3. MATERIAL UND METHODEN
8.5. Tabellen- und Abbildungsverzeichnis
Seite
Tab. 1a. Liste der mit P. aeruginosa besiedelten Patienten 27 Tab. 1b. Liste der mit Burkholderia spp. besiedelten Patienten 30 Tab. 2a. Populationsgröße von C. elegans auf unterschiedlichen P.-aeruginosa
-Morphotypen unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen 96 Stunden nach Besatz der
Platten mit drei 4. Larven 43
Tab. 2b. Populationsgröße von C. elegans auf unterschiedlichen P.-aeruginosa -Morphotypen unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen 96 Stunden nach Besatz der
Platten mit drei 4. Larven 45
Tab. 3. Absterbeverhalten von C. elegans nach 30 Stunden auf unterschiedlichen
P.-aeruginosa-Stämmen mit SCV und zugehörigem klonalem Wildtyp (WT) unter
Standard-Fast-Killing-Bedingungen 47
Tab. 4. Absterbeverhalten unterschiedlicher P.-aeruginosa-Morphotypen
im Paralytic-Killing-Assay 55
Tab. 5a. Swimming. Motilitätsverhalten der einzelnen Morphotypen
auf Swimming-Agarplatten 69
Tab. 5b. Swarming. Motilitätsverhalten der einzelnen Morphotypen
auf Swarming-Agarplatten 70
Tab. 5c. Twitching. Motilitätsverhalten der einzelnen Morphotypen
auf Twitching-Agarplatten 71
Tab. 6a. Statistische Auswertung der Daten auf Swimming-Agar (Tab. 5a) 73 Tab. 6b. Statistische Auswertung der Daten auf Swarming-Agar (Tab. 5b) 74 Tab. 6c. Statistische Auswertung der Daten auf Twitching-Agar (Tab. 5c) 75 Tab. 7. Motilitätsverhalten auf Twitching-Agar (1 % LB-Agar) von Stämmen
von sechs Patienten mit deutlicher Biofilmbildung der SCV (vgl. Abb. 8a) 76 Tab. 8a. Populationsgröße von C. elegans auf unterschiedlichen
Burkholderia-Stämmen unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen 96 Stunden nach Besatz der
Platten mit drei 4. Larven 78
Tab. 8b. Populationsgröße von C. elegans auf unterschiedlichen Burkholderia-Stämmen unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen 96 Stunden nach Besatz der
Platten mit drei 4. Larven 79
Tab. 9. Futterpräferenz von C. elegans unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen
bei Wahlmöglichkeit zwischen E. coli OP50 und B. gladioli 28496 SCV, B. gladioli 60732 WT,
B. stabilis 196 bzw. B. multivorans 5441 87
Abb. 1. Wachstum der drei Morphotypen SCV, Rev und WT von P. aeruginosa 20265 in
Flüssigkultur und auf Blutagarplatte 29
Abb. 2. Verschiedene Entwicklungsstadien von C. elegans 33
Abb. 3. Zyanideichgerade 39
Abb. 4a. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf den drei Morphotypen von P. aeruginosa 17997/55 49 Abb. 4b. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf den drei Morphotypen von P. aeruginosa 17997/55 50 Abb. 5a. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf P. aeruginosa 1 SCV und zugehöriger Revertante 51 Abb. 5b. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf P. aeruginosa 1 SCV und zugehöriger Revertante 52 Abb. 6. Mikroskopische Darstellung von E. coli P Sunny 1 sowie der gfp-markierten
Stämme P. aeruginosa 17997 SCV und 55 Wildtyp im Verdauungstrakt eines adulten
C.-elegans-Wurmsnach 24 Stunden unter Slow-Killing-Bedingungen 53 Abb. 7. Zyanidproduktion verschiedener P.-aeruginosa-Morphotypen im Vergleich 57 Abb. 8a. Biofilmbildungskapazität der drei P.-aeruginosa-Morphotypen SCV,
Revertante (Rev) und Wildtyp (WT) 59
Abb. 8b. Biofilmbildungskapazität der drei P.-aeruginosa-Morphotypen SCV,
Revertanten (Rev) und Wildtyp (WT) 60
Abb 8c. Biofilmbildungskapazität von P.-aeruginosa-SCV/Revertanten-Paaren 62 Abb. 9. Einfluss des Mediums auf die Biofilmbildung der drei Morphotypen SCV,
Revertante (Rev) und Wildtyp (WT) von P. aeruginosa 20265 64 Abb. 10a. Einfluss der Bioverfügbarkeit von Eisen auf die Biofilmbildung
der drei Morphotypen von P. aeruginosa 20265 65
Abb. 10b. Einfluss der Anzuchtbedingungen auf die Biofilmbildung der drei Morphotypen von P. aeruginosa 20265 sowie Auswirkungen des Eisengehaltes des Vogel-Bonner-Mediums
