Untersuchungen zur Sanierung von Staphylococcus aureus-Mastitiden mittels stallspezifischer Vakzinen in Schaf- und Ziegenherden

(1)

Tierärztliche Hochschule Hannover

Untersuchungen zur Sanierung von Staphylococcus aureus- Mastitiden mittels

stallspezifischer Vakzinen in Schaf- und Ziegenherden

INAUGURAL-DISSERTATION

zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -

( Dr. med. vet. )

vorgelegt von Julia Jokiel

Bremen

Hannover 2009

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. M. Ganter (Klinik für kleine Klauentiere und forensische Medizin und Ambulatorische Klinik)

1. Gutachter: Prof. Dr. M. Ganter

2. Gutachter: Prof. Dr. P. Valentin-Weigand

Tag der mündlichen Prüfung: 29.05.2009

(3)

Inhaltsverzeichnis

ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ...

ABBILDUNGSVERZEICHNIS...

TABELLENVERZEICHNIS ...

1 EINLEITUNG... 23

2 LITERATURÜBERSICHT ... 25

2.1 Staphylococcus aureus... 25

2.2 Epidemiologie von S. aureus-Mastitiden ... 26

2.3 Pathogenese von S. aureus-Mastitiden ... 27

2.4 S. aureus als Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen ... 30

2.5 S. aureus-Mastitis-Diagnostik... 31

2.5.1 Erregernachweis ... 31

2.5.1.1 Kulturelle Untersuchung ... 31

2.5.1.2 PCR ... 33

2.5.2 Zytologische Untersuchung von Milchproben... 35

2.5.2.1 Physiologischer Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch ... 36

2.5.2.2 Vergleichbarkeit von California Mastitis Test (CMT) und somatischem Zellgehalt (SCC) ... 38

2.5.2.3 Entwicklung des Zellgehalts bei Nachweis von S. aureus... 39

2.6 Bekämpfung der S. aureus-Mastitis ... 40

2.6.1 Antibiotikatherapie... 40

2.6.1.1 Laktationsantibiose ... 42

(4)

2.6.1.2 Trockenstellen unter antibiotischem Schutz ... 43

2.6.2 Maßnahmen im Herdenmanagement... 44

2.6.3 Vakzination... 46

2.6.3.1 Zusammensetzung von S. aureus-spezifischen Vakzinen ... 47

2.6.3.1.1 Antigene ... 47

2.6.3.1.1.1 Lebende Bakterien ... 47

2.6.3.1.1.2 Abgetötete (inaktivierte) Bakterien ... 49

2.6.3.1.1.2.1 Stallspezifische Vakzinen ... 49

2.6.3.1.1.3 Toxoide... 50

2.6.3.1.1.4 Kapsel und Pseudokapsel ... 51

2.6.3.1.1.5 Clumping Faktor A (ClfA)... 51

2.6.3.1.1.6 Protein A... 52

2.6.3.1.1.7 Weitere Antigene ... 52

2.6.3.1.2 Adjuvantien... 53

2.6.3.2 Applikationsformen... 54

2.6.3.2.1 Systemisch ... 54

2.6.3.2.2 Lokal – nahe Lnn. inguinales superficiales ... 55

2.6.3.2.3 Lokal – intrazisternal (i.z.)... 55

2.6.3.3 Applikationszeitpunkt ... 56

2.6.4 Kombination von Vakzination und Antibiose ... 57

3 MATERIAL UND METHODEN... 59

3.1 Vorversuch ... 59

3.2 Versuchstiere ... 59

3.2.1 Betrieb A ... 60

3.2.2 Betrieb B ... 61

3.3 Versuchsaufbau ... 61

3.3.1 Impfung ... 61

3.3.2 Milchproben... 63

(5)

3.4 Impfstoff ... 64

3.5 Analytische Methoden... 65

3.5.1 Bakteriologische Untersuchungen... 65

3.5.1.1 Kulturelle Untersuchung ... 65

3.5.1.2 Resistenztests... 66

3.5.1.3 S. aureus-spezifische PCR ... 66

3.5.1.3.1 DNA-Isolierung ... 66

3.5.1.3.2 Photometrische Messung des DNA-Gehaltes ... 68

3.5.1.3.3 Replikation der DNA mittels PCR ... 68

3.5.1.3.4 Agarose-Gelelektrophorese... 70

3.5.1.3.5 Auswertung der Gele ... 70

3.5.1.4 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray ... 71

3.5.2 Zytologische Untersuchungen ... 71

3.5.2.1 Bestimmung des Zellgehalts ... 71

3.5.2.2 Semiquantitative Bestimmung des Zellgehalts mittels California Mastitis Test (CMT) ... 72

3.6 Statistische Auswertung ... 72

3.6.1 Häufigkeiten (Chi-Quadrat-Homogenitätstest und McNemar-Test) ... 73

3.6.2 Gehalte an somatischen Zellen und CMT-Werte (Wilcoxon’s two sample test und Wilcoxon’s signed rank test) ... 73

4 ERGEBNISSE... 74

4.1 Vorversuch ... 74

4.2 Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen ... 75

4.2.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR... 75

4.2.2 Resistenztests ... 76

4.2.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray ... 77

4.3 Effekte der Vakzination in den Betrieben ... 78

(6)

4.3.1.1 Impfreaktionen ... 78

4.3.1.2 S. aureus-Prävalenz... 79

4.3.1.2.1 Entwicklung im gesamten Tierbestand ... 79

4.3.1.2.2 Entwicklung in der Impfgruppe s.c... 81

4.3.1.2.3 Entwicklung in der Impfgruppe i.z... 82

4.3.1.2.4 Impfgruppenvergleich ... 83

4.3.1.3 Gehalt an somatischen Zellen... 84

4.3.1.3.5 Vergleich S. aureus-positiver und -negativer Milchproben ... 90

4.3.2 Betrieb B ... 92

4.3.2.2.5 Entwicklung im Schafbestand... 97

4.3.2.2.6 Entwicklung im Ziegenbestand ... 98

4.3.2.2.7 Tierartvergleich... 99

4.3.2.3.5 Entwicklung im Schafbestand... 105

4.3.2.3.6 Entwicklung im Ziegenbestand ... 106

4.3.2.3.7 Tierartvergleich... 107

4.3.2.3.8 Vergleich S. aureus-positiver und negativer Milchproben... 109

(7)

5 DISKUSSION ... 112

5.1 Beurteilung der angewandten Methoden... 112

5.2 Beurteilung der Ergebnisse ... 116

5.2.1 Beurteilung der Ergebnisse bakteriologischer Untersuchungen... 116

5.2.1.1 Vergleichbarkeit von kultureller Untersuchung und PCR ... 116

5.2.1.2 Resistenztests... 118

5.2.1.3 Typisierung einiger S. aureus-Isolate mittels DNA-Microarray ... 118

5.2.2 Beurteilung der Effekte der Vakzination ... 120

5.2.2.1 Vorversuch ... 121

5.2.2.3.2 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen ... 124

5.2.2.3.3 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten ... 126

5.2.2.4.1 Ausgangssituation in den Betrieben ... 127

5.2.2.4.3 Entwicklung in den verschiedenen Impfgruppen ... 130

5.2.2.4.4 Entwicklung bei den verschiedenen Tierarten ... 131

5.2.2.4.5 Entwicklung in Abhängigkeit vom S. aureus-Nachweis ... 133

5.3 Zusammenfassende Beurteilung und Ausblick ... 134

6 ZUSAMMENFASSUNG ... 138

7 SUMMARY... 141

8 LITERATURVERZEICHNIS ... 143

9 ANHANG... 164

(8)

9.1.1 Betrieb A ... 164

9.1.2 Betrieb B ... 165

9.2 Tabellen zu S. aureus-Prävalenzen ... 167

9.2.1 Betrieb A ... 167

9.2.1.1 Gesamtbestand... 167

9.2.1.2 Impfgruppe s.c. ... 168

9.2.1.3 Impfgruppe i.z. ... 169

9.2.2 Betrieb B ... 170

9.2.2.2 Impfgruppe s.c. ... 171

9.2.2.3 Impfgruppe i.z. ... 172

9.2.2.4 Schafe ... 173

9.2.2.5 Ziegen ... 174

9.3 Tabellen zu somatischen Zellgehalten und CMT-Werten ... 175

9.3.1 Betrieb A ... 175

9.3.1.2 Impfgruppe s.c. ... 175

9.3.1.3 Impfgruppe i.z. ... 176

9.3.1.4 S. aureus-negative Milchproben... 176

9.3.1.5 S. aureus-positive Milchproben ... 177

9.3.2 Betrieb B ... 177

9.3.2.2 Impfgruppe s.c. ... 178

9.3.2.3 Impfgruppe i.z. ... 178

9.3.2.4 Schafe ... 179

9.3.2.5 Ziegen ... 179

9.3.2.6 S. aureus-negative Milchproben... 180

9.3.2.7 S. aureus-positive Milchproben ... 180

DANKE… ... 181

(9)

