kann die atemdepressive Wirkung verstärken (SINCLAIR 2003).
Allgemein führen α2 Agonisten zu guter Muskelrelaxation und Analgesie
(PADDLEFORD u. HARVEY 1999). Der analgetische Effekt hält nur halb so lange an wie die sedative Wirkung (CULLEN 1996). Wenn die schmerzhaften Stimuli anhalten, obwohl der analgetische Effekt schon nachlässt, kommt es zur Verkürzung der Sedation mit unruhiger Aufwachphase. Sowohl systemisch, als auch epidural verabreicht sind α2 Agonisten für die Therapie akuter Schmerzen geeignet.
Teilweise kann ein Abfall der Körpertemperatur beobachtet werden (SINCLAIR 2003).
Muskelzittern während der Sedation mit Medetomidin wurde sowohl bei Hunden als auch bei Katzen beobachtet (ENGLAND u. CLARKE 1989; CLARKE u. ENGLAND 1989; YOUNG et al. 1990). Eventuell ist eine gesteigerte Geräuschempfindlichkeit während der Sedation die Begründung dafür, denn in unruhiger Umgebung konnte dieses Phänomen häufiger beobachtet werden (ENGLAND u. CLARKE 1989).
Während Muskelzittern nach intravenöser Gabe beobachtet werden konnte, trat es nach intramuskulärer Verabreichung nicht auf (LEMKE 1990; ENGLAND et al. 1996).
Durch Aktivierung der Chemorezeptortriggerzone, in der Nähe des Locus coeruleus im Gehirn führen α2 Agonisten bei subkutaner und intramuskulärer Injektion mit langsamer Resorption und Anflutung im Gehirn häufig zu Erbrechen (COLBY et al.
1981). Bei intramuskulärer Verabreichung tritt Vomitus häufiger auf, als bei intravenöser Verabreichung (HALL et al. 2001).
α2 Agonisten reduzieren die benötigte Menge, sowohl von Injektionsanästhetika, als auch von Inhalationsanästhetika (VAINIO 1997) zum Teil sehr stark. Medetomidin in einer Dosierung von 30 µg/kg reduziert den MAC von Isofluran um 47,2% (EWING et al. 1993). Dexmedetomidin reduziert den MAC von Halothan in Dosis abhängiger Weise. Bei einer Dosierung von 10 µg/kg/KM betrug der MAC von Halothan nur noch 0,1%, was einer Reduktion von ca. 90% entspricht. (VICKERY et al. 1988).
2.4.4 Atipamezol
Atipamezol ist ein α2 Rezeptorantagonist und wird eingesetzt, um die Wirkung von Dexmedetomidin, wie auch Medetomidin aufzuheben (NGUYGEN et al.1992, HALL et al. 2001). Atipamezol hebt die kardiopulmonären Nebenwirkungen wie auch die sedative und analgetische Wirkung des α2 Agonisten auf (VAHA-VAHE 1990). Das Atipamezol zeichnet sich durch die höchste α2 Rezeptorselektivität aus, im Vergleich zu anderen Antagonisten wie Yohimbin und Tolazolin (SCHEININ et al. 1989;
VAINIO 1997; PADDLEFORD u. HARVEY 1999). Das Atipamezol wirkt als Antagonist von zentralen und peripheren α2 Rezeptoren. Die Hemmung an den präsynaptischen α2 Rezeptoren führt zur vermehrten Freisetzung von Noradrenalin (NGUYGEN et al.1992). Es führt zu einer Erhöhung der Atemfrequenz (NGUYGEN et al.1992). Nebenwirkungen wie Hypotension, Tachykardie und Erregung können nach Verabreichung des Atipamezol auftreten (MAZE 1991; VAHA-VAHE 1990). Bei Hund und Katze wird eine intramuskuläre/subkutane Dosierung von der vier- bis fünffachen Dosis in Milligramm des verabreichten Medetomidins empfohlen (PADDLEFORD u. HARVEY 1999). In einer Studie mit verschiedensten Wildtieren wird für Carnivoren eine Dosis des Atipamezols in der zweieinhalb bis fünffachen Menge des zuvor verabreichten Medetomidins empfohlen (JALANKA u. ROEKEN 1990).
