Charakterisierung methicillinresistenter Staphylokokken von stationär aufgenommenen Tieren, Personal und Inventar einer Kleintierklinik

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Tierärztliche Hochschule Hannover

Charakterisierung methicillinresistenter Staphylokokken von stationär aufgenommenen Tieren, Personal und

Inventar einer Kleintierklinik

INAUGURAL-DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin -Doctor medicinae veterinariae-

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von Sonja Weiß

Essen

Hannover 2013

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Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. Stefan Schwarz

Institut für Nutztiergenetik, Friedrich- Loeffler-Institut (FLI), Neustadt-Mariensee

1. Gutachter: Prof. Dr. Stefan Schwarz

Institut für Nutztiergenetik, Friedrich- Loeffler-Institut (FLI), Neustadt-Mariensee

2. Gutachter: Prof. Dr. Ingo Nolte

Klinik für Kleintiere, Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

Tag der mündlichen Prüfung: 14.11.2013

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„Resistance anywhere is resistance everywhere.“

-

Prof. Dr. John F. Prescott, PhD

Department of Pathobiology, Ontario Veterinary College, University of Guelph, Ontario, Canada

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Ergebnisse dieser Dissertation wurden in international anerkannten Fachzeitschriften mit Gutachtersystem (peer review) zur Veröffentlichung angenommen:

WEIß, S., K. KADLEC, A.T. FEßLER, S. SCHWARZ (2013):

Identification and characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus pettenkoferi from a small animal clinic.

Veterinary Microbiology (2013) in press doi: 10.1016/j.vetmic.2013.07.036

Complete sequence of a multiresistance plasmid from a methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis ST5 isolated in a small animal clinic.

Journal of Antimicrobial Chemotherapy (2013) in press doi: 10.1093/jac/dkt399

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Teilergebnisse dieser Dissertation wurden bei folgenden Fachtagungen im In- und Ausland in Form einer Posterpräsentation oder eines Vortrags präsentiert:

WEIß, S., A.T. FEßLER, K. KADLEC, S. SCHWARZ (2012):

Analysis of a multiresistance plasmid from methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis isolates (Poster).

52^nd Interscience Conference on Antimicrobial Agents and Chemotherapy (ICAAC), 09. – 12.09.2012, San Francisco, Kalifornien, USA

Identification of a large multiresistance plasmid in a feline methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis ST5 strain (Poster).

5^th Symposium on Antimicrobial Resistance in Animals and the Environment (ARAE), 30.06. – 03.07.2013, Gent, Belgien

Molecular typing of coagulase-negative staphylococci from veterinary origin (Vortrag).

2nd Junior Scientist-Symposium FLI, 21. – 24.08.2013, Jena, Deutschland

Spread of methicillin-resistant S. epidermidis isolates in a small animal clinic (Poster).

National Symposium on Zoonoses Research, 19. – 20.09.2013, Berlin, Deutschland

Complete sequence of a staphylococcal resistance plasmid obtained from a small animal clinic (Poster).

3^rd ASM-ESCMID Conference on Methicillin-resistant Staphylococci in Animals: Veterinary and Public Health Implications,

04. – 07.11.2013, Kopenhagen, Dänemark

Presence, distribution and transmission of methicillin-resistant staphylococci in a small animal clinic (Poster).

3^rd ASM-ESCMID Conference on Methicillin-resistant Staphylococci in Animals: Veterinary and Public Health Implications,

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Inhaltsverzeichnis

Seite

1 Einleitung ...9

2 Manuskript 1 ... 14

Identification and characterization of methicillin-resistant Staphylo- coccus aureus, Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus pettenkoferi from a small animal clinic 3 Manuskript 2 ... 15

Complete sequence of a multiresistance plasmid from a methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis ST5 isolated in a small animal clinic 4 Diskussion ... 16

4.1 Isolierung und Verteilung von MRS ... 18

4.2 Charakterisierung der MRS-Isolate ... 20

4.3 Analyse des neuartigen Multi-Resistenzplasmids pSWS47 ... 28

4.4 Schlussfolgerungen ... 35

5 Zusammenfassung ... 37

6 Summary ... 39

7 Literaturverzeichnis ... 41

8 Abbildungsverzeichnis ... 50

9 Tabellenverzeichnis ... 51

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Abkürzungsverzeichnis

bp Basenpaar

CC klonaler Komplex (engl.: clonal complex)

