Generell ist festzuhalten, dass das klinische Bild, wie bereits in Kapitel 2.4 beschrie-ben, sehr unspezifisch ist und aufgrund dessen keine gesicherten Aussagen über eine mögliche LI-Infektion gemacht werden können. Es erlaubt lediglich eine Ver-dachtsdiagnosestellung, die unbedingt durch labordiagnostische Methoden bestätigt werden muss (WINKELMAN 1987; WENDT et al. 2008). Ein Infektionsversuch belegt die Tatsache, dass nicht alle Tiere, die mit einem LI-Inokulum infiziert werden, an-schließend klinische Symptome zeigen (GUEDES et al. 2003b).
2.7.2 Sektion
Die pathologischen Veränderungen beschränken sich ausschließlich auf die infizier-ten Darmsegmente. Bei allen Krankheitsformen der PPE sind als herausragendste Merkmale abschnittsweise eine Dickenzunahme der Darmwand sowie eine Zunahme
des Durchmessers des Darmrohres v. a. des Ileums, aber auch des Jejunums und von Teilen des Zäkums und Kolons festzustellen.
Die PIA verleiht der Darmschleimhaut ein hirnwindungsartiges Aussehen, bedingt durch tiefe Quer- und Längsfaltenbildung der Mukosa. Oftmals ist ein subseröses Ödem sichtbar, Blut- und Lymphgefäße des Mesenteriums sind gestaut und die mesenterialen Lymphknoten erscheinen vergrößert.
Bei der NE fällt die Darmschleimhaut einer fibrinös-nekrotisierenden Entzündung an-heim und ist im Finalstadium durch umfangreiche Koagulationsnekrosen mit gelben, käsigen Massen bedeckt.
Das Sektionsbild der RI ist gekennzeichnet durch eine hgr. Hypertrophie der Tunica muscularis und einem dadurch starr und im Lumen eingeengt erscheinenden, gar-tenschlauchähnlichen Darmrohr. Am eröffneten Darm fallen häufig lineare Ulzera mit umgebendem Granulationsgewebe auf. Diese Veränderungen sind fast ausschließ-lich auf das Ileum beschränkt.
Bei allen genannten chronischen Verlaufsformen können die Tierkörper unterentwi-ckelt bzw. abgemagert sein und damit einem sog. „Kümmererhabitus“ entsprechen.
Bei der subklinischen Form treten proliferative Veränderungen der Darmschleimhaut in milderer Ausprägung auf.
Auch bei der akuten Form der PPE, der PHE, weist die Darmschleimhaut eine Hy-pertrophie mit Faltenbildung auf. Das Darmlumen ist jedoch meist mit frischem Blut oder Blutkoagula gefüllt. Aufgrund des Blutverlustes in den Darm können der Tier-körper sowie die inneren Organe eine blasse Färbung zeigen (WALDMANN 1985;
POHLENZ 2005) (s. Kapitel 2.4).
2.7.3 Histologie
Histologisch lassen sich in der Hämatoxylin-Eosin-Färbung (HE) die charakteristi-schen, pathologischen Veränderungen, verursacht durch LI in der Darmschleimhaut, darstellen. Zu nennen ist hier eine Proliferation von unreifen Enterozyten v. a. in den hyperplastischen Krypten. Die Zotten erscheinen verkürzt, es sind zahlreiche Mitosen sichtbar und Becherzellen fehlen stellenweise vollkommen. Aufgrund der verzweig-ten Drüsenschläuche erhält die Darmschleimhaut ein adenomartiges
Erscheinungs-bild. In den proliferierten Enterozyten liegen apikal große Mengen an Erregern (WARD u. WINKELMAN 1990; POHLENZ 2005). Jedoch ist diese Nachweismethode mit einer Sensitivität von nur 41 % bei einer Spezifität von 100 % nur begrenzt aus-sagekräftig (LADINING et al. 2009).