2.5 Kortisol als Stressparameter
Beim Säugetier wird die Freisetzung von Katecholaminen und Glukokortikoiden in den Blutkreislauf durch die Aktivierung der Hypothalamus-Hypophysen-
Nebennierenrinden-Achse und die Symptatikus-Nebennierenmark-Achse als typische Antwort auf Stress gesehen (GARCIA et al. 2000). Das aus dem Hypothalamus freigesetzte Corticotropin Releasing Faktor steuert die ACTH
Freistzung aus dem Hypophysenvorderlappen (LEVENS 1990). Im Blutkreislauf führt
das ACTH zur Ausschüttung den Glukokortikoiden aus der Zona fasciculata von der Nebennierenrinde (AGUILERA et al. 2001, MORMÉDE et al. 2007). Auch
unterschwellige psychologische Stressfaktoren sind in der Lage die
Kortisolausschüttung zu steigern. (HARBUZ und LIGHTMAN 1992). Daher liefert die Glukokortikoidmessung im Blut einen Hinweis auf den emotionalen Zustand eines Säugetieres (LADEWIG 1984, MORMÉDE et al. 2007).
So steigt bei Hunden die Kortisolkonzentration im Blutplasma bei Aufenthalt in fremder Umgebung (HENNESSY et al. 2002) sowie bei Transportstress
(BERGERON et al. 2002) als auch bei akustischem Stress (GUE et al. 1987) an. Die Halbwertszeit von Kortisol beträgt weniger als zwei Stunden und erreicht nach ca. 60 Minuten sein Maximum im Blut (BAMBERG 1987).
Glukagon, Wachstumshormone und das Renin-Angiotensin System, das letztendlich zur Ausschüttung von Angiotensin II führt, einen Vasokonstrikor, der eine Blutdruck- und Herzfrequenzsteigerung verursacht, werden zusätzlich zu den Katecholaminen und den Glukokortikoiden, zu den Stresshormonen gezählt (BLACK und GARBUTT 2002).
3 Probanden, Material und Methoden
3.1 Tiere, Haltungsbedingungen und Transport
3.1.1 Tiere
Als Probanden für diese Arbeit standen14 Europäische Fischotter (Lutra Lutra) aus dem OTTERZENTRUM Hankensbüttel in Niedersachsen, Deutschland, zur
Verfügung. Die Tiere wurden im Rahmen von Routineuntersuchungen anästhesiert.
Das Vorhaben wurde beim Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit in Oldenburg angezeigt.
Die Tiere zeigten sich im Gehege adspektorisch unauffällig. Zusätzlich wurden die Tiere zu Beginn der Anästhesie einer klinischen Allgemeinuntersuchung unterzogen.
Bei den Tieren handelte es sich um vier männliche und zehn weibliche Tiere. Das Gewicht der Tiere betrug im Mittelwert 6,80 kg mit einer Standardabweichung von 1,14 kg, sowie einem Minimalgewicht von 5,45 kg und einem Maximalgewicht von 9,55 kg.
3.1.2 Haltung
Die Tiere wurden in Außengehegen einzeln, in gleichgeschlechtlichen
Zweiergruppen oder in einer Gruppe aus Muttertier und ihren Jungtieren gehalten.
Die Größe der Fischottergehege belief sich zwischen 200 m² bis 800 m². Den Ottern standen Außengehege mit Schwimm- und Tauchmöglichkeiten zur Verfügung. Des Weiteren war ein abwechslungsreicher, naturnaher Uferbereich mit
Unterschlupfmöglichkeiten und ein Landbereich für die Fischotter vorhanden. Als Schlafmöglichkeiten standen jedem Tier mindestens zwei Schlafboxen aus Holz, die mit Holzwolle ausgepolstert waren, zur Verfügung.
3.1.3 Fütterung
Die Fütterung erfolgte bei den Fischottern dreimal täglich, teilweise in öffentlichen Fütterungen, teilweise in vor Schädlingen geschützten Futterkisten. Die Nahrung setzte sich zusammen aus ca. 1/3 Fisch, 1/3 Küken und 1/3 Pansen. Ergänzt wurde das Futter mit einem geringen Anteil von Leber und Herz unterschiedlicher
Wiederkäuer. Die Tiere erhielten am Abend vor den Untersuchungen die letzte Nahrung. Wasser wurde bis zum Fang und Transport ad libitum angeboten.
3.1.4 Fang und Transport
Die Fischotter wurden am Tag der Untersuchungen morgens mit Hilfe eines, vom Otterzentrum entwickelten Boxen-Systems aus dem Gehege gefangen. Dieses System ermöglicht einen stressarmen Fang der Otter.