CoNS koagulasenegative Staphylokokken (engl.: coagulase-negative staphylococci) DNA Desoxyribonukleinsäure (engl.: desoxyribonucleic acid)

dru direct repeat unit e.V. eingetragener Verein

EMRSA endemischer methicillinresistenter Staphylococcus aureus GVP gute veterinärmedizinische Praxis

IS Insertionssequenz

l Liter

LA-MRSA Nutztier-assoziierter methicillinresistenter Staphylococcus aureus (engl.: livestock-associated methicillin-resistant Staphylococcus aureus)

mg Milligramm

MHK Minimale Hemmkonzentration MLST Multilocus Sequenztypisierung

MRCoNS methicillinresistente, koagulasenegative Staphylokokken MRS methicillinresistente Staphylokokken

MRSA methicillinresistenter Staphylococcus aureus MRSE methicillinresistenter Staphylococcus epidermidis MRSP methicillinresistenter Staphylococcus pseudintermedius NaCl Natriumchlorid

NCBI National Center for Biotechnology Information PFGE Pulsfeldgelelektrophorese

rDNA ribosomale Desoxyribonukleinsäure (engl.: ribosomal desoxyribonucleic acid) S. Staphylococcus

SCCmec staphylococcal cassette chromosome mec spa staphylococcal protein A

spp. Spezies (Pl.)

ST Sequenztyp

Tn Transposon

Obwohl in der vorliegenden Dissertation auf die geschlechtsspezifisch korrekte Anrede zugunsten einer besseren Lesbarkeit verzichtet wurde, möchte diese Dissertation neben allen interessierten Lesern auch alle Leserinnen ansprechen.

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Einleitung 1

1 Einleitung

Längst sind methicillinresistente Staphylokokken (MRS) nicht mehr nur Gegenstand der Forschung, sondern auch immer wieder Thema der Medien, wodurch sie zunehmend in das öffentliche Interesse geraten. Dies trägt zur Brisanz aktueller Debatten über die Anwendung von Antibiotika in der Veterinärmedizin bei. Dabei ist die Entwicklung von Resistenzen nichts Neues. So wurde Methicillin als penicillinasefestes β-Laktam-Antibiotikum im Jahr 1959 erstmals eingesetzt, und bereits 1961 erschienen Publikationen, die über methicillinresistente Stämme berichteten (JEVONS 1961). Ähnlich verhält es sich auch mit den meisten anderen Wirkstoffen.

Der Nachweis von MRS in der Nutztierhaltung und sich anschließenden Produktionsketten hat zu zahlreichen Studien geführt, durch welche Vorkommen, Verteilung und Eigenschaften von MRS, vornehmlich methicillinresistente Staphylococcus aureus (MRSA), beleuchtet wurden (KADLEC et al. 2009, FEßLER et al. 2011 u. 2012, KADLEC et al. 2012a, WENDLANDT et al. 2013a). Im Gegensatz zur Situation bei landwirtschaftlichen Nutztieren fehlen repräsentative Monitoring-Programme, welche die derzeitige Situation in Kliniken und kurativen Praxen für Liebhabertiere wie Klein- und Heimtiere sowie Pferde zusammenfassen.

Auch Tierärzte für und Tierhalter von Liebhabertieren sind immer häufiger mit therapieresistenten Infektionen durch MRS konfrontiert, deren Resistenz sehr variabel und ausgeprägt sein kann. Immer seltener finden sich MRS, die ausschließlich β-Laktam-Resistenz aufweisen. Meist liegt ein erweiterter Resistenzphäno- sowie -genotyp vor (WEESE 2008).

Staphylokokken sind eine artenreiche Gattung (http://www.bacterio.net/) aus der Familie Staphylococcaceae (SCHLEIFER u. BELL 2009) innerhalb der taxonomischen Ordnung Bacillales und sind unbewegliche, nicht sporenbildende, fakultativ anaerobe, Gram-positive, kugelförmige Bakterien. Sie werden in koagulasepositive und koagulasenegative Spezies eingeteilt (CASEY et al. 2007).

