Behandlung von Schweinen mit Enrofloxacin enthaltenden Futtermittelformulierungen

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Tierärztliche Hochschule Hannover

Behandlung von Schweinen mit Enrofloxacin enthaltenden Futtermittelformulierungen –

Umgebungsbelastungen und

Resistenzentwicklungen von Escherichia coli

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin – Doctor medicinae veterinariae –

(Dr. med. vet.)

vorgelegt von Paula Hagedorn

Herdecke

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Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Manfred Kietzmann

Institut für Pharmakologie, Toxikologie und Pharmazie

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Manfred Kietzmann

2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Peter Valentin-Weigand

Tag der mündlichen Prüfung: 19.05.2017

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Für meine Familie

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Teile der vorliegenden Arbeit wurden bereits als Vortrag oder Poster auf fol- genden Veranstaltungen präsentiert:

Vorträge:

Pharmakologisches Kolloquium, 06.01.2016, Hannover:

„Einfluss der Applikationsart von Antibiotika auf die Empfindlichkeit kommensaler Escherichia coli bei Schweinen“

RESET-Verbundtreffen, 08.06.2016, Berlin:

„Einfluss enrofloxacinhaltiger Futtermittelformulierungen auf die Resistenzent- wicklung kommensaler Escherichia coli im Darm bei Schweinen“

26. VetPharm-Symposium, 06.–07.10.2016, München:

„Influence of different oral dosage forms of Enrofloxacin on the susceptibility of com- mensal intestinal Escherichia coli in pigs“

Paula Hagedorn, Jessica Stahl, Gesine Scherz, Manfred Kietzmann

Pharmakologisches Kolloquium, 11.10.2016, Hannover:

„Effekt unterschiedlicher Antibiotikaformulierungen auf die Empfindlichkeit von kommensalen Escherichia coli beim Schwein“

Poster:

8th International Conference on Antimicrobial Agents in Veterinary Medicine, 23.–26.08.2016, Budapest:

„Influence of different oral dosage forms of Enrofloxacin on the susceptibility of com- mensal intestinal Escherichia coli in pigs“

Paula Hagedorn, Jessica Stahl, Gesine Scherz, Manfred Kietzmann

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Inhaltsverzeichnis

Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung ... 1

2. Literaturübersicht ... 2

2.1 Allgemeines zum Antibiotikaeinsatz in der Tiermedizin ... 2

2.2 Enrofloxacin ... 6

2.2.1 Einsatz von Enrofloxacin beim Schwein ... 8

2.3 Wirkungsmechanismus der Fluorchinolone ... 10

2.3.1 Angriffsziele ... 10

2.3.2 Hemmung der DNA-Gyrase und Topo IV ... 11

2.4 Resistenzmechanismen gegen Fluorchinolone ... 12

2.5 Stallstaub und -luft ... 13

2.5.1 Definition Stallstaub und Aerosol ... 14

2.5.2 Arzneimittelrückstände im Stallstaub ... 15

2.5.3 Stallstaub als Reservoir für antibiotikaresistente Bakterien ... 16

2.6 Allgemeines zur Fütterung beim Schwein ... 17

2.6.1 Trockenfütterung ... 17

2.7 Orale Anwendung von Arzneimitteln in Nutztierbeständen ... 18

2.7.1 Fütterungsarzneimittel ... 19

2.7.2 Oral anzuwendende Fertigarzneimittel ... 19

2.7.3 Orale Bioverfügbarkeit und Bioäquivalenz ... 20

2.8 Probleme und Risiken bei der oralen Fütterungsbehandlung ... 22

2.8.1 Einflussfaktoren auf die Resorptionsrate ... 22

2.8.2 Geschmacksbeeinträchtigung... 24

2.8.3 Einfluss der Fütterungstechnik und Futtermitteltechnologie ... 25

2.8.4 Verschleppung und Resistenzgeschehen bei der oralen Behandlung .... 27

3. Material und Methoden ... 29

3.1 Material ... 30

3.2 Methoden ... 36

3.2.1 Versuchsübersicht ... 36

3.2.2 Tierversuche ... 38

3.2.2.1 Auswahl der Versuchstiere ... 38

3.2.2.2 Mikrobiologische Untersuchungen zur Vorauswahl der Tiere ... 38

3.2.3 Tierhaltung ... 39

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Inhaltsverzeichnis

3.2.3.1 Vorbereitung des Versuchsstalls ... 41

3.2.4 Orale Medikation über mehlförmiges Futter ... 41

3.2.5 Orale Medikation über pelletförmiges Futter ... 42

3.2.6 Orale Medikation über granulatförmiges Futter ... 43

3.2.7 Kotproben ... 43

3.2.8 Luftgetragene E. coli ... 47

3.2.9 Filterstaubproben ... 47

3.2.10 Sedimentationsstaubproben ... 48

3.2.11 Plasmaproben... 48

3.2.12 Urinproben ... 49

3.2.13 HPLC-Analytik ... 50

3.2.13.1 Aufbereitung der Proben für die Analytik mittels HPLC ... 51

3.2.13.2 Plasma, Filterstaub und Sedimentationsstaub ... 52

3.2.13.3 Urin ... 53

3.2.14 Statistische Auswertung ... 54

4. Ergebnisse ... 55

4.1 Enro- und Ciprofloxacingehalt im Plasma ... 55

4.1.1 Mehlfütterung ... 56

4.1.2 Pelletfütterung... 57

4.1.3 Granulatfütterung ... 58

4.1.4 Vergleich Mehl vs. Pellet vs. Granulat ... 59

4.2 Enro- und Ciprofloxacingehalt im Urin ... 61

4.2.1.1 Unbehandelte Gruppe ... 62

4.2.1.2 Behandelte Gruppe ... 63

(9)

Inhaltsverzeichnis

4.3.1.1 Mehlfütterung ... 69

4.3.1.2 Pelletfütterung ... 70

4.3.1.3 Granulatfütterung ... 71

4.3.1.4 Vergleich Mehl vs. Pellet vs. Granulat ... 72

4.3.2 Enro- und Ciprofloxacingehalt im Aerosol ... 73

4.3.2.1 Mehlfütterung ... 73

4.3.2.2 Pelletfütterung ... 74

4.3.2.3 Granulatfütterung ... 75

4.3.2.4 Vergleich Mehl vs. Pellet vs. Granulat ... 76

4.4 Untersuchung der Resistenzentwicklung von E. coli beim Schwein ... 77

4.5 Untersuchung der Resistenzentwicklung luftgetragener E. coli im Stall ... 85

4.6 Statistische Auswertung ... 89

5. Diskussion ... 90

5.1 Versuchsmodell ... 91

5.1.1 Auswahl der Testsubstanz Enrofloxacin ... 91

5.1.2 Auswahl des Indikatorkeims E. coli ... 91

5.1.3 Auswahl der Versuchstiere ... 92

5.1.4 Tierhaltung ... 93

5.2 Methodik ... 94

5.2.1 Untersuchung der Kotproben ... 94

(10)

Inhaltsverzeichnis

5.2.2 Analytik der Proben mittels HPLC ... 95

5.3 Untersuchung des Enro- und Ciprofloxacingehalts im Plasma ... 95

5.3.1 Zu erwartender Behandlungserfolg anhand der Plasmaergebnisse ... 97

5.3.2 Einflussfaktoren auf die Bioverfügbarkeit von Enrofloxacin ... 98

5.3.3 Einfluss der Futtermitteltechnologie ... 98

5.3.4 Einflussfaktoren auf die Resorptionsrate ... 100

5.4 Untersuchungen des Enro- und Ciprofloxacingehalts im Urin ... 102

5.5 Wirkstoffverschleppungen in die Stallumgebung ... 103

5.6 Untersuchung der Resistenzentwicklung kommensaler E. coli ... 107

5.6.1 Einfluss der Mehlfütterung auf die Resistenzentwicklung ... 109

5.6.2 Einfluss der Pelletfütterung auf die Resistenzentwicklung ... 110

5.6.3 Einfluss der Granulatfütterung auf die Resistenzentwicklung ... 114

5.7 Versuchsübergreifende Diskussion ... 116

5.8 Schlussfolgerung und Ausblick ... 118

6. Zusammenfassung ... 120

7. Summary ... 122

8. Anhang ... 124

9. Literaturverzeichnis ... 130

10. Danksagung ... 152

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Abkürzungsverzeichnis

Abkürzungsverzeichnis

< kleiner als

> größer als

°C Grad Celsius

eingetragenes Warenzeichen

§ Paragraph

% Prozent

µg Mikrogramm

µl Mikroliter

µm Mikrometer

Abb. Abbildung

AMG Arzneimittelgesetz

AUC Area under the curve, Fläche unter der Kurve

beh. behandelt

BMEL Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft bspw. beispielsweise

BTK Bundestierärztekammer

BVL Bundesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit

bzw. beziehungsweise

CLSI Clinical and Laboratory Standards Institute cmax maximale Plasmakonzentration

cm Zentimeter

cm² Quadratzentimeter cm³ Kubikzentimeter

d Tag

DCM Dichlormethan

DIN Deutsche Industrie Norm DNA Desoxyribonukleinsäure E. coli Escherichia coli

ECOFF epidemiologischer Cut-off

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EDTA Ethylendiamintetraessigsäure EFSA European Food Safety Association et al. et alii, et aliae