Das System besteht aus drei an der Wand der Innenanlage des Geheges befestigter Boxen (Abb. 3-1). Die Boxen sind für die Tiere von den Außengehegen aus
zugänglich und stehen untereinander in Verbindung. Eine der drei Boxen ist mobil an der Wand befestigt und kann zum Fang der Tiere mit zwei Metallschiebern
verschlossen werden. Sobald sich der Otter in der Box befindet, wird die Box verschlossen und von der Wand abgenommen.
Die Transportbox ist aus Siebdruckplatten gefertigt. Die rechteckige Box ist oben durch eine Deckelklappe zu öffnen. Zusätzlich hat die Kiste einen Eingang seitlich an der kurzen Seite, der mit einem Metallschieber verschlossen wird. Der seitliche Eingang der Transportbox ist deckungsgleich mit der einen Öffnung der Schlafbox, sodass den Ottern das Überwechseln von einer zur nächsten Box erleichtert wird.
Der Transport zur Tierklinik dauerte zwischen eineinhalb bis zweieinhalb Stunden.
Der Boden der Fahrzeuge, in dem bei jeder Fahrt immer zwei Otter in jeweils einer eigenen Transportbox transportiert wurden, wurde mit weichem Material gepolstert, um sowohl Geräusche, als auch Erschütterungen zu minimieren. Dies sollte den Ottern einen möglichst stressarmen Transport ermöglichen.
Abbildung 3-1 Schlafboxensystem; Quelle: C. Reuther; Otters in Captivitiy – A Review with Special References to Lutra Lutra(ANSAH et al. 2000), mit freundlicher Genehmigung der Aktion Fischotterschutz e.V.
Abbildung 3-2: Schlafboxensystem, mobile Box im Vordergrund, restliches System im Hintergrund.
Abbildung 3-3: Transportbox, Klappe geöffnet
Abbildung 3-4 Kombination von Transportbox und mobiler Schlafbox. In dieser Position wechselt der Otter von der Schlafbox in die Transportbox
i Abbildung 3-5: Zeitstrahl zeigt die zeitliche Abfolge eines Versuchstages mit zwei Tieren
Abbildung 3-5: Zeitstrahl zeigt die zeitliche Abfolge eines Versuchstages mit zwei Tieren
3.2 Anästhesieeinleitung
Die Anästhesien wurden im Rahmen von Routineuntersuchungen wie
Maulhöhlenuntersuchungen, Impfungen und Implantation von Transpondern in den Räumlichkeiten der Tierklinik Northeim in Niedersachsen im Zeitraum von Mai 2009 bis März 2010 durchgeführt.
Nach Ankunft der Tiere wurden sie in ihren Transportboxen in einen ruhigen und abgedunkelten Raum gebracht.
Die Otter wurden ca. eine halbe Stunde nach der Ankunft, beziehungsweise der zweite Otter ca. eineinhalb bis zwei Stunden nach der Ankunft anästhesiert.
Zur Einleitung der Anästhesie wurden die Otter von der Transportkiste in einen Fixationskäfig verbracht. Der Fixationskäfig ermöglicht es, die Otter so stark in ihrer Bewegungsmöglichkeit einzuschränken, dass den Tieren die Injektion weitgehend gefahrlos für den Otter und den Untersuchenden, verabreicht werden konnte. Dieser Käfig wurde eigens für diese Zwecke vom Otterzentrum in Hankensbüttel entworfen und gebaut. Der Käfig ist von sehr robuster und stabiler Bauweise mit glatten
Wänden, um Verletzungen der Tiere nahezu auszuschließen. Der
Zwangsmechanismus wird bei diesem Käfig durch Zug eingeleitet und ist damit für den Ausführenden sehr gut zu dosieren.
Abbildung 3-5: Funktionsweise der Fixationskäfig; Quelle: C. Reuther; Otters in Captivitiy – A Review with Special References to Lutra Lutra, mit freundlicher Genehmigung der Aktion Fischotterschutz e.V.
Abbildung 3-6: Fixationskäfig, geöffneter Sichtschutz, in „Arbeitsposition“
Abbildung 3-7: Fixationskäfig, geschlossen
Die zwölf Tiere wurden in zwei Gruppen zu je sechs Tieren aufgeteilt. Um die individuelle Dosis der Anästhetika zu ermitteln, wurde das Gewicht der Tiere geschätzt.
Die erste Gruppe (Gruppe KD ) wurde mit einer Kombination aus 10 mg/kg/KM Ketamin und 25 µg/kg KM Dexmedetomidin anästhesiert. Die Injektion erfolgte in einer 1 ml Spritze mit einer 0,5 x 16 mm Kanüle. Beide Medikamente wurden in einer Spritze gemischt.
