Diagnose

Die Symptome der Dictyocaulose sind nicht pathognomonisch. Leichte respiratorische Symptome sechs bis acht Wochen nach Weideaustrieb geben zwar einen Verdacht, erfordern aber weitere Nachweisverfahren. Dies sind zum einen direkte Verfahren, die den Erreger selbst nachweisen, zum anderen serologische Verfahren zum Nachweis der Immunantwort auf den Parasiten. Ein häufig angewandtes Verfahren zum Nachweis der Dictyocaulus-Larven im Kot ist das Trichterauswanderverfahren nach BAERMANN (1917), bei dem ein mit Kot beladenes Sieb in einen wassergefüllten, unten verschlossenen Trichter gelegt wird.

Die aktiv aus dem Kot auswandernden Larven sammeln sich am unteren Ende des

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Trichterhalses und können abgelassen werden. Sensitivität und Spezifität des Verfahrens hängen von der Art der Probennahme und der Durchführung der Methode ab. Negativen Einfluss auf die Sensitivität haben lange Lagerung des Kotes, feste Kotkonsistenz, hohe Temperaturen und kurze Auswanderzeiten. RODE u. JØRGENSEN (1989) zeigten, dass nach 24stündiger Lagerung bei 20°C die Auswanderrate im Vergleich zur sofortigen Probenverarbeitung um 60% reduziert ist.

Des Weiteren war nach zehnstündigem Ansatz erst ein sehr geringer Teil der Larven (<10%) ausgewandert. EYSKER et al. (1994; 1997) zeigten, dass die Methode für jüngere Tiere eine höhere Sensitivität aufweist als für ältere, da bei letzteren durch die größere Kotmenge ein Verdünnungseffekt der Larven auftritt. Darüber hinaus erfolgt die Larvenausscheidung intervallweise und quantitativ unterschiedlich (BUCHWALDER 1963; DÜWEL 1971). Daher sollte zur Absicherung eines negativen Ergebnisses die Probennahme an mehreren aufeinander folgenden Tagen durchgeführt werden Ein erster Nachweis von Larven im Kot kann drei Wochen p.i.

erfolgen (DÜWEL 1971).

Erste serologische Nachweisverfahren wurden in den 50er Jahren entwickelt. Auf Grundlage eines aus adulten Parasiten gewonnenen Gesamtantigens war ein Titeranstieg komplementbindender Antikörper vier bis fünf Wochen nach Infektion zu verzeichnen (CORNWELL 1960; JARRETT et al. 1959). Nach zweimaliger Applikation einer Vakzine aus röntgenattenuierten Larven konnten keine oder nur sehr geringe Titer nachgewiesen werden. Patente Infektionen lassen sich ebenfalls im Agargelpräzipitationstest nachweisen. Allerdings zeigten PARFITT u. SINCLAIR (1967) Kreuzreaktionen mit D. filaria. BOKHOUT et al. konnten mittels indirektem Hämaglutinationstest einen Titeranstieg sowohl nach einer Infektion als auch nach einer Vakzinierung zeigen (BOKHOUT et al. 1979).

Die ersten Enzyme Linked Immunosorbent Assays (ELISA) für D. viviparus erwiesen sich als sehr sensitiv. Mit dem von MARIUS et al. (1979) vorgestellten indirekten ELISA auf Grundlage von Adultenantigen war ein Titeranstieg drei (BOON et al.

1982) bis vier (MARIUS et al. 1979) Wochen nach Infektion nachweisbar. Unter Einsatz von somatischem Antigen aus in vitro kultivierten vierten Larven konnten BOS u. BEEKMAN ( 1985 ) bereits zwei Wochen p.i. einen signifikanten Titeranstieg

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nachweisen. DE LEEUW und CORNELISSEN (1991) fanden für den Rohantigen-ELISA Kreuzreaktionen mit Cooperia oncophora, Ostertagia ostertagi, Ascaris suum und Fasciola hepatica. Den Autoren gelang jedoch die Isolierung eines 17 kDa-Antigens aus adulten Würmern, das im ELISA und im Western-Blot nicht mit Antiseren der genannten Spezies kreuzreagierte. Ein Titeranstieg war mit dem 17 kDa-Antigen vier Wochen p.i. nachweisbar. Der Vergleich eines Rohantigen-ELISAs mit dem 17 kDa-ELISA und einem kompetitiven ELISA, bei dem ein gegen das 17 kDa-Antigen gerichteter monoklonaler Antikörper eingesetzt wurde, zeigte eine Sensitivität des Rohantigen-ELISAs von 99%, des 17 kDa-ELISAs von 97% und der kompetitive ELISA hatte eine 73%ige Sensitivität. Die Spezifität war beim kompetitiven und beim 17 kDa-ELISA in etwa gleich (97%), im Rohantigen-ELISA mit 67% jedoch wesentlich geringer. Die Seren vakzinierter Tiere reagierten nicht (DE LEEUW u. CORNELISSEN 1993). Der Vergleich des 17 kDa-ELISAs mit dem indirekten Hämagglutinationstest (IHA) zeigte für beide eine hohe Spezifität (99,2%