EU Europäische Union

EUCAST European Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing

g Gramm

G Vielfaches der mittleren Erdbeschleunigung

h Stunde

HPLC Hochleistungsflüssigkeitschromatografie i.m. intramuskulär

inkl. inklusive

int. Standard interner Standard

Kap. Kapitel

KBE Koloniebildende Einheit kBp klinischer Breakpoint

KCL Kaliumchlorid

kg Kilogramm

KG Körpergewicht

KH2PO4 Kaliumdihydrogenphosphat

Hrsg. Herausgeber

l Liter

LB-Bouillon Luria-Bertani-Bouillon

LKW Lastkraftwagen

LOQ Limit of Quantification, Quantifizierungsgrenze

Lsg. Lösung

m Meter

mm Millimeter

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MHK90 MHK für 90 % der getesteten Stämme wirksam

min Minute

ml Milliliter

MMA Mastitis-Metritis-Agalaktie

MPC Mutant Prevention Concentration MSW Mutant Selection Window

Na2HPO4 x 2 H2O Dinatriumhydrogenphosphat NaCl Natriumchlorid

NaOH Natronlauge

ng Nanogramm

Nr. Nummer

OmpF/C major outer membrane protein F/C PAE postantibiotischer Effekt

pH pH-Wert

PP Polypropylen

s. siehe

spp. species pluralis

t Tonnen

T Tag

Tab. Tabelle

tmax Zeit nach intravenöser Applikation bis zum Erreichen der maximalen Plasmakonzentration

Topo IV Topoisomerase IV

u. und

u.a. unter anderem

unb. unbehandelt

V Verdünnung

v.a. vor allem

vs. versus

WHO Weltgesundheitsorganisation z.B. zum Beispiel

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Einleitung

1. Einleitung

Antibiotika spielen eine wichtige Rolle bei der Behandlung bakterieller Infektionen von Mensch und Tier (UNGEMACH et al. 2006). Die erfolgreiche Therapie dieser Er- krankungen wird allerdings zunehmend schwieriger. Dies wird im Wesentlichen durch zwei Faktoren bedingt. Zum einen kommen weltweit immer mehr antibiotikaresistente Bakterien vor, zum anderen stagniert die Entwicklung neuer antimikrobiell wirksamer Substanzen seit den 1970er Jahren (DEUTSCHE AKADEMIE DER NA- TURFORSCHER LEOPOLDINA 2013). In der Tiermedizin verwendete Antibiotika entsprechen grundsätzlich denen der Humanmedizin oder sie sind diesen sehr ähn- lich (UNGEMACH et al. 2006). So werden einige veterinärmedizinisch genutzte Anti- biotikaklassen aufgrund der zunehmenden Resistenzproblematik zu den „highest priority critically important antimicrobials for human medicine“ gezählt (WHO 2011).

Der Großteil der veterinärmedizinisch angewendeten Antibiotika wird bei lebensmittelliefernden Tieren eingesetzt (UNGEMACH et al. 2006).

Beim Schwein werden Antibiotikabehandlungen großer Tierzahlen aus Praktikabili- tätsgründen überwiegend oral über das Futter oder Wasser durchgeführt (KIETZ- MANN u. BÄUMER 2009; MERLE et al. 2012). Dabei muss gewährleistet werden, dass die Tiere eine adäquate Wirkstoffmenge erhalten (KIETZMANN u. BÄUMER 2009). Die Antibiotikaverabreichung über das Wasser oder Futter birgt jedoch einige Risiken. Die Entwicklung bakterieller Resistenzen, Wirkstoffverschleppungen in die Umgebung sowie eine möglicherweise unzureichende Wirkstoffaufnahme sind nur einige Probleme, die bei der oralen Behandlung entstehen können (KAMPHUES 1996; BUROW et al. 2014). Dass selbst die Aufnahme subinhibitorischer Antibiotika- konzentrationen zu einer Resistenzentwicklung führen kann, wurde bereits gezeigt (SCHERZ et al. 2014).

Ziel der vorliegenden Arbeit war daher zu untersuchen, ob das Problem der Umwelt- belastung durch verschiedene antibiotikahaltige Futtermittelformulierungen sowie die Resistenzentwicklung kommensaler Escherichia coli (E. coli) am Modelltier Schwein beeinflusst werden kann.

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Literaturübersicht

2. Literaturübersicht

2.1 Allgemeines zum Antibiotikaeinsatz in der Tiermedizin

In Deutschland ist es Tierärzten durch das Dispensierrecht erlaubt, Arzneimittel zu erwerben und sie für die Behandlung von Tieren abzugeben.

Seit 2011 muss die pharmazeutische Industrie die jährlichen Abgabemengen von Arzneimitteln an Tierärzte an ein zentrales Register melden. Dies betrifft insbesondere Antibiotika. Die DIMDI-Arzneimittelverordnung von 2010 stellt die Grundlage hierfür dar, während die Datenauswertung durch das Bundesamt für Verbraucher- schutz und Lebensmittelsicherheit (BVL) in Berlin durchgeführt wird. Im Jahre 2015 wurden insgesamt 805 t Antibiotika von pharmazeutischen Unternehmen an Tier- ärzte abgegeben. Im Vergleich zum Jahr der ersten Erhebung (2011) mit einer Ab- gabemenge von 1706 t entspricht das einer Reduktion von minus 53 % (BVL 2015).

2015 am meisten abgegeben wurden Penicilline (299 t) und Tetracycline (221 t) – wie auch in den Jahren zuvor –, gefolgt von den Polypeptidantibiotika (82 t). Die Abgabemenge der Fluorchinolone betrug 2011 8,2 t. Bis zum Jahre 2014 erhöhte sich diese stetig auf 12,3 t. Im Jahre 2015 war ein Rückgang der Abgabemenge von Fluorchinolonen auf 10,6 t zu verzeichnen. Im Vergleich zum Vorjahr bedeutet dies eine Verminderung von 1,8 t. Die Zunahme innerhalb der fünf Jahre seit Datenerfas- sung lag allerdings bei 2,4 t.

Die Arbeitsgruppe GERMAP dokumentiert seit 2008 den Antibiotikaverbrauch und die Verbreitung von Antibiotikaresistenzen in der Human- und Tiermedizin in Deutschland. Allerdings wird weder die Spezies, die Indikation noch die Applika- tionsart, Dosierung oder Behandlungsdauer des eingesetzten Antibiotikums festge- halten. Deshalb stufen MERLE et al. (2012) den Wert von der GERMAP bezüglich der Lebensmittelqualität und -sicherheit als begrenzt ein.

Durch die 16. Novelle des Arzneimittelgesetzes (AMG) wird eine gezielte, ganzheit-

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Literaturübersicht

ein staatliches Antibiotikamonitoring-Programm eingeführt. Das Monitoringprogramm verpflichtet Tierhalter von Schwein, Rind und Geflügel ab einer bestimmten Be- standsgröße, „ihre individuellen Kennzahlen zur Therapiehäufigkeit mit Antibiotika mit bundesweiten Therapiehäufigkeitszahlen“ zu vergleichen (BMEL 2013; BVL 2017).

Mehr als die Hälfte aller eingesetzten Antibiotika steht mit der Produktion lebensmit- telliefernder Tiere in Verbindung. Weltweit werden sie nicht nur für therapeutische Zwecke bei landwirtschaftlichen Nutztieren eingesetzt, sondern auch zur Pro- und Metaphylaxe sowie außerhalb der Europäischen Union (EU) in bestimmten Regionen noch zur Wachstumsförderung (AARESTRUP 1999; WITTE et al. 1999; SCHWARZ et al. 2001; LOOFT et al. 2012). In der EU ist die Verwendung antimikrobieller Sub- stanzen zur Wachstumsförderung bereits seit 2006 aufgrund der zunehmenden Re- sistenzproblematik verboten (AVGUŠTIN 2012).

Die Anwendung von Antibiotika bei Nutztieren ist eng mit der Entwicklung bakterieller Resistenzen verknüpft. Das betrifft nicht nur pathogene Keime wie Salmonella oder Campylobacter spp., sondern auch die Kommensalen wie z.B. E. coli oder Ente- rococci, die natürliche Darmbewohner von Mensch und Tier sind. Bei diesen handelt es sich um sogenannte Zoonoseerreger, also Erreger, die vom Tier auf den Men- schen übergehen können, wobei aber auch der umgekehrte Weg möglich ist. Gene- rell ist das mikrobielle Ökosystem von Mensch und Tier eng miteinander verknüpft.

So können antibiotikaresistente, möglicherweise pathogene Bakterien wechselseitig zwischen Tier und Mensch übertragen werden. Gerade Bakterien mit zoonotischem Potential sind einer der Hauptgründe für den Anstieg fehlgeschlagener Behand- lungen in den vergangenen Jahren (WITTE 1998; AARESTRUP 1999; KÄSBOHRER u. HECKENBACH 2006; KÄSBOHRER et al. 2012; SCHWARZ et al. 2016).

Der Großteil veterinärmedizinisch eingesetzter Antibiotika fließt in die Schweine- und Geflügelproduktion (CROMWELL 2002). An dieser Stelle soll jedoch aufgrund der Thematik der Arbeit nur auf die Anwendung im Schweinesektor eingegangen werden. In Deutschland wurden laut letzter Erhebung am 3. November 2016 rund 27,3 Millionen Schweine gehalten, wobei sich der Großteil der Tiere auf etwa 24.400 Betriebe verteilte (DESTATIS 2016). MERLE et al. (2012) kontrollierten in einer Stu- die den Antibiotikaverbrauch in Nutztierbeständen bei verschiedenen Tierarten in Niedersachen auf Grundlage der angenommen definierten Tagesdosis pro Tier (De-

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Literaturübersicht

fined Daily Dose Animal, DDDA). Diese wird als Richtwert für die Verordnung einer Arzneimittelmenge pro Tier und Tag verwendet und kann entsprechend berechnet werden. Tetracycline machten den Großteil angewendeter Antibiotika beim Schwein aus, gefolgt von der Gruppe der ß-Lactame. Im Vergleich dazu wurden deutlich weniger Fluorchinolone eingesetzt. Es ist jedoch zu beachten, dass bspw. Tetracycline in weitaus höheren Dosierungen an Schweine verabreicht werden als Fluorchinolone.