In der zweiten Gruppe (Gruppe AD ) wurde eine Kombination aus 5 mg/kg/KM Alphaxalon mit 25 µg/kg KM Dexmedetomidin verwendet. Es wurde eine 2 ml oder 5 ml Spritze mit einer 0,7 x 30 mm Kanüle verwendet. Auch bei dieser Kombination wurde eine Mischspritze verwendet.
Da ein Tier, dass diese Kombination erhielt, einen langen Nachschlaf und eine Temperatur von 42°C in der Aufwachphase zeigte, wurden die Tiere der Gruppe AD mit dem α2 Antagonisten Atipamezol antagonisiert. Die Tiere erhielten 125 µg/kg KM Atipamezol, davon wurde die Hälfte subkutan und der andere Teil intramuskulär verabreicht.
Der Fixationskäfig wurde durch eine bewegliche Abdeckung abgedunkelt. Durch eine bewegliche Klappe vor einem Sichtfenster konnte der Zustand der Otter beobachtet werden. Um zu testen, wann der Otter aus dem Zwangskäfig entnommen werden konnte, wurde die Box mit dem Otter gekippt, bis der Otter auf die Seite rollte, um zu testen, ob das Tier noch in der Lage war, sich wieder aufzurichten (Aufrichtereflex).
Nachdem der Otter seinen Aufrichtereflex verloren hatte und nicht mehr auf manuelle Stimulation reagierte, wurde das Tier aus dem Zwangskäfig herausgenommen, und in den OP-Raum, in dem die Messungen und Untersuchungen erfolgten, gebracht.
Zusätzlich zu den zwölf oben beschriebenen Tieren wurde bei einem Otter 0,4 mg/kg KM das Opioid Butorphanol mit 25 µg/kg KM Dexmedetomidin kombiniert zur
Sedation verwendet. Auch bei dieser Kombination wurde das Dexmedetomidin mit Atipamezol am Ende der Anästhesie antagonisiert.
Die Injektion der Anästhetikakombinationen erfolgte in die rechte oder linke Oberschenkelmuskulatur.
Ein 14ter Otter wurde mithilfe einer eigens dafür entworfenen Anästhesieröhre
(OTTERZENTRUM, Hankensbüttel) mit Isofluran anästhesiert. Der Otter wurde in die Anästhesieröhre geleitet. Die Anästhesieröhre wurde am y-Stück des Atemsystems des Anästhesiegerätes angeschlossen und der Otter erhielt Isofluran,
Verdampfereinstellung auf 4% mit einem Sauerstofffluss von 4 Liter pro Minute bis zum Verlust des Aufrichtereflexes. Danach wurde das Anästhesiegasgemisch
mithilfe einer Narkosemaske dem Tier zugeführt, bis die Intubationsfähigkeit erreicht war.
3.3 Anästhesieaufrechterhaltung
Der Fischotter wurde in Brustlage auf einer Vakuum-Matratze gelagert. Es folgte das Legen eines Venenverweilkatheters, 22 G in die Vena cephalica und damit
gleichzeitig die erste der drei Blutabnahmen. Dieser Zeitpunkt wurde als T 0
festgelegt. Es folgte die endotracheale Intubation der Tiere und die Versorgung mit Narkosegasgemisch über ein Kreissystem im halbgeschlossenen Modus. Die Größe des Tubus variierte zwischen 3,5 mm und 4 mm Innendurchmesser. Der verwendete Atembeutel hatte ein Volumen von 0,5 l. Der Isofluranverdampfer wurde auf eine Konzentration von 1,0 % eingestellt, kombiniert mit einem Sauerstofffluss von 1 Liter pro Minute.
3.4 Instrumentierung und Blutentnahme
Die Überwachungsgeräte für die Anästhesieparameter wurden angeschlossen.
Die Blutentnahmen erfolgten zum Zeitpunkt 0, 30 und 60 Min. (siehe Abbildung: 3-12 und 3-13) Die Tiere wurden nach der ersten Blutabnahme bis zum Schluss der Behandlung mit einer Infusionslösung, Sterofundin G5 intravenös versorgt.