nach Anzucht auf Vogel-Bonner-Agarplatten 67
Abb. 11. Elektronenmikroskopische Aufnahmen der drei Morphotypen zum Nachweis
von Pilistrukturen 77
Abb. 12a. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf B. gladioli 28496 SCV und klonalem WT 60732 (WT) 81 Abb. 12b. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf B. gladioli 28496 SCV und klonalem WT 60732 (WT) 82 Abb. 13a. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Slow-Killing-Bedingungen
bei 20 °C auf B. stablis 196 mit E. coli OP50 als Negativkontrolle und
P. aeruginosa PA14 als Positivkontrolle 83
Abb. 13b. Absterbekinetik von C. elegans unter Standard-Fast-Killing-Bedingungen bei 20 °C auf B. stablis 196 mit E. coli OP50 als Negativkontrolle und
P. aeruginosa PA14 als Positivkontrolle 84
Abb. 14. C. elegans im modifizierten Nitrozellulose-Assay unter
Fast-Killing-Bedingungen bei einer Temperatur von 20 °C 85
Abb. 15. Verschiedene „Leichenformen“ von C. elegans im modifizierten
Nitrozellulose-Assay mit Stamm B. gladioli SCV 28496 86
8.5. Abkürzungsverzeichnis
CFTR Cystic Fibrosis Transmembrane Conductance Regulator CFU Colony Forming Unit
NG/NGM Nematode Growth / Nematode Growth Medium
NGM I Modified Nematode Growth Medium (Slow-Killing-Agar)
OD Optische Dichte
P. Pseudomonas
PGS Pepton Glukose Sorbitol
pH negativer dekadischer Logarithmus der Wasserstoffionenkonzentration
PLC Phospholipase C
Rev Revertante
RSCV Rough Small Colony Variant SCV Small Colony Variant
SDS page Sodiumdodecylsulfate Polyacrylamidgel Elektrophorese
spp. Spezies
syn. synonym
Tab. Tabelle
TE Tris EDTA
TU Technische Universität
WT Wildtyp
VB Vogel-Bonner
Hiermit erkläre ich, dass ich die Dissertation "Virulenzanalyse unterschiedlicher Morphotyen von Pseudomonas aeruginosa und Spezies der Gattung Burkholderia" selbständig verfasst habe.
Bei der Anfertigung wurden keine Hilfen Dritter in Anspruch genommen.
Ich habe keine entgeltliche Hilfe von Vermittlungs- bzw. Beratungsdiensten (Promotionsberater oder anderer Personen) in Anspruch genommen. Niemand hat von mir unmittelbar oder mittelbar entgeltliche Leistungen für die Arbeiten erhalten, die im Zusammenhang mit dem Inhalt der vorgelegten Dissertation stehen.
Ich habe die Dissertation am Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene der Medizinischen Hochschule Hannover durch das Institut für Mikrobiologie, Zentrum für Infektionsmedizin der Tierärztlichen Hochschule Hannover angefertigt.
Die Dissertation wurde bisher nicht für eine Prüfung oder Promotion oder für einen ähnlichen Zweck zur Beurteilung eingereicht.
Ich versichere, dass ich die vorstehenden Angaben nach bestem Wissen vollständig und der Wahrheit entsprechend gemacht habe.
...
Isabel Ziegler
Stuttgart, den 20.08.2003
Ein großer Dank gilt auch Prof. Gerald-Friedrich Gerlach für die Übernahme der Betreuung der Arbeit an der Tierärztlichen Hochschule Hannover und seine gründliche Durchsicht vor der Abgabe.
Weiterhin danke ich Prof. Bitter-Suermann dafür, dass ich diese Arbeit im Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene der Medizinischen Hochschule Hannover anfertigen durfte.
Bedanken möchte ich mich auch besonders bei Dr. Susanne Häussler für ihre Anregungen und Ideen den „Biofilmteil“ der Dissertation betreffend.
Mein Dank gilt der Deutschen Forschungsgemeinschaft (DFG) für die Finanzierung der Arbeit.
Dem Caenorhabditis Genetics Center, University of Minnesota, St. Paul, MN, USA sei gedankt für die Überlassung von C. elegans; besonderer Dank gilt in diesem Zusammenhang Theresa Stiernagle für die prompte und problemlose Zusendung der bestellten Nematodenstämme.
Bei meiner Arbeitsgruppe möchte ich mich für die stete Hilfsbereitschaft und Unterstützung und für das angenehme Arbeitsklima bedanken. Es war wirklich sehr nett mit Euch.