der Tierärztlichen Hochschule Hannover
Untersuchungen zu Aufbau und Funktion der Caeca bei Eulen (Strigiformes)
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Anna Nora Hellmann
aus Hamburg
Hannover 2007
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. med. vet. habil. Ulrich Neumann Univ.-Prof. Dr. rer. nat. habil. Wilfried Meyer
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. med. vet. habil. Ulrich Neumann 2. Gutachter: Apl.-Prof. Dr. rer. nat. habil. Bernd Schröder
Tag der mündlichen Prüfung: 15. November 2007
Anteile dieser Arbeit wurden durch die Niedersächsische Lottostiftung finanziell unterstützt.
meinen Brüdern
Inhaltsverzeichnis
INHALTSVERZEICHNIS ... I ABKÜRZUNGSVERZEICHNIS ...VI
1 EINLEITUNG ... 1
2 LITERATUR... 3
2.1 Zoosystematische Einordnung ... 3
2.2 Beschreibung der Habitate, Verhaltensweisen und Nahrung einiger Eulenarten ... 3
2.2.1 Schleiereule (Tyto alba) ... 3
2.2.2 Waldkauz (Strix aluco) ... 3
2.2.3 Waldohreule (Asio otus) ... 4
2.2.4 Sumpfohreule (Asio flammeus)... 4
2.2.5 Steinkauz (Athene noctua) ... 5
2.2.6 Uhu (Bubo bubo) ... 5
2.3 Übersicht über die Anatomie des Verdauungstraktes der Vögel mit besonderer Berücksichtigung der Eulen... 6
2.3.1 Kopfdarm ... 6
2.3.2 Vorderdarm... 6
2.3.3 Mittel- und Enddarm ... 7
2.4 Die Blinddärme der Vögel... 8
2.4.1 Lokalisation der Caeca... 8
2.4.2 Anzahl der Caeca... 9
2.4.3 Länge der Caeca... 9
2.5 Feinbau der Vogel-Blinddärme ... 11
2.5.1 Allgemeiner histologischer Aufbau... 11
2.5.2 Histologische Einteilung der Caeca ... 12
2.6 Funktion der Vogel-Blinddärme ... 13
2.7 Die Blinddärme der Eulen... 15
2.8 Resorptionsvorgänge am Vogeldarm... 16
2.8.1 Kohlenhydrate...16
2.8.2 Aminosäuren...16
2.8.3 Fettsäuren und Gallensäuren ...16
2.8.4 Flüchtige Fettsäuren...17
2.8.5 Wasser, Natrium und Chlorid ...17
2.8.6 Kalium, Magnesium, Calcium und Phosphat...17
2.8.6.1 Mechanismen der Calciumaufnahme im Vogeldarm...17
2.8.6.2 Steuerung der aktiven Calciumresorption in die Enterozyten des Vogels...19
2.9 Abschließende Betrachtung des Literaturteils und Zielsetzung der Arbeit ...21
3 MATERIAL UND METHODEN...22
3.1 Probenmaterial...22
3.1.1 Eulen...22
3.1.2 Hühner ...23
3.2 Probenentnahme...23
3.2.1 Datenerhebung im Zuge der Probenentnahme...23
3.2.2 Auswertung der makroskopischen Befunde...24
3.3 Probenfixierung...24
3.3.1 Fixierung in BOUIN’scher Lösung (nach BÖCK 1989)...24
3.3.2 Fixierungsgemisch (nach KARNOVSKY 1965)...24
3.4 Histologische Untersuchungen...25
3.4.1 Einbettung und Anfertigung der Schnitte...25
3.4.1.1 Einbettung in Paraffin (Paraplast, Fa. Sherwood) ...25
3.4.1.2 Einbettung in Technovit 7100 (Fa. Heraeus-Kulzer): ...26
3.4.2 Histologische Übersichtsfärbungen ...26
3.4.2.1 Hämatoxylin-Eosin-Färbung ...26
3.4.2.2 Toluidinblau-Färbung ...27
3.4.2.3 Trichrom-Färbung ...27
3.4.3 Histochemische Kohlenhydrat-Nachweise ...28
3.4.3.1 Alcianblau-PAS-Färbung ...28
3.4.4 Immunhistochemische Nachweise ...29
3.4.4.1 Antikörperreaktion mittels Maus IgG gegen Vogelmitochondrien...31
3.4.4.2 Antikörper gegen Human-Mitochondrien ...32
3.4.4.3 Antikörperreaktion gegen Succinat-Dehydrogenase (SDH) ...32
3.4.4.4 Antikörperreaktion gegen Calbindin D28k ...32
3.4.4.5 Antikörperreaktion gegen die α2-Untereinheit des Calciumkanals ...32
3.4.4.7 Negativkontrollen ... 33
3.4.5 Dokumentation der histologischen und histochemischen Befunde ... 33
3.4.6 Messungen an den Enterozyten ... 33
3.5 Untersuchung des Darminhaltes ... 34
3.5.1 Bestimmung der Trockensubstanz und der Rohasche ... 34
3.5.2 Bestimmung einzelner Mengenelemente... 34
3.5.2.1 Calcium, Magnesium, Natrium und Kalium ... 34
3.5.2.2 Phosphor ... 34
3.5.3 Darstellung der Ergebnisse aus der Analyse des Mineralstoff-gehaltes im Darminhalt ... 35
3.6 Statistik... 35
3.6.1 Auswertung der Längenmessungen am Eulendarm... 35
3.6.2 Auswertung der Mineralstoffanalysen ... 35
4 ERGEBNISSE... 36
4.1 Makroskopisch anatomische Befunde ... 36
4.1.1 Einteilung der Caeca der Eule... 36
4.1.2 Lage der Caeca in situ ... 39
4.1.2.1 Besondere Lageverhältnisse der Caeca bei der Schleiereule ... 39
4.1.2.2 Besondere Lageverhältnisse der Caeca beim Waldkauz... 40
4.1.2.3 Besondere Lageverhältnisse der Caeca bei der Waldohreule... 40
4.1.2.4 Besondere Lageverhältnisse der Caeca beim Uhu... 40
4.1.2.5 Besondere Lageverhältnisse der Caeca bei der Sumpfohreule... 40
4.1.3 Längenverhältnisse am Eulendarm... 46
4.1.3.1 Ergebnisse zu den Längenverhältnissen am Eulendarm... 46
4.2 Histologische Befunde... 57
4.2.1 Tunica serosa... 59
4.2.1.1 Lamina epithelialis ... 59
4.2.1.2 Lamina propria... 59
4.2.1.3 Lamina subserosa ... 59
4.2.2 Tunica muscularis ... 60
4.2.2.1 Lamina longitudinale... 60
4.2.2.2 Lamina intermuscularis... 60
4.2.2.3 Lamina circulare ... 60
4.2.3 Tunica mucosa ... 60
4.2.3.1 Lamina (Tela) submucosa ... 62
4.2.3.2 Lamina muscularis mucosae ... 66
4.2.3.3 Lamina propria... 68
4.2.3.4 Lamina epithelialis ... 71
4.3 Histochemische Darstellung der Becherzellen...76
4.4 Funktionelle Histologie der Enterozyten nach der Auswertung der immunhistochemischen Nachweise ...80
4.4.1 Immunhistochemische Darstellung von Mitochondrien in den Blinddarm-Enterozyten ...80
4.4.2 Immunhistochemischer Nachweis des Calciumtransport-proteins Calbindin D28k in den Blinddarm-Enterozyten ...86
4.4.3 Immunhistochemischer Nachweis von Calciumkanal-Strukturen in den Blinddarm- Enterozyten...90
4.4.4 Immunhistochemischer Nachweis von Vitamin D3-Rezeptoren in den Blinddarmenterozyten ...94
4.5 Auswertung der Mineralstoffanalysen im Inhalt des Eulendarms...100
4.5.1 Ergebnisse der statistischen Auswertung ...100
4.5.1.1 Calcium ...101
4.5.1.2 Magnesium...101
4.5.1.3 Kalium ...101
4.5.1.4 Natrium...101
4.5.1.5 Phosphor...102
4.6 Zusammenfassende Betrachtung der Ergebnisse ...103
5 DISKUSSION ...107
5.1 Diskussion der Einzeluntersuchungen und Teilergeb-nisse ...108
5.1.1 Anatomische Darstellung der Eulencaeca ...108
5.1.1.1 Methodik...108
5.1.1.2 Anatomie der Eulenblinddärme ...108
5.1.2 Längenverhältnisse am Eulendarm ...109
5.1.2.1 Methodik...109
5.1.2.2 Längenverhältnisse am Eulendarm ...110
5.1.3 Allgemeine histologische Befunde...111
5.1.3.1 Methodik...111
5.1.3.2 Histologische Darstellung der Caeca...111
5.1.4 Histochemische Darstellung der Becherzellen...113
5.1.4.1 Methodik...113
5.1.4.2 Darstellung der Becherzellen...113
5.1.5 Immunhistochemische Nachweise ...114
5.1.5.1 Methodik...114
5.1.5.2 Problematik ...114
5.1.5.3 Nachweis der Mitochondrien...115
5.1.5.5 Nachweis von Calciumkanalstrukturen (α2-Untereinheit des Calciumkanals des T-
tubulären Systems)... 116
5.1.5.6 Nachweis des Vitamin D3-Rezeptors... 116
5.1.6 Analysen der Mineralstoffe... 118
5.1.6.1 Methodik ... 118
5.1.6.2 Problematik... 119
5.1.6.3 Analyseergebnisse für die Mineralstoffkonzentrationen im Inhalt der untersuchten Darmabschnitte... 120
5.2 Abschließende Diskussion unter Zusammenfassung aller Ergebnisse... 121
5.3 Ausblick... 123
5.4 Bedeutung der Ergebnisse dieser Arbeit für den praktischen Umgang mit Eulenfindlingen... 124
6 ZUSAMMENFASSUNG... 126
7 SUMMARY... 128
8 LITERATURVERZEICHNIS... 130 9 ABBILDUNGSVERZEICHNIS ...VII 10 TABELLENVERZEICHNIS ...XII 11 ANHANG ... XIV
Abkürzungsverzeichnis
Abb. Abbildung
AB-PAS Alcianblau-Periodsäure-Schiff-Reaktion AMS Aggregation mikrotubulärer Strukturen Aqua dest. Aqua destilata
ATP(ase) Adenosintriphosphat(ase) BSA bovines Serum-Albumin
DAB Diaminobenzidin
KM Körpermasse
MARRSbp membrane-associated rapid response steroid binding protein MISS membrane-initiated steroid signal transduction
MW Mittelwert
n Stichprobenumfang
NISS nuclear-initiated steroid signal transduction nVDR nucleärer Vitamin D3-Rezeptor
p Fehlerwahrscheinlichkeit
PBS phosphate buffered saline
Ra Rohasche
SD Standardabweichung
SDH Succinat-Dehydrogenase
Tab. Tabelle
TEC-Puffer Tris-EDTA-Citrat-Puffer
TRPV transient receptor potential vanilloid channel
uS ursprüngliche Substanz
VDR Vitamin D3-Rezeptor
VDREs Vitamin D–responsive elements
VDRmem membranständiger Vitamin D3-Rezeptor VDRnuc nucleärer Vitamin D3-Rezeptor
x arithmetischer Mittelwert
1 Einleitung
Die Eule war seit jeher als Bote von Tod oder Unglück einerseits, und als Symbol der Weisheit und Vogel der Götter andererseits, in den mythologischen Vorstellungen der Menschen präsent. Auch heute lässt das Interesse an Eulen, den so genannten Nachtgreifen, nicht nach. Es steht jedoch nicht mehr die Symbolik der Eulen, sondern vielmehr ihre Biologie und auch ihre Arterhaltung im Vordergrund.