Im Rahmen der Anästhesie wurden von den Ottern Röntgen- und Computer- Tomographie-Aufnahmen gemacht. Die Gewichtsbestimmung mit einer
handelsüblichen Kleintierwaage erfolgte zwischen Minute 35 und Minute 50, bevor
die Röntgenbilder angefertigt wurden. Nach der dritten und damit letzten Blutabnahme zu Zeitpunkt 60 wurden die Computer Tomographie-Aufnahmen gemacht. Zu diesem Zeitpunkt, nach 60 Minuten wurde die Isofluran- und Sauerstoffgabe eingestellt. Die Extubation der Tiere erfolgte nachdem der Schluckreflex wieder eingetreten war.
3.5 Messparameter
Die im Folgenden beschriebenen Parameter wurden alle fünf Minuten protokolliert.
3.5.1 Maulschleimhaut und der Konjunktiven
Die Farbe der Schleimhäute wurde sowohl an der Maulschleimhaut im Oberkiefer als auch an den Schleimhäuten des Auges kontrolliert. Unterteilt wurde die
Schleimhautfarbe in blass rosa, blass und zyanotisch, so wie die Feuchtigkeit der Schleimhäute wurde beurteilt.
Zur Überprüfung der kapillären Rückfüllungszeit wurde an einer unpigmentierten Stelle der Schleimhaut des Oberkiefers Druck ausgeübt, bis die Stelle weiß erschien.
Die Zeit bis zum Erlangen der ursprünglichen Farbe wurde mit < 2 Sekunden und > 2 Sekunden notiert.
3.5.2 Reflexe
Die Beurteilung der Reflexe erfolgte auf einer Skala von 1 bis 3. Bei dieser Einteilung entsprach die Ziffer 3 vollständig erhalten, Ziffer 2 gedämpft und Ziffer 1 erloschen.
Palpebralreflex: Bei Berührung des medialen Augenwinkels werden die Augenlieder geschlossen.
Kornealreflex: Berühren der Hornhaut mit einem angefeuchteten Wattestäbchen löst den Schluss der Augenlider aus.
Rückziehreflex: Druck mit Daumen und Zeigefinger auf die
Zwischenzehenhaut und Druck mit einer Klemme auf den Krallensaum führt zum Zurückziehen der Gliedmaße. Zur Schonung der Pfoten und um eine Sensibilisierung zu vermeiden wurde bei jedem Test eine andere Zehen herangezogen.
3.5.3 Muskeltonus
Der Muskeltonus wurde durch mehrfaches Beugen und Strecken der Gliedmaße, sowie durch Öffnen des Kiefers geprüft. Kein Tonus wurde mit der Ziffer 1, mäßiger Tonus mit 2 und physiologischer Tonus mit 3 bewertet.
3.5.4 Körpertemperatur
Die Körperinnentemperatur wurde mittels einer Rektalsonde des „Datex ohmeda S/5“
gemessen. In regelmäßigen Abständen wurde die Temperatur der Hautoberfläche der Pfoten und Schwimmhäute manuell beurteilt.
3.5.5 Pulsfrequenz und arterielle Sauerstoffstättigung
Mittels Transmissionspulsoximetrie wurde die Pulsfrequenz und die periphere Sauerstoffsättigung (SpO2) gemessen. Zur Ermittlung der Daten wurde ein Ohrklemmsensor des „Datex ohmeda S/5“ an der Zunge oder/und an den Schwimmhäuten der Vorder- oder Hinterextremität angebracht. (Abb. 3-8)
Abbildung 3-8: Platzierung des Sensor des Pulsoximeters an den Schwimmhäuten einer Hintergliedmaße der Otterpfote
3.5.6 Atemfrequenz und endexspiratorischer CO2 Partialdruck
Der exspiratorische Kohlendioxidgehalt in der Ausatemluft wurde mittels Infrarotspetroskopie mit Seitenstromprinzip bestimmt.
Die Gasprobe wurde kontinuierlich am y-Stück zwischen Endotrachealtubus und Atemschlauch entnommen und gemessen. Der endexspiratorische CO2 Partialdruck (ETCO2) und die Atemfrequenz wurden alle fünf Minuten protokolliert.
