Physikochemische Untersuchung

Die Messung der Farbe wurde mit einem Chromameter (Minolta CR-400, Konica-Minolta GmbH, Langenhagen, Deutschland) (CIELab System) vorgenommen. Die Farbe wird als L*-, a*-, und b*-Wert ausgegeben. Dabei gibt der L*-Wert Informationen über die Helligkeit der Probe, der a*-Wert über den Rot-Grün-Wert und der b*-Wert zeigt den Gelb-Blau-Wert an. Das Chromameter wurde vor Gebrauch mit einem Standard-Weißabgleich (L*=94,53; a*=-0,38; b*=3,51) (Konica-Minolta GmbH) kalibriert.

pH-Wert

Der pH-Wert wurde mit einem portablen pH-Meter (Knick Portamess, Knick GmbH, Berlin, Deutschland), welches mit einer Glaselektrode (InLab 427^®, Mettler-Toledo, Urdorf, Schweiz) und einem Thermometer ausgestattet ist, bestimmt. Die Kalibrierung wurde an jedem Versuchstag mit zwei Kalibrationslösungen (Sigma-Aldrich Chemie GmbH, Taufkirchen, Deutschland) mit einem pH von 4,0 und 7,0 vorgenommen. Die pH-Elektrode und das Thermometer wurden zur Messung in den Muskel gesteckt und nach Stabilisierung des pH-Wertes wurde dieser notiert.

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Leitfähigkeitsmessung

Die Leitfähigkeit (mS/cm) wurde mit einem portablen Leitfähigkeitsmessgerät (Matthäus GmbH & Co. KG, Noblitz, Germany) bestimmt. Vor den Messungen der Proben wurde es mit einem Kalibrationsblock (10 mS/cm) kalibriert. Das Messgerät wurde senkrecht zur Faserrichtung des Muskels in die Probe eingeführt.

Tropfsaftverlust

Zur Ermittlung des Tropfsaftverlustes wurde 24 h p.m. ein unbehandeltes Stück Fleisch von mindestens 200 g in einer transparenten Box mit Deckel aufgehängt, ohne dass es dabei Kontakt zur Wand oder zum Boden des Gefäßes hatte. Das Gewicht wurde nach vorsichtigem Abtrocknen der Muskelprobe 72 h p.m. erneut bestimmt und der prozentuale Gewichtsverlust in Relation zum Ausgangsgewicht 24 h p.m. errechnet.

Die Probe wurde anschließend vakuumverpackt und bei -20 °C bis zur Messung des Kochverlustes und der Scherkraft-Werte eingefroren.

Kochverlust und Scherkraft

Der Kochverlust des Fleisches wurde nach Auftauen der Probe, bei der bereits der Tropfsaftverlust ermittelt wurde, untersucht. Dazu wurde die Probe in einem Wasserbad bei 80 °C bis zum Erreichen einer Kerntemperatur von 75 °C gekocht.

Nach Abkühlen der Probe auf Raumtemperatur (ca. 22 °C) wurde der prozentuale Gewichtsverlust der Probe nach dem Kochen im Vergleich zum Gewicht vor dem Kochen berechnet. Anschließend wurde an der Probe die Scherkraftmessung durchgeführt. Hierzu wurde das Fleisch parallel zur Faserrichtung in Stücke von 3 cm x 1 cm x 1 cm geschnitten. Dann wurde jedes dieser Stücke mit dem Scherkraftmessgerät (Texture Analyzer TA. XT.plus, Stable Micro Systems, Survey, Großbritannien) analysiert.

Wasseraktivität

Die Wasseraktivität des Lachsschinkens wurde mit einem aw-Kryometer (AWK-40, NAGY Messsysteme GmbH, Gäufelden, Deutschland) bestimmt. Dieses wurde vor jeder Probenanalyse mit einer 10% NaCl-Lösung kalibriert.

29 Wasser-, Asche-, Fett- und Proteingehalt

Für die Bestimmung des Wassergehaltes wurden gemäß ISO 1442:1997 3 g der homogenisierten Probe mit Seesand gemischt und in einem Trockenofen (Binder GmbH, Tuttlingen, Deutschland) für 4 h bei 103 °C getrocknet.

Für die Analyse des Aschegehaltes wurden 5 g der homogenisierten Probe in einem Muffelofen (Carbolite®, LAT GmbH, Garbsen, Germany) für 1-2 h bei 600 °C verbrannt (ISO 936:1998).

Der Fettgehalt wurde nach Säurehydrolyse und Extraktion im Soxhlet-Gerät (LAT GmbH, Garbsen, Deutschland) bestimmt (ISO 1443:1973).

Der Trockensubstanz-, Asche- und Fettgehalt [%] berechnet sich aus dem Quotienten der Aus- und Einwaage multipliziert mit 100. Der prozentuale Anteil des Gesamtwassergehalts ergibt sich wie folgt:

Gesamtwasser [%] = 100 – Trockensubstanz [%].

Der Proteingehalt wurde nach ISO 937:1978 mit der Kjeldahl-Methode (Vapodest 50s®, Gerhardt Laboratory Systems GmbH, Koenigswinter, Deutschland) durch Analyse der Stickstoffkonzentration berechnet. Der ermittelte Stickstoffgehalt wurde mit dem Faktor 6,25 multipliziert und so der Gesamteiweißgehalt der Probe ermittelt.

