Herzfrequenz Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 63: Herzfrequenz der B6 KO Mäuse unter Stressbelastung
Dargestellt ist die Herzfrequenz der B6 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden.
(Tag 1: Stress1 n=7, Stress2 n=2; Kontrolle n=9) (Tag 2+10: n=9)
Anhang
168 Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 64: Herzfrequenz der C3 KO Mäuse unter Stressbelastung
Dargestellt ist die Herzfrequenz der C3 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden (n=8).
Anhang
169 Temperatur
Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 65: Körpertemperatur der B6 KO Mäuse unter Stressbelastung
Dargestellt ist die Körpertemperatur der B6 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden.
(Tag 1: Stress1 n=7, Stress2 n=2; Kontrolle n=9) (Tag 2+10: n=9)
Anhang
170 Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 66: Körpertemperatur der C3 KO Mäuse unter Stressbelastung
Dargestellt ist die Körpertemperatur der C3 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden (n=8).
Anhang
171 Aktivität
Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 67: Aktivität der B6 KO Mäuse nach akuter Stressbelastung
Dargestellt ist die Aktivität der B6 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden (n=8-9).
Anhang
172 Tag 1
Tag 2
Tag 10
Abbildung 68: Aktivität der C3 KO Mäuse nach akuter Stressbelastung
Dargestellt ist die Aktivität der C3 KO Mäuse der Stressgruppe im Vergleich zu den Kontrolltieren während der akuten Stressbelastung in der Zwangsröhre sowie die der darauffolgenden 60 Minuten an den angegebenen Tagen. Die gestrichelte vertikale Linie markiert den Zeitpunkt, an dem die Tiere aus der Zwangsröhre befreit wurden (n=8).
Abbildungsverzeichnis
173
10 Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Schematische Darstellung der Hauptkomponenten der HHNA und des
SAM ... 12
Abbildung 2: Ausschnitt aus einem EKG einer Maus (eigene Messung) ... 15
Abbildung 3: Aufbau des Telemetriesystems (© DSI) ... 26
Abbildung 4: Fotografie des Transmittermodells ETA-F-10 (© DSI) ... 27
Abbildung 5: Skizze der Elektrodenplatzierung entsprechend der Ableitung II nach Einthoven (eigene Darstellung) ... 31
Abbildung 6: Versuchsprotokoll zur Belastungsbeurteilung nach Transmitter-implantation ... 32
Abbildung 7: Fotografie einer Maus in der Zwangsröhre ... 34
Abbildung 8: Versuchsprotokoll zur Belastungsbeurteilung im Restraint-Stress-Modell ... 35
Abbildung 9: Versuchsprotokoll der akuten Kolitis ... 36
Abbildung 10: Fotografie einer Protein Saver Card (Whatman 903TM) ... 38
Abbildung 11: Fotografie einer modifizierten „Swiss-Roll“ ... 41
Abbildung 12: Klinischer Score in der postoperativen Rekonvaleszenzzeit ... 49
Abbildung 13: Postoperativer Verlauf des Körpergewichts... 50
Abbildung 14: Postoperativer Verlauf des Körpergewichts im Stammvergleich ... 51
Abbildung 15: Intraoperative Körpertemperatur ... 52
Abbildung 16: Postoperativer Körpertemperaturverlauf ... 53
Abbildung 17: Entwicklung der Temperatur in der postoperativen Rekonvaleszenz-zeit ... 54
Abbildung 18: Entwicklung der Herzfrequenz im Vergleich zu Tag 0 ... 55
Abbildung 19: Entwicklung der Herzfrequenzvariabilität in der postoperativen Rekonvaleszenzzeit ... 56
Abbildung 20: Entwicklung der Aktivität in der postoperativen Rekonvaleszenzzeit 57 Abbildung 21: Auswertung der telemetrisch erhobenen Parameter der B6 Mäuse .. 59
Abbildung 22: Auswertung der telemetrisch erhobenen Parameter der C3 Mäuse .. 60
Abbildung 23: Histologische Untersuchung des Kolons im Alter von 13 Wochen .... 61
Abbildung 24: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons der IL-10 defizienten Mäuse an Tag 0. ... 62
Abbildung 25: Herzfrequenz der Inzuchtstämme ... 64
Abbildung 26: Aktivitätsmuster und Temperaturverlauf der Inzuchtstämme... 65
Abbildung 27: Basale Körpertemperatur der Inzuchtstämme ... 66
Abbildung 28: Basale CORT-Konzentration der Inzuchtstämme ... 67
Abbildung 29: Gewichtsverlauf im Restraint-Stress-Modell ... 69
Abbildung 30: Herzfrequenz der B6 WT Mäuse unter Stressbelastung ... 71
Abbildungsverzeichnis
174
Abbildung 31: Herzfrequenz der C3 WT Mäuse unter Stressbelastung ... 72
Abbildung 32: Körpertemperatur der B6 WT Mäuse unter Stressbelastung ... 74
Abbildung 33: Temperatur der C3 WT Mäuse unter Stressbelastung ... 75
Abbildung 34: HRV im Restraint-Stress-Modell ... 76
Abbildung 35: Aktivität im Restraint-Stress-Modell ... 77