3.5.7 Blutdruck
Die Messung des Blutdruckes erfolgte nicht invasiv oszillometrisch mit einer
Blutdruckmanschette am proximalen Drittel des Otterschwanzes. Die Werte wurden vom „Datex ohmeda S/5“ ermittelt und angezeigt. Die Blutdruckmanschette des Ulmer Kindersets wurde zu Beginn der Anästhesie am Otterschwanz angebracht, und ein Messintervall von fünf Minuten wurde eingestellt. Die Breite der
Blutdruckmanschette entsprach ungefähr 50% des Schwanzumfanges. (Abb. 3-9)
Abbildung 3-9: Blutdruckmanschette am Otterschwanz
3.5.8 EKG
Die EKG Messungen erfolgten in der II Ableitung nach Einthoven mit transkutanen Nadelelektroden an rechter und linker Brustwand und an rechter seitlicher
Bauchwand. Der Verlauf der EKG Kurve wurde kontinuierlich aufgezeichnet zur Frequenzbestimmung und zur Überprüfung auf Arrhythmien. (Abb. 3-10))
Abbildung 3-10: Intrakutane Elektroden zur Ableitung des EKG Signals bei einem Fischotter (Lutra Lutra)
3.6 Postanästhetisches Management
Nach der letzten Blutprobennahme bei T 60, 60 Minuten nach dem Legen des Venenverweilkatheters, wurden von den Tieren Computer-Tomographie Aufnahmen angefertigt. In dieser Zeit erhielten die Tiere kein Isofluran mehr. Die Gruppe
Alphaxalon/Dexmedetomidin erhielt den Antagonisten Atipamezol, nachdem die Tiere in der Transportbox gelagert worden waren. Dabei wurde die Hälfte des Injektionsvolumens intramuskulär und die andere Hälfte subkutan injiziert. Die Extubation erfolgte, nachdem der Schluckreflex wieder eingetreten war.
Eine Überwachung war durch ein Sichtfenster mit einer beweglichen Klappe möglich.
Zusätzlich erfolgte so lange wie möglich eine Kontrolle der Temperatur mit einem handelsüblichen Thermometer und eine Überwachung der Herz- und Atemfrequenz mit einem Phonendoskop, das für diesen Zweck verlängert wurde (Abb. 3-11). Der Phonendoskopkopf wurde unter den Otter gelegt. Auf diese Weise war eine
Überwachung der Herzfrequenz noch bedingt möglich, auch wenn das Tier nicht mehr angefasst werden konnte.
Abbildung 3-11: Fischotter in der Aufwachphase in der Transportbox gelagert. Überwachung der Herzfrequenz
3.7 Laboruntersuchungen 3.7.1 Blutentnahme
Die Gewinnung des venösen Blutes erfolgte an der Vordergliedmaße, an der Vena cephalica oder an der Hintergliedmaße, an der Vena saphena lateralis.
Nach lokaler Desinfektion mit Alkohol wurde das Fell über der Vene gescheitelt. Auf ein Scheren wurde aufgrund des später entstehenden Wärmeverlustes verzichtet.
Mit einer sterilen Einmalkanüle der Größe 12, 0,7 x 30 mm wurde in 45° Winkel in die Haut eingestochen und die Kanüle nach proximal bis zur Punktion der Vene
vorgeschoben. Es wurde zum Zeitpunkt 0, 30 und 60 eine heparinisierte
Glaskapillare mit Vollblut gefüllt und zur Messung der Blutgase genutzt. Blut für die Plasmagewinnung wurde in ein Lithiumheparinröhrchen gefüllt. Für die
Serumgewinnung wurde Blut in ein entsprechendes Serumröhrchen gefüllt. Das Blut im Serumröhrchen wurde nach Gerinnung des Blutes 10 Minuten bei 5000U/min zentrifugiert und anschließend wurde das Serum abpipettiert, auf Trockeneis transportiert und bei -80°C gefroren und gelagert. Zusätzlich wurde bei Zeitpunkt 0 und 60 Blut in ein EDTA Röhrchen Blut entnommen.
Abbildung 3-12: Blutabnahme aus der Vena cephalica des Europäischen Fischotters
Abbildung 3-13: Blutabnahme aus der Vena saphena lateralis des Europäischen Fischotters
3.7.2 Blutgasanalyse und Elektrolyte
Die Analyse der Blutgase und Elektrolyte erfolgte aus dem venösen Blut, das in heparinisierte Glaskapillaren gefüllt wurde. Die Messung der Parameter wurde mit dem Blutgas-Analysegerät IDEXX VetStat™ direkt nach der Blutabnahme in der Tierklinik Northeim durchgeführt. 1
3.7.3 Kortisolmessung
Die Bestimmung der Kortisolkonzentration erfolgte aus Serum, das maximal 11 Monate bei – 80 °C gelagert worden war. Alle Proben wurden in einem Durchlauf gemessen. Die Bestimmung der Kortisolkonzentration erfolgte mittels eines
automatisierten Chemilumineszenz-Immunoassays im Endokrinologischen Labor der Klinik für Rinder der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. Die Messung
basiert auf einem kompetitiven Immunoassay, in dem Antikörper gegen Kortisol auf einem Träger immobilisiert sind und es zu einer Konkurrenz zwischen
enzymmarkiertem Kortisol und nativem Kortisol aus der Probe kommt. Der Chemilumineszenz-Immunoassay (Immulite, Siemens Medical Solutions, Bad Nauheim, Deutschland) macht die Antigen-Anitkörper-Verbindungen mithilfe von Chemilumineszenz sichtbar. Der Intra-assay Variationskoeffizient wurde anhand von 20 Analysen eines Otterserums bestimmt und lag bei 9,4 %.