Abkürzungsverzeichnis

AFLP amplified fragment length polymorhism

(deutsch: Amplifikationsfragment-Längen- polymorphismus )

agr accessory gene regulator

a.p. ante partum

Bp Basenpaare

°C Grad Celsius

CAE Caprine Arthritis Encephalitis

cfu (deutsch: KBE) colony forming units (deutsch: Kolonie bildende Einheiten)

CC clonal complex

ClfA Clumping factor A

CMT California Mastitis Test

CNS koagulase-negative Staphylokokken

coa-Gen Koagulase-Gen

CP 5 Kapselpolysaccharid 5

CPS koagulase-positive Staphylokokken

DCC DeLaval Cell Counter™

DEPC Diethyldicarbonat

DNA desoxyribonucleic acid

(deutsch: Desoxyribonukleinsäure)

E. coli Escherichia coli

EDTA Ethylendiamintetraacetat

et al. et alii (deutsch: und andere)

Fa. Firma

FICA Freund’s incomplete adjuvant (deutsch:

unvollständiges Freund’sches Adjuvans)

FnBp Fibronektin Bindungsprotein

(10)

g Fallbeschleunigung

g Gramm

ggr. geringgradig

hgr. hochgradig

Ig Immunglobulin

IMI Intramammäre Infektion

i.z. intrazisternal

k.d.P. keine diskordanten Paare

L Liter

Lnn. Lymphonodi

mgr. mittelgradig

min Minuten

Mio Millionen

ml Milliliter

MLST multilocus sequence typing (deutsch: multilokuläre Sequenz-Typisierung)

MLVA multiple-locus VNTR analysis

mM millimol

MRSA Methicillin-resistente Staphylococcus aureus MSSA Methicillin-sensitive Staphylococcus aureus

µl Mikroliter

µm Mikrometer

µM Mikromol

neg. negativ

ng nanogramm

n.s. nicht signifikant

nuc-Gen Thermonuklease-Gen

PCR polymerase chain reaction

(deutsch: Polymerasekettenreaktion)

PFGE pulsed-field gel electrophoresis

(deutsch: Pulsfeld-Gelelektrophorese)

(11)

p.p. post partum

p-Wert Irrtumswahrscheinlichkeit

p. vacc. post vaccinationem

pos. positiv

ρ Korrelationskoeffizient

RFLP restriction fragment length polymorphism (deutsch: Restriktionsfragment-

Längenpolymorphismus)

rRNA ribosomal ribonucleic acid

(deutsch: ribosomale Ribonukleinsäure)

s Sekunden

S. Staphylococcus

SAS Statistical Analysis System

s.c. subkutan

SCC somatic cell count (deutsch: somatischer Zellgehalt)

spp. Subspecies

Taq-Polymerase Thermus aquaticus-Polymerase TE-Puffer Tris-EDTA-Puffer (siehe dort)

TRIS Trishydroxymethylaminomethan

TSST-1 toxic shock syndrome toxin 1

tst toxic shock syndrome protein

Tth-Polymerase Thermus thermophilus-Polymerase

UV ultraviolett

V Volt

VNTR variable number of tandem repeats

vs. versus

(12)

Abbildungsverzeichnis

Abbildung 3.1: Intrazisternale Applikation der Vakzine...63 Abbildung 3.2: Zeitleiste für die Impfungen und Probenentnahme...64 Abbildung 4.1: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb A bei

Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.

durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere...79 Abbildung 4.2: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c.

des Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere...81 Abbildung 4.3: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z.

des Betriebes A bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere...82 Abbildung 4.4: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c. und

i.z. des Betriebes A ...84 Abbildung 4.5: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des Betriebes A ...84 Abbildung 4.6: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes A ...86 Abbildung 4.7: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A ...87 Abbildung 4.8: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan

(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A ...89

(13)

Abbildung 4.9: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes A ...89 Abbildung 4.10: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)

und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes A...91 Abbildung 4.11: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und -

positiver (rechts) Milchproben des Betriebes A...91 Abbildung 4.12: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in Betrieb B bei

Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h.

durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere...93 Abbildung 4.13: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe s.c.

des Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere...95 Abbildung 4.14: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz in der Impfgruppe i.z.

des Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Tiere bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere...96 Abbildung 4.15: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Impfgruppen s.c.

und i.z. des Betriebes B ...97 Abbildung 4.16: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Schafbestand des

Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Schafe bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb befindlichen Schafe ...97 Abbildung 4.17: Entwicklung der S. aureus-Tierprävalenz im Ziegenbestand des

Betriebes B bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten, d.h. durchgängig beprobten Ziegen bzw. aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Betrieb befindlichen Ziegen ...98

(14)

Abbildung 4.18: Vergleich der S. aureus-Tierprävalenzen der Tierarten (Schaf/Ziege) des Betriebes B ...99 Abbildung 4.19: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch im gesamten Tierbestand des Betriebes B ...100 Abbildung 4.20: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B ....101 Abbildung 4.21: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B ...102 Abbildung 4.22: Vergleich der somatischen Zellgehalte in der Milch der subkutan

(links) und intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B ...104 Abbildung 4.23: Vergleich der CMT-Werte der Milch der subkutan (links) und

intrazisternal (rechts) geimpften Tiere des Betriebes B ...104 Abbildung 4.24: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch der Schafe des Betriebes B ...105 Abbildung 4.25: Entwicklung des somatischen Zellgehaltes (links) bzw. des CMT-

Wertes (rechts) der Milch der Ziegen des Betriebes B...106 Abbildung 4.26: Vergleich der somatischen Zellgehalte der Milch der Schafe

(links) und Ziegen (rechts) des Betriebes B ...107 Abbildung 4.27: Vergleich der CMT-Werte der Milch der Schafe (links) und

Ziegen (rechts) des Betriebes B...108 Abbildung 4.28: Vergleich der somatischen Zellgehalte S. aureus-negativer (links)

und -positiver (rechts) Milchproben des Betriebes B...110 Abbildung 4.29: Vergleich der CMT-Werte S. aureus-negativer (links) und -

positiver (rechts) Milchproben des Betriebes B...110

(15)

Tabellenverzeichnis

Tabelle 2.1: Virulenzfaktoren von S. aureus nach SELBITZ (2002) ...25 Tabelle 2.2: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Schafmilch ...36 Tabelle 2.3: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von

Ziegenmilch...36 Tabelle 2.4: Zusammenhang von CMT-Score und Leukozytenzahl in

Ziegenmilch (UPADHYAYA u. RAO 1993)...38 Tabelle 3.1: Beurteilung des CMT...72 Tabelle 4.1: Vierfeldertafel zum Vergleich der Ergebnisse aus kultureller

Untersuchung und PCR ...76 Tabelle 4.2: Ergebnisse der bei den aus Milchproben isolierten Staphylokokken

durchgeführten Resistenztests...77 Tabelle 4.3: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen

Beprobungszeitpunkte im Betrieb A auf Tier- bzw.

Euterhälftenbasis (McNemar-Test) ...80

Tabelle 4.4: S. aureus-Prävalenzen der Tiere (T) sowie Euterhälften (EH) der Impfgruppen des Betriebes A und Ergebnisse der Prävalenzvergleiche zwischen den Impfgruppen (Chi-Quadrat- bzw. Fischer’s exact Test)...83 Tabelle 4.5: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch aller Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test) ...85 Tabelle 4.6: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

aller Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test) ...85 Tabelle 4.7: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch der subkutan geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)...87

(16)

Tabelle 4.8: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch der subkutan geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test) ...87 Tabelle 4.9: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test)...88 Tabelle 4.10: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes A (Wilcoxon’s signed rank test) ...88 Tabelle 4.11: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4)

bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) S. aureus-positiver und – negativer Milchproben des Betriebes A sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)...92 Tabelle 4.12: Ergebnisse der S. aureus-Prävalenzvergleiche der verschiedenen

Beprobungszeitpunkte im Betrieb B auf Tier- bzw.