und 99,6%). Die Sensitivität des ELISAs war jedoch mit 100% signifikant höher als die des IHA (78,1%). Darüber hinaus konnten mit dem ELISA bereits 28-42 Tage p.i.

Antikörper nachgewiesen werden, was mit dem IHA erst nach 42-70 Tagen möglich war. Mit dem IHA konnten jedoch bis zum Ende des Experiments (Tag 196), mit dem ELISA nur bis Tag 168 Antikörper nachgewiesen werden. Weiterhin wurde der ELISA in einem Ringversuch auf seine Reproduzierbarkeit getestet. Zwischen fünf Labors konnte kein signifikanter Unterschied festgestellt werden (CORNELISSEN et al.

1997). Die erhaltenen Ergebnisse führten dazu, dass der ELISA 1995 den bis dahin eingesetzten IHA als Routinetest für die Tiergesundheitsdienste in den Niederlanden ablöste. Dieser ELISA ist mittlerweile als kommerzieller Kit unter der Bezeichnung CEDITEST erhältlich.

TENTER et al. (1993) etablierten einen ELISA auf Grundlage von Adultenantigen, der sich als sehr geeignet für den Einsatz bei epidemiologischen Fragestellungen erwies. Die Kalkulation von Sensitivität, Spezifität, positivem und negativem prädiktivem Wert lieferte die sichersten Ergebnisse für einen Untersuchungszeitraum von 13 bis 17 Wochen nach Weideauftrieb.

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Den ersten Einsatz eines rekombinanten Antigens in einem Dictyocaulus-ELISA beschrieb SCHNIEDER (1992). Hierbei handelte es sich um ein adultenspezifisches 18 kDa Antigen, das als GST-Fusionsprotein exprimiert wurde. Nach experimenteller Infektion hatte der ELISA sowohl mit Fusionsprotein (DvGST3-14) als auch mit Thrombin-geschnittenem Protein (Dv3-14) eine Spezifität von >99%. Die Sensitivität lag bei 93% (DvGST3-14) und 91% (Dv3-14). Bei Feldseren lagen Spezifität und Sensitivität bei 90 und 85% (DvGST3-14) bzw. >99 und 70% (Dv3-14). Eine Serokonversion wurde 30 Tage p.i. festgestellt. Auf Basis des rekombinanten Antigens wurde ein Diagnostik-Schnelltest entwickelt. Grundlage dieses Dipstick-Assays ist ein optimierter, verkürzter Immunoblot, der bereits nach 90 Minuten ein Ergebnis liefert. Das Dv3-14-Antigen ist hierbei an Filterpapierstreifen gebunden, die mit Serum oder auch mit Vollblut beprobt werden. Nach experimenteller Infektion zeigte der Test eine Spezifität und Sensitivität von mehr als 99% zwischen Tag 30 und 85 p.i.. Die mit Antigen beladenen Filterpapierstreifen zeigten nach zwölfmonatiger Lagerung bei –20°C bzw. sechswöchiger Lagerung bei 4°C keinen Verlust der Sensitivität (SCHNIEDER 1993a). Der dem Dipstick-Assay zugrundeliegende Immunoblot wird in der Routinediagnostik des Instituts für Parasitologie der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover eingesetzt.

In der Bestimmung der akute Phase Proteine (APP) Haptoglobin, Serum Amyloid A und Fibrinogen sehen GANHEIM et al. (2004) ein mögliches diagnostisches Instrument. In Infektionsversuchen wurde gezeigt, dass der durch die Parasiten verursachte Gewebsschaden in der Lunge zu einem signifikanten Anstieg der APP führt. Bei gleichzeitigem Vorliegen einer Eosinophilie sehen die Autoren hierin einen Indikator für das Vorliegen einer Infektion mit Lungenwürmern. Allerdings ist der Anstieg der APP dosisabhängig und niedrige Spiegel bei gleichzeitiger Eosinophilie schließen die Infektion nicht aus.