Neben den zellulären Veränderungen lässt sich mittels unterschiedlicher Methoden LI auch direkt unter dem Mikroskop im histologischen Schnitt nachweisen. Zum einen sei an dieser Stelle die modifizierte Ziehl-Neelsen-Färbung genannt, die den Erreger als rotes, gebogenes und säurefestes Stäbchenbakterium zeigt, aber nur eine relati-ve Sensitivität von 55 % aufweist (DÜNSER et al. 2003).
Zum anderen ist die Warthin-Starry-Färbung (WS) als Versilberungstechnik zu nen-nen, die den Erreger schwarz anfärbt. Die Sensitivität dieser Methode ist mit 34 % jedoch relativ niedrig (LADINING et al. 2009).
Diese Methoden sind keine spezifischen Färbungen für LI, so dass eine Diagnose durch andere Verfahren bzw. Befunde abgesichert werden muss.
Als direkter histologischer und LI-spezifischer Erregernachweis dient der Immunfluo-reszenz-Assay als immunhistochemische Methode, der mit speziellen LI-bindenden monoklonalen Ak, die einen Fluoreszenzmarker enthalten, arbeitet. Dank dieses Ver-fahrens kann LI sogar noch in z. T. nekrotischem bzw. autolytischem Gewebe nach-gewiesen werden. JENSEN et al. (2009) geben für diese Methode eine Sensitivität und Spezifität von 100 % an und bezeichnen diesen Nachweis daher für die Histolo-gie als „Goldstandard“. Der Nachteil daran ist, dass es sich hierbei, wie auch bei al-len übrigen histologischen Tests, ausschließlich um einen Postmortem-Nachweis handelt.
Zusammenfassend muss festgestellt werden, dass sich die Feststellung histologi-scher Veränderungen nicht in allen Fällen als ausschließliche Diagnostikmethode eignet und es zu empfehlen ist, das Ergebnis durch einen Erregernachweis mittels einer Methode mit höherer Sensitivität wie z. B. einer PCR oder einem IFAT abzusi-chern.
2.7.4 Indirect Immunofluorescent Antibody Test (IFAT)
Der IFAT ist ein serolgischer Nachweis für LI-spezifische Ak und wurde als erstes serologisches Verfahren für diesen Erreger zum ersten Mal von LAWSON et al. 1988 beschrieben und 1998 von KNITTEL et al. als Diagnostikmethode etabliert. Ak wer-den ab Titern von 1:30 oder mehr messbar (MORTIMER et al. 2000b). Dieser Test hat eine Spezifität von 97 % bei einer Sensitivät von 91 % und eignet sich v. a. zu einer diagnostischen Aussage auf Herdenebene (CORZO et al. 2005a).
2.7.5 Immunperoxidase Monolayer Assay (IPMA)
Der IPMA ist ein weiterer serologischer Test und ist bis zu einer minimalen Titerhöhe von 1:30 aussagekräftig. Diese Methode weist bei einer Spezifität von 100 % eine Sensitivität auf, die nah an 90 % herankommt. Eine mögliche Kreuzreaktivität mit An-tiseren gegen Brachyspira pilosicoli und B. hyodysenteriae, E. coli (K88), C. mucosa-lis, C. jejuni und C. coli konnte ausgeschlossen werden. Aufgrund der Sensitivität eignet sich diese Diagnostikmethode mehr für ein Herdenscreening als für die Einzel-tierdiagnostik (GUEDES et al. 2002b). Im Vergleich zum IFAT hat der IPMA den Vor-teil, dass man zur Auswertung lediglich ein Lichtmikroskop und kein Fluoreszenzmik-roskop benötigt und die präparierten Proben über einen längeren Zeitraum aufbe-wahren kann (GUEDES et al. 2000).
2.7.6 Enzyme Linked Immunosorbent Assay (ELISA)
Der ELISA als serologischer Nachweis für eine LI-Infektion wurde 1994 von HOLYOAKE et al. entwickelt und beschränkte sich auf die Detektion von IgG-Ak.