Euterhälftenbasis (McNemar-Test) ...94

Tabelle 4.13: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes der Milch der Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test) ...100 Tabelle 4.14: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...101 Tabelle 4.15: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch der subkutan geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...102 Tabelle 4.16: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der subkutan geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test) ...102

(17)

Tabelle 4.17: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen Zellgehaltes der Milch der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...103 Tabelle 4.18: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der intrazisternal geimpften Tiere des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test) ...103 Tabelle 4.19: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch der Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test) ...105 Tabelle 4.20: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der Schafe des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...106 Tabelle 4.21: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. des somatischen

Zellgehaltes der Milch der Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test) ...107 Tabelle 4.22: Ergebnisse der Zeitpunktvergleiche bzgl. der CMT-Werte der Milch

der Ziegen des Betriebes B (Wilcoxon’s signed rank test)...107 Tabelle 4.23: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)

bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe und Ziegen des Betriebes B sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)...109 Tabelle 4.24: Mediane der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3)

bzw. der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) S. aureus-positiver und – negativer Milchproben des Betriebes B sowie Ergebnisse der entsprechenden Vergleiche zum jeweiligen Zeitpunkt (Wilcoxon’s two sample test)...111 Tabelle 9.1: Anzahl der Tiere im Betrieb A zu den jeweiligen

Beprobungszeitpunkten ...164 Tabelle 9.2: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb A zu den jeweiligen

(18)

Tabelle 9.3: S. aureus-Status und Zeitpunkt des Abgangs von Tieren (Euterhälften) durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb A...165 Tabelle 9.4: Anzahl der Tiere im Betrieb B zu den jeweiligen

Beprobungszeitpunkten ...165 Tabelle 9.5: Anzahl der untersuchten Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen

Beprobungszeitpunkten ...166 Tabelle 9.6: S. aureus-Status und Zeitpunkt des Abgangs von Tieren

(Euterhälften) durch Schlachtung oder Verenden im Betrieb B...166 Tabelle 9.7: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere...167 Tabelle 9.8: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere...167 Tabelle 9.9: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere ...168 Tabelle 9.10: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere ...168 Tabelle 9.11: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere ...169

(19)

Tabelle 9.12: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes A zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere ...169 Tabelle 9.13: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere...170 Tabelle 9.14: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand befindlichen Tiere...170 Tabelle 9.15: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere ...171 Tabelle 9.16: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe s.c. des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe s.c. angehörenden Tiere ...171 Tabelle 9.17: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Tiere ...172 Tabelle 9.18: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Tiere

sowie Euterhälften der Impfgruppe i.z. des Betriebes B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt der Gruppe i.z. angehörenden Tiere ...172

(20)

Tabelle 9.19: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Schafe ...173 Tabelle 9.20: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Schafe

sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand vorhandenen Schafe...173 Tabelle 9.21: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen

sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den jeweiligen Zeitpunkten bei Betrachtung ausschließlich der zu allen Zeitpunkten beprobten Ziegen ...174 Tabelle 9.22: Anzahl und Prozentsatz S. aureus-positiver bzw. -negativer Ziegen

sowie deren Euterhälften im Betrieb B zu den verschiedenen Zeitpunkten bei Betrachtung aller zum jeweiligen Zeitpunkt im Bestand vorhandenen Ziegen ...174 Tabelle 9.23: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.

der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch aller Tiere des Betriebes A ...175 Tabelle 9.24: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes A ...175 Tabelle 9.25: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes A ...176

(21)

Tabelle 9.26: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 4) bzw.

der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-negativen Milchproben des Betriebes A ...176 Tabelle 9.27: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 5 bis 9) der S. aureus-positiven Milchproben des Betriebes A ...177 Tabelle 9.28: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch aller Tiere des Betriebes B ...177 Tabelle 9.29: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe s.c. des Betriebes B ...178 Tabelle 9.30: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch in der Impfgruppe i.z. des Betriebes B ...178 Tabelle 9.31: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Schafe des Betriebes B ...179 Tabelle 9.32: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der Milch der Ziegen des Betriebes B ...179

(22)

Tabelle 9.33: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum der somatischen Zellgehalte x 1000/ml (Zeitpunkt 1 bis 3) bzw.

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-negativen Milchproben des Betriebes B ...180 Tabelle 9.34: Median, oberes und unteres Quartil sowie Maximum und Minimum

der CMT-Werte (Zeitpunkt 4 bis 8) der S. aureus-positiven Milchproben des Betriebes B ...180

(23)

1 Einleitung

Staphylococcus aureus ist als einer der wichtigsten Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen zu bezeichnen. Neben subklinischen Mastitiden verursacht er insbesondere beim kleinen Wiederkäuer auch akute bis perakute (gangränöse) Mastitiden, die häufig mit dem Tod des Tieres einhergehen (DEUTZ et al. 1995; WINTER u.

BAUMGARTNER 1999; BERGONIER et al. 2003; MØRK et al. 2007). Die subklinischen Mastitiden besitzen darüber hinaus eine besondere lebensmittelhygienische Relevanz, da das Ausscheiden von S. aureus bei klinisch unauffälligem Euterbefund und unverändertem Sekret insbesondere durch Rohmilch und –produkte zu Lebensmittelinfektionen und –intoxikationen beim Verbraucher führen kann. Beispielsweise während der Käsereifung können ursprünglich in der Milch vorhandene S. aureus Enterotoxine produzieren (BACHMANN u. SPAHR 1995). Die Milch kleiner Wiederkäuer ist hier als besonders wichtige „Enterotoxin- Quelle“ einzustufen, weil die aus Schaf- und Ziegenmilch isolierten S. aureus zu einem Großteil Toxinproduzenten sind (SCHERRER et al. 2004). Selbst aus pasteurisierter Ziegenmilch hergestellter Käse kann S. aureus-Enterotoxine enthalten (AKINEDEN et al. 2008).

Zusätzliche Relevanz erlangt S. aureus durch die so genannten Methicillin- resistenten S. aureus (MRSA), insbesondere, da der Austausch von Isolaten zwischen Tieren und Menschen möglich ist (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. 2007;

GUINANE et al. 2008). Diese MRSA sind zunehmend Erreger nosokomialer Infektionen, weshalb eine Besiedelung möglichst vermieden werden sollte. Ein erhöhtes Risiko kann hier neben direkt mit dem Tier in Kontakt stehenden Personen wie Landwirten, Tierärzten, Melkern oder Schlachthofpersonal auch für Konsumenten von Rohmilch bestehen (JUHÁSZ-KASZANYITZKY et al. 2007).

Aufgrund des genannten Gefahrenpotentials erscheinen eine effektive Therapie bestehender S. aureus-Mastitiden, die Verhinderung von Neuinfektionen sowie eine möglichst sichere Diagnostik sehr wünschenswert. Da sowohl die antibiotische Therapie während der Laktation (MORONI et al. 2005b) wie auch das Trockenstellen unter antibiotischem Schutz (NICKERSON 1993b) zumeist unbefriedigende

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Ergebnisse liefern, wurden bei Milchkühen bereits zahlreiche Versuche unternommen, S. aureus mit einer Vakzination zu bekämpfen. Im Bereich der kleinen Wiederkäuer und insbesondere der Ziegen gibt es auf Bestandsebene zu einer solchen Vakzination allerdings nur wenige Erkenntnisse. Bezüglich der Diagnostik ist zu erwähnen, dass die nach Standardmethoden durchgeführte kulturelle Untersuchung eine unbefriedigende Sensitivität aufweist (SEARS et al. 1990;

KRÖMKER et al. 2008), was den Sanierungserfolg durch Nichtauffinden von S. aureus-Ausscheidern beeinträchtigen kann.

Aus diesen Gründen war das Hauptziel dieser Arbeit, den Einfluss einer stallspezifischen Vakzine auf das Vorkommen von S. aureus sowie die Gehalte an somatischen Zellen in Milchziegen- bzw. Milchschafbeständen zu untersuchen und zu prüfen, ob die stallspezifischen S. aureus-Vakzinen entscheidend zur Sanierung von Ziegen- und Schafbeständen mit bekannter S. aureus-Problematik beitragen können.