Jährlich werden nestjunge Eulen, solche in der Ästlingsphase sowie verletzte adulte Tiere von der naturinteressierten Bevölkerung aufgefunden und bei Tierärzten oder in Wildtier-Pflegestationen abgegeben. Die Bestandsdichte mehrerer Eulenarten [wie z.B. Sumpfohreule (Asio flammeus): Kategorie 1 = vom Aussterben bedroht;
Steinkauz (Athene noctua): Kategorie 2 = stark gefährdet nach der Roten Liste der Brutvögel Deutschlands (NABU 2003)] ist zum Teil derart gering, dass nicht nur die artgemäße Gestaltung des Lebensraums, sondern parallel dazu auch die Wiederansiedlung von „wildbahnfähigen“ Einzeltieren Sinn macht. Zur optimalen Pflege und Vorbereitung auf eine Wiederauswilderung müssen die Vögel häufig tierärztlich versorgt und sollten artgemäß gefüttert werden. Oft ist ein natürliches
„Ganztierfutter“ (wie Mäuse) nicht vorhanden, so dass auf „Ersatzfutter“ ausgewichen wird. Das Futter soll das Wachstum der Jungvögel sowie die Konditionierung der adulten Tiere optimal unterstützen, um ein Überleben in der Wildbahn zu ermöglichen. Das bedeutet neben der Ausgewogenheit der Nährstoffe auch, dass der Darm die Umstellung auf die Futterbedingungen in der Wildbahn verkraften muss.
Obwohl Eulen und Greifvögel das gleiche Nahrungsspektrum haben, gibt es dennoch erhebliche Unterschiede in der Art des Beuteerwerbs, der Nahrungsaufnahme, der Verdauung sowie in der Anatomie des Verdauungstraktes. So besitzen Eulen beispielsweise zwei voluminöse Blinddärme, während diese bei Greifvögeln in der Regel nicht oder nur rudimentär ausgebildet sind.
Im Bezug auf die Anatomie und Physiologie dieser Darmabschnitte gibt es bei Eulenvögeln noch große Wissenslücken. Teilweise findet man in verbreiteter tierärztlicher Fachliteratur die Angabe, dass gerade der „fehlende Blinddarm bei Eulen“ eine anatomische Besonderheit darstellt (HOOIERMEIJER u. ZWART 1987).
Als Folge immer noch unzureichender Kenntnisse auf diesem Gebiet sind die Pflege- und die zu vermutenden Auswilderungsverluste bedingt durch Verdauungsstörungen bei Eulen, im Vergleich zu Taggreifvögeln, als relativ hoch einzuschätzen (KUMMERFELD 2003a). Als klinische Symptomatik treten Durchfall, unzureichende Verdauung des Futters und bei aufzuziehenden Nestlingen Entwicklungsstörungen der Knochen und der Federn sowie zentralnervöse Ausfälle auf.
Kenntnisse zum Verdauungstrakt und seiner Funktion bei Eulen sind daher für Fragen der Wildtierrehabilitation und der anschließenden Wiederauswilderung unerlässlich.
Ziel dieser Arbeit war es, neue Erkenntnisse über Aufbau und Funktion der Blinddärme von Eulen zu erlangen. Die resultierenden Ergebnisse zur besonderen Verdauung bei diesen Vögeln sollen direkt in die Praxis einfließen, um auf dieser Grundlage die Fütterung von besonders geschützten Eulen in Wildtier- Auffangstationen verbessern zu können.
2 Literatur
2.1 Zoosystematische Einordnung
Eulen gehören zur Klasse der Vögel (Aves) mit der zoosystematischen Ordnung Strigiformes. Diese umfasst 2 Familien, 26 Gattungen und 212 Spezies, von denen 13 in Europa leben (KÖNIG et al. 1999). Zu den in Deutschland am häufigsten vorkommenden Arten gehören die Schleiereule (Tyto alba) aus der Familie der Tytonidae sowie der Waldkauz (Strix aluco) und die Waldohreule (Asio otus) aus der Familie der Strigidae. Auch Steinkauz (Athene noctua), Uhu (Bubo bubo) und Sumpfohreule (Asio flammeus) gehören neben weiteren Eulenspezies in die Familie Strigidae.
2.2 Beschreibung der Habitate, Verhaltensweisen und Nahrung einiger Eulenarten
2.2.1 Schleiereule (Tyto alba)
Die Schleiereule ist eine sehr helle, mittelgroße Eule. Ihre Größe beträgt etwa 34 cm;
bei einer Flügelspannweite von 90 – 98 cm. Durchschnittlich wiegen die kleineren Männchen 315 g und die kräftigeren Weibchen 340 g. Die Schleiereule lebt in Kulturlandschaften. Sie brütet in Baumhöhlen und Gebäuden, meist in Scheunen oder Dachböden. Ihre Jagd erfolgt in der Nacht oder in der Dämmerung aus dem Suchflug heraus. Sie ernährt sich hauptsächlich von Kleinnagern, wobei die Feldmaus bis zu 95 % ihres eher engen Nahrungsspektrums ausmacht; selten frisst sie auch Vögel.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, EPPLE 1993, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al. 1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.2.2 Waldkauz (Strix aluco)
Der Waldkauz ist eine mittelgroße, relativ kompakte Eule mit einer Größe von 40 – 42 cm. Seine Flügelspannweite beträgt im Mittel 93 cm beim männlichen Tier und
98 cm beim weiblichen. Mit einem Durchschnittsgewicht von 560 g wiegen die Weibchen deutlich mehr als die 440 g schweren Männchen. Der Waldkauz brütet in Wäldern und Parks und hier bevorzugt in alten Laubbäumen. Er ist ein Standvogel.
Seine Nahrung besteht in erster Linie aus Kleinnagern (73 %), seltener erbeutet das nacht- und dämmerungsaktive Tier andere Vögel (14 % der Nahrung) bis hin zu Taubengröße oder Frösche und Kröten (13 % des Beutespektrums). Bei schlechtem Nahrungsangebot frisst er auch Regenwürmer oder Insekten. Seine Jagd erfolgt vom Ansitz sowie vom Boden aus.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al.
1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.2.3 Waldohreule (Asio otus)
Die Waldohreule ist kleiner und schlanker als der Waldkauz. Sie hat eine Größe von ca. 36 cm, bei einer Flügelspannweite von etwa 95 cm und einem Gewicht von durchschnittlich 300 g (Weibchen) bzw. 250 g (Männchen). Sie bewohnt Waldränder und Feldgehölze, seltener auch größere Parks und brütet in verlassenen Nestern anderer Vögel, meist in Krähennestern. In Deutschland ist die Waldohreule ein Stand- oder Strichvogel. Zum Nahrungserwerb benötigt sie ein offenes Gelände, wie Felder, Wiesen, Niedermoore usw. Ihre Jagd erfolgt vom Ansitz aus bei Nacht und bei Dämmerung. Ihre Beute besteht zu 82 % aus Wühlmäusen, wovon die Feldmaus den größten Anteil (76 – 90 %) ausmacht. Kleinvögel stellen mit etwa 8 % nur einen geringen Anteil ihrer Nahrung dar.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al.