Sie sind Kommensalen der Haut und Schleimhäute aller Säugetiere, sind allerdings fakultativ pathogen und können somit auch schwere Infektionen hervorrufen. Ihnen

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1 Einleitung

wurde schon im Jahr 1880 durch den Mediziner Sir Alexander Ogston eine große klinische Bedeutung als Infektionserreger beigemessen (NEWSOM 2008). Viele Staphylokokken verfügen über ein zoonotisches Potential (DAWSON 2013). Die meisten Spezies sind nicht streng wirtsspezifisch, sondern zwischen Mensch und Tier übertragbar. Es existieren drei Hauptstrategien zur Resistenzbildung, die, wie bei SCHWARZ und CHASLUS-DANCLA (2001) beschrieben, die Synthese inaktivierender Enzyme, die reduzierte intrazelluläre Akkumulation oder die Veränderung, den Schutz beziehungsweise den Ersatz von Zielstrukturen umfassen können. Die Ausprägung der Methicillinresistenz zählt zur Veränderung der Zielstruktur. Staphylokokken erwerben durch Integration des staphylococcal cassette chromosome mec Elementes (SCCmec) in ihr Chromosom die Resistenzgene mecA oder mecC, welche für alternative Penicillin-bindende Proteine kodieren. Diese haben eine signifikant niedrigere Affinität zu fast allen β-Laktamen (LIM u.

STRYNADKA 2002). Daher werden mecA-positive Isolate als resistent gegenüber allen β-Laktamen angesehen. Inwiefern dies für mecC-positive Isolate gilt, wird derzeit noch untersucht (GARCÍA-ÁLVAREZ et al. 2011, SHORE et al. 2011).

Zusätzlich erwerben methicillinresistente Staphylokokken häufig weitere Resistenzgene und werden dann als multiresistent angesprochen, wenn sie gegen mindestens drei unterschiedliche Klassen antimikrobieller Wirkstoffe erworbene Resistenzmechanismen aufweisen (SCHWARZ et al. 2010). Dies sichert das Bestehen dieser Bakterien auch unter dem Selektionsdruck unterschiedlicher antimikrobieller Wirkstoffe und befähigt die Bakterien somit, unter erhöhtem Selektionsdruck, wie er etwa in Praxen und Kliniken anzutreffen ist, zu überleben (AKSOY et al. 2010). Aus diesem Grund sind moderne Praxen und Kliniken als passende Umgebung für das Vorkommen multiresistenter MRS anzusehen.

Die Präsenz von MRS ist schon lange nicht mehr nur auf humanmedizinische Einrichtungen beschränkt. Die fortlaufende Entwicklung in der Veterinärmedizin, die sich vor allem in spezialisierten Fachkliniken dem Standard der Humanmedizin deutlich angenähert hat, hat zur Etablierung von MRS in tiermedizinischen Kliniken und Praxen geführt. Moderne operative Eingriffe unter sterilen Kautelen erfordern häufig eine perioperative Infektionsprophylaxe, aber auch die intensivmedizinische

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Einleitung 1

Betreuung von Haustieren macht eine längerfristige Therapie mit unterschiedlichen antimikrobiellen Wirkstoffen oder Wirkstoffkombinationen häufig unabdingbar. Dieses schlägt sich auch in einem erhöhten Vorkommen nosokomialer Infektionen nieder (WALTHER u. GROBBEL 2009). Das Vorhandensein einer multiresistenten Bakterienflora in Praxen und Kliniken kann angenommen werden, ist aber bisher wenig untersucht. Außerdem wurde die Kolonisation von Tierärzten und Klinikpersonal mit MRSA, sowie die Übertragung von MRSA zwischen Haustieren, Haltern und tiermedizinischem Personal gezeigt (VITALE et al. 2006, WEESE et al.

2006, NIENHOFF et al. 2009, RUTLAND et al. 2009).

