Lebensmonat gering und erreicht den Höhepunkt erst zum Ende der Mastperiode (DONE 1997).
Typisch für eine M. hyopneumoniae-Monoinfektion ist ein chronischer, nicht-produktiver Husten (ROSS 1999), der mehrere Wochen andauert und mit reduziertem Zuwachs und verminderter Futterverwertung einhergeht (DESROSIERS 2001; MAES et al. 1996). Die Inkubationszeit kann unter Feldbedingungen mit 14 Tagen bis hin zu mehreren Wochen sehr variabel sein (FANO et al. 2004).
Subklinische und milde Verlaufsformen können vorkommen. Die Dauer der Inkubationszeit wird wahrscheinlich von der infektiösen Dosis (STEVENSON 1998) und der Virulenz (MEYNS et al. 2007) beeinflusst.
Im Falle von Koinfektionen mit P. multocida, B. bronchiseptica, Sc. suis, H. parasuis oder A. pleuropneumoniae (DONE 1997) und/oder dem PRRSV (THACKER et al.
1999; THANAWONGNUWECH et al. 2004), dem Influenza-A-Virus (THACKER et al.
2001a) oder dem PCV-2 (OPRIESSNIG et al. 2004) können schwerwiegende, teils tödlich verlaufende Erkrankungen auftreten (KOBISCH 2000; DORR et al. 2007). In diesem Zusammenhang kann M. hyopneumoniae als eine der Hauptkomponenten des PRDC angesehen werden (DONE 2002).
2.5 Immunität
Eine Infektion mit M. hyopneumoniae induziert eine langsame Serokonversion und nur geringe Antikörperkonzentrationen im Respirationstrakt, so dass die Immunantwort als ineffektiv bewertet wird (DJORDJEVIC et al. 1997; THACKER et al. 1998, 2000).
Die Bildung von Antikörpern gegen M. hyopneumoniae ist eng mit dem Auftreten von Husten korreliert (MORRIS et al. 1995; GROSSE BEILAGE 1999; LEON et al. 2001;
GROSSE BEILAGE et al. 2005). Im Gegensatz dazu konnte bei einer Untersuchung von CALSAMIGLIA et al. (2002) keine Beziehung zwischen Husten, dem direkten Erregernachweis mittels nPCR in Nasentupfern und einer Serokonversion festgestellt werden.
Die Bedeutung der systemischen humoralen Immunantwort auf die Infektion mit M.
hyopneumoniae wird allerdings kontrovers diskutiert. Im Gegensatz zu LAM und SWITZER (1971) sowie SUTER et al. (1985) postulieren DJORDEJEVIC et al. (1997) und THACKER et al. (2000), dass die Anwesenheit von Antikörpern im Serum nicht mit einem Schutz korreliert ist. Aufgrund der Besiedlung der Oberfläche des respiratorischen Epithels vermuten SHELDRAKE et al. (1993) und SARRADELL et al. (2003), dass der Schutz vor allem auf einer zellvermittelten Immunantwort und der lokalen Sekretion von IgA-Antikörpern basiert. Der protektive Effekt von maternalen Antikörpern bei Saugferkeln im Sinne einer passiven Immunität ist allerdings vielfach beschrieben (WALLGREN et al. 1998; RAUTIAINEN u. WALLGREN 2001; RUIZ et al. 2003).
2.5.1 Das immunologische System der Lunge
Die Lunge spielt als nicht-lymphatisches Organ eine große Rolle in der Immunabwehr (BINNS 1992). Die Schweinelunge enthält eine große Zahl von T- und B-Lymphozyten in den fünf Kompartimenten Gefäßsystem, Interalveolarsepten,
BALT, Bronchialepithel und dem Bronchial- und Alveolarlumen (PABST u. BINNS 1994). Von den B-Zellen wird vorwiegend IgA synthetisiert (BIENENSTOCK 1984).
Im Gegensatz zu anderen Tierarten enthält die Schweinelunge intravaskulär mehr Lymphozyten als z.B. die Leber oder die Nieren (BINNS u. PABST 1988).
