2.7.1 Pexophagie
Peroxisomen sind für den Lipidmetabolismus einer Zelle von Bedeutung (Farre und Subramani, 2004), wobei ihre Anzahl und Größe variabel an die physiologischen Bedingungen angepasst werden kann (Sakai und Subramani, 2000). Der Abbau von einzelnen Peroxisomen erfolgt dabei in erster Linie über Makropexophagie durch den Transport in Pexophagosomen (entsprechen Autophagosomen) zur Vakuole, wogegen Peroxisomencluster selektiv über Mikropexophagie in die Vakuole aufgenommen werden (Monastyrska und Klionsky, 2006; Mukaiyama et al., 2002).
Beide Formen der Pexophagie wurden vor allem in den Hefen Hansenula polymorpha und P. pastoris näher charakteriziert. Neben einer ganzen Reihe von, aus S. cerevisiae bekannten, Atg-Proteinen sind weitere Proteine an Pexophagie beteiligt (Dunn et al., 2005; Farre und Subramani, 2004; Sakai et al., 2006).
Untersuchungen der Mikropexophagie in P. pastoris zeigten, dass sich im Laufe der Invagination der Vakuolenmambran eine Kappen-ähnliche, doppelmembranlagige Struktur bildet: das MIPA (micropexophagic membrane apparatus). Diese Struktur wird für die Fusion der sich um die Peroxisomen herumstülpenden Vakuolenmembran benötigt (Oku et al., 2003).
In S. cerevisiae lässt sich die Anzahl von Peroxisomen durch Inkubation in Ölsäuremedium erhöhen (Hutchins et al., 1999). Durch Stickstoffmangel in Gegenwart von Glukose sind Makro- und Mikropexophagy aktiv (Monastryska et al., 2004).
2.7.2 Mitophagie
Mitophagie in S. cerevisiae lässt sich durch die Verwendung von Nährmedien mit nicht-verwertbarer C-Quelle (z.B. Laktat) induzieren (Kissova et al., 2004).
Dagegen ist Mitophagy blockiert, wenn bei Hungerung die Mitochondrien für die
Verwertung der bereitgestellten C-Quelle essentiell sind (Kanki und Klionsky, 2008).
Elektronenmikroskopische Aufnahmen deuten auf zwei unterschiedliche mikromitophagische Prozesse hin. Im Subtyp I werden Mitochondrien durch eine Einbuchtung der Vakuole zusammen mit zytosolischem Material eingeschlossen.
Im Subtyp II hingegen werden nur Mitochondrien aufgenommen (Kissova et al., 2007). Mitophagie benötigt die meisten Atg-Proteine einschließlich der Autophagie-spezifischen Proteine Atg9 und Atg17 sowie des Cvt-spezifischen Proteins Atg11, aber nicht den proApe1-Rezeptor Atg19 (Kanki und Klionsky, 2008; Kissova et al., 2007) Uth1, ein Membranprotein in der äußeren Mitochondrienmembran, wird nur für den Subtyp II benötigt (Kissova et al., 2007). Dagegen scheint das Mitochondrienprotein Aup1 allgemein an der Mitophagie beteiligt zu sein (Tal et al., 2007). Autophagischer Abbau von Mitochondrien erfolgt nicht nur unter Hunger. Aber wie überzählige und defekte Mitochondrien erkannt werden ist bisher nicht geklärt.
2.7.3 Mikroautophagischer Abbau des Zellkerns - PMN (piecemeal microautophagy of the nucleus)
PMN ist eine selektive Form von Mikroautophagie, bei der Teile des Zellkerns und des Nukleolus abgebaut werden. In S. cerevisiae ist die Kernhülle über besondere Kontaktstellen (NV-junction) mit der Vakuolenmembran verbunden.
Die Bildung dieser Kontakstellen erfolgt über die Interaktion der Proteine Nvj1 (Kernmembran) und Vac8 (Vakuolenmembran) (Pan et al., 2000; Roberts et al., 2003). Nach Ausbildung dieser Kontaktstellen, folgt die Einstülpung der Vakuolenmembran und die Bildung von dreimembranlagigen Vesikeln. Diese werden in das vakuoläre Lumen freigesetzt, wo sie und ihr Inhalt abgebaut werden (Kvam und Goldfarb, 2007; Roberts et al., 2003).
In S. cerevisiae lässt sich PMN durch Stickstoff- oder Glukosemangel sowie Rapamycin induzieren (Roberts et al., 2003). Neueste Untersuchungen zeigten, dass für PMN eine Vielzahl der bekannten Autophagie- und Cvt-Proteine, sowie Proteine der homotypischen Vakuolenfusion wichtig sind (Krick et al., 2008b).