Ferner sollte mittels einer S. aureus-spezifischen PCR als Bestandteil des Sanierungskonzeptes versucht werden, die diagnostische Sensitivität gegenüber der kulturellen Untersuchung von Milchproben zu erhöhen.

Nicht zuletzt sollte geprüft werden, ob verschiedene Applikationswege der Vakzine zu unterschiedlichen Ergebnissen im Hinblick auf die Eutergesundheit führen.

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2 Literaturübersicht

2.1 Staphylococcus aureus

Staphylococcus aureus gehört zur Familie der Micrococcaceae. Staphylokokken sind grampositive, unbewegliche, fakultativ anaerobe Bakterien, die keine Sporen bilden.

Die einzelnen Kokken haben einen Durchmesser von 0,5 bis 1,5 µm und ordnen sich in charakteristischer Weise in unregelmäßigen, traubenförmigen Haufen an.

In der Kultur bildet S. aureus häufig goldfarbene Kolonien, woraus sich der Name ableitet. Die Kolonien können jedoch auch ein grauweißes, weißes, gelbes oder gelboranges Erscheinungsbild haben. S. aureus kann diverse Virulenzfaktoren ausbilden, welche grob in an die Zelloberfläche gebundene und sezernierte Faktoren (Enzyme und Toxine) unterteilt werden können. Die wichtigsten sind in Tabelle 2.1 dargestellt. Eine nähere Beschreibung der Rolle dieser Virulenzfaktoren erfolgt in Kapitel 2.3.

Tabelle 2.1: Virulenzfaktoren von S. aureus nach SELBITZ (2002) Kapsel

zellgebundene "Schleimhülle" = Pseudokapsel Faktoren Protein A

Fibronektinbindendes Protein (FnBp) Clumping-Faktor

Koagulase Hyaluronidase

sezernierte Hämolysine (α, β, γ, δ) Faktoren Enterotoxine

Exfoliative Toxine Leukozidin

S. aureus ist, wie Staphylokokken im Allgemeinen, ein Besiedler von Haut und Schleimhaut auch bei gesunden Menschen und Tieren. Als Krankheitserreger tritt er vornehmlich bei lokalen aber auch systemischen eitrigen Prozessen in Erscheinung, besonders häufig sind aufgrund seiner Lokalisation eitrige Dermatitiden nach Hautverletzungen zu finden. Auch beim kleinen Wiederkäuer kann diese

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Staphylokokkendermatitis oft beobachtet werden. Eines der wirtschaftlich betrachtet bedeutendsten durch S. aureus hervorgerufenen Krankheitsbilder stellt die Mastitis dar. Dies gilt sowohl für das Rind als auch für kleine Wiederkäuer. Die S. aureus- Mastitis der Schafe und Ziegen wird in Kapitel 2.4 näher beschrieben.

2.2 Epidemiologie von S. aureus-Mastitiden

Der Erreger kommt zwar ubiquitär und auch auf Haut und Schleimhaut vor, muss aber für die Infektion, welche in der Regel via Strichkanal stattfindet, zunächst in die Nähe der Zitzenspitze gelangen. Da S. aureus zu den so genannten „kuhassoziierten Erregern“ gezählt wird, stellt die infizierte Milchdrüse das wichtigste Erregerreservoir dar (HOEDEMAKER 2001) und eine Übertragung findet hauptsächlich während der Melkzeit oder aber, beim kleinen Wiederkäuer, durch so genannte milchräubernde Lämmer (BERGONIER et al. 2003; CONTRERAS et al. 2007) statt. Letztere saugen neben ihren eigenen Muttertieren auch an anderen, so dass es im Falle einer S. aureus-Infektion einer der besaugten Euterhälften zu einer Übertragung auf die jeweils anderen besaugten Euterhälften kommen kann. Die Übertragung während des Melkens kann einerseits die Folge kontaminierter Melkzeuge bzw. des Rückflusses kontaminierter Milch (ANDERSON 1982), andererseits aber auch die Folge einer Kontamination der Hände des Melkers sein, insbesondere, wenn keine Handschuhe getragen werden (VAUTOR et al. 2003; FABIANO et al. 2005). Dass es allerdings auch S. aureus-Stämme gibt, die vorwiegend Eigenschaften so genannter

„Umweltkeime“ aufweisen und dementsprechend mittels zahlreicher weiterer Vektoren wie z.B. Wasser, Einstreu, Arbeitsgeräte oder Fliegen übertragen werden können, zeigten unter anderem Untersuchungen von SOMMERHÄUSER et al.

(2003). Diese sind in Kapitel 2.6.2 näher beschrieben. Auch FOURNIER et al. (2008) fanden bei ihren Untersuchungen in 26 Milchkuhherden nur einen S. aureus- Genotyp, der Eigenschaften eines „kuhassoziierten Erregers“ zeigte, während S. aureus-Stämme, die anderen Genotypen angehörten, sich eher wie koagulase- negative Staphylokokken (CNS) verhielten und offensichtlich mittels verschiedenster Vektoren übertragen werden konnten.

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Diverse Untersuchungen z.B. der Exotoxingene bzw. mittels RFLP (restriction fragment length polymorphism) konnten zeigen, dass sich die S. aureus-Isolate aus der Milch kleiner Wiederkäuer von denen, die aus Kuhmilch isoliert wurden, und auch teilweise die Isolate von Schafen und Ziegen untereinander mehr oder weniger deutlich unterscheiden (SMYTH et al. 2005; VIMERCATI et al. 2006). VAUTOR et al.

(2003) schlossen aus ihren Untersuchungen mittels Pulsfeld-Gelektrophorese (pulsed-field gel electrophoresis, PFGE) auf eng an das Schafeuter adaptierte Stämme, während VAN LEEUWEN et al. (2005) mittels amplified fragment length polymorphism (AFLP) und multilocus sequence typing (MLST) lediglich bei von Ziegen isolierten S. aureus-Stämmen eine Wirtsspezifität nachweisen konnten.

2.3 Pathogenese von S. aureus-Mastitiden

Nach der Besiedelung der Zitzenspitze durch S. aureus folgt, insbesondere bei Vorschädigung der Zitze durch z.B. fehlerhafte Melktechnik (ANDERSON 1982), die Penetration des Zitzenkanals (BERGONIER et al. 2003), die durch Ausbreitung der Kolonien von der Zitzenspitze aus aktiv erfolgen kann (HOEDEMAKER 2001) und schließlich die Anheftung der Bakterien an die Epithelzellen der Zitzen- und Drüsenzisterne (FROST 1975; FROST et al. 1977). Bei dieser Anheftung kann beispielsweise die Pseudokapsel („Schleim“), die die meisten an Mastitisgeschehen beteiligten S. aureus-Stämme ausbilden, fördernd wirken (AGUILAR et al. 2001).

Bestimmte Zellwand-Adhäsine scheinen an der Anlagerung beteiligt zu sein, denn AGUILAR und ITURRALDE (2001) konnten sie außer bei bovinen auch bei sieben von acht ovinen S. aureus-Mastitis-Isolaten nachweisen. Außerdem kann die Anlagerung an Epithelzellen nach Schädigung dieser durch von S. aureus produzierte Toxine erleichtert sein (BASELGA et al. 1994). Nachdem der enge Kontakt zwischen S. aureus und den Epithelzellen hergestellt ist, können letztere Pseudopodien-artige Fortsätze ausbilden, die zur Internalisierung der Bakterien führen (ALMEIDA et al. 1996). Am Eindringen in die Epithelzellen ist auf der Seite von S. aureus hauptsächlich Fibronektin Bindungsprotein (FnBp) beteiligt, das die schnelle Ausbreitung von S. aureus im Euter fördert (BROUILLETTE u. MALOUIN 2005; ZECCONI et al. 2005). Nach der Aufnahme in die Epithelzelle kann S. aureus

(28)

aus dem Endosom ins Cytoplasma „flüchten“, indem die Endosomen-Membran vermutlich mit Hilfe von Hämolysinen aufgelöst wird. Dies kann zur Apoptose der nicht-professionellen Phagozyten führen (BAYLES et al. 1998). Im Anschluss an die Ausbreitung in Zitzen- und Drüsenzisterne steigen die Bakterien in das Milchkanalsystem auf und bilden tiefe Infektionstaschen im Alveolargewebe, die zu Abszessen und der Bildung von Narbengewebswällen führen, welche S. aureus im Gewebe einschließen (NICKERSON 1993a).