NaCl- und Nitritgehalt

Der NaCl-Gehalt des Lachsschinkens wurde gem. ISO 1841:1996 bestimmt. Die Probe wurde dafür mit heißem Wasser extrahiert und durch Zugabe von Carrez-Lösung I (Kaliumhexacyanoferrat(II)-Carrez-Lösung) und II (Zinkacetat-Carrez-Lösung) zu gleichen Teilen geklärt. Nach Filtration (Faltenfilter Typ 601P, Carl Roth GmbH+Co. KG, Karlsruhe, Deutschland) wurde die Menge an Chlorid durch potentiometrische Titration mit 0,1 mol/L Silbernitrat, gelöst in 0,3 mol/L Salpetersäure, gemessen. Das Filtrat wurde dabei bis zum Erreichen des Äquivalenzpunktes mit Silbernitrat versetzt.

Zur Bestimmung des Nitritgehaltes des Lachsschinkens nach ISO 2916:1975 wurde die Probe zunächst mit heißem Wasser extrahiert und die Proteine wurden durch Zugabe von Carrez-Lösung I und II ausgefällt. Nach Filtration (Faltenfilter Typ 601P,

Carl Roth GmbH+Co. KG) wurden Sulfanilamid- und

Naphtylethylendiaminhydrochlorid-Lösung hinzugefügt. Das Vorhandensein von Nitrit

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wurde durch die Bildung roter Komplexe gezeigt, welche photometrisch bei 538 nm nachgewiesen wurden (Evolution 201-UV-VIS-Spektralphotometer, Thermo Scientific, Langenselbold, Deutschland). Zuvor wurde mit Hilfe einer Natriumnitrit-Standardlösung eine Kalibrierungsgerade für die Extinktion in Abhängigkeit der Nitritkonzentration erstellt.

Myoglobin-Redoxformen

An den jeweiligen Probennahmetagen wurden Schweinefleischproben in Würfel geschnitten, in flüssigem Stickstoff eingefroren und bis zur Untersuchung bei -80 °C gelagert. Zur Analyse wurden ca. 5 g des gefrorenen Probenmaterials abgewogen, mit 10 ml Natriumhydrogenphosphat vermischt und auf Eis für 2 min bei 15.000 U/min mit einem Polytron PT 2500 Homogenisator (Kinematica GmbH, Luzern, Schweiz) homogenisiert. Anschließend wurde die Probe bei 4 °C für 30 min bei 35.000 g zentrifugiert (Sorvall RC C 5 Plus, Thermo Scientific, Langenselbold, Deutschland).

Der Überstand wurde in Küvetten mit einem Fassungsvermögen von 2,5 ml überführt und die Absorption der Lösung wurde bei 503, 525, 557 und 582 nm photometrisch gemessen (Evolution 201-UV-VIS-Spectrophotometer, Thermo Scientific). Mithilfe der Formel von TANG et al. (2004) wurde der prozentuale Anteil der Myoglobin (Mb)-Redoxformen (OxyMb, MetMb und DeoxyMb) berechnet. Demnach gilt:

DeoxyMb: C (Konzentration in Millimol)DeoxyMb/CMb= -0,543R1+1,594R2+0,552R3-1,329 OxyMb: COxyMb/CMb= 0,722R1-1,432R2-1,659R3+2,599

MetMb: CMetMb/Mb= -0,159R1-0,085R2+1,262R3-0,520 R1= A (Absorption in nm)582/525, R2= A557/A525, R3= A503/A525

Antioxidative Kapazität

Für die Analyse der antioxidativen Kapazität wurde zunächst eine ABTS [2,2‘-Azino-di(3-ethylbenzthiazolin-6-sulfonsäure)] Lösung nach RE et al. (1999) hergestellt. ABTS wurde dazu in destilliertem Wasser in einer Konzentration von 7 mM gelöst und anschließend mit 2,45 mM Kaliumpersulfat versetzt. Die ABTS-Lösung und das Kaliumpersulfat wurden dabei in einem Verhältnis von 11:1 gemischt. Danach wurde

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Die Vorbereitung und Messung der Proben wurde nach SACCHETTI et al. (2008) durchgeführt. 1 g des am Probennahmetag eingefrorenen Schweinefleisches oder Lachsschinken wurden mit 6 ml destilliertem Wasser vermischt und für 1 min bei 30.000 U/min auf Eis homogenisiert. Danach wurde das Probengefäß mit Aluminiumfolie umwickelt und 1 h bei 7 °C in einem Schüttler extrahiert. Das Homogenat wurde schließlich für 15 min bei 2340 g zentrifugiert (Hermle Z383 K, Hermle Labortechnik, Wehingen, Deutschland).

Die Absorption der Lösung wurde anschließend bei 734 nm gemessen (Evolution 201-UV-VIS-Spectrophotometer, Thermo Scientific). Dafür wurden 20 µl des Überstands mit 500 µl destilliertem Wasser und 2,50 ml der ABTS-Radikal-Lösung gemischt. Die ABTS-Radikal-Lösung wurde vorher bei 734 nm und 30 °C auf eine Extinktion von 0,7

± 0,02 eingestellt. Die Veränderung der Absorption bei 734 nm wurde über 7 min bestimmt und die ermittelte Extinktion in die antioxidative Kapazität (in µmol Trolox eq.

pro g Probe) umgerechnet. Zuvor wurden Trolox-Standard-Lösungen (0; 2,5; 5; 7,5;

10; 15 µM) hergestellt, mit der radikalisierten ABTS Lösung vermischt und bei 734 nm gemessen. Für die weitere Analyse wurden nur Kalibrationskurven mit einem Korrelationskoeffizienten von mind. 0,99 verwendet.