Lymphozyten und Lymphoblasten aus der Lunge zeigen eine Präferenz, immer in die Lunge zurückzukehren (BINNS 1992).
Eine Schlüsselrolle in der Erregerabwehr nehmen die Aveolarmakrophagen ein (STOCKHOFE-ZURWIEDEN 2002). Im Gegensatz zur Aktivität von Monozyten und Makrophagen in anderen Organen sind die Alveolarmakrophagen an der Regulation der Immunreaktion vorherrschend beteiligt (BASTA et al. 2000).
Der Begriff BALT bezeichnet eine follikelartige Akkumulation von Lymphozyten, die im Allgemeinen zwischen einem Bronchus bzw. einem Bronchiolus und einem Gefäß liegt (BIENENSTOCK 1984). Es wird angenommen, dass BALT wie beim Menschen in gesunden Lungen nicht vorhanden ist (JERICHO 1970; PABST u. GEHRKE 1990;
PABST u. BINNS 1994; TSCHERNIG u. PABST 2000), obwohl es in fetalen Schweinelungen nachweisbar sein kann (SMINIA et al. 1989).
Eine Ausbildung von BALT ist für die Tierarten Schwein, Rind, Ratte und Kaninchen schon 4 bis 14 Tage nach der Geburt in Form erster lymphatischer Aggregationen in der bronchialen Submukosa unterhalb der glatten Muskulatur beobachtet worden (GREGSON et al. 1979; SMINIA et al. 1989; PABST u. BINNS 1994; HEWICKER-TRAUTWEIN u. THOMASMEYER 2006). Für das Schwein wird eine antigenabhängige Weiterentwicklung des BALT´s angenommen. Im Gegensatz zu den genannten Tierarten ist das BALT des Schweines allerdings wesentlich geringer ausgeprägt.
Das BALT zeigt beim Schwein eine hohe morphologische und zelluläre Organisation.
Im follikulären Bereich sind vor allem Makrophagen und B-Lymphozyten enthalten;
gleiches gilt für ein evtl. Keimzentrum (TSCHERNIG u. PABST 2000; SARADELL et al. 2003). T-Lymphozyten sind am häufigsten im parafollikulären Bereich zu finden, dabei dominieren CD4-T-Zellen über CD8-T-Zellen. Ebenfalls im parafollikulären Bereich sind postkapilläre Venolen (engl.: high-endothelial-venules: HEV) zu finden.
Aus diesen immigrieren Lymphozyten in das BALT. Efferente Lymphgefäße erlauben
ein Auswandern von Lymphozyten. Der Bereich zwischen dem BALT und dem Epithel wird als „Dome area“ bezeichnet. Das respiratorische Epithel im Bereich der
„Dome area“ kann dabei sowohl unverändert (GREGSON et al. 1979), deziliiert und/oder kuboidal bis abgeflacht sein (SUDA et al. 1999).
Eine Zunahme von IgG- oder IgA- sezernierenden Plasmazellen in der Peripherie des BALT, in der Lamina propria der Bronchien und Bronchiolen, in den Interalveolarsepten und im Bereich der bronchialen Becherzellen ist im Falle einer M.
hyopneumoniae-Infektion zu beobachten (SARRADELL et al. 2003).
2.5.2 Reaktionen des BALT bei M. hyopneumoniae-Infektionen
Sowohl nach experimentellen als auch nach Feldinfektionen mit M. hyopneumoniae kommt es im Laufe des Krankheitsgeschehens zu einer teilweise massiven lymphatischen Hyperplasie des BALT (LIVINGSTON et al. 1972; MAES et al. 1996;
TAYLOR 1996; KWON et al. 2002; SARRADELL et al. 2003). Aber auch bei bakteriellen Infektionen anderer Genese ist eine Hyperplasie des BALT zu beobachten (DELVENTHAL et al. 1992).