Durch S. aureus geschädigtes Drüsengewebe stellt die Milchproduktion ein (ZHAO u.

LACASSE 2008) oder nimmt sie, im Falle einer Infektion während der Lactogenese, gar nicht erst auf. SORDILLO et al. (1989) fanden in entsprechend geschädigten Epithelzellen weniger raues endoplasmatisches Retikulum als in gesunden Zellen, was zu eingeschränkter Sekretion führte. Außerdem werden Milchgänge durch degenerierte und abgeschilferte Epithelzellen sowie Leukozyten verstopft, so dass es zur Involution der blockierten Bereiche und zu einem Absinken der Milchleistung kommt. Zusätzlich kann der blockierte Milchfluss zu einer Akkumulation von Toxinen und damit zu einer stärkeren Gewebeschädigung führen (NICKERSON u. OWENS 1993). Öffnen sich die verstopften Milchgänge wieder, können andere Bereiche der Milchdrüse infiziert werden (FROST 1975; NICKERSON u. OWENS 1993).

Die Ausprägung der klinischen Symptome bei einer intramammären Infektion (IMI) mit S. aureus ist mannigfaltig. Sie reicht von perakuter (gangränöser) Mastitis bis hin zu subklinischen Formen (ANDERSON 1982). Bei der gangränösen Mastitis sorgen Toxine wie das α- und β-Toxin (GUINANE et al. 2008), toxic shock syndrome toxin-1 (TSST-1) und auch das Enterotoxin C (MATSUNAGA et al. 1993; TOLLERSRUD et al. 2000) mit gefäßverengender Wirkung für eine Ischämie mit nachfolgender Nekrose der tubulären Gewebebezirke, so dass das Euter kalt, zyanotisch und ödematös wird. Durch Thrombenbildung in großen Venen kommt es zu einem feuchten Gangrän. Das Sekret ist serumartig bis blutig. Betroffene Tiere zeigen meist Intoxikationserscheinungen und verlieren bestenfalls das betroffene Viertel bzw. die betroffene Hälfte, häufig kommt es aber auch zum Tod des Tieres (NEUMEISTER 1984; BEZEK u. HULL 1995; CONTRERAS et al. 2003).

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Oftmals entwickelt sich eine klinische oder subklinische chronische Infektion mit S. aureus. Hierbei stellen sich große Bereiche der Milchdrüse unauffällig dar, jedoch kommt es zu der oben beschriebenen Formierung von (Mikro-) Abszessen (ANDERSON 1982). Da der Grund für die chronische Infektion die Ineffektivität bei der Elimination der Bakterien ist, kommt es zu einem verlängerten Einstrom an neutrophilen Granulozyten (SLADEK et al. 2005). SHOSHANI et al. (2000) stellten fest, dass die Phagozytose-Kapazität der Granulozyten mit der Zeit abnimmt, was die Elimination der chronischen Infektion zusätzlich erschwert. S. aureus sorgt mit Hilfe zahlreicher Virulenzfaktoren dafür, dass die Wirtsabwehr ineffektiv bleibt. So konnten z.B. Protein A, welches an den Fc-Teil von Antikörpern bindet und diese somit unschädlich macht (FOSTER u. MCDEVITT 1994) sowie der Clumping Faktor, der Fibrinogen aus dem Plasma bindet, gehäuft bei chronischen S. aureus-Mastitiden nachgewiesen werden (MATSUNAGA et al. 1993). Auch die Koagulase führt zu einer

„Verklumpung“ von Plasma durch die konformative Aktivierung von Prothrombin (PANIZZI et al. 2004).

Die bereits bei der Anlagerung an Epithelzellen erwähnte Pseudokapsel kann zusätzlich die Opsonisierung durch Antikörper und Komplement verhindern und somit die Phagozytose inhibieren (KARAKAWA u. YOUNG 1979; WILKINSON et al.

1979). Außerdem kommt es bei S. aureus-Isolaten aus Mastitismilch häufiger als bei Hautisolaten zu einer so genannten Biofilmbildung, wobei eine Schleimhülle um mehrere Zellschichten die Wirtsabwehr zusätzlich beeinträchtigt (FOX et al. 2005).

Auch die Kapsel stellt ein Phagozytose-Hindernis dar, obwohl VERBRUGH et al.

(1982) feststellten, dass der Komplementfaktor C3 auch unterhalb der Kapsel an S. aureus binden kann.

Einen weiteren wichtigen Virulenzfaktor stellen die Leukozidine dar. Hierbei handelt es sich um Exotoxine, die Granulozyten und Monozyten durch Porenbildung in deren Membranen töten. Leukozidine konnten bei S. aureus aus Mastitismilch von Wiederkäuern fast immer nachgewiesen werden, so dass die Vermutung nahe liegt, dass sie für die Pathogenese der Mastitis essentiell sind (HAVERI et al. 2007).

Allerdings ergaben sich tierartspezifische Unterschiede bezüglich des Leukozidin- Typs (RAINARD et al. 2003).

(30)

Die epidermiolytischen exfoliativen Toxine ETA und ETB konnten von HAVERI et al.

(2007) bei keinem der von ihnen untersuchten S. aureus-Isolate aus bovinen intramammären Infektionen (IMI) nachgewiesen werden, so dass sie für die Pathogenese der Mastitis möglicherweise zu vernachlässigen sind.

Ob die Form der Mastitis, die sich aus einer intramammären Infektion mit S. aureus entwickelt, allerdings tatsächlich von den Virulenzfaktoren des jeweiligen S. aureus- Stammes abhängt, ist noch nicht abschließend geklärt. Verschiedene Virulenzfaktoren der unterschiedlichen Stämme scheinen das klinische Bild der Mastitis beeinflussen zu können (JONSSON 1985; ZECCONI et al. 2005). Im Gegensatz dazu stellten MIDDLETON et al. (2002) mittels PFGE allerdings fest, dass die gleiche Menge eines identischen S. aureus-Stammes bei einigen Kühen zu einer klinischen Mastitis führte, während sich bei anderen Tieren gar keine IMI entwickelte. Hieraus schlossen sie, dass andere Faktoren als der Stamm und somit auch als das Repertoire an Virulenzfaktoren den jeweiligen Schweregrad der Mastitis bestimmen.

2.4 S. aureus als Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen

Staphylokokken sind die wichtigsten, da am häufigsten isolierten Mastitiserreger bei Schafen und Ziegen. Anders als beim Rind spielen Streptokokken und gramnegative Erreger wie Enterobacteriaceae hier nur eine sehr geringe Rolle. Sowohl die CNS als auch S. aureus sind von großer Bedeutung, allerdings ist S. aureus aufgrund der meist deutlicheren klinischen Symptomatik hervorzuheben (BERGONIER u.

BERTHELOT 2003; BERGONIER et al. 2003). WHITE und HINCKLEY (1999) bezeichneten S. aureus aufgrund seiner Pathogenität sogar als den wichtigsten Mastitiserreger bei Ziegen. Im Gegensatz zu Rindern, wo S. aureus nur gelegentlich als Erreger einer gangränösen Mastitis auftritt, ist diese Symptomatik bei kleinen Wiederkäuern häufiger zu beobachten (BEZEK u. HULL 1995). MØRK et al. (2007) stellten fest, dass 65,3% der klinischen Mastitiden bei Fleischschafen durch S. aureus hervorgerufen wurden. 8,8% der klinischen Mastitiden verliefen gangränös, hier wurde zu 72,9% S. aureus isoliert.

(31)

Auch wenn ARIZNABARRETA et al. (2002) S. aureus nur zu 1,7% in Milchproben von Schafen mit subklinischen Mastitiden nachweisen konnten und ihn daher vorwiegend als Erreger klinischer Mastitiden bei Schafen bezeichneten, so hat er doch auch bei subklinischen Euterentzündungen seine Bedeutung. Beispielsweise konnten DEUTZ et al. (1995) S. aureus als häufigsten Erreger chronischer Schafmastitiden (63,8%) isolieren und zusätzlich nachweisen, dass bei einer Infektion mit S. aureus der Rückgang der Milchleistung durchschnittlich am größten war. DEINHOFER und PERNTHANER (1993) wiesen S. aureus in immerhin 22,2%

der Milchproben von Schafen mit chronischen Staphylokokken-Mastitiden nach, bei den restlichen Erregern handelte es sich um CNS.