1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.2.4 Sumpfohreule (Asio flammeus)
Die Sumpfohreule ist der Waldohreule sehr ähnlich. Sie hat bei einer Flügelspannweite von 96 – 107 cm eine Größe von 34 – 42 cm. Die weiblichen Sumpfohreulen sind mit durchschnittlich 420 g etwas schwerer als die männlichen mit durchschnittlich 350 g. Sumpfohreulen leben in offenen Landschaften mit gleichzeitig deckungsreicher Vegetation, vor allem in Niederungen, Mooren, Verlandungszonen und Dünenlandschaften. Im Winter ziehen die Sumpfohreulen in
Linie aus dem Suchflug heraus, teilweise aus dem Rüttelflug und bei schlechter Witterung auch vom Ansitz aus. Der Großteil (90 %) der erbeuteten Nahrung besteht aus Wühlmäusen, vor allem aus Feld- und Erdmäusen.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al.
1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.2.5 Steinkauz (Athene noctua)
Der Steinkauz ist mit einer Größe von 21 – 23 cm und einer Flügelspannweite von 54 – 58 cm eine relativ kleine Eule. Im Durchschnitt wiegt das männliche Tier 180 g und der weibliche Steinkauz 200 g. Steinkäuze leben in offenen Landschaften mit Feldern, Gehölzen, Gebäuden, Hecken usw. Sie brüten in Baumhöhlen und Gebäudenischen. Der Waldkauz ist ein Standvogel. Er ist dämmerungs-, nacht- und teilweise sogar tagaktiv. Er ist ein kraftvoller Ansitz- und Bodenjäger, mit breitem Beutespektrum unter Bevorzugung kleiner bis mittelgroßer Bodentiere.
Regenwürmer und Insekten stellen den Hauptteil seiner Nahrung dar. Bei Nestlingen sollen Regenwürmer sogar einen Anteil von 85 % des Futters ausmachen. Des Weiteren erbeutet der Steinkauz Feldmäuse und andere Kleinsäuger, Kleinvögel, Eidechsen und Lurche, wie beispielsweise Grasfrösche.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al.
1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.2.6 Uhu (Bubo bubo)
Der Uhu ist weltweit die größte Eule. Die Männchen haben durchschnittlich eine Größe von 61 cm, bei einer Flügelspannweite von 157 cm und einem Gewicht von 1600 – 2100 g. Die größeren weiblichen Tiere haben im Durchschnitt eine Größe von 67 cm, bei einer Flügelspannweite von 168 cm und einem Gewicht von 2200 – 3200 g. Der Uhu bewohnt Gebirge und Wälder, bevorzugt mit Felsen, Steilwänden und alten Bäumen. Das Streifgebiet eines Brutpaares umfasst mindestens einen Umkreis von 5 km. Der Uhu ist ein nacht- und teilweise dämmerungsaktiver Standvogel, der tagsüber gerne in alten Nadelbäumen oder Höhlen und Spalten rastet. Er jagt sowohl als Ansitzjäger als auch aus dem Pirschflug und vom Boden aus. Seine Nahrung besteht aus Säugetieren, wie Mäusen, Ratten, Igeln, Hasen und
auch Fledermäusen, aus Vögeln bis hin zu Entengröße, aus Eidechsen, Fröschen, Wirbellosen und in Ufernähe auch aus Fischen und Krebsen.
(GLUTZ v. BLOTZHEIM u. BAUER 1980, HEINZEL et al.1995, SVENSSON et al.
1999, MEBS u. SCHERZINGER 2000)
2.3 Übersicht über die Anatomie des Verdauungstraktes der Vögel mit besonderer Berücksichtigung der Eulen
2.3.1 Kopfdarm
Beginnend mit dem artenabhängig unterschiedlich geformten Schnabel (Rostrum), setzt sich der Verdauungstrakt der Vögel in eine einheitliche Schnabel- und Schlundkopfhöhle, den Oropharynx fort, der die Zunge beherbergt.
Ausführungsgänge zahlreicher Speicheldrüsen (Glandulae salivales) münden in den Oropharynx, welche dazu dienen, die Nahrung für das Abschlucken gleitfähig zu machen (KING u. McLELLAND 1978, VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992).
Eulen haben einen stark gekrümmten scharfrandigen Fleischfresserschnabel, welcher dazu dient, die Beute zu töten und ggf. zu zerteilen (MEBS u.
SCHERZINGER 2000).
2.3.2 Vorderdarm
Durch den Schluckvorgang wird die Nahrung in den Ösophagus weitergeleitet, welcher beim Vogel einen relativ großen Durchmesser hat und in seiner Pars cervicalis vorwiegend auf der rechten Halsseite zu liegen kommt. Bei vielen Arten erweitert sich der Ösophagus vor dem Brusteingang zum Kropf (Ingluvies) (VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992). Der Ösophagus ist mit einer großen Anzahl longitudinaler Schleimhautfalten versehen und besitzt unter seinem mehrschichtigen verhornenden Plattenepithel zahlreiche muköse Drüsen. Bei den Eulen enthält das Ösophagusepithel selbst zusätzlich zahlreiche Drüsenzellen, so dass die typischen Epithelzellen eher in den Hintergrund treten (SCHÖNNAGEL 2005). Die longitudinalen Schleimhautfalten sind beim Ösophagus der Eulen besonders stark ausgeprägt, was eine gute Dehnbarkeit des Organs zur Folge hat und das
jedoch angenommen, dass der Ösophagus selbst bis zu einem gewissen Grade als Futterspeicher dienen kann (KING u. McLELLAND 1978).
Über den Ösophagus gelangt das Futter in den Magen, zunächst in den Drüsenmagen (Proventriculus) und von dort in den Muskelmagen (Ventriculus), der links des Eingeweidebauchfellsacks liegt. Salzsäure und Pepsin werden beim Vogel ebenso wie bei allen anderen Wirbeltieren, mit Ausnahme der Säuger, von einem einzigen Zelltyp gebildet.
Bei den Eulen, wie auch bei anderen Fleisch oder Fisch fressenden Vögeln stellt der Magen (Gaster), im Gegensatz zu dem der Körnerfresser einen eher dünnwandigen, wenig differenzierten Sack dar (KING u. McLELLAND 1978, VOLLMERHAUS u.
SINOWATZ 1992). Er spielt bei der mechanischen Verdauung eher eine untergeordnete Rolle und dient lediglich als Speicherorgan, in dem der Magensaft seine Aufgabe erfüllen kann (KING u. McLELLAND 1978). Der Magensaft hat mit einem pH von 2,35 eine sechsfach geringere Säurekonzentration als derjenige der Greifvögel, die ja im Gegensatz zu adulten Eulen Knochen vollständig verdauen können (MEBS u. SCHERZINGER 2000). Im Muskelmagen wird das Gewölle aus den unverdaulichen Nahrungsbestandteilen geformt (EPPLE 1993).
2.3.3 Mittel- und Enddarm
Die verdaulichen Nahrungsbestandteile werden in den Dünndarm (Intestinum tenue), d. h. zunächst in das Duodenum weitergeleitet, welches als U-förmige Schleife (Ansa duodenalis) rechts dorsal dem Muskelmagen aufliegt. Die Ansa duodenalis umfasst mit ihrem absteigenden (Pars descendens) und ihrem aufsteigenden Schenkel (Pars ascendens) das Pankreas. Gallengänge und Pankreasgänge münden in den distalen Teil der Pars ascendens. In der Flexura duodenojejunalis geht der Zwölffingerdarm schließlich in den Leerdarm über (KING u. McLELLAND 1978, VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992).
Morphologisch besteht beim Vogel keine Rechtfertigung für die Unterteilung des Darmkanals in Jejunum und Ileum, welche über die Lage des Meckelschen Divertikels definiert wird. Das Jejunoileum stellt den längsten Darmabschnitt dar und legt sich im Abdomen in Ansae jejunales und Ansae ileales. Vogelartabhängig sind diese mehr oder weniger stark ausgeprägt und variieren in ihrer Anzahl. Mit Hilfe vor allem des Bauchspeichels finden im Jejunoileum weitere Verdauungsprozesse statt
(VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992). Da, nach der Nomina Anatomica Avium (NAA) (McLELLAND 1993), die derzeitige Einteilung des Intestinum tenue in die drei Abschnitte Duodenum, Jejunum und Ileum erfolgt, soll auch im weiteren Verlauf dieser Arbeit diese Dreiteilung des Dünndarms übernommen werden.
Im Übergang vom Ileum in den Dickdarm (Intestinum crassum) sind artabhängig Caeca ausgebildet, die später (im Kapitel 2.4.) differenzierter beschrieben werden sollen. Neben den Blinddärmen besteht der Dickdarm aus dem kurzen geradlinig verlaufenden Rectum. Dieses mündet in das Coprodaeum der Kloake (KING u.
McLELLAND 1978, VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992).
Neben dem Darmrohr münden auch der Harn- und der Geschlechtsapparat in die Kloake, welche in Copro-, Uro- und Proctodaeum unterteilt wird und nach außen mittels Musculi cloacales entleert bzw. verschlossen werden kann (VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992).
2.4 Die Blinddärme der Vögel
Ebenso wie die Klasse der Vögel selbst sehr mannigfaltig ist, so sind auch das Vorhandensein und die Ausprägung der Blinddärme in dieser Klasse sehr unterschiedlich.