1 Otter Nummer eins und zwei wurden in der Klinik in Northeim gemessen. An dieser Stelle noch mal ein herzliches Dankeschön an das Krankenhaus in Northeim.
3.7.4 Hämatologie
Die Messung der Hämatologieparameter erfolgte drei bis fünf Stunden nach Abnahme des Blutes. Das Blut wurde in EDTA Röhrchen aufrecht stehend bei Raumtemperatur gelagert und transportiert. Die Messung wurde mit dem
Hämatologie System Advia 120 in der Kleintierklinik der Tierärztlichen Hochschule Hannover durchgeführt.
3.7.5 Blutchemie
Die Messung der Enzyme, Proteine, Farbstoffe und Glukose wurde mit dem Hitachi 912 durchgeführt. Das zu diesem Zwecke gewonnene Plasma wurde bei mindestens – 80 °C gelagert und nach Abschluss der Versuche in einem Durchgang gemessen.
3.8 Statistische Auswertung
Für die statistische Auswertung wurde die Statistik Software SPSS 18 verwendet.
Die graphische Darstellung erfolgte mit dem Programm GraphPadPrism, Version 5.
Die Daten werden als Mittelwert und Standartabweichung dargestellt. Alle Daten wurden mit dem Kolmogorov-Smirnov Test auf Normalverteilung untersucht. Die Zeit zwischen Injektion und Verlust des Aufrichtereflexes wurde mit dem Student´s T-Test verglichen.
Der Vergleich der beiden Gruppen wurde mit einer zweifaktoriellen Varianzanalyse durchgeführt.
Veränderungen über die Zeit innerhalb einer Gruppe wurden mit einer einfaktoriellen Varianzanalyse für wiederholte Messungen untersucht. Bei vorhandener Signifikanz wurde ein Dunnets T-Test angeschlossen.
Die Laborparameter wurden einer multifaktoriellen Varianzanalyse für wiederholte Messungen unterzogen. Die einzelnen Messzeitpunkte wurden mittels T-Test verglichen. Veränderungen wurden als statistisch signifikant betrachtet, wenn p <
0,05 galt.
3.9 Verwendete Medikamente und Materialien
Tabelle 3-1: In der Arbeit verwendete Medikamente und Materialien
4 Ergebnisse
4.1 Demographie
Die 14 Europäischen Fischotter (Lutra Lutra) wogen zwischen 5,45 kg und 9,55 kg bei einer von der Nasenspitze bis zum Schwanzende gemessen Gesamtlänge zwischen 104 cm und 119 cm.
Tabelle 4-1:Verteilung von Alter, Körpergewicht, Gesamtlänge und Geschlecht. Angabe von Mittelwert und Standartabweichung.
Alter in Jahren Gewicht in kg Länge in cm
Geschlecht
weiblich männlich
Gruppe KD 6,8 ± 4,00 6,81 ± 0,93 110,5 ± 5,2 4 2
Gruppe AD 9,5 ± 2,80 7,17 ± 1,42 110,5 ± 5,0 2 4
Otter BD 2 6,95 107 1
Otter I 9 5,54 104 1
KD = Ketamin und Dexmedetomidin, AD = Alphaxalon und Dexmedetomidin, BD = Butorphanol und Dexmedetomidin, I = Isofluran.
4.2 Einleitphase
Die Tiere wechselten innerhalb von 30 Sekunden bis 240 Sekunden von der Transportbox in den Fixationskäfig OZ, in der die Injektion erfolgte.
Sechs der Tiere wechselten spontan die Box, vier Tiere tauschten die Box als Reaktion auf vorheriges Anpusten, und zwei der Tiere wurden mittels Berührung eines Stabes zum Überwechseln in den Fixationskäfig bewegt.