Die Staphylococcus Spezies Staphylococcus pseudintermedius wurde 2005 als neue Spezies von DEVRIESE und Kollegen erstmalig beschrieben und wird zur Staphylococcus intermedius-Gruppe gezählt. S. pseudintermedius und vor allem auch methicillinresistente S. pseudintermedius (MRSP) wurden schon bei diversen Tieren und auch beim Menschen nachgewiesen, kommen aber am häufigsten bei Hunden vor. Insbesondere MRSP zeichnen sich durch sehr ausgeprägte Resistenzeigenschaften aus (KADLEC et al. 2010a, PERRETEN et al. 2010, NIENHOFF et al. 2011, KADLEC u. SCHWARZ 2012). Ein Großteil der Studien zum Vorkommen von MRS bei Kleintieren bezieht sich auf MRSA und MRSP und beschreibt Fälle, in denen klinische Infektionen mit MRSA oder MRSP vorliegen.

Allerdings wurden auch methicillinresistente koagulasenegative Staphylokokken (MRCoNS), die oft auch multiresistent waren, von kleinen Haustieren und Pferden mit Infektionen isoliert (KERN u. PERRETEN 2013). Wissenschaftliche Arbeiten zu Vorkommen, Charakterisierung und Bedeutung von MRCoNS in der Kleintiermedizin liegen derzeit aber kaum vor. Trotz zahlreicher Publikationen fehlen epidemiologische Studien zu Vorkommen, Charakterisierung, Verteilung und Bedeutung von MRS bei Kleintieren.

Die Präsenz von MRS in Kliniken und Praxen birgt Risiken für Tiere und den Menschen. Sie stellen eine Kolonisations- und möglicherweise auch Infektionsquelle nicht nur für stationär aufgenommene Tiere, sondern auch für Angestellte und nachfolgend Halter sowie jeweils das familiäre Umfeld dar. Eine Kolonisation verläuft in der Regel bei gesunden Individuen unbemerkt. Doch unter Immunsuppression

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1 Einleitung

können schwere Infektionen entstehen. Dies gilt zunächst für stationär betreute Tiere zum Zeitpunkt der Erkrankung. Das Management therapieresistenter Infektionen gestaltet sich häufig schwierig und ist mit Leiden für das Tier verbunden, zumal oft hohe Kosten bei vorsichtiger bis zuweilen schlechter Prognose auf den Tierbesitzer zukommen. Doch auch nach einer Genesung können die Tiere bei Entlassung kolonisiert sein und anschließend als Überträger fungieren. Hierbei wären besonders Schwangere, Säuglinge und Kleinkinder, alte sowie chronisch kranke Menschen gefährdet. Analog dazu kann eine Kolonisation von Mitarbeitern gesundheitliche Konsequenzen für das private Umfeld haben.

In der vorliegenden Studie wurden in einer Kleintierklinik aus Tupferproben der Räumlichkeiten, des Inventars, stationär aufgenommener Tiere (hauptsächlich Katzen) sowie des Personals, MRS isoliert. Die MRS-Isolate wurden auf ihre Resistenzeigenschaften untersucht und mit den derzeit vorliegenden, etablierten Typisierungsmethoden der Spezies entsprechend charakterisiert. Abb.1 illustriert die Isolierung und Charakterisierung der Isolate.

Abb. 1.1. Schematische Darstellung zur Aufarbeitung der Proben von der Isolierung bis zur molekularen Typisierung.

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Einleitung 1

Vor dem Hintergrund des zoonotischen Potentials durch das tägliche Miteinander sowie innigen Kontakt von Mensch und Haustier soll diese Arbeit Informationen zu Speziesverteilung, Resistenzverhalten und molekularer Charakteristika von allen detektierten MRS bei Katzenpatienten und ihrer Umgebung liefern.