Die Zytokin-Expression von IL-1, IL-2, IL-4, IL-6 und dem Tumor-Nekrose-Faktor-α ist im BALT von M. hyopneumoniae-infizierten Lungen höher als bei Kontrollguppen (RODRĺGUEZ et al. 2004). Das lässt die Vermutung zu, dass diese Zytokine eine wichtige Rolle bei der Hyperplasie des BALT einnehmen. Diese Zytokine könnten aber auch an der Entwicklung einer adäquaten humoralen und zellulären Immunantwort durch die Aktivierung von Makrophagen und Lymphozyten beteiligt sein (RODRĺGUEZ et al. 2004).
Welcher Mechanismus letztendlich zu der massiven BALT-Hyperplasie führt, ist noch weitgehend unklar. Vermutet wird, dass die Persistenz des Erregers als evtl.
Konsequenz der Antigenvariation und Immunmodulation hierzu beiträgt (MAES et al.
1996; THACKER 2001; THANAWONGNUWECH et al. 2001).
2.6 Pathologie
2.6.1 Pathologisch-anatomische Veränderungen in der Lunge
M. hyopneumoniae verursacht eine typische Bronchopneumonie in den cranio-ventralen Lungenbereichen. Betroffen sind vor allem die Spitzen- und der Mittellappen, der Lobus accessorius und die cranio-ventralen Bereiche der Hauptlappen (TAYLOR 1996). Dabei weisen die linken Spitzen- und die beiden Hauptlappen weniger häufig makroskopisch sichtbare Läsionen auf (LIVINGSTON et al. 1972; MAES et al. 1996).
Das Parenchym der betroffenen Lungenbereiche ist verdichtet und scharf von den nicht betroffenen Arealen demarkiert (THACKER et al. 1999). In der akuten Phase zeigen die Läsionen eine rot-violette Färbung, und die Oberfläche ist über unveränderte Bereiche erhaben. Chronische Veränderungen neigen zu einer gräulichen Färbung und einer eingesunkenen Oberfläche. Die Ausbildung einer Peribronchitis nodosa kann in einigen Fällen beobachtet werden. In den Bronchien und Bronchiolen kann ein muköses bis mukopurulentes Exsudat enthalten sein (TAYLOR 1996; THACKER et al. 1999). Bei einer experimentellen Infektion von Absetzferkeln beobachtete BASKERVILLE (1972) hochgradige Hyperplasien der bronchialen und mediastinalen Lymphknoten 13 Tage p. i.
Sekundärinfektionen führen zu einer größeren Ausdehnung der Lungenläsionen (DONE 1997).
Eine Abheilung der Lungenläsionen ist ca. 8 bis 12 Wochen p. i. möglich (FEENSTRA et al. 1994; SØRENSEN et al. 1997; IRIGOYEN et al. 1998; FANO et al. 2004).
2.6.2 Histologische Veränderungen in der Lunge
Die histologischen Veränderungen bei einer M. hyopneumoniae-Infektion konzentrieren sich auf die Bronchien und Bronchiolen. Erste histologische
Veränderungen sind eine Hyperplasie des respiratorischen Epithels und eine Infiltration der Lamina propria und submukosa mit Lymphozyten und Makrophagen.
Die interalveolären Septen sind häufig mit mononukleären Zellen infiltriert. Im weiteren Verlauf kommt es zu einer mukopurulenten Exsudation in das Lumen von Bronchien und Bronchiolen. Die angrenzenden Alveolen können als Folge der Obstruktion eine Atelektase aufweisen oder ebenfalls ein geringgradiges Exsudat aus Alveolarmakrophagen und neutrophilen Granulozyten enthalten (BASKERVILLE 1972; KWON u. CHAE 1999; TAYLOR 1996).
Im Folgenden kommt es zur Ausbildung von Peribronchitiden, Peribronchiolitiden und Perivaskulitiden. Typisch für eine M. hyopneumoniae-Infektion ist die massive Hyperplasie des BALT in Form einer follikelartigen Aggregation von Lymphozyten, meist zwischen einem Bronchus oder Bronchiolus und einem arteriellem Gefäß (BLANCHARD et. al. 1992; DUNGWORTH 1993; MAES et al. 1996). KWON et al.