2.4.1 Lokalisation der Caeca
Die Blinddärme (Caeca) beginnen bei den meisten Vogelarten am Übergang des Ileums in das Rectum (KING u. McLELLAND 1978).
Sie stehen mit dem Rectum über ein Ostium caeci in Verbindung (VOLLMERHAUS u. SINOWATZ 1992), welches meist lateral oder ventrolateral im Bezug auf den Darm liegt. Nur bei wenigen Vogelarten ist der Ursprung streng ventral (z. B. beim Schmutzgeier, Neophron percnopterus) oder streng dorsal, wie bei Reihern (Ardeidae). Beim Strauß (Struthio camelus) besitzen beide Blinddärme eine gemeinsame Öffnung ventral in den Darm.
In der Regel befindet sich der Ursprung des rechten und des linken Caecums auf gleicher Höhe. Es gibt jedoch auch hier Ausnahmen: So entspringt das linke Caecum beim Oriol (Oriolus oriolus) weiter cranial aus dem Darmrohr als das rechte.
Von ihrem Ursprung her sind die Caeca nach cranial gerichtet und mit dem Darm über eine Plica ileocaecalis verbunden. Nur bei sehr langen Caeca, wie bei einigen galliformen oder anseriformen Spezies, können diese wieder nach caudal umschlagen (McLELLAND 1989).
Sehr kleine Caeca haben ihren Ursprung meist relativ weit caudal (MAUMUS 1902).
2.4.2 Anzahl der Caeca
MAUMUS (1902) teilte die Klasse der Vögel in Bezug zu ihren Blinddärmen in zwei Gruppen ein: In eine, die keine Caeca besitzt und in eine weitere, welche Caeca aufweist. Die zweite Gruppe unterteilte er des Weiteren in Vögel mit nur einem Caecum und in solche mit zwei Caeca, die bei einigen Spezies nur sehr kurz und bei anderen sehr stark entwickelt sind.
Keine Caeca findet man bei Papageienvögeln (Psittaciformes), Seglervögeln (Apodiformes), Mausvögeln (Coliiformes), Spechtvögeln (Piciformes) und bei einigen Arten von Tauben (Columbiformes), Kuckucksvögeln (Cuculiformes) und Rackenvögeln (Coraciiformes) (CLENCH u. MATHIAS 1995).
Ein einzelnes Caecum besitzen Reiher (Ardeidae) (MAUMUS 1902, NAIK u.
DOMINIC 1963)
Die meisten Vogelarten besitzen zwei Caeca, welche von ihrer Größe und Struktur her jedoch stark variieren können.
Eine Sonderform unter den Vögeln stellt der Sekretär (Segittarius serpentarius) mit seinen vier Caeca dar. Er besitzt ein Paar 5 mm kleine, weit caudal gelegene Caeca, und ein Paar 5 cm lange, welche 1,25 m vom Anus entfernt liegen (MAUMUS 1902).
2.4.3 Länge der Caeca
Normalerweise sind der rechte und der linke Blinddarm ungefähr gleich lang. Es gibt jedoch viele Arten bei denen ein Caecum – dies ist dann in der Regel das rechte – etwas länger ist (McLELLAND 1989). Auch die Form der Caeca variiert stark. Sie reicht von einfach zylindrisch bis hin zu ausgesackt mit zahlreichen Taschen und Divertikeln, wie beispielsweise beim Perlsteißhuhn (Eudromia elegans) (CLENCH u.
MATHIAS 1995).
Bezogen auf das Körpergewicht der Vögel können die Blinddärme in lange, schwach entwickelte und rudimentäre Caeca unterschieden werden. Die Daten der nachstehenden Tabelle (Tab. 1) sind einem Beitrag von McLELLAND (1989) entnommen.
Tab. 1: Einteilung der Vogelordnungen anhand der Länge ihrer Caeca
lange Caeca: Laufvögel - Struthioniformes; Schnepfenstrausse, Kiwis - Apterygiformes; Steißhühner - Tinamiformes; Eulen - Strigiformes; Schwalmvögel - Caprimulgiformes; Trogone - Trogoniformes; Entenvögel - Anseriformes (Anatidae);
Greifvögel - Falconiformes (Sagittariidae); Hühnervögel - Galliformes (Tetraonidae, Phasianidae, Numididae, Melegrididae); Kranichvögel - Gruiformes (Heliornithidae, Rallidae, Gruidae, Turnicidae, Otidae Cariamidae, Rhynochetidae); Kuckucksvögel - Cuculiformes (Cuculidae);
Regenpfeiferartige - Charadriiformes (Glareolidae, Chionididae, Thinocoridae, Charadriidae, Stercorariidae);
Taubenartige - Columbiformes (Pteroclididae); Rackenvögel - Coraciiformes (Coraciidae, Meropidae, Todidae)
schwach
entwickelte Caeca: Kasuarvögel - Casuariiformes; Pinguine - Sphenisciformes;
Seetaucher - Gaviiformes; Lappentaucher - Podicipediformes; Ruderfüßler - Pelecaniformes (Phalacrocoracidae, Pelecanidae); Schreitvögel - Ciconiiformes (Areidae, Phoenicopteridae, Ciconiidae, Treskiornithidae); Entenvögel - Anseriformes (Anhimidae, Anatidae); Greifvögel - Falconiformes (Accipitridae);
Hühnervögel - Galliformes (Ophistocomidae); Kranichvögel - Gruiformes (Gruidae, Rallidae, Europygidae);
Regenpfeiferartige - Charadriiformes (Charadriidae, Alcidae, Scolopacidae); Taubenvögel - Columbiformes (Columbidae);
Sperlingsvögel - Passeriformes (Corvidae, Sturnidae, Dicruridae)
rudimentäre Caeca: Pinguine - Sphenisciformes; Röhrennasen - Procellariiformes; Ruderfüßler - Pelecaniformes (Fregatidae, Phaetontidae, Sulidae); Schreitvögel - Ciconiiformes (Ciconiidae, Scopidae); Entenvögel - Anseriformes (Anatidae); Greifvögel - Falconiformes (Sagittariidae, Accipitridae); Regenpfeiferartige - Charadriiformes (Alcidae, Scolopacidae, Paridae, Laridae); Taubenvögel - Columbiformes (Columbidae); Kuckucksvögel - Cuculiformes (Cuculidae, Musophagidae); Sperlingsvögel - Passeriformes Doppelnennungen bedeuten, dass Vögel einiger Ordnungen mehreren Blinddarmlängen zugeordnet werden können (McLELLAND 1989).
NAIK (1962) stellt heraus, dass es bis zu einem gewissen Grade eine Verbindung zwischen der Länge der Caeca und der Art der Nahrung der Vögel gibt. So sind die Blinddärme normalerweise bei Herbivora und einigen Omnivora sehr stark entwickelt und bei Graminivora nur rudimentär oder gar nicht vorhanden. Bei Carnivora gibt es jedoch zwei gegensätzliche Caeca-Ausprägungen: Bei Eulen sind sie sehr gut entwickelt und groß, bei Accipitriformes hingegen sehr klein. Auch die Blinddärme der Insectivora zeigen sehr viele Variationen: Sie reichen von stark entwickelt, wie z.B. beim Kuckuck (Cuculus canorus), bis hin zu nicht vorhanden, wie bei den Spechten (Picidae) und beim Mauersegler (Apus apus); ebenso verhält es sich bei den Piscivora.
2.5 Feinbau der Vogel-Blinddärme
Bei Individuen mit gut ausgebildeten Blinddärmen findet man teilweise zahlreiche Längsfalten. Die Oberfläche sehr kleiner Blinddärme hingegen ist glatt (MAUMUS 1902).
2.5.1 Allgemeiner histologischer Aufbau
Der allgemeine Wandaufbau der Vogelblinddärme wird von MAUMUS (1902) und von VOLLMERHAUS u. SINOWATZ (1992) beschrieben. Eine genauere Darstellung für das Huhn liefert HODGES (1974), wobei sich von außen nach innen folgende Schichten finden:
• Tunica serosa
Sie besteht aus einem äußeren einschichtigen Plattenepithel und dem darunter liegenden lockeren Bindegewebe, welches Nerven und Blutgefäße enthält.
• Tunica muscularis
Ihr äußeres Stratum longitudinale ist schwächer entwickelt als die innere Ringmuskelschicht (Stratum circulare). Zwischen diesen beiden Schichten liegt ein wenig lockeres Bindegewebe, welches Blutgefäße und einen Nervenplexus (entsprechend dem Plexus myentericus der Säugetiere) enthält.
MAUMUS (1902) stellt dar, dass bei der Ente die Tunica muscularis im proximalen Bereich verdickt ist und eine Art Schließmuskel bildet. Dieser und
die Ileo-Caeco-Colon-Verbindung wurden von CLARKE (1978) beim Huhn genauer erläutert.
• Lamina (Tela) submucosa
Sie ist sehr schwach entwickelt und enthält neben Bindegewebe und Blutgefäßen einen Nervenplexus, der dem Plexus submucosus der Säuger entspricht.
• Tunica mucosa
Die Tunica mucosa liegt in Form von zahlreichen Villi und Krypten vor.