Aufgrund dieser Tatsache kann es bei der Betrachtung der verabreichten Fluorchino- lonmenge zu einer versehentlichen „Verharmlosung“ der Lage kommen (MERLE et al. 2012). Die eingesetzte Wirkstoffmenge gibt keinen Aufschluss darüber, welche Tierart bzw. wie viele Tiere behandelt werden. Auch fehlen u.a. Informationen zur Art der Applikation oder der Indikation. Die Anwendung der DDDA wäre ein möglicher Ansatz, diese unabsichtliche „Verharmlosung“ zu vermeiden (VAN RENNINGS et al.

2013).

In den vergangenen Jahren erhielten in den USA etwa 70–80 % der Schweine zu Beginn bzw. 50–60 % der Schweine zum Ende der Mast sowie 40–50 % der Sauen Antibiotika über das Futter (CROMWELL 2002). Diese werden anschließend vor v.a.

über den Kot und Urin der Tiere ausgeschieden. Im Falle der Fluorchinolone werden bis zu 80 % des Wirkstoffes unverändert oder in Form von Stoffwechselprodukten über den Urin eliminiert (LOMAESTRO u. BAILIE 1995). Die biliäre Elimination macht einen geringeren Anteil aus. Bei Cipro- und Ofloxacin beträgt sie bspw. weniger als 1 % (BERGAN et al. 1988). Die ausgeschiedenen Antibiotika gelangen zusammen mit den Fäkalien u.a. in die Gülle (WIDYASARI-MEHTA et al. 2016). Zeitgleich treten auch antibiotikaresistente Keime in der Gülle auf. HÖLZEL et al. (2010) wiesen verschiedene resistente Bakterien in der Schweinegülle nach. 52,2 % der untersuchten E.-coli-Isolate aus der Gülle waren multiresistent, 13,4 % davon sogar gegen mehr als drei Antibiotikaklassen (HÖLZEL et al. 2010). Als multiresistent werden Bakterien bezeichnet, die Resistenzen gegen drei oder mehr Antibiotikaklassen aufweisen (MAGIORAKOS et al. 2011). Neben Ampicillin-, Colistin- und Cefoxitin-

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Literaturübersicht

Auch Plasmide, über die Antibiotikaresistenzen übertragen werden können, wurden in der Schweinegülle detektiert (BINH et al. 2008). Gülle wird wiederum in der Landwirtschaft als Düngemittel verwendet und direkt auf die Felder ausgebracht, wodurch die ausgeschiedenen Tierarzneimittel in die Umwelt gelangen (HAMSCHER et al. 2002). Die höchsten Antibiotikakonzentrationen werden in der Gülle (mg/kg) und in der Erde (µg/kg) gemessen. In Abhängigkeit von den physikalischen Eigen- schaften des Bodens bzw. des Wirkstoffes sind diese auch in Spuren in Oberflächen- und im Grundwasser detektierbar (< µg/l). Auch im Staub wurden Antibiotikarück- stände nachgewiesen, auf die an späterer Stelle noch im Speziellen eingegangen wird (HAMSCHER et al. 2003). In Abb. 1 ist der Zusammenhang zwischen resisten- ten Bakterien und Resistenzgenen bei Mensch und Tier schematisch dargestellt.

Abb. 1: Ökologischer Zusammenhang zwischen antibiotikaresistenten Bakterien und Re- sistenzgenen nach WITTE (1998); Pfeile = Übertragungswege

Das Hauptproblem des Antibiotikaeinsatzes für die Therapie bakterieller Infektionen ist, wie schon erwähnt, die Entwicklung von Resistenzen. Bisher hat jede Einführung einer Antibiotikaklasse bzw. eines Antibiotikums eine Resistenzentwicklung nach sich gezogen. Bei einigen Stoffen entwickeln sich nach deren Einführung sehr schnell Resistenzen, wohingegen es bei anderen Stoffen Jahre bis Jahrzehnte dauern kann.

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Literaturübersicht

Am Beispiel des Fluorchinolons Enrofloxacin stieg nach dessen Zulassung im Jahre 1989 die Anzahl resistenter Salmonella typhimurium in Deutschland an. Im Vereinig- ten Königreich wurde die Anwendung dieses Antibiotikums aufgrund der zunehmenden Resistenzproblematik bereits im Jahre 1993 auf bestimmte Indikationen begrenzt. Erste Tetracyclin-Resistenzen wurden in den USA neun Jahre nach deren Einführung detektiert, methicillinresistente Bakterien sogar bereits zwei Jahre nach deren Zulassung (AARESTRUP 1999; DEUTSCHE AKADEMIE DER NATUR- FORSCHER LEOPOLDINA 2013; CENTERS OF DISEASE CONTROL AND PRE- VENTION 2013).

Angesichts der weltweiten Resistenzproblematik spricht die Deutsche Akademie der Naturforscher Leopoldina Empfehlungen aus, um die Dringlichkeit der Erforschung von Antibiotikaresistenzen und der Entwicklung neuer Wirkstoffe zu verdeutlichen.

Sie fordert u.a. die „Stärkung der Grundlagenforschung“, eine „Verbesserung der strukturellen Voraussetzungen für Innovationen“, eine „Einschränkung des Einsatzes von Antibiotika in der Tiermedizin und im Pflanzenschutz“ sowie die „Stärkung der sozioökonomischen Forschung“ (DEUTSCHE AKADEMIE DER NATURFORSCHER LEOPOLDINA 2013).

2.2 Enrofloxacin

Bei dem Chemotherapeutikum Enrofloxacin handelt es sich um ein bakterizid wir- kendes Chinoloncarbonsäurederivat zur ausschließlichen Anwendung in der Veteri- närmedizin. Es wurde erstmals im Jahre 1983 auf Grundlage der Nalidixinsäure syn- thetisiert und ist das erste Fluorchinolon, das bei Tieren eingesetzt wurde (SCHEER 1987a).

Aufgrund der Resistenzproblematik kam die Weltgesundheitsorganisation (WHO) dazu, Fluorchinolone zu den „highest priority critically important antimicrobials for

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Literaturübersicht

einzusetzen, um die Entwicklung antimikrobieller Resistenzen möglichst gering zu halten (WHO 2011).

Abb. 2: Strukturformel von Enrofloxacin (links) und Ciprofloxacin (rechts)

Enrofloxacin zeichnet sich durch eine gute Verträglichkeit und ein breites Wirkungs- spektrum aus. Es wirkt sowohl gegen gramnegative als auch grampositive Bakterien sowie Mykoplasmen. Eine Wirksamkeit gegenüber Anearobiern ist dagegen nur schwach ausgeprägt (SCHEER 1987a).

Chemisch gesehen handelt es sich um 1-Cyclopropyl-7-(-4-ethyl-1-piperazinyl)-6- fluor-1,4-dihydro-4-oxo-3-chinolincarbonsäure, wie in Abb. 2 dargestellt. Makrosko- pisch stellt es sich als kristallines, schwach gelbes Pulver dar. Bei einem pH-Wert von 7,0 ist es schlecht wasserlöslich, lässt sich aber aufgrund seiner amphoteren Eigenschaften bei einem sauren oder basischen pH-Wert besser in Lösung bringen.

Dank der hohen Stabilität des Enrofloxacins sind solche Lösungen lange haltbar (ALTREUTHER 1987).

Enrofloxacin zeigt sowohl nach intramuskulärer, subkutaner als auch oraler Applika- tion eine schnelle und gute Resorption. Maximale Serumkonzentrationen bei verschiedenen Säugerspezies (u.a. Rind, Schwein, Hund und Katze) werden nach einer Applikation von 2,5 mg/kg KG Enrofloxacin innerhalb von 0,5 bis 2 Stunden erreicht und liegen im Mittel bei 1,0 µg Enrofloxacin/ml Serum. Die Enrofloxacinkonzentration im Serum unterscheidet sich bei den verschiedenen Applikationsformen nur gering.

Außerdem weist Enrofloxacin ein hohes Verteilungsvolumen auf, wobei in Leber und Niere die höchsten Konzentrationen erreicht werden. Die Elimination verläuft haupt-

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Literaturübersicht

sächlich renal, was in einer Anreicherung im Urin resultiert. Zum Teil werden Fluor- chinolone auch biliär über die Galle ausgeschieden (SCHEER 1987b).

Enrofloxacin wird in der Leber über eine N-Dealkylierung u.a. in sein Hauptstoff- wechselprodukt Ciprofloxacin umgewandelt (s. Abb. 2). Ciprofloxacin gehört, wie das Enrofloxacin, zu den Chinoloncarbonsäurederivaten und zeigt das gleiche Wirkungs- spektrum. Es wird in der Humanmedizin u.a. bei Infektionen der Harnwege eingesetzt (ELIOPOULOS et al. 1984; WINGENDER et al. 1984; TYCZKOWSKA et al.

1989; FLAMMER et al. 1991).

Fluorchinolone wirken konzentrationsabhängig und verfügen über einen sogenann- ten postantibiotischen Effekt (PAE). Dies bedeutet, dass auch nach dem Absinken des notwendigen Wirkstoffspiegels im Blut unter die minimale Hemmstoffkonzentra- tion (MHK) hinaus das Wachstum grampositiver und gramnegativer Bakterien noch unterdrückt werden kann, obwohl eine weitere Applikation des Antibiotikums aus- bleibt (BUNDTZEN et al. 1981; INGERMAN et al. 1986; CRAIG 1993, 1995). Der MHK-Wert ist definiert als die niedrigste Antibiotikakonzentration, bei der ein mikro- bielles Wachstum nach Übernacht-Inkubation gerade noch verhindert wird (AN- DREWS 2001).