(2002) beschreiben bei experimentell infizierten Schweinen eine ausgeprägte „cuff-Bildung“ um Bronchien, Bronchiolen und Blutgefäßen mit der Ausbildung von Keimzentren.
Eine Hyperplasie der Typ-II-Pneumozyten wird meist in chronischen Infektionsstadien beobachtet (TAYLOR 1996).
In elektronenmikroskopischen Untersuchungen wurde eine Zerstörung bis zum vollständigen Verlust der Zilien 2 bis 6 Wochen p. i. nachgewiesen (BASKERVILLE 1972; BLANCHARD et al. 1992). Dabei war M. hyopneumoniae in vivo und in vitro nur in unmittelbarer Nähe zum zilientragenden, respiratorischen Epithel nachweisbar (UNDERDAHL et al. 1980; TAJIMA u. YAGIHASHI 1982; DEBEY u. ROSS 1994).
2.7 Diagnose
THACKER (2001) bezeichnet die Diagnose von M. hyopneumoniae als „Quelle der Frustration“. Erschwert wird die Diagnose durch die unbekannten oder kontrovers diskutierten Zusammenhänge zwischen der Anwesenheit von M. hyopneumoniae, einem positiven Antikörper-Titer und der klinischen Erkrankung wie Husten, Pneumonie und verringerten Tageszunahmen (LEON et al. 2001; CALSAMIGLIA et al. 2002; FANO et al. 2004).
Die Diagnose von M. hyopneumoniae wurde häufig bei „Schlachtchecks“ anhand katarrhalisch-eitriger Bronchopneumonien der Spitzenlappen gestellt (DESROSIERS 2001). Hierzu sind mehrere Bewertungsmethoden mittels Lungenscore vorgeschlagen (HANNAN et al. 1982; MADEC u. KOBISCH 1982; MORRISON et al.
1985; STRAW et al. 1986; LIUM u. FALK 1991; HURNIK et al. 1993). Allerdings lassen die pathologisch-anatomischen Befunde keine ätiologische Diagnose zu (MAES et al. 2000), da viele andere Erreger gleichartige Läsionen hervorrufen.
Lediglich histologisch kann bei Vorliegen der typischen BALT-Hyperplasie die Verdachtsdiagnose M. hyopneumoniae gestellt werden (BASKERVILLE 1972).
Die eindeutige Diagnose durch M. hyopneumoniae verursachter Erkrankungen ist nur bei typischen histologischen Veränderungen und einem direkten Erregernachweis oder mittels gepaarter Serumproben möglich, da die verfügbaren Impfstoffe keine sterile Immunität erzeugen.
2.7.1 Direkter Erregernachweis
2.7.1.1 Erregernachweis mittels Kultur
Der kulturelle Nachweis wird als Gold-Standard in der Diagnostik von M.
hyopneumoniae-Infektionen angesehen (ROSS 1999; DESROSIERS 2001).
Allerdings stellen Mykoplasmen hohe Ansprüche an das Nährmedium und zeigen ein extrem langsames Wachstum, das Wochen bis Monate bis zum Auftreten sichtbarer
Kolonien in Anspruch nehmen kann (ROSS u. WHITTLESTONE 1983; THACKER 2001). Falsch-negative Ergebnisse aus Überwucherungen des Nährmediums durch schneller wachsende Mykoplasmen-Arten wie M. hyorhinis und M. flocculare sind häufig (MAES et al. 1996). Daher ist die Kultur nicht für die Routinediagnostik, sondern eher für Stammcharakterisierungen geeignet.
2.7.1.2 Antigen-Nachweis mittels Immunfluoreszenztest
Die Diagnostik von M. hyopneumoniae-Infektionen mittels Immunfluoreszenztest (IFT) erfolgt an Gefrierschnitten von direkt post mortem schockgefrorenen Lungen.
Gefrierschnitte sind methodisch bedingt dicker als Paraffinschnitte und weisen durch das Schockgefrieren Strukturveränderungen auf, wodurch die histologische Auswertung der Schnitte erschwert wird.