Sie besteht aus der schwach entwickelten Lamina muscularis mucosae, die in den Caeca aus einer äußeren longitudinalen und einer inneren circulären oder schrägen Schicht besteht, die Muskelfasern in die Villi entlässt. Darauf liegt die Lamina propria, die aus lockerem Bindegewebe besteht und Nerven, Blut- und Lymphgefäße enthält.
Die Schicht, die den Darm lumenwärts auskleidet, ist die Lamina epithelialis.
Sie besteht aus stark hochprismatischen Enterozyten, Becherzellen und enterochromaffinen Zellen.
Entsprechendes ist aus den licht- und elektronenmikroskopischen Untersuchungen zur Histologie der Blinddärme von Huhn und Wachtel zu entnehmen (STRONG et al.
1989, DANZER 1989). HEIDEBRINK (2003) hat einen ähnlichen Aufbau für den Verdauungstrakt einiger Greifvögel (wie Mäusebussard – Buteo buteo, Turmfalke – Falco tinnunculus, Sperber – Accipiter nisus) bestätigt.
2.5.2 Histologische Einteilung der Caeca
Eine von vielen Autoren anerkannte Einteilung der Vogel-Caeca anhand ihrer Histologie haben NAIK u. DOMINIC (1962, 1963, 1969) vorgenommen. Sie unterscheiden vier unterschiedliche Typen:
1. den intestinalen Typ, der von seinem Aufbau sehr stark dem übrigen Darm ähnelt und bei Galliformes, Gruiformes, Anseriformes, Charadriiformes und den Meropidae (Coraciiformes) vorkommt;
2. den glandulären Typ, der bei den Strigiformes, der Hinduracke (Coracias benghalensis) und der Weißbrust Kielralle (Amaurornis phoenicurus) beschrieben wird und sich durch eine Fülle an Becherzellen und eine hohe
3. den lymphoiden Typ, der durch seine reduzierte Größe, die starke Infiltration von Lymphozyten und meist dem Fehlen der Becherzellen charakterisiert wird, bei den Pelecaniformes, Falconiformes, Columbiformes, Ciconiiformes und einigen Vertretern der Passeriformes;
4. dem rudimentären Typ, der sich durch seine sehr stark reduzierte Größe, ein reduziertes Lumen, eine hochgradige Infiltration mit Lymphozyten und das Fehlen von Becherzellen auszeichnet, wie bei vielen Passeriformes und Falconiformes.
2.6 Funktion der Vogel-Blinddärme
STRONG et al. (1989) haben in den Blinddärmen von zwei galliformen Spezies eine hohe Mitochondriendichte in den Enterozyten nachgewiesen. Die Autoren gehen auf Grund ihrer Ergebnisse davon aus, dass die Mitochondrien den Energiebedarf aktiver Transportvorgänge, ins Besondere an der apikalen Zellmembran, decken.
Dieser Befund ist jedoch unabhängig von der Art der Stoffwechselvorgänge, die von den Caeca zu leisten sind. Im Folgenden werden anhand der Veröffentlichungen verschiedener Autoren mögliche Aufgaben der Blinddärme für einzelne Vogelgruppen dargestellt.
Bei Pflanzen fressenden Vögeln fungieren die Caeca in erster Linie als Fermentationskammern. Herbivora müssen meist mit Futter auskommen, welches arm an Proteinen, Energie und oft auch an wichtigen Elektrolyten ist. Des Weiteren sind diese Nährstoffe in der Regel erst nach der mikrobiellen Umsetzung von Futterbestandteilen und Stickstoff zugänglich (BJÖRNHAG 1989).
Über peristaltische Bewegungen des Ileums und antiperistaltische des Colons und der Kloake, sowie über die Peristaltik und Antiperistaltik der Blinddärme wird der flüssigere Anteil des Darminhalts in die Caeca gepresst und gesaugt. Die innen liegenden festeren Bestandteile der Ingesta werden nach caudal an den Caeca vorbei gedrückt (SKADHAUGE 1982, DUKE 1989, CLENCH 1999).
Daneben ließ sich auch ein retrograder Fluss von Harnsäure aus den Uretheren über das Colon in die Caeca beobachten. Auf diesem Wege wäscht die Harnsäure kleine nährstoffreiche Partikel aus dem Darminhalt aus, die dann mit den eher flüssigen Kotbestandteilen in die Blinddärme gelangen (BJÖRNHAG 1989).
Die Harnsäure fungiert als Stickstoffquelle für Bakterien, die daraus Ammoniak, Glycin, flüchtige Fettsäuren, Vitamine und Proteine bilden (BRAUN u. CAMPBELL 1989). Wie auch Wasser und NaCl, können diese Bestandteile in den Caeca resorbiert werden (GOLDSTEIN 1989, KARASAWA 1989, MORETO u. PLANAS 1989, OBST u. DIAMOND 1989).
MEAD (1989) beschreibt die Bakterienflora der Caeca von Hühnern und anderen herbivoren Vogelspezies. Diese besteht zum Großteil aus obligat anaeroben Bakterien. Die Bakterien der Caeca sind in der Lage, Harnsäure, Glucose, Stärke, einige Carbohydrate und das Pflanzenzellwand-Polysaccharid Arabinoxylan zu verstoffwechseln, jedoch weder Gelatine noch Proteinformen. Weder beim Huhn noch bei der Gans wurden Cellulose verdauende Bakterienstämme gefunden. Beim wilden Truthahn und beim Fasan konnte jedoch eine geringe cellulolytische Aktivität der dort vorkommenden Bakterienspezies festgestellt werden.
REMINGTON (1989) hat die Verdaulichkeit von Holocellulose, α-Cellulose und Lignin an frei lebenden Raufußhühnern getestet. Er stellte fest, dass abhängig von der Jahreszeit und dem Individuum eine Verdaulichkeit dieser Substanzen von 9-60%
besteht. GREMMELS (1986), MOSS (1989), REDIG (1989) und WEVER (1998) haben bei Raufußhühnern eine Erhöhung der Blinddarmgröße mit steigendem Rohfasergehalt im Futter festgestellt.
Als eine weitere Funktion der Caeca erwähnt CLENCH (1999) in einem Review die Produktion von Antikörpern. In diesem Zusammenhang erläutern CLENCH u.
MATHIAS (1995), dass in den Caecaltonsillen des Huhns die Immunglobuline IgG, IgM und IgA gebildet werden.
Über Versuche an caecektomierten jungen Hähnen haben SON et al. (2000) festgestellt, dass ein Verlust der Blinddärme keine Auswirkung auf die Futteraufnahme und das Körpergewicht der Tiere hatte. Jedoch war die Darmpassagezeit verkürzt und der Wassergehalt im Kot höher als in der schein- operierten Kontrollgruppe. Die Caecectomie scheint den Stickstoff-Verbrauch zu steigern und die Harnsäure-Ausscheidung zu verringern. Andere Studien zeigen, dass auch die Wasseraufnahme der caecektomierten Tiere ansteigt (CLENCH u.
MATHIAS 1995). Allerdings besitzt das Reno-Gastrointestinale System offenbar genügend Kapazitäten, um den Funktionsverlust der Caeca auf die Wasserresorption wieder auszugleichen (THOMAS u. SKADHAUGE 1989).
2.7 Die Blinddärme der Eulen
Eulen zählen zu den Vögeln mit zwei langen Caeca (McLELLAND 1989), d.h., sie haben gut entwickelte große Blinddärme, mit einer Länge von 4 – 11 cm (10 cm beim europäischen Uhu, 9 cm beim Waldkauz und 6 cm bei der Schleiereule). Die Form der Blinddärme ist immer die gleiche: in der Basis eng und lang gezogen, und im Bereich des Körpers und der Spitze voluminös und breit (MAUMUS 1902, CLENCH u. MATHIAS 1995). Histologisch werden sie dem glandulären Typ zugeordnet (NAIK u. DOMINIC 1962, 1963, 1969). Sie zeichnen sich durch eine hohe sekretorische Aktivität aus und ihr Epithel beherbergt zahlreiche Becherzellen. Das proximale Drittel des Eulenblinddarms ähnelt in seiner Struktur mehr dem Darmkanal als die übrigen Anteile. Viele lange und enge Primärvilli und der Mangel an Sekundärvilli charakterisieren diese Region. Die mittlere Region zeichnet sich durch eine sehr hohe sekretorische Aktivität aus. Es gibt hier weniger Primärvilli, dafür jedoch viele eng beieinander liegende Sekundärvilli, die Krypten formen. Im distalen Drittel der Caeca sind die Villi sehr kurz, es finden sich weniger Krypten. Das Epithel zeigt ein gutes Regenerationsvermögen (NAIK u. DOMINIC 1968).
Auch bei Eulen wurden Versuche zur Funktion der Blinddärme mittels Caecectomie durchgeführt. DUKE et al. (1981) stellten beim Virginia-Uhu (Bubo virginianus) fest, dass die Futterverwertung und das Körpergewicht der Tiere durch eine Caecectomie nicht beeinflusst wurde. Die tägliche Wasseraufnahme stieg bei den caecectomierten Tieren zunächst stärker an, und schien auch höher zu bleiben als die der Kontrollgruppe. Allerdings fiel die Wasseraufnahme ab 15 Tage post operationem (p.