Bei Ziegen wurde in verschiedenen Studien die Prävalenz von S. aureus als Erreger subklinischer Mastitiden mit 10,7 bis 35,4% angegeben (KALOGRIDOU- VASSILIADOU 1991; BOSCOS et al. 1996; HALL u. RYCROFT 2007; MIN et al.

2007). UPADHYAYA und RAO (1993) konnten bei 26,5 % der untersuchten Ziegen einer Fleischrasse S. aureus aus der Milch isolieren. Im Allgemeinen handelt es sich bei S. aureus um den bei Ziegen am zweithäufigsten nachgewiesenen Erreger hinter der Gruppe der CNS (MORONI et al. 2005a), in einzelnen Herden kann er aber auch den vorwiegend isolierten Keim darstellen (WINTER u. BAUMGARTNER 1999).

Dass einige Autoren lediglich S. aureus-Prävalenzen von 0 bis 8% für Ziegen und 1,4 bis 4% für Milchschafe angeben (BERGONIER et al. 2003; MAURER u. SCHAEREN 2007b) liegt mit großer Wahrscheinlichkeit an der bereits angesprochenen stark variierenden Herdenprävalenz.

2.5 S. aureus-Mastitis-Diagnostik

2.5.1 Erregernachweis

2.5.1.1 Kulturelle Untersuchung

Das am häufigsten zur S. aureus-Diagnostik eingesetzte Mittel ist die kulturelle Isolierung der Erreger aus aseptisch entnommenen Milchproben. Der Vorteil dieser Methode besteht insbesondere darin, dass mit lebenden Bakterien gearbeitet wird, die auch zur Resistenztestung herangezogen werden können, so dass eine

(32)

adequate Therapie eingeleitet werden kann (s.u.). Allerdings bietet dieses Verfahren aufgrund der teils intermittierenden Ausscheidung von S. aureus keine hundertprozentige diagnostische Sicherheit. Laut SEARS et al. (1990) wird S. aureus in sogenannten „high or low shedding cycles” mit der Milch von artifiziell infizierten Kühen ausgeschieden. Für die „low shedders” wurde für die kulturelle Untersuchung eine Sensitivität von 70±13,5% angegeben, während bei den „high shedders” 100%

verzeichnet wurden. Insgesamt betrug die Sensitivität bei Entnahme und Untersuchung nur einer Milchprobe 74,5 ± 16,75% und erhöhte sich bei Untersuchung von 2 bzw. 3 Proben auf 94 bzw. 98%. Bei auf natürlichem Wege mit S. aureus infizierten Eutervierteln gaben die Autoren eine Sensitivität von 63 bis 100% an.

In einer anderen Studie wurde für die kulturelle Untersuchung einer Milchprobe eine Sensitivität von 60 bis 87% in Abhängigkeit vom Volumen des Inoculums beschrieben (BUELOW et al. 1996). Diese Abhängigkeit war insbesondere für die

„low shedders“ deutlich, denn hier stieg die Sensitivität bei Vergrößerung des Inoculums von 0,01 auf 0,1 ml von 60 bis 79% auf 85 bis 87% an. Von den Autoren wurde ein 3-Tages-Intervall zur Probennahme empfohlen.

Zur Erhöhung der Sensitivität der kulturellen Untersuchung kann laut VILLANUEVA et al. (1991) auch das Einfrieren der Milchproben bei -20°C beitragen. Nach 23 Tagen bei dieser Temperatur wurden 1,48-mal mehr S. aureus isoliert als dies aus derselben Frischmilch der Fall war. Als mögliche Gründe hierfür gaben die Autoren die Lyse von Phagozyten, welche noch lebensfähige Bakterien enthielten, sowie die Auflösung von Bakterien-Clustern an. Beides führte zu einer Erhöhung der Kolonie bildenden Einheiten (KBE). Von der Erhöhung der KBE in mit S. aureus kontaminierten Milchproben nach dem Einfrieren berichteten auch HUBÁČKOVÁ und RYŠÁNEK (2007) sowie GODDEN et al. (2002). In letzterer Studie wurde außerdem festgestellt, dass bei Kühen das Vorgemelk besser zur kulturellen Untersuchung auf S. aureus geeignet ist als das Nachgemelk.

Eine weitere Möglichkeit, die Sensitivität der kulturellen Untersuchung heraufzusetzen, bietet nach ZECCONI et al. (1997) die Zentrifugation der Milchprobe

(33)

bei 2.000 g und die anschließende Kultur des Sediments. Dieses Vorgehen erhöhte in der o.g. Studie die Anzahl der S. aureus-Nachweise aus Milchproben auf 145,5%.

Die Spezifität der kulturellen Untersuchung in Bezug auf den S. aureus-Nachweis wird insgesamt deutlich höher eingeschätzt als die Sensitivität. Zu unterscheiden sind hier die falsch positive Deutung des Ergebnisses der Laboruntersuchung - nämlich immer dann, wenn eigentlich keine intramammäre Infektion (IMI) vorliegt, sondern z.B. eine Kontamination oder eine Besiedelung des Strichkanals (ADAMS et al. 1992; HICKS et al. 1994) – und das falsch positive Laborergebnis selbst.

Letzteres kann z.B. darin begründet sein, dass in den meisten Labors alle koagulase- positiven Staphylokokken (CPS) als S. aureus angesprochen werden, obwohl CAPURRO et al. (1999) zeigen konnten, dass es sich nur bei 97% der dort isolierten CPS tatsächlich um S. aureus handelte. Dieses Ergebnis unterscheidet sich vom Ergebnis der Studie von DEINHOFER und PERNTHANER (1993), die in Schaf- und Ziegenmilchproben keine anderen CPS als S. aureus nachweisen konnten.

Zur Erhöhung der Spezifität empfehlen sowohl HICKS et al. (1994) als auch ADAMS et al. (1992) die Untersuchung von 3 Milchproben, von denen mindestens 2 als positiv beurteilt werden sollten, um das Euterviertel als mit S. aureus infiziert zu bezeichnen.

2.5.1.2 PCR

Auf Grund der teilweise suboptimalen Sensitivität der Standard-Methoden wie der kulturellen Untersuchung wurden in den letzten Jahren zunehmend Anstrengungen unternommen, um die S. aureus-Diagnostik zu verbessern. Einen viel ver- sprechenden Ansatz hierfür liefert die Polymerasekettenreaktion (PCR). Bei dieser Methode werden bestimmte Genfragmente des nachzuweisenden Erregers mittels so genannter Primer spezifisch vervielfältigt und anschließend mit Hilfe einer Gelelektrophorese als fluoreszierende Banden unter UV-Licht dargestellt (SAIKI et al.

1988). Dass diese Vorgehensweise für den Nachweis von S. aureus aus Milch geeignet ist, zeigten KHAN et al. (1998), indem sie mittels Thermonuclease-Gen (nuc-Gen) spezifischer Primer S. aureus sowohl in der Milch artifiziell infizierter Schafe als auch in Schafmilch und Wasser, denen S. aureus zugesetzt worden war,

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Sensitivität beim Nachweis aus der Milch der künstlich infizierten Schafe bei über 90%. Die Nachweisgrenze bei zu Milch oder Wasser hinzu gegebenen S. aureus lag bei 1 KBE/ml.

Obwohl KUŹMA et al. (2003) ebenfalls einen nuc-Gen spezifischen Primer für ihre PCR verwendeten, lag die Sensitivität in ihrer an Kühen mit chronischer S. aureus- Mastitis durchgeführten Studie lediglich bei 72,4% (bei Einsatz von 1 µl DNA) und die Nachweisgrenze bei 500 KBE/ml. Die Spezifität hingegen betrug 100%.

Auch YAMAGISHI et al. (2007) arbeiteten mit einem nuc-Gen spezifischen Primer und verglichen die direkte PCR mit einer PCR nach Anreicherungskultur. Als Nachweisgrenze bei der direkten PCR gaben sie 10⁶ KBE/ml an, was nach Anreicherungskultur allerdings auf 10⁰KBE/ml reduziert werden konnte. In jedem Fall erwies sich die PCR als sensitiver gegenüber der Bakteriologie, da z.B.