Die Entwicklung eines Ganzzell-ELISAs war eine deutliche Verbesserung dieser Testmethode, was sich in einer relativ hohen Spezifität von 99,3 % und einer Sensiti-vität von 98 % widerspiegelt. Evaluiert wurde der Test an Serumproben von naiven sowie von natürlich und experimentell infizierten Schweinen (BOESEN et al. 2005).
KROLL et al. (2005a) entwickelten einen LPS-ELISA mit einer Sensitivität von
99,5 % bei einer Spezifität von 100 %. Dieser neue, indirekte ELISA weist bereits 3 Wochen nach einer Infektion spezifische Ak nach und in experimentellen Studien
gelang es sogar Impf-Ak nachzuweisen. Möglicherweise könnte dieses Verfahren als Test für die Effektivität einer durchgeführten Vakzination Anwendung finden.
Der Sandwich blocking ELISA, der mit hochspezifischen monoklonalen Ak arbeitet, ist mit einer Spezifität von 98,7 % und einer Sensitivität von 96,5 % entwickelt wor-den (KELLER et al. 2004a). Diese ELISA-Methode steht heute als kommerziell er-hältlicher Test mit dem Namen bioScreen Ileitis ELISA (bioScreen, European Veteri-nary Disease Management Centre GmbH, Münster) zur Verfügung (KELLER et al.
2006a). Mit Hilfe dieses serologischen Verfahrens kann auf Herdenebene sowohl ein Infektionsstatus als auch im Fall einer Infektion die für jeden Betrieb individuelle In-fektionsdynamik ermittelt werden.
Zum heutigen Zeitpunkt ist der ELISA das serologische Nachweisverfahren der Wahl für LI und kann, mit einer PCR kombiniert, noch genauere Angaben zum Infektions-zeitpunkt machen.
2.7.7 Polymerase Chain Reaction (PCR)
Ein direkter Erregernachweis über DNA mittels einer PCR wurde zum ersten Mal 1993 von JONES et al. erfolgreich durchgeführt und beschrieben. Ihnen ist es gelun-gen, ein 319 bp großes, für LI spezifisches DNA-Segment zu isolieren. Für einen po-sitiven Nachweis reichten im Kot Erregermengen von 10³ LI/g und in Darmschleim-hautproben konnten noch Konzentrationen von 10¹ LI nachgewiesen werden. Bei infizierten Tieren werden ausgeschiedene Erregermengen von 108 LI/g Kot und mehr erwartet, so dass die PCR nicht nur akut erkrankte Tiere, sondern auch subklinisch erkrankte und latent infizierte Carrier-Tiere identifiziert (DÜNSER 1998). Es können sogar oral aufgenommene LI, die mit dem Kot wieder ausgeschieden werden, ohne eine manifeste Infektion zu verursachen, nachgewiesen werden (LADINING et al.
2009). Die PCR weist eine Spezifität von 100 % auf, wobei jedoch die Sensitivität je nach Infektionsstadium stark variieren kann. In der Literatur sind Werte zwischen 37,5 % und 70 % angegeben (GUEDES et al. 2002c). Eine erste Erregerausschei-dung mit dem Kot ist ab dem 7. Tag p. inf. mittels PCR nachweisbar (KNITTEL et al.
1998), hat einen Peak zwischen dem 14. - 21. Tag und nimmt ab dem 28. Tag signi-fikant ab (GUEDES et al. 2002c). DÜNSER et al. (2000) haben der PCR bereits eine
begrenzte Sensitivität durch die intermittierende Erregerausscheidung bescheinigt, d.
h. der Erreger kann ante mortem nur bei Tieren nachgewiesen werden, die zu einem Zeitpunkt untersucht werden, zu dem sie LI auch tatsächlich ausscheiden.
PEDERSEN et al. (2012) konnten nachweisen, dass die Menge der ausgeschiede-nen Erreger innerhalb eines Tages variieren kann (bis zu 1,1 log10 Erreger /g Kot Dif-ferenz) und z. T. Tiere sowohl positive als auch negative Kotprobenergebnisse auf-weisen können, wodurch möglicherweise auch falsch negative Ergebnisse zu Stande kommen. Neben der relativ niedrigen Sensitivität sind die hohen Kosten ein weiterer limitierender Faktor für diese Antemortem-Diagnose (CORZO et al. 2005a).