OP) wieder fast auf einen Prä-Operations-Level, so dass davon ausgegangen werden kann, dass Kompensationsprozesse stattfinden. Da die Eulen auch 190 Tage p. OP noch gesund waren, geht der Autor davon aus, dass die Blinddärme der Eulen keine überlebensnotwendige Körperfunktion innehaben. CHAPLIN (1989) wiederholte diesen Versuch und setze die Tiere vor und 6 Wochen nach der Operation über 10 Tage Thermostressbedingungen (d.h. unter 16 °C bzw. über 27 °C) aus. Sie stellte fest, dass der Wasserumsatz bei den caecectomierten Uhus – insbesondere bei einer Temperatur von 27 °C – deutlich höher war, als derjenige der Kontrollgruppe. Des Weiteren war die Blut-Harnsäure-Konzentration um ein Zwei- bis Dreifaches erhöht. Sie geht daher davon aus, dass die Blinddärme unter Thermostressbedingungen eine wichtige Rolle in der Aufrechterhaltung des Wasserhaushalts der Tiere spielen.
2.8 Resorptionsvorgänge am Vogeldarm
Der Großteil der Resorptionsvorgänge findet im Dünndarm statt. Dies geschieht einerseits in Form von Diffusion entlang des Konzentrationsgradienten. Andererseits erfolgt die Resorption auch über einen aktiven, in der Regel Carrier vermittelten und oft Natrium abhängigen Transport (DENBOW 2000).
2.8.1 Kohlenhydrate
Der Großteil der Kohlenhydrate wird im Dünndarm resorbiert, ein kleinerer Anteil auch in den Caeca. Dabei erfolgt die Resorption im Dünndarm schneller als in den Caeca. Die Caeca haben jedoch die Fähigkeit, auch bei geringeren Konzentrationen an Kohlenhydraten in der Ingesta noch Resorption durchzuführen. Glucose wird schneller resorbiert als andere Kohlenhydrate. Es handelt sich dabei zu 80 % um einen aktiven, Na+-K+-ATPase abhängigen Transport. Innerhalb des Dünndarms findet die stärkste Resorption von Glucose im Duodenum statt (DENBOW 2000).
2.8.2 Aminosäuren
Die Hauptlokalisation der Aminosäurenresorption liegt im Dünndarm, aber auch die Caeca sind hierfür von Wichtigkeit. Auch der Kropf, der Drüsen- und der Muskelmagen sollen eine Rolle in der Aminosäurenaufnahme spielen. Im Darm ist noch nicht geklärt, welcher Dünndarmabschnitt den wichtigsten Stellenwert hinsichtlich der Aminosäurenresorption innehat. Sie erfolgt über einen sekundär aktiven Transport, der an einen Natriumtransport gekoppelt ist und unter ATP- Verbrauch stattfindet (DENBOW 2000).
2.8.3 Fettsäuren und Gallensäuren
Die Fettsäurenresorption erfolgt im distalen Jejunum und in geringerem Maße auch im Ileum (DENBOW 2000). Die Salze der Gallensäuren werden analog zum Säuger bei den Vögeln im Ileum resorbiert (v. ENGELHARDT 2004).
2.8.4 Flüchtige Fettsäuren
Flüchtige Fettsäuren werden sowohl vom Dünndarm als auch von den Caeca resorbiert. Hierbei handelt es sich um einen passiven Transport. Während die Resorptionsrate von Propionat und Butyrat im Dünndarm und in den Caeca gleich hoch ist, wird Acetat dagegen schneller in den Caeca resorbiert. Die Angaben des Autors beziehen sich in diesem Fall nur auf galliforme und anseriforme Spezies (DENBOW 2000).
2.8.5 Wasser, Natrium und Chlorid
Wasser wird sowohl im Dünndarm als auch im Dickdarm sowie den Caeca resorbiert.
Die Wasserresorption geschieht sekundär als Folge der aktiven Aufnahme von anderen Komponenten wie Glucose, Natrium oder Aminosäuren. Der Großteil der Natriumresorption erfolgt im proximalen Jejunum, weniger wird im Rectum resorbiert.
Es handelt sich hierbei um einen sekundär aktiven Transport, der abhängig von einer Na+-K+-ATPase ist. Die Natriumresorption ist mit der Chlorid- und der Wasserresorption verknüpft (DENBOW 2000).
2.8.6 Kalium, Magnesium, Calcium und Phosphat
Die Hauptlokalisation für die Aufnahme von Magnesium, Kalium, Phosphat und Calcium liegt im oberen Dünndarm. Die Calciumresorption erfolgt über einen aktiven Transport, der durch 1,25-Dihydroxyvitamin D3 beeinflusst wird. Das Calcium diffundiert zunächst durch die luminale Zellmembran in den Enterozyten, wird dann aber aktiv aus der Zelle hinaus in die Blutbahn geschleust. 1,25-Dihydroxyvitamin D3
induziert die Bildung von Calbindin D28k, sowie Calcium-Pumpen-Einheiten in der basolateralen Membran der Enterozyten von Hühnern. Magnesium, Kalium und Calcium werden teilweise in das Duodenum sezerniert. Zusätzlich gibt es eine geringe Sekretion von Magnesium in das Ileum und das Rectum (DENBOW 2000).
2.8.6.1 Mechanismen der Calciumaufnahme im Vogeldarm
Der Großteil der Calciumaufnahme findet im Duodenum statt (HURWITZ et al. 1973).
Bezüglich der Calciumaufnahme können die passive Calciumaufnahme und die aktive Calciumresorption unterschieden werden.
Die passive Calciumaufnahme erfolgt parazellulär und ist damit von dem elektrochemischen Gradienten abhängig. Das bedeutet, dass sie unter anderem von der luminalen Calcium-Konzentration beeinflusst wird (WILKENS 2006). Über Versuche an Legehennen der Rasse Weißes Leghorn konnte ermittelt werden, dass ein spezielles Ionenverhältnis von Kalium, Magnesium und Phosphat sich positiv auf die passive Calciumaufnahme im Darm auswirkt, wohingegen der pH-Wert nur einen geringen Effekt hat. Es findet sowohl eine Calciumdiffusion von luminal nach außen als auch in umgekehrter Richtung statt. Die Calcium-Diffusion aus dem Darmlumen heraus überwiegt jedoch. Sie unterliegt einer Sättigungskurve (BAR u. HURWITZ 1969).
Die aktive Calciumresorption erfolgt in drei Schritten:
• Eintritt von Calcium in die Enterozyten durch die apikale / luminale Membran
• Transzellulärer Transport des Calciums
• Ausschleusung des Calciums durch die basolaterale Membran
Es gibt derzeit drei Modelle für einen möglichen Ablauf des Calciumtransports durch die Enterozyten:
• Erleichterte Diffusion
Hierbei tritt Calcium über Calciumkanäle in das Zytoplasma der Enterozyten über und bindet dort an das Calciumtransportprotein Calbindin D28k, welches das Calcium zur basolateralen Membran transportiert. Hier wird das Calcium dann über eine Ca-ATPase oder über Na/Ca-Austauscher, welche eine höhere Affinität zum Calcium besitzen müssen als das Calbindin, aus den Enterozyten in das extrazelluläre Medium überführt (LARSSON u. NEMERE 2002).
Beim Säuger werden in der apikalen Membran spannungsgesteuerte Calciumkanäle (TRPV-5 und TRPV-6) beschrieben (HOENDEROP et al.
2005).
• Transport über Vesikel
Über Endozytose wird das Calcium an der apikalen Membran in die Enterozyten aufgenommen, durch diese hindurchgeschleust und an der basolateralen Membran über Exozytose wieder abgegeben (NORMAN 1995).
in Vesikeln oder Lysosomen, gebunden an Calbindin D28k (NEMERE et al.
1991). Des Weiteren wird beschrieben, dass eine Kopplung von Membrankanälen und anschließendem vesikulären transzellulären Transport des Calciums möglich sein kann (LARSSON u. NEMERE 2002).
• Transport über intrazelluläre Tunnel / Speicher
Hierbei gelangt das Calcium über Calciumkanäle in die Zelle und wird dann über das Endoplasmatische Retikulum von der apikalen zur basolateralen Seite transportiert. Auch hier ist eine Pufferung des Calciums mittels Calbindin notwendig. Dieser Vorgang wurde bereits an Pancreas-Azinus-Zellen beschrieben. In Muskelzellen liegt Calcium im Sarcoplasmatischen Retikulum vor, daher wird diese Möglichkeit auch für Enterozyten diskutiert (LARSSON u. NEMERE 2002).
2.8.6.2 Steuerung der aktiven Calciumresorption in die Enterozyten des Vogels
Die aktive Calciumresorption wird über die hormonell aktive Form des Vitamins D3, das 1,25(OH)2-Vitamin D3 bzw. Calcitriol gesteuert. Hierfür werden zwei Mechanismen beschrieben. Zum einen wirkt 1,25(OH)2-Vitamin D3 über eine Steroid- Signaltransduktion im Zellkern (NISS: nuclear-initiated steroid signal transduction).
Zum anderen ist 1,25(OH)2-Vitamin D3 in der Lage, über Rezeptoren in der Zellmembran eine Steroid-Signaltransduktion (MISS: membrane-initiated steroid signal transduction) auszulösen (LARSSON u. NEMERE 2003).
Die genomische Wirkung vollzieht sich innerhalb von Stunden bis Tagen. Sie fördert in den Enterozyten die Synthese der zellulären Komponenten, die für den transzellulären Transport von Calcium notwendig sind. Beim Vogel handelt es sich dabei unter anderem um das Calcium bindende Protein Calbindin D28k (HUHTAKANGAS et al. 2004). Das 1,25(OH)2-Vitamin D3 bindet hierbei in seiner 6-s- trans Form an einen nucleären Vitamin D Rezeptor, der als VDRnuc (NORMAN et al.