Tankmilchproben in der Bakteriologie negativ, in der PCR hingegen positiv für S. aureus waren.

Ebenfalls mit einer Anreicherungskultur setzten GILLESPIE und OLIVER (2005) die Nachweisgrenze für S. aureus bei der von ihnen durchgeführten multiplex real-time PCR von 10³KBE/ml auf 10⁰KBE/ml herab. Als möglichen Grund für die verbesserte Sensitivität nach Anreicherung wurde die Verdünnung von Inhibitoren der Thermus aquaticus (Taq)-Polymerase genannt. Die DNA wurde aus Mastitismilch von Kühen isoliert und in der PCR gleichzeitig der Erregernachweis von S. aureus, Streptococcus uberis und Streptococcus agalactiae geführt. Die Sensitivität betrug 91,7% für S. aureus. Der Erreger konnte sicher von anderen CPS unterschieden werden.

Neben dem reinen Erregernachweis bietet die PCR weitere diagnostische Möglichkeiten, wie bei Nutzung entsprechend spezifischer Primer z.B. den Nachweis von Superantigenen (SMYTH et al. 2005) oder Enterotoxin-Genen (TKÁČIKOVÁ et al. 2003; SMYTH et al. 2005; CREMONESI et al. 2007). Insbesondere die Detektion der Enterotoxin-Gene kann aus lebensmittelhygienischer und Verbraucherschutz- Sicht sehr hilfreich sein, da die Isolierung der entsprechenden Gene nicht nur aus Milch, sondern auch aus Molkereiprodukten wie z.B. Rohmilchkäse möglich ist.

CREMONESI et al. (2007) gaben für den Nachweis von S. aureus (Koagulase (coa)-

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und nuc-Gen) und seiner Enterotoxin-Gene eine Detektionsgrenze von 100 KBE/g Rohmilchkäse aus Kuh- oder Ziegenmilch an.

Abgesehen vom qualitativen S. aureus-Nachweis wurde von einigen Autoren auch ein quantitativer Nachweis aus künstlich oder natürlich kontaminierter Kuh- und/oder Ziegenrohmilch bzw. aus Rohmilchkäse mittels PCR durchgeführt (CREMONESI et al. 2005; HEIN et al. 2005; GRABER et al. 2007; STUDER et al. 2008).

Insgesamt erwies sich die PCR in einigen Punkten als überlegen gegenüber der Bakteriologie als Standard-Methode in der S. aureus-Diagnostik. Die Autoren beschrieben sie in der Regel als die schnellere Methode, da sie das Ergebnis meist innerhalb eines Tages lieferte (KHAN et al. 1998; STUDER et al. 2008). Außerdem eignete sie sich anders als die Bakteriologie auch zum Nachweis abgetöteter Bakterien, also z.B. nach einer voran gegangenen Antibiose oder aus formalinfixierter Milch. Es ist allerdings zu bedenken, dass die Sensitivität der PCR durch Störfaktoren wie z.B. eine ineffiziente DNA-Extraktion oder eine starke kompetitive Mikroflora in der Milch herabgesetzt werden kann (KHAN et al. 1998;

CREMONESI et al. 2007). Auch zu viele somatische Zellen und phagozytierte bakterielle DNA stören die PCR und verursachen in der Gelelektrophorese so genannte „Schmierbanden“ (KUBOTA et al. 2007). Um Inhibitionen bei der PCR zu verringern, ersetzten KIM et al. (2001) die störanfällige Taq-Polymerase durch die robustere Thermus thermophilus (Tth)-Polymerase. Dies erhöhte die Sensitivität für den S. aureus-Nachweis in der Milch experimentell infizierter Kühe von 65 auf 80%.

Mit einem zusätzlichen DNA-Reinigungsschritt mit Chelex-100 stieg die Sensitivität sogar auf 100%.

2.5.2 Zytologische Untersuchung von Milchproben

Bevor im Folgenden die Aussagekraft des somatischen Zellgehalts der Milch bzw.

des CMT-Wertes für die S. aureus-Mastitis-Diagnostik erläutert wird, erscheinen zunächst einige Ausführungen zum physiologischen Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch sowie zur Vergleichbarkeit von somatischem Zellgehalt und CMT notwendig.

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2.5.2.1 Physiologischer Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch

Zum physiologischen Zellgehalt von Schaf- und Ziegenmilch gibt es unterschiedliche - teils sehr widersprüchliche - Angaben. In Tabelle 2.2 und Tabelle 2.3 sind Werte dargestellt, die die jeweiligen Autoren entweder als Grenzwert für „normale“, also Milch gesunder Tiere vorschlagen, oder die sie in ihren Untersuchungen an klinisch und bakteriologisch gesunden Tieren vorgefunden haben.

Tabelle 2.2: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Schafmilch

Autoren Zellgehalt pro ml Milch

BERGONIER u. BERTHELOT (2003) 130-150 x 10³

BERGONIER et al. (2003) 200.000 – 1,5 Millionen, meist < 500.000

DEUTZ et al. (1989) 100.000

HAENLEIN (2002) 600-800 x 10³

HARIHARAN et al. (2004) 2.285 x 10³ FTHENAKIS (1994) <1 Million MAURER u. SCHAEREN (2007a) < 300 x 10³ EITAM u. EITAM (1993) 1.604 x 10³

Tabelle 2.3: Literaturangaben zum physiologischen Zellgehalt von Ziegenmilch

Autoren Zellgehalt pro ml Milch

BERGONIER et al. (2003) 520.000 – 1,1 Millionen BOSCOS et al. (1996) 0,19 – 2,8 Millionen

HALL u. RYCROFT (2007) 428 x 10³ ; 75% < 500 x 10³; 93% < 1 Million MIN et al. (2007) 2.259 x 10³

MORONI et al. (2005a) 70% < 500 x 10³; 83% < 1 Million; 89% < 1,5 Millionen PAAPE u. CAPUCO (1997) 50-400 x 10³

POUTREL et al. (1993) 687 x 10³ ZENG u. ESCOBAR (1993) > 1 Million

Anhand dieser kleinen Auswahl unterschiedlicher Werte lässt sich die Schwierigkeit bei der Erstellung eines validen Grenzwertes bereits erahnen. Daher liegt ein solcher Grenzwert auf der europäischen Ebene auch bislang nicht vor, während in den USA

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sowohl für Schafe als auch für Ziegen ein Grenzwert von 1 Million Zellen/ml Tankmilch gilt (PAAPE et al. 2007). Diesen Wert einzuhalten gestaltet sich insbesondere für Ziegenhalter aus verschiedenen Gründen schwierig. Zunächst sei hier die im Ziegeneuter stattfindende apokrine Sekretion genannt, die im Gegensatz zur merokrinen Sekretion von Rind und Schaf den Anteil zytoplasmatischer Partikel in der Milch erhöht. Wird der Gehalt an somatischen Zellen nun mit einer nicht DNA- spezifischen Methode wie beispielsweise dem Coulter Counter bestimmt, werden diese Partikel mitgezählt und sorgen für ein zu hohes Messergebnis. Da allerdings einige der zytoplasmatischen Partikel noch Kernfragmente enthalten können, kann es selbst bei Verfahren, bei denen die DNA spezifisch angefärbt wird, zu leicht erhöhten Messergebnissen im Vergleich zu Schaf- oder Kuhmilch kommen (PAAPE u. CAPUCO 1997).

Neben dieser Besonderheit unterliegen sowohl Ziegen als auch – wenn auch in geringerem Maße – Schafe zahlreichen Faktoren, die einen großen Einfluss auf die physiologische Zellzahl haben. So gibt z.B. HAENLEIN (2002) an, dass 90% der Variation des Gehaltes somatischer Zellen in Ziegenmilch nicht durch eine intramammäre Infektion bedingt sind. PAAPE et al. (2007) nennen als wichtige den Zellgehalt von Ziegenmilch beeinflussende Faktoren das Management (siehe auch HARRER 2006), das Laktationsstadium, die Parität und den Caprine Arthritis Encephalitis (CAE)-Status. Allerdings konnten sie keinen Anstieg der Zellzahl mit steigender Parität und fortgeschrittenem Laktationsstadium sowie keinen Rasseeinfluss auf die Zellzahl bei Schafen feststellen. BERGONIER et al. (2003) beschreiben als weitere Einflussfaktoren auf den Zellgehalt von Ziegenmilch abrupte Futterumstellungen und Stress, unter anderem auch durch Behandlungen und Impfungen. Auch das Melkverfahren übt einen Einfluss auf die Zellzahl aus, denn maschinell gemolkene Ziegen weisen einen höheren Gehalt an somatischen Zellen auf als von Hand gemolkene (KOSEV et al. 1993a). Im Gegensatz zu diesen Untersuchungen konnten BOSCOS et al. (1996) bei Anwendung des California Mastitis Tests (CMT) keine Einflüsse durch Rasse, Parität oder Laktationsstadium feststellen.