Die Detektion des M. hyopneumoniae-spezifischen Antigens mittels eines Fluoreszenzfarbstoffes und eines UV-Mikroskops erfolgt über poly- oder monoklonale Antikörper (L’ECUYER u. BOULANGER 1970; MEYLING 1971;
HOLMGREN 1974; CARON et al. 2000 a; CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003; VICCA et al. 2003). Durch die Strukturveränderungen können bei Verwendung von polyklonalen Antikörpern unspezifische Bindungen an andere eng verwandte Mykoplasmen wie M. hyorhinis und M. flocculare auftreten (CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003).
Für ein positives IFT-Signal sind ca. 104 bis 105 Mykoplasmen / g Lungengewebe notwendig (WHITTLESTONE 1990). Daher lassen nur akut infizierte Schweine, die hohe Erregermengen in der Lunge aufweisen, ein positives IFT-Signal erwarten.
VICCA et al. (2003) beobachteten eine höhere Immunfluoreszenz bei Schweinen, die mit hoch virulenten Stämmen von M. hyopneumoniae inokuliert wurden. Die Autoren vermuten daher, dass diese hoch virulenten Stämme eine bessere Bindungsfähigkeit an die Zilien oder eine höhere Vermehrungsrate haben könnten.
Aufgrund der insgesamt geringen Sensitivität und der sehr eingeschränkten histologischen Auswertbarkeit ist der IFT nur bedingt für die Routinediagnostik geeignet.
2.7.1.3 Antigen-Nachweis mittels Immunhistochemie
Unter Immunhistochemie versteht man verschiedene Immunperoxidase-Färbemethoden von meist Formalin-fixierten und in Paraffin-eingebetteten Organproben. Die Immunperoxidase-Technik hat gegenüber dem Immunfluoreszenztest vier entscheidende Vorteile. Der Schnitt kann wiederholt betrachtet werden, da ein permanentes Färbeprodukt entsteht. Da zur Auswertung ein Lichtmikroskop ausreicht, können die Lage des Antigens im Vergleich zu den einzelnen Zellen des Gewebes, die beteiligten Zelltypen und die histologischen Veränderungen zusammen beurteilt werden. Auch einzelne Erreger können dargestellt werden, und im Vergleich zum Immunfluoreszenztest treten weniger unspezifische Färbungen auf (HILL 1978; HALBUR 1997; CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003).
Grundprinzip der verschiedenen Immunperoxidase-Färbemethoden ist wie bei dem Immunfluoreszenztest, dass im Zuge einer Antikörper-Antigen-Reaktion Markersubstanzen an das Antigen gebunden werden. Eine dieser Färbemethoden, die sog. Avidin-Biotin-Methode, basiert auf der Fähigkeit des Eiweißglykoproteins Avidin, 4 Moleküle des Vitamins Biotin zu binden. Als erstes bindet ein spezifischer Antikörper an das gesuchte Antigen. Ein zugefügter Zweit-Antikörper, der gegen den Erst-Antikörper gerichtet ist, ist mit Biotin konjugiert. Als drittes Reagenz wird ein Peroxidase-konjugierter Avidin-Biotin-Komplex hinzu gegeben. Das Biotin des Zweit-Antikörpers bindet an den freien Stellen des Avidinmoleküls. Das Avidin besitzt 4 Bindungsstellen für Biotin, allerdings binden aufgrund der molekularen Konfiguration in der Regel weniger als 4 Biotinmoleküle. Nach Zugabe eines Chromogens wie dem 3,3’-Diaminobenzidin-Tetrahydrochlorid (DAB) fällt dieses durch Reaktion mit der Peroxidase des Avidin-Biotin-Komplexes zu einem braunen Reaktionsprodukt aus.
Damit ist das gesuchte Antigen indirekt sichtbar gemacht geworden. Durch die Bindung von Biotin an die freien Bindungsstellen des Avidins können mehrere Peroxidase-konjugierte Avidin-Biotin-Komplexe über Zweit- und Erst-Antikörper an das Antigen binden. Damit wird eine höhere Sensitivität erzielt (sogenannte „signal amplification“) (HAINES u. CHELAK 1991; RAMOS-VARA et al. 1999).