In der an dieser Studie beteiligten, gut ausgestatteten und hygienisch einwandfrei geführten Klinik sind neben mehreren Tierärzten auch einige tierärztliche Fachangestellte und Auszubildende zu tierärztlichen Fachangestellten tätig. Es gibt mehrere Behandlungsräume sowie Möglichkeiten zu bildgebender Diagnostik, Operationsräume und eine Station mit räumlich getrenntem Isolationsbereich. Durch die Beprobung von Räumlichkeiten und Utensilien sollen Erkenntnisse über Diversität und Verteilung von MRS-Isolaten gewonnen werden. Die molekulare Typisierung soll die Unterscheidung zwischen Isolaten verschiedener Probenherkunft ermöglichen und durch den Nachweis stammspezifischer Charakteristika die Verbreitung einzelner Klone bei Isolaten von stationär aufgenommenen Tieren, Klinikräumlichkeiten und -utensilien oder Klinikpersonal aufzeigen. Alle stationär aufgenommenen Tiere wurden auf das Vorkommen von MRS untersucht, um unabhängig von einer vorliegenden Infektion Informationen über eine mögliche Kolonisierung zu erhalten. Ein besonderer Fokus lag dabei auf dem Nachweis und der eingehenden Analyse mobiler Resistenzgene.

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2 Manuskript 1

Identification and characterization of methicillin-resistant Staphylococcus aureus,

Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus haemolyticus and Staphylococcus pettenkoferi

from a small animal clinic

Sonja Weiß, Kristina Kadlec, Andrea T. Feßler and Stefan Schwarz

Institute of Farm Animal Genetics, Friedrich-Loeffler-Institut, Neustadt- Mariensee, Germany

Veterinary Microbiology, 2013 (in press)

doi: 10.1016/j.vetmic.2013.07.036

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Manuskript 2 3

Complete sequence of a multiresistance plasmid

from a methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis ST5 isolated in a small animal clinic

Sonja Weiß, Kristina Kadlec, Andrea T. Feßler and Stefan Schwarz

Institute of Farm Animal Genetics, Friedrich-Loeffler-Institut, Neustadt- Mariensee, Germany

Journal of Antimicrobial Chemotherapy, 2013 (in press)

doi:10.1093/jac/dkt399

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4 Diskussion

4 Diskussion

Die optimale medizinische Versorgung von Kleintieren ist für viele Besitzer selbstverständlich geworden und wird entsprechend eingefordert. Auch geriatrische Patienten sollen bestmöglich behandelt werden. Dies hat zu einer deutlichen Angleichung an humanmedizinische Standards in Diagnostik und Therapie geführt.

Unter anderem beinhaltet dies die häufige Anwendung antimikrobieller Wirkstoffe (MURPHY et al. 2012). Da jede antimikrobielle Therapie die Selektion resistenter Bakterien nach sich ziehen kann, leistet auch die intensive antimikrobielle Therapie einen Beitrag zum Auftreten und zur Verbreitung resistenter Erreger (MEYER et al.

2013). Das Risiko für den Besitzer ist dabei wenig untersucht (WALTHER u.

GROBBEL 2009). In mehreren Studien wird das Fehlen nationaler Monitoring- Programme insbesondere für Erreger von Hunden, Katzen und anderen Heim- und Liebhabertieren konstatiert (PRESCOTT et al. 2002, GUARDABASSI et al. 2004, WIELER et al. 2011). Methicillinresistente Staphylokokken (MRS) konnten bei zahlreichen Studien aus diversen Stichproben aus der Umgebung von Kleintier- und Pferdekliniken in variabler Zahl isoliert werden (WEESE et al. 2004, AKSOY et al.

2010). Der häufige Nachweis von MRS-Isolaten in Klinikräumlichkeiten qualifiziert diese Bereiche als Reservoir, obwohl veterinärspezifische Studien auch hier nur limitiert vorliegen und die Rolle der Umgebung bei der Übertragung von MRS- Isolaten nicht geklärt ist (AKSOY et al. 2010). Auch von der Arbeitskleidung der Mitarbeiter in Tierkliniken konnten methicillinresistente Staphylococcus aureus (MRSA) und methicillinresistente Staphylococcus pseudintermedius (MRSP) nachgewiesen werden (SINGH et al. 2013). In Infusionslösungen und Injektionslösungen zum Mehrfachgebrauch wurden ebenfalls MRSA detektiert (SABINO u. WEESE 2006). Ein auf einer internationalen veterinärmedizinischen Tagung durchgeführtes MRSA-Screening von Nasentupferproben der Teilnehmer (Tierärzte diverser Fachrichtungen sowie veterinärmedizinisches Fachpersonal) von HANSELMAN und Kollegen (2006) ergab, dass insgesamt 27/417 Teilnehmern mit MRSA kolonisiert waren. Davon waren 12/271 (4,4%) in der Kleintierpraxis tätige Tierärzte betroffen. Dieses sich aus zahlreichen, stichprobenhaften Untersuchungen