2.7.4 ER-Phagie
Das ER ist der Ausgangspunkt für die meisten integralen Membranproteine und andere Proteine, die den sekretorischen Transportweg durchlaufen (Wickner und Schekman, 2005). Im ER erhalten die Proteine ihre richtige Konformation und werden bei Bedarf modifiziert. Dies geschieht über ER-gebundene Chaperone und andere modifizierende Enzyme. Nur Proteine, die korrekt gefaltet und modifiziert sind, verlassen das ER. Zu diesem Zweck kontrollieren Zellen neben der Anzahl an Chaperonen im ER und der Menge der importierten Proteine auch den Abbau ungefalteter Proteine (Ellgaard und Helenius, 2003; McCracken und Brodsky, 2005; van Anken und Braakman, 2005).
Hierfür zuständig ist die UPR (unfolded protein response), die in einem ER-zu-Nukleus Signalweg für Anpassung des ERs sorgt (Bernales et al., 2006b).
Primärer Sensor für ungefaltete Proteine ist die Kinase/Endoribonuklease Ire1 (Cox et al., 1993; Credle et al., 2005; Mori et al., 1993). Die zytosolische Endoribonuklease-Domäne von Ire1 wird aktiviert und entfernt ein Intron aus der mRNA HAC1, was zur Produktion des Transkriptionsaktivators Hac1 führt (Cox und Walter, 1996; Mori et al., 1996). Dieser aktiviert eine ganze Reihe von UPR Zielgenen, die wiederum die Anzahl von Chaperonen und modifizierenden Enzymen des ERs steigern. Zusätzlich wird die Aktivität von ERAD (ER-Associated protein Degradation) stimuliert (Friedlander et al., 2000). Dies führt zur Retranslokation von ungefalteten bzw. falsch gefalteten Proteinen aus dem ER zurück ins Zytosol, dort zur Ubiquitinierung und letztendlich zum Abbau durch das Proteasom (Kostova und Wolf, 2003; Meusser et al., 2005).
Zusätzlich kann die Autophagie-Maschinerie aktiviert werden, wenn die Kapazität des Proteasoms überschritten wird oder wenn falsch gefaltete Proteine im ER aggregieren und nicht mehr in das Zytosol transportiert werden können (Bernales et al., 2006a; Kruse et al., 2006; Yorimitsu et al., 2006)
Über die Existenz der ER-Phagie, die selektive Autophagie des Endoplasmatischen Retikulums, ist bisher weniger bekannt. ER-Stress wird durch Inkubation in Medium mit Dithiothreitol (löst Disulfidbrücken) oder Tunicamycin (verhindert Glykosylierung) induziert. Dadurch kommt es zur Proliferation des kortikalen ERs sowie zur Zunahme von Atg8. Zudem erhöht sich die Anzahl der PAS pro Zelle und die UPR wird induziert (Bernales et al., 2006a; Yorimitsu et al., 2006). Das UPR Protein Hac1 sowie einige Atg-Proteine (Atg1, Atg8, Atg9, Atg16,
Atg19 und Atg20) sind für das Überleben der Zellen unter starkem ER-Stress wichtig sind (Bernales et al., 2006a).
Kontrovers ist der Abbau von GFP-Atg8 unter ER-Stress. Einer Studie zufolge führt ER-Stress nicht zum Abbau von GFP-Atg8 in der Vakuole. Eine weitere Studie hingegen belegt den Abbau von GFP-Atg8 (Bernales et al., 2006a;
Yorimitsu et al., 2006).
Elektronenmikroskopische Aufnahmen zeigen Strukturen, die als ERAs (ER-containing Autohagosomes) bezeichnet wurden. Diese Strukturen beinhalten ER-Material. Die äußere Membran dieser ERAs ist dicht mit Ribosomen besetzt, das Innere der ERAs ist hingegen nahezu frei von Ribosomen. ER-Stress induziert die Atg8-abhängige Bildung der ERAs. Dabei scheint die Induktion der ER-Phagie einen zusätzlichen, Ire1-Hac1-unabhängigen Signalweg zu erfordern, da die Induktion von Hac1 nicht für Bildung der ERAs ausreicht. Fortdauernder ER-Stress führt dazu, dass die gebildeten ERAs erhalten bleiben. Die Fusion der ERAs mit der Vakuole erfolgt erst, wenn der ER-Stress abklingt (Bernales et al., 2006a).