Immunperoxidase-Färbemethoden sind unter Verwendung polyklonaler (BRUGGMANN et al. 1977 b; GIGER et al. 1977; DOSTER u. LIN 1988;
SARRADELL et al. 2003; RIBEIRO et al. 2004) und monoklonaler (CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003; OPRIESSNIG et al. 2004) Erst-Antikörper gegen M.
hyopneumoniae beschrieben. Die beiden Arbeiten mit monoklonalen Erst-Antikörpern (CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003; OPRIESSNIG et al. 2004) wurden an experimentell infizierten Tieren durchgeführt. Die Verwendung eines monoklonalen Erst-Antikörpers erhöht dabei die Spezifität des immunhistochemischen Antigen-Nachweises (CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003).
2.7.1.4 DNA-Nachweis mittels in situ Hybridisierung
Die in situ Hybridisierung (ISH) und die Immunhistochemie stellen aufgrund ihrer Sensitivität und Spezifität eine exzellente Alternative in der Diagnostik von Erregern dar, die nur aufwendig kulturell nachweisbar sind (SEGALÉS et al. 1999). In der ISH werden markierte Nukleinsäure-Sequenzen zur Detektion von Genomfragmenten gesuchter Erreger eingesetzt.
Digoxigenin- und Fluoreszein-markierte ISH-Techniken sind zum Nachweis von M.
hyopneumoniae in Formalin-fixierten und in Paraffin-eingebetteten Lungengewebeproben beschrieben (KWON u. CHAE 1999; BOYE et al. 2001;
KWON et al. 2002). KWON und CHAE (1999) konnten ein Hybridisierungs-Signal auf der Oberfläche des Bronchial- und Bronchiolarepithels, in Typ-I-Pneumozyten, in Alveolarmakrophagen und Makrophagen des Interstitiums bei Schweinen nach Feldinfektion nachweisen. Nach experimenteller Infektion fanden KWON et al. (2002) Hybridisierungs-Signale 7 bis 28 Tage p. i. auf der Oberfläche des Bronchial- und
Bronchiolarepithels und 14 bis 35 Tage p. i. in Typ-I-Pneumozyten, in Alveolarmakrophagen und Makrophagen des Interstitiums.
2.7.1.5 DNA-Nachweis mittels PCR
Die Polymerase-Kettenreaktion (engl.: Polymerase Chain Reaction: PCR) ist eine in situ-Methode zur Amplifikation einer spezifischen DNA-Sequenz, die von zwei Oligonukleotiden (Primern) begrenzt ist (BANGSOW et al. 2002).
Seit der ersten PCR zum Nachweis von Genomfragmenten von M. hyopneumoniae (HARASAWA et al. 1991) sind weitere Einzel-PCR (ARTIUSHIN et al. 1993;
SØRENSEN et al. 1994; STEMKE et al. 1994; MATTSON et al. 1995; BLANCHARD et al. 1996; BAUMEISTER et al. 1998; CARON et al. 2000 b), Multiplex-PCR (CARON et al. 2000 b), nested PCR (STEMKE 1997; STÄRK et al. 1998;
CALSAMIGLIA et al. 1999; CALSAMIGLIA et al. 2000 b; VERDIN et al. 2000 b;
KURTH et al. 2002), PCR mit interner Kontrolle (VERDIN et al. 2000 a; KURTH et al.
2002) und quantitative Real Time PCR (MINION et al. 2002; DUBOSSON et al.
2004; KUHNERT et al. 2004; SIBILA et al. 2004 d) beschrieben.
Zur Diagnostik von M. hyopneumoniae-Infektionen bietet die PCR den Vorteil, dass ein Ergebnis im Vergleich zur Kultur viel schneller verfügbar, sehr sensitiv und spezifisch ist. Darüber hinaus kann eine PCR aus verschiedenen Probematerialien wie Nasentupfern (MATTSON et al. 1995; SØRENSEN et al. 1997; CALSAMIGLIA et al. 1999; BOSCH et al. 2000; CARON et al. 2000 b; OHLINGER et al. 2000;
BATISTA et al. 2002; KURTH et al. 2002; RUIZ et al. 2002 a, b, 2003; VICCA et al.