2.2.1 Einsatz von Enrofloxacin beim Schwein

Enrofloxacin wird beim Schwein zur Behandlung bakterieller Infektionen des Verdau- ungs- und Respirationstraktes eingesetzt. Aktuell zugelassen ist es bspw. zur Thera- pie der Colidiarrhoe der Absatzferkel und Mastschweine oder zur Bekämpfung von Bronchopneumonien. Es darf auch zur Behandlung des Mastitis-Metritits-Agalaktie- Syndroms (MMA-Syndrom) der Sauen angewendet werden (VETIDATA 2017). Eine Besonderheit beim Schwein ist die im Vergleich zu anderen Säugern hohe Verfüg- barkeit in der Nasenschleimhaut, der Lunge und in lymphatischen Organen

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Literaturübersicht

(SCHEER 1987b). E.-coli-Isolate mit MHK-Werten unterhalb des epidemiologischen Cut-offs (ECOFF) von 0,125 µg/ml Enrofloxacin werden als sensibel eingestuft und zur Wildtyppopulation gezählt. Isolate mit einer MHK oberhalb des ECOFF werden laut EUCAST als resistent bezeichnet und gehören nicht mehr zur Wildtyppopulation (EUCAST 2017b, c). Der ECOFF von 0,125 µg/ml für E. coli gegen Enrofloxacin wird für diese Studie übernommen. Im Allgemeinen wird der ECOFF auf die Verteilung der MHK-Werte einer sensiblen Wildtyppopulation bezogen, denen eine erworbene Resistenz gegen das betreffende Antibiotikum fehlt. Der ECOFF wird für jede Spe- zies und Substanz festgelegt. Dieser wird wesentlich durch die höchsten erreichten MHK-Werte einer Wildtyppopulation bedingt, denen erworbene phänotypische Resis- tenzmechanismen gegen das untersuchte Antibiotikum fehlen. Epidemiologische Cut-offs können herangezogen werden, um Antibiotikaresistenzen detektieren zu können und dienen gleichzeitig der Überwachung einer Resistenzentwicklung (EUCAST 2016).

Zusätzlich kann eine weitere Einteilung entsprechend des klinischen Breakpoints (kBp) getroffen werden. Dieser wird genutzt, um die Therapie einer bakteriellen Infek- tion anleiten zu können. Der kBp wird anhand pharmakokinetischer und pharmako- dynamischer Studien sowie der MHK-Wertverteilung der untersuchten Bakterien- population eingestuft. Anhand der Daten kann dann eine Kategorisierung der Mikro- organismen in sensibel, intermediär oder resistent erfolgen (EUCAST 2017a). Der kBp liegt für E. coli gegen Enrofloxacin laut einer Studie von BAPTISTA u. DUARTE CORREIA (2009) bei 4 µg/ml Enrofloxacin und wird für die vorliegende Arbeit verwendet. Alle Isolate mit einem MHK-Wert oberhalb des kBp gelten als klinisch resistent (EUCAST 2017a).

AWAD-MASALMEH (1987) untersuchte die In-vitro- und In-vivo-Wirkung von Enro- floxacin gegen E.-coli-Infektionen von Saug- und Absatzferkeln. Er zeigte, dass Enro- floxacin nach einer Infektion mit enteropathogenen E.-coli-Stämmen eine ausrei- chend antimikrobielle Wirkung aufwies und durch die Behandlung sowohl absolute Ferkelverluste als auch gravierende Gewichtsabnahmen verhindert werden konnten.

Aufgrund seiner Studie hat sich bei einer intramuskulären Applikation eine Behand- lung mit einer Dosierung von 2,5 mg Enrofloxacin/kg KG an drei aufeinanderfolgen- den Tagen bewährt.

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Literaturübersicht

Insgesamt wird eine Richtdosis von 2,5 mg/kg KG einmal täglich parenteral oder oral für die verschiedenen Anwendungsgebiete empfohlen. Die Dauer der Behandlung variiert zwischen ein bis fünf Tagen und richtet sich nach der jeweiligen Indikation (BAUDITZ 1987). Aktuell stehen in Deutschland beim Schwein keine Präparate zur oralen Behandlung über das Futter oder das Tränkwasser zur Verfügung. Für Ferkel ist allerdings ein Enrofloxacinpräparat (Baytril 0,5 % Lösung) zur direkten oralen Anwendung zugelassen (VETIDATA 2017).

2.3 Wirkungsmechanismus der Fluorchinolone 2.3.1 Angriffsziele

Fluorchinolone beeinflussen die Replikation, Transkription und Rekombination von Bakterien durch die Hemmung der Typ-II-Topoisomerasen DNA-Gyrase und Topo- isomerase IV (Topo IV) (GELLERT 1981).

Die bakterielle DNA-Gyrase besteht aus zwei GyrA- und zwei GyrB-Untereinheiten, jeweils kodiert durch das gyrA- und gyrB-Gen. Sie ist das einzige Enzym, das unter ATP-Verbrauch eine negative Überspiralisierung (Gyration) bakterieller DNA kataly- sieren kann, wobei Superhelices entstehen. Sie verhindert somit eine Überdrillung des DNA-Doppelstrangs vor der Replikationsgabel und beugt so einem Replikations- stopp vor. Bei ATP-Abwesenheit entspannt sich die überspiralisierte DNA langsam wieder (GELLERT 1981). Diese negativen Überspiralisierungen ermöglichen die Bin- dung von Startproteinen und sorgen für die Einleitung der DNA-Replikation (HOOPER 1999).

Die Topo IV besteht ebenfalls aus zwei Untereinheiten, die homolog zur GyrA- und GyrB-Unterheiteinheit der DNA-Gyrase gesehen werden können. Sie setzt sich aus der ParC-Untereinheit, die homolog zu GyrA ist und durch parC kodiert wird, und der ParE-Untereinheit zusammen, kodiert durch das parE-Gen, welche homolog zu GyrB

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Literaturübersicht

Da es sich bei der bakteriellen DNA-Gyrase und der Topo IV um intrazelluläre Enzy- me handelt, ist die Aufnahme von Fluorchinolonen in die Bakterienzelle für deren Wirkung unerlässlich (CHAPMAN u. GEORGOPAPADAKOU 1988). Im Falle von E. coli geschieht dies zum einen über major outer membrane protein F bzw. C (OmpF/C), sogenannte Porine, sowie über andere, nicht Porin-assoziierte Wege (CHAPMAN u. GEORGOPAPADAKOU 1988). Fluorchinolone akkumulieren sehr schnell intrabakteriell und erreichen binnen kürzester Zeit ein steady-state (PIDDOCK 1994).

2.3.2 Hemmung der DNA-Gyrase und Topo IV

Das Hauptziel der Fluorchinolone ist bei E. coli und vielen anderen gramnegativen Bakterien meist die DNA-Gyrase, wohingegen die Topo IV das bevorzugte Ziel bei grampositiven Bakterien darstellt (DRLICA u. ZHAO 1997; MAXWELL 1997). Das Antibiotikum lagert sich reversibel an die DNA des jeweiligen Enzym-DNA-Kom- plexes an und verursacht eine Konformationsänderung der enzymgebundenen DNA und des Enzyms (DNA-Gyrase bzw. Topo IV) selbst (MARIANS u. HIASA 1997;

KAMPRANIS u. MAXWELL 1998). Dieser Chinolon-Enzym-DNA-Komplex wird auch als ternärer Komplex bezeichnet und verhindert das Wiederverschließen des DNA- Stranges und resultiert in permanenten DNA-Doppelstrangbrüchen. Zusätzlich führt dieser Vorgang kurzfristig zu einem stabilen kovalenten Enzym-DNA-Komplex und blockiert das Fortschreiten der Replikationsgabel (WENTZELL u. MAXWELL 2000).

Dadurch wird die Synthese bakterieller DNA verhindert.

Durch die entstandenen DNA-Doppelstrangbrüche wird bei E. coli ein Reparatur- system induziert, das sogenannte SOS-DNA-Regulon, um die DNA zu reparieren.

Sind die Reparaturprozesse unvollständig, können Fluorchinolone ihre bakterizide Wirkung entfalten (DRLICA et al. 2008).

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Literaturübersicht

2.4 Resistenzmechanismen gegen Fluorchinolone

Ein Bakterium wird als klinisch resistent gegen einen antimikrobiellen Wirkstoff bezeichnet, wenn es nach empfohlener Dosierung nicht die ausreichende Konzentra- tion am Ort der Infektion erreicht, die fähig ist, effektiv das Wachstum von Bakterien zu hemmen oder sie abzutöten (CLSI 2011).

Fluorchinolonresistenzen von Bakterien können begründet sein durch (HOOPER u.

JACOBY 2016):

Mutation der Zielenzyme

Reduzierte Aufnahme der Fluorchinolone in das Bakterium Plasmidvermittelte Chinolonresistenz

Die beiden Zielenzyme der Fluorchinolone, DNA-Gyrase und Topo IV, wurden bereits unter 2.3.1 beschrieben. Die häufigste Zielenzymmutation im Falle von E. coli wird durch eine Punktmutation der DNA-Gyrase in der GyrA-Untereinheit bedingt.

Durch die damit verbundenen Konformationsänderungen des Enzyms kommt es zu einer reduzierten Bindungsfähigkeit der Chinolone an den Enzym-DNA-Komplex und somit zur Resistenz (YOSHIDA et al. 1990). Je nachdem, wie viele Mutationen statt- gefunden haben, werden Low- und High-level-Resistenzen voneinander unterschie- den. Die sogenannte Low-level-Resistenz steht oft in Verbindung mit einer Einzel- mutation im gyrA-Gen durch den Austausch von Serin an Position 83 gegen Leucin.