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2.5.2.2 Vergleichbarkeit von California Mastitis Test (CMT) und somatischem Zellgehalt (SCC)

Es wurden zahlreiche Studien zur Vergleichbarkeit von SCC und CMT sowohl mit Schaf- als auch mit Ziegenmilch durchgeführt.

Für Schafmilch sprachen DEUTZ et al. (1995) sowie MAURER und SCHAEREN (2007a) von einer guten bzw. sehr guten Übereinstimmung von CMT und fluoreszenz-optisch-elektronisch ermittelten Zellgehalten. BERGONIER und BERTHELOT (2003) gaben als Wert für die Übereinstimmung 80% an, wobei negative und fragliche CMT-Ergebnisse mit Zellgehalten < 25.000/ml, starke und sehr starke Reaktionen mit solchen von 500.000/ml bis 900.000/ml gleichzusetzen waren. In den Untersuchungen von MAURER und SCHAEREN (2007a) hingegen zeigten negative CMT-Reaktionen Gehalte an somatischen Zellen von im Mittel 60.000 Zellen/ml, schwach positive 300.000 bis 900.000 Zellen/ml und stark positive 2 bis 10 Millionen Zellen/ml an.

Auch bei Ziegenmilch wird zumeist von einer guten Übereinstimmung von mit fluoreszenz-optisch-elektronisch ermittelten Zellgehalten und CMT ausgegangen (WINTER u. BAUMGARTNER 1999; HARRER 2006). Aus den in Kapitel 2.5.2.1 genannten Gründen ist die Nutzung eines DNA-spezifischen Verfahrens zur Zellzählung in Ziegenmilch essentiell (HAENLEIN 2002). UPADHYAYA und RAO (1993) ermittelten für CMT und Leukozytenzahl einen Korrelationskoeffizienten von ρ = 0,83. Die nachfolgende Tabelle 2.4 zeigt die mikroskopisch ermittelte Leukozytenzahl und die dazugehörigen CMT-Ergebnisse dieser Untersuchung.

Tabelle 2.4: Zusammenhang von CMT-Score und Leukozytenzahl in Ziegenmilch (UPADHYAYA u. RAO 1993)

CMT-Score Leukozytenzahl (Millionen/ml)

- 0,07-0,81

+/- 0,09-0,81

+ 0,31-2,13

++ 0,67-3,60

+++ 1,99-9,34

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2.5.2.3 Entwicklung des Zellgehalts bei Nachweis von S. aureus

Der Gehalt der Milch an somatischen Zellen (somatic cell count, SCC) kann Hinweise auf das Bestehen einer S. aureus-Infektion des Euters geben. Generell wird bei einer bestehenden Infektion der Milchdrüse mit S. aureus von einem besonders hohen SCC, auch im Vergleich mit Infektionen anderer Ätiologie, ausgegangen (KOSEV et al. 1993b; MORONI et al. 2005a). So lag in einer Untersuchung von 2002 (ARIZNABARRETA et al.) der dekadische Logarithmus des Gehaltes an somatischen Zellen in mit S. aureus infizierter Schafmilch bei 6,68, in bakteriologisch negativer hingegen bei 4,86. BERGONIER und BERTHELOT (2003) gaben einen Wert von 2,3 – 5 Mio Zellen/ml Milch für S. aureus-positive Schafe an.

MAURER und SCHAEREN (2007a) stellten bei einem Nachweis von S. aureus in Schafmilch auch immer eine starke bis sehr starke Reaktion im Schalmtest fest. In einer Studie von 1995 (BOSCOS et al.) zeigten 89% der S. aureus-positiven Ziegen einen SCC von > 2 Mio Zellen/ml und einen CMT-Score von > 2, insgesamt lagen die Zellgehalte dieser Ziegen in einem Bereich von 1,78 bis 4,58 x 10⁶Zellen/ml. Bei Ziegen mit subklinischen Mastitiden fanden HALL und RYCROFT (2007) die höchsten Zellgehalte, im Mittel 7,5 x 10⁶Zellen/ml, wenn S. aureus als Erreger nachgewiesen wurde.

Auf Grund dieser hohen Zellzahlen wurde vorgeschlagen, durch Untersuchung des SCC bzw. Durchführen eines CMT „infektionsverdächtige“ Tiere herauszufinden (VESTWEBER 1994; HOEDEMAKER 2001; STEFFL u. PHILIPP 2007). Gleichzeitig wurde aber auf den starken Polymorphismus von S. aureus hingewiesen, und auf die Existenz von S. aureus-Stämmen, die nur einen niedrigen SCC im Tier bedingen.

Schon ANDERSON (1982) beschrieb, dass S. aureus-Nachweise aus Kuhmilch nicht immer mit einem erhöhten SCC einhergehen müssen. Gleiches gaben auch VESTWEBER u. LEIPOLD (1993) sowie WIDEL (1994) und ZECCONI et al. (2005) in ihren Arbeiten an. Während DEINHOFER und PERNTHANER (1993) bei Infektionen mit S. aureus bei Schafen und Ziegen stets eine höhere Zellzahl vorfanden als bei Infektionen mit CNS, konnten DEUTZ et al. (1995) diesbezüglich keine signifikanten Unterschiede in der Zellzahl bei Schafen feststellen. EITAM und EITAM (1993) fanden in ihren Untersuchungen an Schafen sogar, dass Infektionen

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mit Pseudomonaden und Mikrokokken zu deutlich höheren Zellgehalten führten als Infektionen mit S. aureus (letztere im Mittel 2.924 x 10³Zellen/ml). Beim Vergleich der Zellgehalte von Ziegen mit subklinischen Mastitiden unterschiedlicher Ätiologie durch MIN et al. (2007) erwiesen sich die durch S. aureus hervorgerufenen Zellzahlen, im Mittel 4.724 x 10³ Zellen/ml, als nicht erhöht gegenüber den Zahlen, die durch andere Erreger hervorgerufen wurden. MAURER und SCHAEREN (2007b) stellten fest, dass anders als in ihrer Untersuchung an Schafen 16,7% der mit S. aureus infizierten Ziegen im Schalmtest negativ reagierten. Auch UPADHYAYA und RAO (1993) fanden negative und fragliche CMT-Ergebnisse bei mit S. aureus infizierten Ziegen.

Ein hoher Gehalt an somatischen Zellen kann also weder als spezifisch (KHAN et al.

1998) noch als besonders sensitiv im Hinblick auf eine S. aureus-Infektion der Milchdrüse, insbesondere bei Ziegen, bezeichnet werden.

2.6 Bekämpfung der S. aureus-Mastitis

2.6.1 Antibiotikatherapie

Der Therapieversuch mittels Antibiotika-Gabe ist eine immer noch häufig praktizierte, jedoch selten zufrieden stellende Maßnahme in der Bekämpfung von S. aureus als Mastitiserreger. Bevor im Folgenden die Antibiotikatherapie getrennt nach Behandlung während der Laktation und Behandlung in der Trockenstehphase abgehandelt wird, sollen hier zunächst einige übergreifende Punkte besprochen werden.

Die Selbstheilungsraten für Mastitiden betragen, lässt man die Ätiologie außer Acht, 35 bis 67% beim Schaf und 20 bis 60% bei der Ziege, wenn diese trocken gestellt werden (BERGONIER et al. 2003). Speziell für Infektionen mit S. aureus fanden allerdings DEUTZ et al. (1995) bei Milchschafen eine wesentlich niedrigere Selbstheilungsrate von 11,1%, während für Milchkühe ein Wert von 25% angegeben wird (VESTWEBER 1994; HOEDEMAKER 2001). Diese Selbstheilungsraten gilt es bei der Bewertung der im Folgenden genannten Heilungsraten für die unterschiedlichen Formen der Antibiotikatherapie zu berücksichtigen.