2002; MARTELLI et al. 2006; SIBILA et al. 2006), Bronchialtupfern (SØRENSEN et al. 1994; CALSAMIGLIA et al. 2000 b; CARON et al. 2000 b; KURTH et al. 2002), Trachealtupfern (KURTH et al. 2002; RUIZ et al. 2002 a), Tonsillentupfern (KURTH et al. 2002) und bronchoalveolärer Lavageflüssigkeit (BALF) (MATTSON et al. 1995;
BLANCHARD et al. 1996; BAUMEISTER et al. 1998; VERDIN et al. 2000 b; KURTH et al. 2002; PABST 2004) und Lungengewebe (MATTSON et al. 1995; CARON et al.
2000 b; THONGKUMKOON et al. 2000; KURTH et al. 2002; MEYNS et al. 2004;
MAROIS et al. 2007) durchgeführt werden. Somit kann dieser direkte Erregernachweis mittels PCR prinzipiell auch von lebenden Schweinen geführt werden.
Für die Diagnostik von M. hyopneumoniae-Infektionen mittels PCR ist die Untersuchung von BALF und Bronchialtupfern im Vergleich zu anderen Probeentnahme-Lokalisationen geeigneter (KURTH et al. 2002; MAROIS et al.
2007); vor allem für frühe Infektionsstadien (SIBILA et al. 2004 b, c; MOORKAMP et al. 2007). Der Nachweis mittels PCR aus Bronchialtupfern korreliert dabei mit dem Auftreten für M. hyopneumoniae-typischen, histopathologischen Lungenveränderungen (CALSAMIGLIA et al. 2000).
Die Eignung von Nasentupfern zum Nachweis von M. hyopneumoniae-Infektionen wird kontrovers diskutiert (CALSAMIGLIA et al. 1999; KURTH et al. 2002; SIBILA et al. 2004 b,c; OTAGIRI et al. 2005).
Im Vergleich zur IHC und ISH besteht ein Nachteil der PCR darin, dass histopathologische Veränderungen nicht beurteilt werden können. Da nur ein amplifizierter Genomabschnitt als PCR-Produkt vorliegt, sind viele phäno- und genotypische Methoden zur Stammtypisierung nicht möglich. Zudem kann mit Hilfe qualitativer PCR-Techniken nur eine Aussage über die Anwesenheit und nicht über die Erregermenge von M. hyopneumoniae in der untersuchten Probe gemacht werden.
Der Nachteil der hohen Sensitivität, besonders bei den nPCR-Techniken, besteht darin, dass ein hohes Risiko für Kontaminationen bei der Entnahme, Probenaufbereitung und -bearbeitung existiert (STÄRK et al. 1998; KURTH et al.
2002).
2.7.2 Indirekter Erregernachweis
Die serologische Untersuchung ist die gebräuchlichste Methode in der Praxis, den Infektionsstatus einer Herde zu bestimmen.
Verschiedene Enzyme-linked immunosorbent assay´s (ELISA´s) haben den indirekten Hämagglutinationstest (IHA) (LAM u. SWITZER 1971) und die Komplementbindungsreaktion (KBR) (ROBERTS 1970; SLAVIK u. SWITZER 1972) verdrängt. Sowohl für die KBR als auch für den IHA sind Kreuzreaktionen mit M.
hyorhinis und M. flocculare beschrieben (ROBERTS u. LITTLE 1970; FREEMAN et al. 1984 a, b). Die als ausreichend sensitiv bewerteten ELISA haben den Vorteil, dass größere Probenzahlen gleichzeitig und automatisiert untersucht werden können (CALSAMIGLIA et al. 1999). Der erste, für den Nachweis von M. hyopneumoniae entwickelte ELISA (BRUGGMANN et al. 1977 a) zeigte noch deutliche Kreuzreaktionen mit M. hyorhinis und M. flocculare. NICOLET et al. (1990) konnten die Sensitivität mit der Extraktion des Antigens mit TWEEN 20 deutlich verbessern;
Kreuzreaktionen mit den eng verwandten M. flocculare waren aber nicht gänzlich auszuschließen (NICOLET et al. 1980; BOMMELI u. NICOLET 1983). BEREITER et al. (1990) konnten aber einen cut-off für die OD-Werte festgelegen, mit dem eine Unterscheidung zwischen M. hyopneumoniae und M. flocculare weitgehend gewährleistet ist. Der indirekte TWEEN-20-ELISA zeigt im Vergleich zur Kultur eine Spezifität von 95,6 % und eine Sensitivität von 98,8 % (SHELDRAKE u. ROMMALIS 1992).