Abbildung 36: Histologische Untersuchung von Zäkum und Kolon der transmitter-implantierten WT Mäuse im Vergleich zu den sham-operierten WT Mäusen. ... 78
Abbildung 37: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons von transmitter-implantierten B6 WT und C3 WT Mäusen. ... 79
Abbildung 38: Histologische Untersuchung des Kolons im Restraint-Stress-Modell 80 Abbildung 39: CORT-Konzentration im Blut im Restraint-Stress-Modell ... 81
Abbildung 40: FCM-Konzentration im Restraint-Stress-Modell ... 82
Abbildung 41: Gewichtsverlauf im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 84
Abbildung 42: HRV im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 85
Abbildung 43: Aktivität im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 86
Abbildung 44: Histologische Untersuchung von Zäkum und Kolon der transmitter-implantierten KO Mäuse im Vergleich zu den sham-operierten KO Mäusen ... 87
Abbildung 45: Histologische Untersuchung des Kolons im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 89
Abbildung 46: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons der B6 KO Mäuse an Tag 35 ... 90
Abbildung 47: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons der C3 KO Mäuse an Tag 35 ... 91
Abbildung 48: CORT-Konzentration im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 92
Abbildung 49: FCM-Konzentration im Modell der chronischen Kolitis mit Restraint-Stress ... 93
Abbildung 50: Klinischer Score im Modell der akuten Kolitis ... 94
Abbildung 51: Gewichtsverlauf im Modell der akuten Kolitis ... 95
Abbildung 52: Temperaturverlauf im Modell der akuten Kolitis ... 96
Abbildung 53: Verlauf der Aktivität im Modell der akuten Kolitis ... 97
Abbildung 54: Verlauf der Herzfrequenz im Modell der akuten Kolitis ... 98
Abbildung 55: Verlauf der Herzfrequenzvariabilität im Modell der akuten Kolitis... 99
Abbildung 56: Histologische Untersuchung im Modell der akuten Kolitis ... 100
Abbildung 57: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons an Tag 7 ... 101
Abbildung 58: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Kolons an Tag 14 ... 102
Abbildung 59: Histologische H&E gefärbte Schnitte des Zäkums ... 103
Abbildungsverzeichnis
175
Abbildung 60: CORT-Konzentration im Modell der akuten Kolitis ... 104
Abbildung 61: Aktivität der B6 WT Mäuse nach akuter Stressbelastung ... 165
Abbildung 62: Aktivität der C3 WT Mäuse nach akuter Stressbelastung ... 166
Abbildung 63: Herzfrequenz der B6 KO Mäuse unter Stressbelastung ... 167
Abbildung 64: Herzfrequenz der C3 KO Mäuse unter Stressbelastung ... 168
Abbildung 65: Körpertemperatur der B6 KO Mäuse unter Stressbelastung ... 169
Abbildung 66: Körpertemperatur der C3 KO Mäuse unter Stressbelastung ... 170
Abbildung 67: Aktivität der B6 KO Mäuse nach akuter Stressbelastung ... 171
Abbildung 68: Aktivität der C3 KO Mäuse nach akuter Stressbelastung ... 172
Tabellenverzeichnis
176
11 Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Übersicht der verwendeten Mausstämme und deren Abkürzungen ... 25
Tabelle 2: Klinisches Scoring nach Transmitterimplantation ... 33
Tabelle 3: Klinisches Scoring im Modell der DSS-Kolitis ... 37
Tabelle 4: Auswertungsschema der chronischen Kolitis (modifizierter TJL-Sore) .. 43
Tabelle 5: Zusammensetzung des Gesamtscores (modifizierter TJL-Score) ... 44
Tabelle 6: Auswertungsschema der DSS-Kolitis ... 45
Tabelle 7: Zusammensetzung des Gesamtscores (DSS-Kolitis) ... 46
Tabelle 8: Verwendete Labor- und Analysegeräte ... 156
Tabelle 9: Verwendete Computersoftware ... 157
Tabelle 10: Verwendetes Telemetriesystem und Transmittermodell ... 157
Tabelle 11: Verwendete Chemikalien ... 158
Tabelle 12: Verwendetes Reaktionskit ... 158
Tabelle 13: Verwendete Materialien bei der operativen Transmitterimplantation ... 160
Tabelle 14: Verwendete Medikamente und Detergentien... 161
Tabelle 15: Übersicht der Versuchsgruppen im Belastungsmodell Restraint Stress ... 162
Tabelle 16: Übersicht der Versuchsgruppen im Belastungsmodell Restraint-Stress und chronische Kolitis ... 163
Tabelle 17: Übersicht der Versuchsgruppen im Belastungsmodell der akuten Kolitis ... 164
Danksagung
177
12 Danksagung
An erster Stelle bedanke ich mich bei Herrn Prof. André Bleich, PhD, für die Überlassung dieses interessanten Dissertationsthemas, die wissenschaftliche Betreuung sowie für die wegweisenden Diskussionen während der Versuchsplanung und Durchführung. Auch für die Organisation zahlreicher spannender Vorträge und die Möglichkeit, an verschiedenen Seminaren und Kongressen teilnehmen zu dürfen, bedanke ich mich.