Die Anwesenheit von Faktoren, die die PCR inhibieren und zu falsch negativen Er-gebnissen führen können, wie z. B. Gallensalze oder Polysaccharide im Kot, sind ein Nachteil dieser Diagnostikmethode (JACOBSON et al. 2004).
Um die Sensitivität der einfachen PCR mit nur einem Primerpaar zu erhöhen, kann die sog. nested PCR mit einem zusätzlichen zweiten Primerpaar angewendet werden (JONES et al. 1993; DÜNSER et al. 1997; PŁAWIŃSKA et al. 2004). Dieses Verfah-ren soll eine 100-fach höhere Sensitivität als eine einfache PCR besitzen, ist aber deutlich zeitaufwendiger (TOMANOVA u. SMOLA 2004). Eine weitere Optimierung stellt die Kombination der nested PCR mit einem Kochverfahren des Lysates wäh-rend der DNA-Extraktion dar (KNITTEL et al. 1998; JACOBSON et al. 2004).
Im Laufe der letzten Jahre wurden zur ätiologischen Abklärung des porzinen Durch-fallgeschehens verschiedene sog. Multiplex-PCRs etabliert, die neben LI folgende Erreger simultan nachweisen können: B. hyodysenteriae und Salmonellae (ELDER et al. 1997), B. hyodysenteriae und B. pilosicoli (LA et al. 2004; NATHUES et al.
2007).
Durch die Entwicklung einer real-time PCR für LI besteht die Möglichkeit der germengenbestimmung im Kot, die in einem Konzentrationsbereich von einem Erre-ger bis hin zu 108 LI möglich ist. Es wird eine Spezifität von 34 % und eine Sensitivi-tät von 97,3 % angegeben (NATHUES et al. 2009).
Zusammen mit einem serologischen Nachweisverfahren wie dem ELISA kann die PCR eine aussagefähige Diagnose unter Berücksichtigung des Infektionszeitpunktes v. a. auf Herdenbasis stellen.
2.7.8 Immunomagnetic Beads und ATP-Biolumineszenz
Der Nachweis von Erreger-DNA im Kot ist durch eine weitere Methode, die eine ja-panische Gruppe beschrieben hat, möglich (WATARAI et al. 2005). Hierbei handelt es sich um ein immunologisches Verfahren, bei dem sog. immunomagnetic beads, die mit Anti-Lawsonia-Oberflächen-Antigen (LsaA) beschichtet sind, LI in Kotproben binden. Sichtbar gemacht wird das gebundene Ag über eine ATP-Biolumineszensreaktion. Dieses Verfahren wurde in der Studie an infizierten Kanin-chen getestet und ist bislang noch nicht etabliert worden.
2.7.9 Ileitis-Recognition-Test (IR-Test)
Der IR-Test ist ein immunchromatographischer Schnelltest, der als „Lateral-Flow-Sandwich-Immunoassay“ funktioniert und LI im Kot nachweist. Durch rotgefärbte und mit Ag-spezifischen, polyklonalen Ak beschichtete Goldpartikel wird der Erreger nach 20 Minuten Laufzeit über eine Membran sichtbar gemacht. Es können Erregerkon-zentrationen von 106/ml Kot oder mehr nachgewiesen werden. Eine Kreuzreaktivität gegen B. pilosicoli und B.innocens, E. coli (K88), S. typhimurium und S. choleraesu-is, C. jejuni und C. coli, Desulfovibrio desulfuricans und Bilophila wadsworthiae ist nicht zu beobachten (TRAYER 2007). Inwieweit dieser Test kommerziell zur Verfü-gung steht, kann der aktuellen Literatur nicht entnommen werden.
2.8 Maßnahmen zur Prophylaxe, Kontrolle und Therapie