High-level-resistente Isolate werden häufig durch eine Doppelmutation in gyrA her- vorgerufen, oft in Kombination mit einer zusätzlichen Mutation im parC-Gen (BAGEL et al. 1999). CHANG et al. (2015) untersuchten die MHK-Werte enrofloxacinresis- tenter E.-coli-Isolate aus Hunden mit Harnwegsinfektionen. Sie stuften E. coli mit einer MHK von < 0,125 - 1 µg/ml Enrofloxacin als Low-Level- und mit einem MHK- Wert > 32 µg/ml Enrofloxacin als High-level-resistent ein. Aufgrund fehlender Daten beim Schwein wird in dieser Arbeit von Low-level-Resistenz gesprochen, wenn die

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Literaturübersicht

Auch die reduzierte Aufnahme der Fluorchinolone in das Bakterium kann zu einer Resistenz führen. Da sich die beiden Zielenzyme der Fluorchinolone intrazellulär befinden, müssen diese zunächst in das Zellinnere der Bakterien gelangen. Bei E. coli gelingt dies bspw. über die Transmembranproteine OmpF und OmpC. Liegen diese in verminderter Form vor, kann es zur Resistenz des Bakteriums gegen das Antibiotikum kommen. Zeitgleich dazu findet oft eine erhöhte Expression von Efflux- transportern statt, die das in die Zelle gelangte Antibiotikum wieder nach außen be- fördern (HOOPER u. JACOBY 2016).

Die plasmidvermittelte Chinolonresistenz galt lange als sehr unwahrscheinlich, da es sich bei Chinolonen um synthetisch hergestellte Stoffe handelt und eine Resistenz- entwicklung nur durch chromosomale Mutationen vermutet wurde (COURVALIN 1990).

In einer Studie von MARTINEZ-MARTINEZ et al. (1998) konnte jedoch gezeigt werden, dass eine plasmidvermittelte Chinolonresistenz durch das qnrA-Gen existiert.

Qnr-Proteine schützen die bakterielle DNA-Gyrase vor einer Inhibition durch Chino- lone und chinolonähnlichen Strukturen. Die Interaktion von qnrA und Gyrase beeinflusst die Bindungseigenschaft der bakteriellen DNA-Gyrase an die DNA, an die Chi- nolone binden müssen, um ihre Wirkung entfalten zu können (TRAN et al. 2005).

2.5 Stallstaub und -luft

Die Zusammensetzung der Luft moderner Tierhaltungsanlagen findet immer mehr Beachtung, da sie eine potentielle Quelle für Stoffe sein kann, die schädlich für die Gesundheit von Mensch und Tier sein können. Sie setzt sich u.a. aus Gasen, Gerü- chen, Staubpartikeln und Mikroorganismen zusammen, die über das Lüftungssystem in die Umwelt gelangen können (SEEDORF 2001).

Schon lange wird die Arbeit in Schweinemassentierhaltungsställen als ein erhebli- ches Gesundheitsrisiko für den Respirationstrakt angesehen. Das betrifft nicht nur die Landwirte selbst, sondern auch Berufsgruppen, die temporär auf dem Betrieb arbeiten, wie Tierärzte oder LKW-Fahrer. Seit langem ist bekannt, dass sowohl Gase als auch Partikel in der Luft zu einer überschießenden Abwehrreaktion in den Atem-

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Literaturübersicht

wegen bei längerer Exposition in der belasteten Umwelt führen können (DONHAM et al. 1984; DONHAM 1986).

2.5.1 Definition Stallstaub und Aerosol

Bei Staub handelt es sich um luftgetragene Partikel, die sowohl anorganischen als auch organischen Ursprungs sein können. Staub kann unterschiedlichste Partikel- größen aufweisen und sowohl luftgetragen als auch sedimentiert sein (DE BOER u.

MORRISON 1988). Er wird zu den Aerosolen gezählt. Aerosole sind feste oder flüs- sige Teilchen, die aufgrund ihrer geringen Größe zwischen 10^-4 bis etwa 10²µm für längere Zeit in der Luft schweben können (STRAUBEL 1981). Anorganisches Staub- material stammt generell von einer mineralischen Quelle, wie bspw. Erde oder Stei- ne. Organischer Staub setzt sich v.a. aus Pflanzen- oder Tiermaterialen zusammen.

Er zeigt eine höhere biologische Aktivität als anorganischer Staub, was bei Inhalation mit erheblichen Gesundheitsproblemen einhergehen kann. Komponenten anorganischen Staubes haben in der Regel mildere Effekte auf den Respirationstrakt.

Staub landwirtschaftlicher Betriebe entstammt bis zu 85 % aus organischen Stoffen.

Tierhaare und -schuppen, Federn, Kot, Urin, Futter und Einstreu, aber auch Bakte- rien mit Gehalten über 50 Millionen KBE/g Staub, Endotoxine, Pilzsporen und My- kotoxine können Bestandteile organischen Staubes sein (DONHAM 1986; HAR- TUNG 1986, 1997). Die durchschnittliche Staubkonzentration in Tierhaltungsgroß- betrieben beträgt 0,5 bis 20 mg/m³ Luft. Bei der Fütterung, beim Misten oder bei der Stallreinigung werden manchmal Werte über 50 mg Staub/m³ Luft gemessen, mit bis zu 15.000 Staubteilchen (< 5 µm) pro cm³ Luft. Diese Staubpartikel werden zum einen über Ventilationssysteme eliminiert, können aber auch durch Mensch und Tier eingeatmet werden oder sich auf ihnen absetzen. Das stellt eine außerordentliche Belastung für den Respirationstrakt dar und kann zu Allergien, toxischen Reaktionen

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Literaturübersicht

2.5.2 Arzneimittelrückstände im Stallstaub

Staubpartikel können Träger von Arzneimittelrückständen sein (HARTUNG u. SA- LEH 2007). HAMSCHER et al. (2003) untersuchten in einer retrospektiven Studie über zwei Jahrzehnte Stallstaubproben auf das Vorhandensein verschiedener Anti- biotika, die immer aus denselben Schweinemastbetrieben stammten. Sie konnten bis zu fünf verschiedene Antibiotika mit Konzentrationen von 0,2 bis 12,5 mg/kg Staub nachweisen. Auch Chloramphenicol wurde noch in Staubproben ermittelt, obwohl es seit 1994 für die Anwendung bei landwirtschaftlichen Nutztieren durch die EU verboten ist. HAMSCHER et al. (2003) vermuteten, dass der Antibiotikagehalt im Staub v.a. durch eine orale Behandlung der Tiere über das Futter zustande gekommen ist.

In Schweinemastbetrieben werden Antibiotika heutzutage oft in das Futter eingemischt. Durch den Umgang mit dem Futter kann es zur Staubentwicklung und so zur Antibiotikaverschleppung in die Umgebung kommen. Ein mögliches Problem ist dabei die Entwicklung bakterieller Resistenzen bei Mensch und Tier, die durch die Inha- lation von antibiotikahaltigem Stallstaub entstehen können. Die Antibiotikagehalte im Staub sind so gering, dass sie keinen bakteriziden oder bakteriostatischen Effekt ausüben können. Jedoch stellt sich die Frage, ob eine permanente subtherapeutische Exposition gegenüber antimikrobiellen Substanzen zu einer Resistenzentwick- lung führen kann (HAMSCHER et al. 2003).

ELLIOTT et al. (1994) und KIETZMANN et al. (1995) konnten Antibiotikarückstände im Urin unbehandelter Schweine, die in einen trocken gereinigten Stall verbracht wurden, in dem zuvor Schweine mit einem Antibiotikum behandelt wurden, nachweisen. REUPKE (2014) und BEYER et al. (2015) konnten zeigen, dass sich nach einer oralen bzw. parenteralen Enrofloxacinbehandlung von Schweinen messbare Anti- biotikaspiegel im Sedimentationsstaub und Aerosol während und auch über die Be- handlung hinaus befanden. Sie schlussfolgerten daraus, dass die Wirkstoffrück- stände nach der parenteralen Antibiotikaapplikation nur aus den Ausscheidungen der Tiere stammen konnten. Auch STAHL et al. (2016) bestätigten Antibiotikakontamina- tionen im Stallstaub und Aerosol durch eine orale Fütterungsbehandlung mit Sulfa- diazin bei Schweinen. Zusätzlich wiesen sie im Plasma und Urin unbehandelter Tiere

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Literaturübersicht

messbare Antibiotikakonzentrationen nach, die im selben Stall in einer separaten Bucht gehalten wurden.

2.5.3 Stallstaub als Reservoir für antibiotikaresistente Bakterien

Schon lange wird Staub aus Nutztierbeständen als potentielles Reservoir für Keime, u.a. E. coli, angesehen (HARRY 1964). SCHULZ et al. (2016) konnten dies in einer retrospektiven Studie bestätigen. Sie untersuchten bis zu 20 Jahre alte, bei 4°C licht- geschützt gelagerte Sedimentationsstaubproben auf das Vorkommen resistenter E. coli. Unter anderem wiesen sie Resistenzen gegen Ciprofloxacin und Ceftriaxon nach. Stallstaub stellt ein Reservoir antibiotikaresistenter, möglicherweise pathoge- ner E. coli dar. 53 % der untersuchten Isolate waren gegen drei, 58 % sogar gegen mehr als fünf der getesteten Antibiotika resistent. Durch Emissionen oder Luftbewe- gungen von kontaminierten Oberflächen kann Stallstaub in die Umgebung gelangen (SCHULZ et al. 2016).

Auch BEYER et al. (2015) und REUPKE (2014) konnten zeigen, dass die Luft bzw.

der Staub im Schweinestall ein möglicher Träger antibiotikaresistenter E. coli sein kann. Sogar methicillinresistente Staphylokokken wurden bereits in Schweinestallluft nachgewiesen (SCHULZ u. HARTUNG 2009).

Es besteht somit kein Zweifel daran, dass Gesundheitsrisiken vom Stallstaub aus- gehen können. Bisher ist jedoch wenig über mögliche Gefahren bestimmter Sub- stanzen im Staub bekannt (NOWAK 1998; HAMSCHER et al. 2003).