Herrn Prof. Dr. Hackbarth danke ich für die Begutachtung meiner Arbeit und insbesondere dafür, dass er während des Studiums mein Interesse an der Versuchstierkunde geweckt, sowie mein praktisches Jahr mitgestaltet hat und mir letztlich den Anstoß gab, mich am zentralen Tierlabor der MHH für eine Dissertation zu bewerben. Vielen Dank Herr Hackbarth, ohne Sie hätte es diese Arbeit wahrscheinlich nie gegeben.
Darüber hinaus gilt mein besonderer Dank meiner Betreuerin Dr. Christine Häger, die erfolgreich das gesamte Team „Severity Assessment“ leitet und dabei vier Doktoranden betreut. Danke, Christine, für deine fachliche Unterstützung, die vielen Hilfestellungen und Anregungen sowie das mir entgegengebrachte Vertrauen in den letzten Jahren.
Vielen Dank auch an Dr. Manuela Büttner und Dr. Stephanie Buchheister für die unterstützende Betreuung in der Anfangsphase meiner Dissertation.
Ein riesiges Dankeschön geht auch an meine fleißigen Mitdoktoranden unserer Arbeitsgruppe – Nora Weegh, Svenja Biernot, Birgitta Struve und Laura Wassermann – für die grandiose Zusammenarbeit, die gegenseitige Hilfe bei den Operationen, Probennahmen und Sektionen, die Einsatzbereitschaft auch außerhalb der gewöhnlichen Arbeitszeiten und für die stets gute Laune. Vielen Dank für diese unvergessliche Zeit.
Ganz besonders danke ich auch meinem grandiosen Büro-Team: Silvia, Pascal, Nora – ohne euch wäre die Zeit am Schreibtisch nur halb so schön gewesen.
Natürlich möchte ich mich auch bei allen anderen Doktoranden, die ich während der Anfertigung meiner Doktorarbeit am Zentralen Tierlabor kennenlernen durfte, bedanken. Vielen Dank für die gute Zusammenarbeit, insbesondere aber auch für die schöne und lustige Zeit außerhalb des Institutes.
Herzlich danken möchte ich auch allen Mitarbeitern des Instituts für Versuchs-tierkunde die mir geholfen und mich unterstützt haben.
Mein großer Dank geht an Dr. Steven R. Talbot für die statistische Betreuung meiner Doktorarbeit. Steven, ich danke dir für deine unglaubliche Geduld und dafür, dass du für jedes statistische Problem eine Lösung gefunden hast.
Danksagung
178
Dem Laborteam des Instituts – insbesondere Andrea Liese, Anja Siebert und Daniel Ahrens – danke ich für die hervorragende Einarbeitung, die tatkräftige Unterstützung sowie die ausgesprochen gute Zusammenarbeit und die freundliche Arbeits-atmosphäre im Labor.
Ein weiterer großer Dank geht an Sabine Dreyer für die liebevolle Aufzucht der Mäuse und den respektvollen Umgang mit den Tieren.
Ich danke Silke Glage für die Anfertigung der histologischen Bilder sowie für die freundliche Hilfe bei der histologischen Auswertung.
Ein riesiges Dankeschön geht an meinen Bruder, Carsten Heider, der mittlerweile ein Fachmann auf dem Gebiet der Belastungsbeurteilung bei Labormäusen ist. Carsten, tausend Dank für das ausführliche und unermüdliche Korrekturlesen und dafür, dass du dir so wahnsinnig viel Zeit für mich genommen hast. Du bist wirklich der beste Bruder, den man sich wünschen kann.
Auch meiner besten Freundin Donata Sorg möchte ich meinen Dank aussprechen.
Zum einen für ihre Korrekturvorschläge zum anderen für die jahrzehntelange Freundschaft und dafür, dass ich mich immer voll und ganz auf sie verlassen kann.
Weiterhin bedanke ich mich bei all meinen Freunden, die mich im Laufe des Studiums und der Promotion begleitet, unterstützt und vor allem abgelenkt haben. In diesem Zusammenhang gilt mein besonderer Dank Anne Käfer, die besonders während der letzten Wochen der Fertigstellung dieser Arbeit meine Launen ertragen musste und meinetwegen wahrscheinlich nie eine Doktorarbeit schreiben wird. Anne, vielen Dank für den Ausgleich in der stressigen Zeit, für deine stetige Unterstützung und dafür, dass du mich bei manchen Hunderunden auf andere Gedanken gebracht hast.
Der größte Dank gilt meiner Mutter. Danke Mama, dass du immer für mich da warst, immer an mich geglaubt hast und mir so vieles ermöglicht hast. Ohne deine bedingungslose Unterstützung hätte ich diesen Weg nie gehen können.
Zuletzt möchte ich mich, stellvertretend für alle Mäuse, die diese Studie ermöglicht haben, bei meinem Fotomodel Henriette bedanken, insbesondere für ihren Beitrag zur Reduction im Sinne des 3R-Prinzips.