Im blocking-ELISA werden monoklonale Antikörper von 40 kDa (LE POTIER et al.
1994), 43 kDa (DJORDJEVIC et al. 1994) oder 74 kDa (FELD et al. 1992) verwendet. Die Sensitivität und Spezifität zweier kommerziell erhältlicher ELISA der Fa. DAKO Denmark A/S (blocking-ELISA) und der Fa. IDEXX Laboratories Inc.
(indirekter ELISA) sind in verschiedenen, zum Teil vergleichenden Studien an Seren von spontan oder experimentell infizierten sowie sicher M. hyopneumoniae-freien Tieren untersucht worden (WALLGREN et al. 1996; THACKER 2001; CHITTICK et al. 2002; ERLANDSON et al. 2002 b; AMERI-MAHABADI et al. 2005). Für ein Herdenscreening, nicht aber für die Einzeltierdiagnostik sind demnach sowohl indirekte als auch blocking ELISA geeignet (PIJOAN 1994; CHITTICK et al. 2002;
AMERI-MAHABADI et al. 2005).
Antikörper gegen M. hyopneumoniae sind im Blutserum bei experimentell infizierten Tieren ab 8 Tagen p.i. (SØRENSEN et al. 1997; SHELDRAKE et al. 1990), häufig
aber erst nach 3 bis 4 Wochen nachweisbar (KOBISCH et al. 1993; LE POTIER et al.
1994). Bei Feldinfektion sind Serokonversionen zwischen 2 und 9 Wochen p. i.
festzustellen (MORRIS et al. 1995; SITJAR et al. 1996; SØRENSEN et al. 1997;
LEON et al. 2001). RAUTIANEN et al. (2000) empfehlen für das Herdenscreening die serologische Untersuchung von Kolostralmilchproben, da hier bis zu 70 % höhere IgG-Werte als im Serum nachzuweisen sind (NICOLET et al. 1990; YAGIHASHI et al. 1993; MORRIS et al. 1994; STÄRK 2000), und ein Antikörpernachweis noch bis zu 3 Jahren p. i. gelingt.
2.8 Bekämpfung
2.8.1 Kontrolle
Die Kontrolle von Infektionen durch M. hyopneumoniae kann grundsätzlich über optimierte Management- und Haltungsbedingungen, durch Impfungen und gezielte Medikation erreicht werden (CLARK et al. 1991; THACKER 2006).
2.8.1.1 Prophylaxe durch Impfung
Die Impfung gegen M. hyopneumoniae wird in den meisten Ländern mit intensiver Schweineproduktion erfolgreich durchgeführt (HAESEBROUCK et al. 2004).
In Europa sind seit 1992 inaktivierte Ganzzellpräparationen mit unterschiedlichen, zum Teil herstellerspezifischen Adjuvantien verfügbar. Nachdem ursprünglich alle verfügbaren inaktivierten Vakzinen zur zweimaligen (two-shot) Applikation vorgesehen waren, sind seit 2002 verschiedene one-shot Vakzinen erhältlich. Die
In Europa sind seit 1992 inaktivierte Ganzzellpräparationen mit unterschiedlichen, zum Teil herstellerspezifischen Adjuvantien verfügbar. Nachdem ursprünglich alle verfügbaren inaktivierten Vakzinen zur zweimaligen (two-shot) Applikation vorgesehen waren, sind seit 2002 verschiedene one-shot Vakzinen erhältlich. Die