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Diskussion 4

ergebende Bild zeigt auf, dass MRS in der tierärztlichen Groß- und Kleintierpraxis etabliert sind. Zumeist wurde aber in den derzeit vorliegenden Studien ein Schwerpunkt auf MRSA und MRSP gelegt. Aus diesem Grund sind Daten zu Vorkommen und Bedeutung koagulasenegativer Staphylokokken (CoNS) kaum verfügbar und ermöglichen keine aussagekräftigen Hinweise zu ihrem Stellenwert.

Außerdem fehlen nationale Kontrollpläne und Monitoring-Programme, welche zur Erstellung wirksamer Protokolle für ein an methicillinresistente Erreger angepasstes Hygienemanagement und einen effektiven Kontaminations- und Infektionsschutz nötig wären.

Die Analyse der Verteilung, der Resistenzeigenschaften und molekularer Charakteristika aller in dieser Studie detektierten MRS gibt Aufschluss über Kontamination der Umgebung sowie Kolonisation von stationär aufgenommenen Tieren und Mitarbeitern in einer Kleintierklinik. Übertragungen zwischen Tier und Mensch waren zentraler Bestandteil der Analyse und konnten nachgewiesen werden.

Ein weiterer Fokus wurde auf den Nachweis mobiler Resistenzgene gelegt.

Die Schwerpunkte der vorliegenden Arbeit stellen gleichzeitig die nachfolgenden Diskussionspunkte dar:

4.1 Isolierung und Verteilung von MRS in der Klinikumgebung, bei Personal und stationär aufgenommenen Tieren

4.2 Charakterisierung der MRS-Isolate (MRSA, methicillinresistente S.

epidermidis (MRSE), methicillinresistente S. haemolyticus, methicillinresistente S. pettenkoferi)

4.3 Analyse des neuartigen Multi-Resistenzplasmids pSWS47 inklusive der Detektion fünf intakter sowie eines funktionsunfähigen Resistenzgens sowie der Analyse von Insertionselementen in Hinblick auf Rekombinationsprozesse, die möglicherweise an der Entstehung dieses Plasmids beteiligt waren

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4 Diskussion

4.1 Isolierung und Verteilung von MRS

Aus insgesamt 72 Tupferproben von Räumlichkeiten und Oberflächen (n=58), Mitarbeitern (n=4) und stationär aufgenommenen Tieren (n=10) wurden 34 MRS isoliert, davon 29 verschiedene koagulasenegative Staphylococcus-Isolate (MRCoNS). Die restlichen fünf Isolate wurden als MRSA identifiziert. Mit 58 Tupferproben wurden alle relevanten Bereiche innerhalb der Klinikräumlichkeiten abgedeckt. Außerdem wurden alle vorhandenen Patienten sowie Mitarbeiterinnen und Mitarbeiter auf freiwilliger Basis und alle stationär aufgenommenen Tiere beprobt. In Abbildung 4.1 sind die Proben nach Gesamtzahl und Anzahl nachgewiesener MRS-Isolate dargestellt.

Abb. 4.1. Herkunft und Verteilung der Tupferproben

Aus allen Nasentupfern der vier Klinikmitarbeiter wurden MRS-Isolate nachgewiesen.

Das Personal war ohne Anzeichen von Symptomen mit unterschiedlichen MRS kolonisiert. Lediglich ein Isolat wurde auch in anderen Proben gefunden, während die

23 0

1 6 4

34 9

15 10 4

0 10 20 30 40

Stationsbereich Behandlungsräume OP-Bereich Patienten Mitarbeiter

Probenanzahl

Ʃ Tupfer (n=72) MRS (n=34)

(19)

Diskussion 4

übrigen zwei MRSE-Isolate sowie ein MRSA-Isolat in keiner weiteren Probe nachgewiesen werden konnten.