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Literaturübersicht

2.6 Allgemeines zur Fütterung beim Schwein

Beim Schwein kommen verschiedene Fütterungstechniken zum Einsatz. Grundsätz- lich wird eine Trockenfütterung von einer Brei- oder Flüssigfütterung unterschieden.

Da die Brei- bzw. Flüssigfütterung nicht Bestandteil der vorliegenden Arbeit ist, wird an dieser Stelle nicht weiter darauf eingegangen.

2.6.1 Trockenfütterung

In der Schweinemast kommen bei der Trockenfütterung verschiedene Futtermittel- formulierungen zum Einsatz. Am häufigsten werden Futtermittel in Form von Schrot eingesetzt. Unter anderen wird aber auch Futter in Mehl-, Granulat- oder Pelletform verwendet. Ziele der unterschiedlichen Ver- und Bearbeitung von Futtermitteln sind eine günstige Beeinflussung der Mischbarkeit, eine homogenere Futtermischung, ein verbesserter Erhalt der Fließ- und Rieselfähigkeit sowie eine Verbesserung der Ver- daulichkeit und Akzeptanz (JEROCH 2008).

Das häufig verwendete Schrot wird durch eine mechanische Zerkleinerung von Kör- nern (z.B. Getreide) hergestellt. Der Zerkleinerungsgrad ist dabei entscheidend für die Mischfähigkeit und das Staubverhalten des Futtermittels sowie für die Verträg- lichkeit, Verdaulichkeit und Akzeptanz der Tiere. Mehl besteht im Gegensatz zu Schrot nicht aus dem vollen Korn, sondern nur aus dem Endosperm.

Aus Sicht der Tierernährung handelt es sich bei Granulat um ein wieder aufgebro- chenes Pellet, weshalb es auch als „gebröseltes Futter“ bezeichnet wird (KAMP- HUES 2014). Davon abzugrenzen sind pharmazeutische Granulate, die im Regelfall durch eine Zusammenlagerung bzw. Aggregation feiner Pulverpartikel hergestellt werden, bspw. durch eine Wirbelschicht-Sprühgranulation, wie in dieser Arbeit verwendet (LIPPOLD et al. 2006).

In der Tierernährung werden Pellets durch hydrothermische Verfahren unter Wasser- dampfzugabe konditioniert und anschließend in einer Presse mittels Flach- oder Ringmatrizen verdichtet, wodurch Temperaturen bis zu 80°C entstehen können (KAMPHUES 2014).

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Literaturübersicht

Die Bestimmung der Partikelgröße bzw. des Zerkleinerungsgrads von Schrot, Granu- lat und Pellets kann mit Hilfe der Siebfraktionierung durchgeführt werden. Bei schrot- förmigen Futtermitteln wird die sogenannte „trockene Siebanalyse“ angewendet.

Granulat- und pelletförmige Futtermittel können nur nach vorheriger Suspendierung in einer definierten Menge Wasser analysiert werden. Deshalb spricht man hier von einer „nassen Siebanalyse“. Da ein zu feiner Vermahlungsgrad negative Auswirkun- gen auf die Gesundheit von Schweinen haben kann, ist in Tab. 1 eine Einschätzung der Struktur, des Vermahlungsgrades und der Partikelgröße des Futters dargestellt (KAMPHUES 2014). Die Ver- und Bearbeitung von arzneimittelhaltigen Mischfuttern kann die orale Bioverfügbarkeit erheblich beeinflussen (KAMPHUES 1996).

Tab. 1: Einschätzung von Struktur, Partikelgröße und Vermahlungsgrad im Schweinefutter nach KAMPHUES (2014)

Partikelgröße (mm)

Art der Siebfraktionierung

trocken „nass“

Üblich fein / zu fein üblich fein / zu fein

> 1 > 15–20 < 5 > 15–20 < 5

< 0,2 < 20 > 40 < 35 > 50

2.7 Orale Anwendung von Arzneimitteln in Nutztierbeständen

In der Regel werden mehrere Tiere eines Nutztierbestandes metaphylaktisch oder therapeutisch behandelt. Heutzutage werden aus Praktikabilitätsgründen Arznei- mittelbehandlungen größerer Tierzahlen, wie es im Geflügel- und Schweinesektor der Fall ist, hauptsächlich oral über Tränkwasser oder Futter durchgeführt. Zurzeit werden über 90 % der angewendeten Antibiotika im Schweinebereich oral verab-

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Literaturübersicht

neren Tierzahlen die Individualbehandlung erkrankter Tiere mehr im Vordergrund (KAMPHUES 1996; DEL CASTILLO et al. 1998).

Die orale Behandlung von Nutztieren richtet sich in Deutschland nach arzneimittel- rechtlichen Vorschriften. Das Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft (BMEL) hat zusätzlich einen Leitfaden „Orale Anwendung von Tierarzneimitteln im Nutztierbereich über das Futter oder das Wasser“ herausgegeben. Er wendet sich sowohl an Tierärzte als auch an Tierhalter (BMEL 2014). Die Bundestierärztekammer (BTK) hat wiederum die „Leitlinien für den sorgfältigen Umgang mit antibakteriell wirksamen Tierarzneimitteln“ veröffentlicht (BTK 2015). Es handelt sich bei dem Leit- faden und den Antibiotikaleitlinien nicht um Rechtsvorschriften, sondern um Be- schreibungen zur idealen Antibiotikaanwendung beim Tier nach aktuellem Kenntnis- stand. Grundsätzlich sind zwei Formen der oralen Medikation über das Futter zu unterscheiden: Zum einen kommen sogenannte Fütterungsarzneimittel zum Einsatz, zum anderen werden direkt oral anzuwendende Fertigarzneimittel verwendet.

2.7.1 Fütterungsarzneimittel

Bei Fütterungsarzneimitteln handelt es sich laut § 4 Absatz 10 AMG um „Arzneimittel in bereits verfütterungsfertiger Form, die aus Arzneimittel-Vormischungen und Misch- futtermitteln hergestellt werden und dazu bestimmt sind, zur Anwendung bei Tieren in den Verkehr gebracht zu werden“. Sie dürfen nur von Betrieben mit einer entsprechenden Herstellungserlaubnis nach § 13 AMG hergestellt werden (AMG 2013). In den vergangenen Jahren ist der Gebrauch von Fütterungsarzneimitteln jedoch stark zurückgegangen und wurde durch oral anzuwendende Fertigarzneimittel verdrängt (KIETZMANN u. BÄUMER 2009).

2.7.2 Oral anzuwendende Fertigarzneimittel

Heute stellt die direkte orale Anwendung von Fertigarzneimitteln über Futter oder Wasser den Regelfall dar (KAMPHUES 1996; KIETZMANN u. BÄUMER 2009). Nach

§ 4 Absatz 1 AMG werden Fertigarzneimittel per definitionem im „Voraus hergestellt

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Literaturübersicht

und in einer zur Abgabe an den Verbraucher bestimmten Packung in den Verkehr gebracht“. Oral anzuwendende Fertigarzneimittel sind zur Behandlung über das Wasser oder das Futter bestimmt (AMG 2013).

Die Wirkstoffzugabe zum Futter bzw. Wasser findet direkt im Betrieb statt. Dabei kommen unterschiedliche Techniken zum Einsatz. Ein Teil der Landwirte gibt das oral anzuwendende Fertigarzneimittel manuell zum Futter, z.B. durch direkte Zulage des Wirkstoffes in den Futterwagen oder -trog. Andere verwenden Dosiergeräte oder nutzen mobile Mahl- und Mischanlagen (HOGREVE u. LÖHLE 2008). „Verwendete Dosiereinrichtungen sollten die DIN-Normen 10529-1 für pulverförmige Fertigarznei- mittel oder 10529-2 für flüssige Fertigarzneimittel erfüllen, da diese Normen ein hohes Maß an Sicherheit bei der Eindosierung in das Futter bzw. Wasser gewährleis- ten“ (BMEL 2014).

2.7.3 Orale Bioverfügbarkeit und Bioäquivalenz

Die orale Bioverfügbarkeit eines Wirkstoffes ist essentiell für den Erfolg einer oralen Behandlung. Es wird die absolute von der relativen Bioverfügbarkeit unterschieden.

Die absolute Bioverfügbarkeit kann herangezogen werden, um eine grundsätzliche Aussage zur Möglichkeit der oralen Verabreichung eines Arzneistoffes zu treffen.

Diese ist der Anteil eines Wirkstoffes, der aus einer zu testenden Formulierung im Vergleich zu einem intravenös applizierten Standard resorbiert wird. Um die Bio- verfügbarkeit messen zu können, wird die area under the curve (AUC) anhand pharmakokinetischer Berechnungen ermittelt. Die relative Bioverfügbarkeit vergleicht zwei Formulierungen bei gleicher Applikationsart miteinander. Diese ist abhängig von der Liberation des Wirkstoffes aus der oral angewendeten Formulierung. Weitergehend sind bei der Bioäquivalenz die maximale Plasmakonzentration (cmax) und der Zeit- punkt (tmax), wenn cmax erreicht wird, berücksichtigt, da die Wirksamkeit eines Stoffes

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Literaturübersicht

freigesetzt und gelöst werden, um anschließend im Magendarmtrakt resorbiert werden zu können. Der Dünndarm stellt in der Regel den Hauptresorptionsort dar (KIETZMANN u. BÄUMER 2009). Fluorchinolone werden beim Monogastrier nach oraler Gabe primär im Duodenum bzw. Jejunum resorbiert (WOLFSON u. HOOPER 1991).