2002) oder auch als nVDR (LARSSON u. NEMERE 2003) bezeichnet wird. Dieser Rezeptor gehört zur „nuclear receptor superfamily“. Die Bindung des 1,25(OH)2- Vitamin D3 an den im Zytoplasma vorliegenden VDRnuc führt zur Änderung der dreidimensionalen Struktur des Rezeptors. Dadurch kann nun ein sog. Motor-Protein an den Rezeptor binden (beim Menschen ist dies der Retinoid X Rezeptor), welches für die Translokation des VDR aus dem Zytoplasma in den Zellkern verantwortlich ist.
Des Weiteren führt die Kopplung an den Retinoid X Rezeptor zu einer Konformationsänderung und somit zur Aktivierung der DNA bindenden Domäne.
Letztere hat eine hohe Affinität zu spezifischen DNA-Sequenzen, den Promotorregionen von 1,25(OH)2-Vitamin D3 Ziel-Genen, die auch „vitamin D- responsive elements (VDREs)“ genannt werden. Durch die Bindung der DNA bindenden Domäne an die VDREs wird die Transkription der 1,25(OH)2-Vitamin D3
Ziel-Gene aktiviert und somit die Synthese von z. B. Calbindin D28k induziert (DUSSO et al. 2005).
Das Binden von 1,25(OH)2-Vitamin D3 an Membranrezeptoren führt innerhalb von Sekunden bis Minuten (NORMAN et al. 2002), nach anderen Autoren innerhalb von Minuten bis Stunden (HUHTAKANGAS et al. 2004) zu einem schnellen transzellulären Transport von Calcium (LARSSON u. NEMERE 2003). Der Vorgang der schnellen hormonellen Stimulierung des intestinalen Calciumtransportes wird auch als Transcaltachia bezeichnet (NORMAN 1995). Bei diesem Vorgang bindet 1,25(OH)2-Vitamin D3 in der 6-s-cis-Form an ein „1,25-(OH)2D3 membrane- associated, rapid response steroid binding protein (1,25D3-MARRSbp)“ (LARSSON u. NEMERE 2003) bzw. an einen Vitamin D Rezeptor in der Zellmembran (VDRmem) (NORMAN et al. 2002). Dieser Rezeptor befindet sich in den Caveolae der luminalen Enterozytenmembran (HUHTAKANGAS et al. 2004). Die Bindung an den VDRmem führt zur Aktivierung von einem oder mehreren second messenger Systemen, an denen Phospholipase C, Proteinkinase C und G Protein gekoppelte Rezeptoren beteiligt sind (NORMAN 2006). Dies löst dann einen schnellen transzellulären Calciumtransport aus; der genaue Mechanismus ist jedoch noch nicht geklärt (DUSSO et al. 2005).
NORMAN (2006) geht davon aus, dass es sich bei dem VDRmem und dem VDRnuc um den gleichen Rezeptor handelt, der die Konfiguration seiner 1,25(OH)2D3
bindenden Domäne dahingehend verändern kann, dass er in einem Fall die 6-s- trans-Form und im anderen Fall die 6-s-cis-Form bindet. NEMERE (2005) ist dagegen der Ansicht, dass es sich bei dem 1,25D3-MARRSbp und dem nVDR um unterschiedliche Rezeptoren handelt. Die genaue Struktur des membranständigen 1,25(OH)2-Vitamin D3 Rezeptors ist bis dato jedoch noch nicht beschrieben.
2.9 Abschließende Betrachtung des Literaturteils und Zielsetzung der Arbeit
Es ist bekannt, dass Eulen große, voluminöse Caeca besitzen. Greifvögel haben dagegen in der Regel nur sehr kleine bzw. rudimentäre Blinddärme. Ein weiterer Unterschied im Hinblick auf die Darmfunktion bei diesen Vogel-Ordnungen ist, dass Greifvögel im Gegensatz zu adulten Eulen, die Knochen ihrer Futtertiere vollständig verdauen können. Der Magensaft von Eulen hat einen höheren pH-Wert als der der Greifvögel. Dies bedeutet, dass Eulen relativ weniger Calcium aus den Knochen ihrer Futtertiere herauslösen können als Greifvögel. Somit speien Eulen zusätzlich zu Federn, Fell und Hornanteilen wie Krallen und Schnäbeln mit ihrem Gewölle auch die Knochen der Futtertiere wieder aus. Das Greifvogelgewölle enthält dagegen keine Knochen. Ziel der vorliegenden Arbeit ist es, mittels histologischer und immunhistochemischer Methoden herauszufinden, ob den Caeca der Eulen eine zusätzliche, das heißt besondere stoffwechselaktive Aufgabe bezüglich der Calciumaufnahme zukommt. Die Untersuchungsergebnisse dieser Arbeit sollen direkt in die Praxis einfließen und damit die Fütterung von Eulen speziell im Hinblick auf ihre Calciumversorgung verbessern.
3 Material und Methoden
3.1 Probenmaterial
3.1.1 Eulen
Für diese Arbeit wurden die Blinddärme der drei in Deutschland häufigsten Eulenarten, d.h. Schleiereule (Tyto alba), Waldkauz (Strix aluco) und Waldohreule (Asio otus) untersucht. Des Weiteren standen Proben vom Steinkauz (Athene noctua) und vom europäischen Uhu (Bubo bubo bubo) für die Untersuchung zur Verfügung.
Es handelte sich hierbei um Tiere (meist Findlinge), die auf Grund von diversen Verletzungen oder Erkrankungen aus tierschutzrechtlichen Gründen euthanasiert werden mussten. Sie wurden von verschiedenen niedersächsischen Tierärzten und Auffangstationen abgeholt oder direkt von Findern in der Klinik für Zier- und Wildvögel der Klinik für Geflügel der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover abgegeben.
Die Anzahl der Eulen pro Art war:
• Schleiereulen: 14 (7 weiblich, 6 männlich, 1 nicht bestimmt)
• Waldkäuze: 14 (7 weiblich, 7 männlich)
• Waldohreulen: 11 (9 weiblich, 1 männlich, 1 nicht bestimmt)
• Uhus: 3 (1 weiblich, 2 männlich)
• Steinkäuze: 2 (2 weiblich)
Zusätzlich wurden Sektionen an einigen tiefgefrorenen Eulen durchgeführt. Sie sind im Laufe der Jahre in der Klinik für Zier- und Wildvögel der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover verstorben oder mussten aus tierschutzrechtlichen Gründen euthanasiert werden. Das Geschlecht dieser Tiere wurde nicht gesondert erfasst.
Die Anzahl der Eulen pro Art war:
• Schleiereulen: 5
• Waldkäuze: 8
• Waldohreulen: 3
• Uhus: 1
3.1.2 Hühner
Zu Vergleichsuntersuchungen der Caeca standen 3 Junghähne aus einer Legehuhnlinie zur Verfügung. Die Tiere stammten aus einer kommerziellen Haltung.
3.2 Probenentnahme
Die Eulen sowie die Hähne wurden mit der doppelten für die Anästhesie erforderlichen Dosis an Ketamin, d.h. mit bis zu 100 mg/kg KM Ketamin-HCl intramuskulär in den Musculus pectoralis injiziert, tief in Narkose gelegt. Direkt im Anschluss an die Probenentnahme erfolgte mit 1,0 ml/kg KM T61 intravenös in die Vena ulnaris die Euthanasie (KUMMERFELD 2003b).
Nach Eröffnung der Bauchdecke in der Medianen sowie des Eingeweidebauchfellsacks und Durchtrennen des Oesophagus vor dem Drüsenmageneingang erfolgte die Entnahme des gesamten Magen-Darmkonvoluts.
Der Dickdarm wurde direkt am Kloakeneingang abgebunden und abgetrennt.
Nach Vermessung des Darmkanals wurden Proben der Blinddärme und des Dünndarms zur Fixierung für die histologische Untersuchung in BOUIN’scher und in KARNOVSKY’scher Lösung (s. Kap. 3.3.1 und 3.3.2) eingelegt.
Des Weiteren wurden Proben des Dünndarms, der Blinddärme und des Dickdarms für eine Mineralstoffanalyse des Darminhaltes bei -20 °C tiefgefroren.
3.2.1 Datenerhebung im Zuge der Probenentnahme
Während der Sektion wurde bei den einzelnen Eulenarten die Lage der Blinddärme in situ dokumentiert. Bei einigen Tieren wurde zur besseren fotografischen Dokumentation das Brustbein entfernt.
Nach Entnahme des Darmkonvoluts wurde die Darmlänge vom Magenausgang bis zum Kloakeneingang und die Länge der Caeca von der Apex caeci bis zum Eingang in den gemessen. Die Messung erfolgte mit einem Lineal (kleinste Messeinheit:
1mm). Auf Grund der unmittelbar nach der Resektion des Darmkonvoluts, einsetzenden Kontraktionen wurde eine Messung mit kleineren Maßeinheiten als 1 mm als nicht sinnvoll erachtet.
An den tiefgefrorenen Eulen wurde analog zu den frisch-toten Tieren ebenfalls eine Sektion durchgeführt, bei der die Lage der Darmanteile und ihre Serosaverhältnisse dokumentiert wurden. Eine Probenentnahme erfolgte nicht.