Laut eigener Aussage traten in der Klinik bislang keine Probleme mit nosokomialen Infektionen oder postoperativen Wundkomplikationen auf, was in Einklang mit der niedrigen Nachweisrate im Operationsbereich steht. Das einzige, detektierte Isolat stammte von einem Stethoskop, das ausschließlich im Operationsbereich zwecks Narkoseüberwachung verwendet wird. Auf Oberflächen und Behandlungstischen der Behandlungsräume konnten keine MRS nachgewiesen werden. Im Stationsbereich konnte der höchste Anteil MRS isoliert werden (67,6%) und mehrere voneinander unabhängige, unterschiedliche Isolate wurden nachgewiesen. Zudem fanden sich mit den angewandten Typisierungsverfahren nicht unterscheidbare Isolate aus verschiedenen Proben, welche als Klone angesehen werden können. Zudem wurden sich stark ähnelnde Isolate detektiert, die genetisch miteinander verwandt sind. Aus einigen Tupferproben wurden auch mehrere MRS-Isolate isoliert. In Abbildung 4.2 sind die detektierten Spezies dargestellt.

Abb. 4.2. Speziesverteilung methicillinresistenter Staphylokokken (n=34) 62%

(n=21) 15%

(n=5) 17%

(n=6) 6%

(n=2)

S. epidermidis S. aureus S. haemolyticus S. pettenkoferi

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4 Diskussion

Bei der Bestimmung der Oberflächenkontamination durch Staphylokokken in einer veterinärmedizinischen Klinik in Großbritannien wurde eine ähnliche Verteilung wie in der vorliegenden Studie beschrieben (AKSOY et al. 2010). So fanden sich im Ver- gleich zu den Sprechzimmern im stationären Bereich zwei- bis vierfach erhöhte Kontaminationsraten, gemessen in koloniebildenden Einheiten je Quadratzentimeter auf dem Selektivagar nach Baird-Parker. Allerdings wurde in dieser Studie weder eine Differenzierung der verschiedenen Staphylococcus-Isolate noch die Untersu- chung auf Methicillinresistenz vorgenommen. Trotzdem identifizierten AKSOY und Kollegen (2010) die stationäre Aufnahme und Behandlung eines Tiers, analog zur Humanmedizin, als Risikofaktor für eine Kolonisierung mit MRS. Die Isolierung von MRS bei sechs von zehn Tieren in der vorliegenden Arbeit deutet darauf hin, dass hier eine ähnliche Situation angenommen werden kann.

4.2 Charakterisierung der MRS-Isolate

Die vier identifizierten MRS-Spezies – S. aureus, S. epidermidis, S. haemolyticus, S. pettenkoferi – wurden mit etablierten molekularen Typisierungsmethoden charakterisiert und hinsichtlich ihres phänotypischen Resistenzverhaltens und ihrer genotypischen Resistenzmarker untersucht.

In dieser Studie lag mit insgesamt fünf MRSA-Isolaten der Anteil an MRSA im Testkollektiv (n=72) bei 6,9%. Diese Detektionsrate ist etwas geringer als in einer Studie von LOEFFLER und Kollegen (2005), bei welcher der MRSA-Anteil am Gesamtprobenaufkommen bei 9,3% lag. Die höhere Detektionsrate könnte aufgrund der höheren Probenzahl (n=300) ebenso wie durch die Tatsache, dass die untersuchte Klinik in der Studie von LOEFFLER und Kollegen (2005) deutlich größer war, erklärt werden. Allerdings war auch in der Studie von LOEFFLER und Kollegen (2005) keines der Tiere von einer klinischen Infektion mit MRS betroffen. Von den fünf MRSA-Isolaten in der vorliegenden Studie gehörten vier dem klonalen Komplex (clonal complex; CC) 398 an. MRSA aus diesem CC werden als Nutztier-assoziierte beziehungsweise „livestock-associated“ MRSA (LA-MRSA) bezeichnet (MONECKE et al. 2011).