Generell zeigen Fluorchinolone bei monogastrischen Spezies eine sehr gute orale Bioverfügbarkeit und ein großes Verteilungsvolumen. Laut einer Studie von ANA- DON et al. (1999) beträgt das Verteilungsvolumen von Enrofloxacin beim Schwein

> 1 l/kg. Fluorchinolone haben im Organismus kaum Barrieren und können dank ihrer amphoteren Eigenschaften Membranen durchqueren und die meisten Gewebe, Organe und Flüssigkeiten des Körpers mit Konzentrationen oberhalb des MHK- Wertes der meisten Pathogene erreichen (VANCUTSEM et al. 1990).

SCHEER (1987b) verglich die Bioverfügbarkeit von Enrofloxacin beim Schwein nach einmaliger oraler Gabe bzw. einmaliger intramuskulärer Applikation. Er stellte fest, dass nach einer intramuskulären Injektion Enrofloxacinhöchstwerte im Serum (cmax 8 µg/ml) bereits nach einer Stunde erreicht waren, nach oraler Gabe (cmax 0,6 µg/ml) erst nach zwei Stunden. WIUFF et al. (2002) erforschten die Frei- setzung von Enrofloxacin im Darmgewebe und -inhalt gesunder Schweine nach einmaliger oraler bzw. intramuskulärer Behandlung. Sie wiesen nach, dass die Resorp- tions- und Verteilungsphase nach oraler Behandlung (per Intubation) vergleichsweise länger dauerte. Außerdem wurden maximale Konzentrationen im Gewebe und Plas- ma erst später als bei der intramuskulären Applikation erreicht. Sie kamen zu dem Ergebnis, dass eine intramuskuläre Behandlung einer oralen Gabe vorzuziehen ist, da ein geringerer Selektionsdruck auf die Darmbakterien erwartet werden kann. In ihren Untersuchungen war die Zeitspanne, in der die Enrofloxacinkonzentration unter der MHK natürlich vorkommender resistenter Bakterien lag, nach einer intramuskulä- ren Anwendung geringer als nach oraler Gabe.

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Literaturübersicht

2.8 Probleme und Risiken bei der oralen Fütterungsbehandlung

Um eine adäquate orale Arzneimittelbehandlung von Tieren über das Futter gewähr- leisten zu können, muss der Stoff gut verfügbar sein und resorbiert werden können.

Insbesondere bei der Behandlung großer Tierzahlen kann eine orale Medikation problematisch sein, weil die Verfügbarkeit eines Wirkstoffes von einer Vielzahl von Faktoren abhängt. Da im Falle einer oralen Fütterungsbehandlung der Wirkstoff zeitgleich zur Nahrung durch die Tiere aufgenommen wird, kann es zu Interaktionen zwischen den Futterbestandteilen und dem Wirkstoff kommen (KIETZMANN u. BÄU- MER 2009).

2.8.1 Einflussfaktoren auf die Resorptionsrate

In Tab. 2 sind einige Einflussfaktoren des Futters auf die Bioverfügbarkeit eines Arz- neimittels aufgelistet.

Tab. 2: Einflussfaktoren auf die Bioverfügbarkeit eines Arzneimittels bei oraler Gabe über das Futter (KIETZMANN u. BÄUMER 2009)

Magen-pH-Wert-Änderungen Magenentleerungsverzögerung

Durchblutungsänderung im Gastrointestinaltrakt Viskositätserhöhung der Ingesta

Gallesekretionssteigerung

Wirkstoffadsorption an Nahrungsbestandteile Bildung von Komplexen

Verringerter First-Pass-Effekt Beeinträchtigte Biotransformation

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Literaturübersicht

Wie bereits unter 2.7.3 angesprochen, ist der Dünndarm der Hauptresorptionsort vieler Arzneimittel. Er weist im Vergleich zum Magen eine deutlich größere Resorpti- onsoberfläche und eine längere Verweilzeit der Ingesta auf. Außerdem ist er gut durchblutet. Der pH-Wert liegt, im Gegensatz zu dem des Magens mit einem sauren pH-Wert von 2,0, im neutralen bis alkalischen Bereich (KIETZMANN u. BÄU- MER 2009). Die Resorptionsoberfläche des Dünndarms kann durch die Futter- struktur beeinflusst werden. Der Einsatz eines Futtermittels mit einem eher groben Vermahlungsgrad und einer höheren Partikelgröße (wie z.B. grob vermahlenes Schrot) kann zu einer Vergrößerung der Resorptionsfläche durch eine Verlängerung der Villi bzw. Vertiefung der Krypten des Dünndarms führen (HEDEMANN et al. 2005). BETSCHER (2010) zeigte, dass der Effekt einer Villiverlängerung auch auftritt, wenn ein fein vermahlenes Futtermittel zu Pellets verarbeitet wurde.

LOMAESTRO u. BAILIE (1995) fassten einige Einflussfaktoren auf die Resorptions- rate von Fluorchinolonen zusammen. So führte z.B. die gleichzeitige Gabe von Mag- nesium oder Aluminium enthaltenden Antazida durch eine Chelatisierung zu einer verminderten oralen Bioverfügbarkeit der Fluorchinolone sowie zu einer Verringerung der MHK und des postantibiotischen Effektes. Zusätzlich konnte die Anwesenheit von Kationen durch die Bildung von Chelatkomplexen die Resorption von Fluorchino- lonen im Gastrointestinaltrakt verzögern. Sie beschrieben auch Wechselwirkungen mit Zink. Es wird Schweinen in vielen Ländern in Form von Zinkoxid in hohen Dosie- rungen zum Futter hinzugegeben, um die Durchfallproblematik von Ferkeln nach dem Absetzen zu bekämpfen, welche häufig durch pathogene E.-coli-Stämme verursacht wird (PETTIGREW 2006). Der Einsatz hoher Zinkdosen bei frisch abgesetzten Ferkeln ist zusätzlich mit einem stark gestörten intestinalen Mikrobiom verbunden (STARKE et al. 2014). Der Prozess des Absetzens, der eine erhebliche Stress- situation für die Ferkel darstellt, geht auch mit einer deutlich verminderten Futterauf- nahme während der ersten drei bis vier Tage nach dem Absetzen einher (STARKE et al. 2014). Auch andere Erkrankungen bzw. Umstände (z.B. Sauen im Puerperium) können in einer verringerten Futteraufnahme resultieren. Dies kann im Falle einer oralen Arzneimittelapplikation dazu führen, dass kein effizienter Wirkstoffspiegel im behandelten Tier erreicht wird (KAMPHUES 1996).

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Literaturübersicht

In einer Studie von NIELSEN u. GYRD-HANSEN (1997) wurde der Einfluss des Be- handlungszeitpunktes im Bezug zur Nahrungsaufnahme auf die Bioverfügbarkeit von Enrofloxacin bei Schweinen erforscht. Nüchternen und gefütterten Schweinen wurde dafür Enrofloxacin per Magensonde in derselben Dosierung appliziert. Sie zeigten, dass die Bioverfügbarkeit bei gefasteten Schweinen (101 32 %) höher war als bei gefütterten Schweinen (83 13 %). Allerdings ergab sich aufgrund der Variationen kein signifikanter Unterschied. Sie stellten aber fest, dass die mittlere Verweilzeit nach der Gabe der Zubereitung bei gefütterten Schweinen signifikant länger war als bei nüchternen Schweinen. Zusätzlich war die Enrofloxacinhöchstkonzentration im Plasma (cmax = 2,4 0,7 µg/ml) bei der nüchternen Tiergruppe höher und wurde schneller erreicht (tmax = 2,9 2,5 Stunden) als bei der gefütterten Gruppe (cmax = 1,4 0,5 µg/ml und tmax = 4,8 1,9 Stunden). Daraus schlossen die Autoren, dass die Resorptionsgeschwindigkeit von Enrofloxacin durch die Anwesenheit des Futters beeinträchtigt war. Dies begründeten sie mit einer langsameren Resorption des Wirkstoffes.

2.8.2 Geschmacksbeeinträchtigung

Bei der oralen Anwendung von Enrofloxacin über das Tränkwasser werden therapeutische Dosen wegen der schlechten Palatabilität durch das Schwein nicht akzeptiert.

Auch die Gabe über das Futter gestaltet sich aufgrund der Geschmacksbeeinträchti- gung schwierig. Die verminderte Akzeptanz des enrofloxacinhaltigen Wassers bzw.

Futters wird besonders durch den bitteren Geschmack des Antibiotikums hervorgeru- fen. Dabei ist die Bitterkeit einer enrofloxacinhaltigen Lösung proportional zur enthal- tenen Enrofloxacinkonzentration (BAUDITZ 1987; CHUN u. CHOI 2004).

CHUN u. CHOI (2004) schlugen vor, Carbopol zu nutzen, um den bitteren Ge- schmack von Enrofloxacin in wässrigen Lösungen zu maskieren, ohne dabei negati-

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Literaturübersicht

2.8.3 Einfluss der Fütterungstechnik und Futtermitteltechnologie

Die Fütterungstechnik kann einen erheblichen Einfluss auf die Wirkstoffaufnahme über das medikierte Futter haben. In der Regel werden beim Schwein Arzneimittel in ein Trocken-, Brei- oder Flüssigfutter eingemischt, wobei die Wirkstofffreisetzung im Magen, die Bioverfügbarkeit und die Resorptionsrate zwischen den Fütterungsfor- men variieren kann (DEL CASTILLO et al. 1998). WANNER et al. (1991) stellten bspw. fest, dass die Resorptionsrate von Chlortetracyclin bei Ferkeln bei einer Wirk- stoffverabreichung über Flüssigfutter höher war als bei der Verwendung eines Tro- ckenfutters. MORTHORST (2002) konnte dies für Amoxycillin nicht bestätigen. In seiner Studie applizierte er Amoxicillintrihydrat über Trocken- bzw. Feuchtfutter und schlussfolgerte, dass dessen Einsatz über das Futter bei der verwendeten Dosierung unzureichende Serumspiegel zur Folge hatte.