3.2.2 Auswertung der makroskopischen Befunde
Die Auswertung der anatomischen Befunde, wie der Lage der Darmanteile in situ und ihrer Serosaverhältnisse erfolgte beschreibend.
Die Längenmessungen am Eulendarm wurden mit Hilfe des computergestützten Statistik-Programms SPSS ausgewertet (siehe Kap. 3.6.1). Die graphische Darstellung der Ergebnisse erfolgte mittels des Computerprogramms Microsoft Office Excel 2003.
3.3 Probenfixierung
3.3.1 Fixierung in BOUIN’scher Lösung (nach BÖCK 1989)
Zur Herstellung der Lösung wurden folgende Chemikalien miteinander vermengt:
• 1500 ml Pikrinsäure
• 500 ml 37 %iges Formalin
• 100 ml Eisessig
In BOUIN’scher Lösung wurden die Proben mindestens 48 Stunden fixiert.
3.3.2 Fixierungsgemisch (nach KARNOVSKY 1965)
Die Lösung bestand aus folgenden Komponenten (Aufbewahrung bei 4 °C):
• 20 g Paraformaldehyd
• 250 ml Aqua dest.
• 100 ml Glutaraldehyd
• 150 ml 0,2 molarer Cacodylatpuffer
Die Proben verblieben mindestens 24 Stunden in der Lösung.
3.4 Histologische Untersuchungen
3.4.1 Einbettung und Anfertigung der Schnitte
Zur histologischen Untersuchung wurden Proben des Dünndarms, der Blinddarmbasis, des Blinddarmkörpers sowie der Blinddarmspitze in Paraffin bzw.
den wasserlöslichen Kunststoff Technovit 7100 (nach GERRITS u. SMID 1983) eingebettet.
Die Einbettung in Technovit 7100 hat gegenüber Paraffin den Vorteil, dass Schrumpfungsartefakte weitgehend vermieden werden können (HANSTEDE u.
GERRITS 1983). Es sind allerdings nicht alle Färbungen an Technovitschnitten möglich.
3.4.1.1 Einbettung in Paraffin (Paraplast, Fa. Sherwood)
Die zugeschnitten Proben wurden in Plastikkapseln verbracht und beschriftet. Sie durchliefen nacheinander folgende Lösungen:
• 70 % Alkohol (mind. 1 Tag)
• 80 % Alkohol (mind. 1 Tag)
• 96 % Alkohol ( 1 ½ h)
• Isopropanol ( 1 ½ h)
• Xylol I (1 ½ h)
• Xylol II (1 ½ h)
• Paraffin I (über Nacht)
• Paraffin II (2 h)
• Paraffin III (1 ½ h)
Anschließend wurden die Proben in je eine Metallform gestellt, welche dann mit Paraffin ausgegossen und mit einer Brücke versehen wurde. Nachdem die Blöcke im Kühlschrank ausgehärtet waren, konnten sie aus den Förmchen herausgelöst werden. Es wurden mit einem Rotationsmikrotom (Fa. Jung) 5 µm dünne Schnitte angefertigt.
Die Schnitte wurden auf Objektträger und Adhäsionsobjektträger (Fa. Marienfeld) aufgezogen und anschließend in einen Wärmeschrank gestellt, um bei 37 °C auf den Objektträgern anzuhaften.
3.4.1.2 Einbettung in Technovit 7100 (Fa. Heraeus-Kulzer):
Die zugeschnittenen Proben wurden in beschriftete kleine Gläschen gegeben und nacheinander mit folgenden Lösungen versetzt und gespült:
• 70 % Alkohol mit einigen Tropfen Ammoniak (mehrfach, bis die gelbe Pikrin- Säure herausgelöst war und die Lösung klar blieb)
• 80 % Alkohol (1 Tag)
• 3 mal 90 % Alkohol (je 20 min)
• 3 mal 96 % Alkohol (je 20 min)
• 2 mal 100 % Alkohol (je 20 min)
• Technovit-Vorbereitungslösung (100 ml Technovit 7100 mit 1 g Härter I) mind.
über Nacht (im offenen Glas, damit der Alkohol verdunsten konnte)
Am folgenden Tag wurden die Caecum-Anteile in Teflonformen aufgestellt. 15 ml Technovitlösung I wurden mit 1 ml Härter II schlierenfrei vermischt und in die Förmchen pipettiert. Über Nacht härteten die Blöcke im Wärmeschrank aus.
Nachdem mittels Technovit 3040 (Fa. Heraeus-Kulzer), im Verhältnis 3 Teile Pulver zu 1 Teil Lösungsmittel, eine Brücke aufgeklebt wurde, konnten sie aus ihren Förmchen herausgebrochen werden. Am Autocut-Mikrotom (Fa. Reichert-Jung) wurden mit einem D-Messer 2 µm dünne Schnitte von den Blöcken angefertigt. Sie wurden auf einen Objektträger aufgezogen und anschließend für mindestens 90 Minuten auf eine ca. 90°C heiße Wärmeplatte gelegt. Auf diese Art wurden die Dünnschnitte dauerhaft auf die Objektträger aufgebrannt.
3.4.2 Histologische Übersichtsfärbungen
3.4.2.1 Hämatoxylin-Eosin-Färbung
Es wurden Technovitschnitte zur Färbung verwendet.
Bei der Hämatoxylin-Eosin-Färbung handelt es sich um eine dichromatische Färbung, die sich aus dem basischen Kernfarbstoff Hämatoxylin und dem sauren Zytoplasmafarbstoff Eosin zusammensetzt (BÖCK 1989).
Färbung:
1. filtriertes Hämalaun nach DELAFIELD (1 h) 2. 0,1 % HCl-Alkohol (ganz kurz tauchen)
3. unter fließend Leitungswasser spülen (15 min)
Entwässerung:
1. 70 % Alkohol (spülen) 2. 80 % Alkohol (spülen) 3. 2-mal 96 % Alkohol (spülen)
Das Eindecken der an der Luft getrockneten Schnitte erfolgte mit Depex (Fa. Serva).
3.4.2.2 Toluidinblau-Färbung
Diese Färbung erfolgte ebenfalls an den Technovitschnitten.
Die monochromatische Übersichtsfärbung eignet sich in erster Linie zur Darstellung von Proteinen. Das Gewebe färbt sich, in Abhängigkeit von seinem isoelektrischen Punkt, unterschiedlich stark blau. Das Färbegemisch wurde nach RICHARDSON et al. (1960) angesetzt.
Färbung:
1. Toluidinblau O (1 min)
(Stammlösung 1:5 mit Aqua dest. verdünnt) 2. 2-mal Aqua dest. (spülen)
Entwässerung:
1. 3-mal 80 % Alkohol (spülen) 2. 2-mal 96 % Alkohol (spülen)
Das Eindecken der an der Luft getrockneten Schnitte erfolgte mit Depex (Fa. Serva).
3.4.2.3 Trichrom-Färbung
Für diese Färbung wurden die Paraffinschnitte verwendet.
Diese Färbung erfolgte nach MASSON-GOLDNER (BÖCK 1989) und dient im Wesentlichen der Darstellung des Bindegewebes (kollagene Fasern grün), welches sich z. B. gut von Muskulatur (rot) unterscheiden lässt.
Entparaffinierung:
1. 2-mal Xylol (10 min) 2. Isopropanol (2 min) 3. 96 % Alkohol (2 min) 4. 80 % Alkohol (2 min) 5. 70 % Alkohol (2 min) 6. Aqua dest. (spülen) Färbung:
1. filtriertes Hämalaun nach DELAFIELD (8 min)
2. 0,1 % HCl in Aqua dest. (kurz tauchen)
3. unter fließend Leitungswasser spülen (15 min) 4. Säurefuchsin-Ponceau (5 min)
(0,2 g Ponceau de xyline + 0,1 g Säurefuchsin + 300 ml Aqua dest. + 0,6 ml Eisessig)
5. 0,1 % Essigsäure (5 min)
6. Phosphorwolframsäure-Orange G (10 min)
(10 g Phosphorwolframsäure + 5 g Orange G + 250 ml Aqua dest.) 7. 1 % Essigsäure (5 min)
8. Lichtgrün (5 min)
(0,5 g Lichtgrün + 250 ml Aqua dest. + 0,5 ml Eisessig) 9. 0,1 % Essigsäure (5 min)
Entwässerung:
1. 80 % Alkohol (3 min) 2. 96 % Alkohol (3 min) 3. Isopropanol (3 min) 4. 2-mal Xylol (5 min)
Das Eindecken mit Eukitt (Fa. Kindler) erfolgte direkt aus dem Xylol heraus, ohne vorheriges Abtrocknen.
3.4.3 Histochemische Kohlenhydrat-Nachweise
3.4.3.1 Alcianblau-PAS-Färbung
Die Färbung dient der Darstellung komplexer Glycokonjugate. Sie wurde an Paraffinschnitten durchgeführt.
Mit dieser Methode können die Schleim produzierenden Becherzellen angefärbt werden. Sie ermöglicht den allgemeinen Nachweis von neutralen (rot, PAS-Reaktion) und sauren (blau, Alcianblau) Glycokonjugaten. Gemische beider Gruppen erscheinen in der entsprechenden Mischfarbe violett.
Entparaffinierung:
1. 2-mal Xylol (15 min) 2. Isopropanol (3 min) 3. 96 % Alkohol (3 min)