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Diskussion 4

SpeziesProbenherkunftIsolat Resistenzphänotypa Resistenzgenotyp . aureusBox Katze 2: Decke17BLA-SPT-TETblaZ-mecA-tet(K)-tet(M) Katze 220BLA-SPT-TETblaZ-mecA-tet(K)-tet(M) Katze 849BLA-CHL/FFC-SPT-SXT-TETblaZ-mecA-fexA-dfrK-tet(K) Box Katze 5: Decke51-1BLA- MLi-SPT-SXT-TETblaZ-mecA-erm(C)-dfrK-tet(K) Tierarzt: Nasentupfer 66BLA-ENR-MLcblaZ-mecA-erm(C) epidermidisBox Katze 1: Griff 5BLA-ENR-MLcblaZ-mecA-erm(C) Katze 748BLA-ENR-MLcblaZ-mecA-erm(C) Katze 546BLA-MLc-TETblaZ-mecA-erm(C)-tet(K)-tet(M) Box Katze 3: Napf 16BLA-ENR-MLc-TETblaZ-mecA-erm(C)-tet(K) Box Katze 7: Decke58BLA-ENR-MLc-TETblaZ-mecA-erm(C)-tet(K) Katze 647BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Katze 950BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 5: Griff 52BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 6: Napf 54BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 6: Decke55BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 7: Griff 57BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Station: Utensilo62BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Station: Behandlungstisch64-2BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Personal: Nasentupfer 67BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TET-TIAblaZ-mecA-fexA-erm(C)-vga(A)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 5: Decke51-2BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TETblaZ-mecA-fexA-erm(C)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 6: Griff 53-2BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TETblaZ-mecA-fexA-erm(C)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Box Katze 7: Napf 56BLA-CHL/FFC-ENR-MLc-SPT-SXT-TETblaZ-mecA-fexA-erm(C)-dfrK-dfrS1-tet(L)-tet(M) Praktikant: Nasentupfer 68BLA-MLi-SPTblaZ-mecA-erm(C) Personal: Nasentupfer 69BLA-MLi-TETblaZ-mecA-erm(C)-tet(K)-tet(L) OP: Stethoskop74BLA-MLc-TETblaZ-mecA-erm(C)-tet(K)-tet(L) Box Katze 4: Griff 12BLA-ENR-MLc-SXT-TETblaZ-mecA-erm(C)-dfrS1-tet(K)-tet(L) aemolyticusBox Katze 1: Decke7BLA-ENR-GEN-KAN-MLc-SMXblaZ-mecA-erm(C)-aacA/aphD-aadD Box Katze 1: Napf 8BLA-ENR-GEN-KAN-MLc-TET-SMXblaZ-mecA-erm(C)-aacA/aphD-aadD-tet(K) Box Katze 6: Griff 53-1BLA-ENR-MLi-KAN-SPT-SXTblaZ-mecA-erm(C)-aadD-dfrK-dfrS1 Station: Lüftung63BLA-ENR-MLi-GEN-KAN-SXTblaZ-mecA-erm(C)-aacA/aphD-aadD-dfrK Station: Behandlungstisch64-1BLA-ENR-MLi-KAN-SXTblaZ-mecA-erm(C)-aadD-dfrK-dfrS1 Station: Lichtschalter 65BLA-ENR-MLi-GEN-KAN-SPT-SXTblaZ-mecA-erm(C)-aacA/aphD-aadD-dfrK pettenkoferiBox Katze 8: Decke60BLA-ENR-MLc-SPTblaZ-mecA-erm(C)-spc Box Katze 8: Napf 61BLA-ENR-MLc-SPT-SXTblaZ-mecA-erm(C)-spc-dfrK-dfrS1

elle 4.1. Resistenzeigenschaften der 34 MRS (modifiziert nach WEIß et al. 2013a) β-Laktame; CHL: Chloramphenicol; ENR: Enrofloxacin; FFC: Florfenicol; GEN: Gentamicin, KAN: Kanamycin; MLc: Makrolide/Lincosamide (konstitutiv); MLi: Makrolide/Lincosamide (induzierbar), SPT: nomycin; SMX: Sulfamethoxazol, SXT: Sulfamethoxazol/Trimethoprim,TET: Tetrazykline; TIA: Tiamulin