BLEYL u. KLEMANN (2009) zeigten, dass die Verteilung eines Wirkstoffes in einem Futtermittel sehr stark von einer guten Durchmischung abhing. Auch die Matrix des Futters spielte eine bedeutende Rolle. Sie zeigten, dass Arzneimittel in Pulverform nur in mehlförmiges Futter mit einer Partikelgröße unter 150 µm eingemischt werden sollten, da es sonst zu Inhomogenitäten des Wirkstoffes im Futter kommen kann. Bei der Zugabe eines pulverförmigen Arzneimittels zu einem pellet- bzw. granulatförmi- gen Futter kann es aufgrund der stark unterschiedlichen Partikelgröße zwischen Pel- let bzw. Granulat und dem Wirkstoff zu einer vollständigen Entmischung kommen.

Zunächst resultiert dies in einer erheblichen Unterdosierung des Wirkstoffes bei Tie- ren, die zu Beginn der Fütterung fressen, da sich das Arzneimittel aufgrund von Ent- mischungsprozessen auf dem Boden des Troges anreichert. Dies führt mit hoher Wahrscheinlichkeit zu einem Ausbleiben des zu erwartenden Therapieerfolges. Tie- re, die gegen Ende der Fütterungsperiode fressen, erhalten im Gegensatz dazu grö- ßere Wirkstoffmengen oder zeigen eine verringerte Futteraufnahme durch eine verminderte Palatabilität, bis hin zur vollständigen Verweigerung des Futters (KAMPHUES 1996, BLEYL u. KLEMANN 2009).

Arzneimittel, die über das Futter verabreicht werden, müssen vom Zeitpunkt des Hin- zufügens bis zur Verfütterung an die Tiere eine ausreichende Stabilität garantieren.

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Literaturübersicht

Die Wirkstoffstabilität kann durch physikalisch-chemische Prozesse beeinflusst werden. So kann sich bspw. die Bearbeitung von wirkstoffhaltigen Futtermitteln negativ auf die Arzneimittelstabilität auswirken und so zu einer unzureichenden Wirkstoff- menge im angebotenen Futter oder zu Beeinträchtigungen der Bioverfügbarkeit füh- ren (KIETZMANN u. BÄUMER 2009).

KREISNER u. KIETZMANN (1984) verglichen sulfadimidinhaltige Zubereitungen (Pulver und kalt- bzw. heißgepresste Pellets) bezüglich der Recovery-Rate (Wieder- findungsrate) und der Bioverfügbarkeit miteinander. Sie zeigten mittels HPLC, dass deutlich weniger Sulfadimidin in den Zubereitungen wiederzufinden war als ursprüng- lich hineingegeben wurde. Es waren jedoch keine signifikanten Unterschiede bezüg- lich des Sulfadimidingehalts bei kalt- und heißgepressten Pellets zu sehen. Es be- standen aber signifikante Unterschiede zu einem entsprechenden Pulver. Hier lag der messbare Wirkstoffgehalt deutlich höher. Anhand eines Fütterungsversuchs an Ratten stellten sie außerdem fest, dass die Bioverfügbarkeit von Sulfadimidin aus Pellets im Vergleich zu einer verabreichten Sulfadimidin-Suspension geringer war.

Außerdem war die Wirkstoffkonzentration im Serum bei der Pelletbehandlung 25 % niedriger als bei einer Vergleichsgruppe, der Sulfadimidin über Pulver appliziert wurde. Die technologische Bearbeitung einer arzneimittelhaltigen Zubereitung hat somit große Auswirkungen auf deren Bioverfügbarkeit bzw. Recovery-Rate eines Arznei- mittels. Durch starke Kompression und Hitzeeinwirkungen, wie es bei der Herstellung von Pellets der Fall sein kann, können vermehrt Deformationen der Wirkstoffe oder anderweitige Interaktionen (Desaggregation, Fusion oder Agglomeration) mit Futter- komponenten oder zugesetzten Hilfsstoffen kommen, was sich wiederum negativ auf die Recovery-Rate bzw. Bioverfügbarkeit auswirken kann (KREISNER u. KIETZ- MANN 1984). Auch HEIDENREICH u. MICHAELSEN (1995) konnten bestätigen, dass thermische Effekte bei der Herstellung von Mischfuttern zu einem Verlust des Wirkstoffanteils hitzelabiler Substanzen (wie z.B. Tetracycline) bis zu über 20 % führ- ten.

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Literaturübersicht

Grundlage aller Futtermittelkonfektionierungen diente dasselbe handelsübliche Schweinefutter in Mehlform, in welches Sulfadiazin eingemischt wurde. Anschließend wurde es zu Granulat bzw. Pellets verarbeitet. In einer Versuchsreihe verabreichten sie dann Schweinen das sulfadiazinhaltige Mehl-, Pellet- bzw. Granulatfutter. Anhand der Analytik von Urin- und Plasmaproben zeigten sie, dass alle Darreichungsformen eine vergleichbare Bioverfügbarkeit aufwiesen. Sie zeigten jedoch auch, dass die Wirkstoffverschleppung in die Umgebung unter der Gabe eines antibiotikahaltigen Mehlfutters deutlich höher war als bei den anderen beiden Darreichungsformen.

2.8.4 Verschleppung und Resistenzgeschehen bei der oralen Behandlung

Die orale Behandlung birgt Risiken zum Beispiel in Form von Wirkstoffverschlep- pungen bzw. -kontaminationen. Diese können bereits im Herstellungsbetrieb, beim Transport, bei der Lagerung oder aber im Betrieb der Anwendung selbst auftreten, um hier nur einige Möglichkeiten zu nennen. Der Fütterungsarzneimittelproduktion und der Lagerung wirkstoffhaltiger Mischfutter kommt dabei die größte Bedeutung zu. Auch bei der Verfütterung eines medikierten Futtermittels kann es durch Staub- entwicklung oder Futterrückstände im Trog zur Verschleppung von Arzneimitteln kommen. Gülle kann ebenfalls erheblich mit Wirkstoffen kontaminiert sein (KAMP- HUES 1996). Unter 2.5.2 und 2.5.3 wurde bereits auf die Problematik der Arznei- mittelrückstände im Stallstaub bzw. in der Gülle eingegangen. SCHERZ et al. (2014) belegten anhand der Simulierung von Verschleppungsszenarien mit Enrofloxacin als Testsubstanz, dass subtherapeutische Antibiotikakonzentrationen im Tränkwasser beim Huhn Auswirkungen auf die Resistenzentwicklung von E. coli haben konnte.

Sie wiesen nach, dass selbst subtherapeutische Dosierungen zu einer Resistenz- entwicklung führen konnten und untermauern damit die Ergebnisse der Studien von KIETZMANN et al. (1995) und ZESSEL (2012).

Letztlich können alle aufgezählten Risiken bei der oralen Behandlung über das Futter in einer unbeabsichtigten Über- bzw. Unterdosierung des Wirkstoffes beim Tier resultieren, sei es durch eine verminderte Bioverfügbarkeit des oral applizierten Arznei- mittels durch Entmischungen, durch chemischen Abbau des Wirkstoffes, durch un-

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Literaturübersicht

erwünschte Wechselwirkungen mit Futterkomponenten oder durch eine reduzierte Futteraufnahme durch das erkrankte Tier selbst, wie bereits weiter oben beschrieben (UNGEMACH et al. 2006).

Es steht fest, dass die orale Antibiotikabehandlung großer Tierzahlen einen Selek- tionsdruck auf die Entwicklung bakterieller Resistenzen ausübt (UNGEMACH et al.

2006). Ein erhöhtes Vorkommen resistenter kommensaler E. coli nach oraler Anti- biotikabehandlung beim Schwein wurde bereits mehrfach bestätigt (KÄSBOHRER et al. 2012; BUROW et al. 2014; REUPKE 2014). Unter anderem wurden auch resistente Campylobacter jejuni bei lebensmittelliefernden Tieren nachgewiesen, die beim Schwein, Rind und Geflügel zur natürlichen Darmflora gehören (AVGUŠTIN 2012).

Insgesamt besteht Forschungsbedarf, um den Effekt oral angewendeter Arzneimittel auf die Entwicklung bakterieller Resistenzen quantifizieren und möglichst eindämmen zu können (BUROW et al. 2014).

Um zu testen, welche Auswirkungen verschiedene Mischfutterkonfektionierungen auf die Wirkstoffverschleppung in die Umgebung und die Resistenzentwicklung kommensaler E. coli haben, wurden in der vorliegenden Arbeit Schweine als Modelltier für die landwirtschaftlichen Nutztiere in therapeutisch wirksamen Dosierungen mit Enrofloxacin als Modellsubstanz über Mehl, Granulat bzw. Pellet behandelt.

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Material und Methoden

3. Material und Methoden

Anhand verschiedener In-vivo-Versuche an Schweinen sollte der Einfluss unter- schiedlicher antibiotikahaltiger Futtermittelformulierungen hinsichtlich des Wirkstoff- eintrags in die Stallumgebung sowie auf die Resistenzentwicklung kommensaler E. coli im Kot verglichen werden. In Tab. 3 ist eine allgemeine Versuchsübersicht dargestellt.

Tab. 3: Allgemeine Versuchsübersicht

Versuchsdauer Modellsubstanz Dosierung

Futtermittelformulierungen

Behandlungszeit

Proben zur Untersuchung einer Antibiotikaverschleppung in die Stallumgebung

Proben zur Untersuchung einer Resistenzentwicklung

Indikatorkeim

Proben zur Abschätzung der Bioverfügbarkeit

57 Tage Enrofloxacin

2,5 mg/kgKG einmaltäglich über xTage Mehl

Pellet Granulat

Phase 1: Tag 1–5 Pause: Tag 6–21 Phase 2: Tag 22–26 Sedimentationsstaub Aerosol

Urin Kot

Endo-Agarplatten im Stall E. coli

Plasma