Der Otter I, der die Narkoseeinleitung mittels Isofluran erhielt, wechselte nach 3 Minuten von der Transportbox in die abgedunkelte Anästhesieröhre.
Die Injektion der Medikamente in dem Fixationkäfig erfolgte bis auf geringgradige Abwehrbewegungen der Tiere problemlos. Das Injektionsvolumen der Kombination aus Ketamin und Dexmedetomidin betrug zwischen 0,9 ml und 1,1 ml, das Volumen der Alphaxalon/Dexmedetomidin Kombination variierte zwischen 3 ml und 4,5 ml. Die nach der exakten Gewichtsbestimmung ermittelte Dosierung betrug in der Gruppe KD 9,9 mg/kg/KM Ketamin (± 1,47 mg) und 24,6 µg/kg/KM (± 3,6 µg)
Dexmedetomidin und in der Gruppe AD 4,8 mg/kg/KM (± 0,4 mg) Alphaxalon und 24,1 µg/kg/KM (± 2,2 µg) Dexmedetomidin.
Die Gruppe KD war mit dem Verlust des Aufrichtereflexes Intubationsfähig. Die Gruppe AD erreichte die Intubationsfähigkeit erst, nachdem die Zeit zum Legen des Venenverweilkatheters verstrichen war. Zwischen dem Verlust des Aufrichtreflexes und der Intubation lagen bei dieser Gruppe zwischen zwei und fünf Minuten.
Nach der Injektion der Anästhetika konnten weder Apnoe, Hypersalivation noch Vomitus beobachtet werden.
Ein Tier der Gruppe KD zeigte kurzzeitig vor der Injektion krampfartige
Erregungserscheinungen. Dieses Tier verstarb auf dem Rücktransport nach der Anästhesie. In der nachfolgenden Sektion im Institut für Pathologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover wurde ein malignes Lymphom und hochgradige Abmagerung festgestellt.
Tabelle 4-2: Zeit in Minuten bis zum Verlust des Aufrichtereflexes. Angabe von Mittelwert ± Standartabweichung.
Gruppe KD Gruppe AD Otter BD Otter I
5,8 ± 2,2 8,8 ± 2,8 10 11
KD = Ketamin und Dexmedetomidin, AD = Alphaxalon und Dexmedetomidin, BD = Butorphanol und Dexmedetomidin, I = Isofluran.
4.3 Kardiovaskuläre Parameter
4.3.1 Herzfrequenz
Die mittlere Herzfrequenz lag zwischen 123 Schlägen/Minute und 157 Schlägen/Minute. Der Verlauf der Herzfrequenz zeigte keinen signifikanten
Unterschied zwischen den Gruppen. Auffällig war die konstant hohe Herzfrequenz des Otters I. (Tabelle 4-3)
Tabelle 4-3: Mittlere Herzfrequenz und Standardabweichung im Verlauf der Anästhesie
Anästhesiezeit in Minuten
0 5 10 15 20 25 30 35 // 55 60
Gruppe KD
1/Min 157 157 136 140 134 137 129 131 134 147
SD ± 36 ± 32 ± 26 ± 20 ± 38 ± 31 ± 36 ± 39 ± 28 ± 21
Gruppe AD
1/Min 124 126 137 146 151 154 152 153 151 152,67
± 38 ± 41 ± 34 ± 26 ± 29 ± 32 ± 27 ± 28 ± 19 ± 20
Otter BD 120 120 128 127 127 129 127 125 122 123
Otter I 194 206 206 207 200 200 200 214 188 194
KD = Ketamin und Dexmedetomidin, AD = Alphaxalon und Dexmedetomidin, BD = Butophanol und Dexmedetomidin, I = Isofluran, // = Unterbrechung für Röntgendiagnostik
4.3.2 Elektrokardiogramm
Das Elektrokardiogramm zeigte einen normalen Sinusrythmus. Es traten zu keinem Zeitpunkt Arrhythmien auf.
4.3.3 Mittlerer arterieller Blutdruck
Der mittlere Blutdruck fiel während der Anästhesiephase ab. Dieser Abfall blieb jedoch ohne statistische Signifikanz. In beiden Gruppen konnte dieser Abfall über die Zeit beobachtet werden (Abb. 4-1).
Abbildung 4-1: Zeitlicher Verlauf des mittleren arteriellen Blutdrucks in mmHg im Gruppenvergleich. KD = Ketamin und Dexmedetomidin, AD = Alphaxalon und Dexmedetomidin, // = Unterbrechung für Röntgendiagnostik
