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Effekt der serosalen Kaliumkonzentration auf den Kaliumstrom

6.2 Einfluss einer Hypokaliämie und Stress auf die Kaliumaufnahme

6.2.1 Effekt der serosalen Kaliumkonzentration auf den Kaliumstrom

Eine reduzierte serosale Kaliumkonzentration von 2 mmol∙l-1 hatte keinerlei Einfluss auf die Epithelien von Pansen, Labmagen, Jejunum und Colon. RABINOWITZ (1988) postulierte einen Kalium-sensing-Mechanismus im Pansen, der die renale Ausscheidung beeinflusst. So war die renale Kaliumausscheidung bei hohen ruminalen Kaliumkonzentrationen erhöht. Wenn aufgrund einer Labmagenverlagerung intestinal nicht genug Kalium aufgenommen werden kann, gleichzeitig aber ruminal hohe Kaliumkonzentrationen gemessen und in Folge dessen renal hohe Kaliummengen ausgeschieden werden, könnte sich eine Hypokaliämie manifestieren, die offenbar nicht auf der serosalen Seite gastrointestinaler Epithelien registriert wird und/oder nicht dazu führt, dass der Wiederkäuer durch erhöhte Resorption gegenzusteuert.

6.2.2 Effekt von Stress auf den Kaliumstrom

Diese Untersuchungen wurden ausschließlich mit Pansenepithel durchgeführt.

Erhöhte cAMP-Konzentrationen (durch Forskolingaben) führten zu einem Anstieg des Kaliumstroms am Pansen des Schafes bei einer mukosalen Kaliumkonzentration von 100 mmol∙l-1. Bei 2 von 6 Rindern konnte dieser Effekt ebenfalls beobachtet werden, während sich an den restlichen Epithelien kein Effekt zeigte. Möglicherweise hängt dies mit der deutlich längeren Zeit zwischen Tötung und Probenentnahme zusammen, die sich aus den im Schlachthof vorliegenden Abläufen ergab. Dadurch könnte es zu einem cAMP-Anstieg durch Prostaglandine (LINDSTRÖM et al. 1997) gekommen sein. Bei einer mukosalen Kaliumkonzentration von 4 mmol∙l-1 lässt sich kein Effekt beobachten. Ein nichtselektiver Kationenkanal könnte für den cAMP-Effekt eine Rolle spielen (LEONHARD-MAREK et al. 2005; SIEMER u. GÖGELEIN 1993). Im Ratten- (BLEICH et al. 1996; DIENER et al. 1996) und Kaninchencolon (LOO u. KAUNITZ 1989) wurden auch cAMP-Effekt auf Kaliumkanäle beschrieben.

Diese Studien wurden alle mit niedrigen Kaliumkonzentrationen durchgeführt. Bei einer Kaliumkonzentration von 4 mmol∙l-1 wird im Pansen Kalium in geringen Mengen sezerniert. Ein potentieller Effekt von cAMP auf einen nichtselektiven Kationenkanal oder einen Kaliumkanal würde sich nicht durch einen entsprechend veränderten Kaliumstrom darstellen lassen, somit lassen sich die unveränderten Kaliumströme bei einer Kaliumkonzentration von 4 mmol∙l-1 in der vorliegenden Studie erklären. Da bei einer Kaliumkonzentration von 100 mmol∙l-1 Kalium resorbiert wird, scheint cAMP einen nichtselektiven Kationenkanal oder einen Kaliumkanal zu aktivieren und dadurch den Kaliumfluss zu erhöhen. Die Abwesenheit der Blocker des nichtselektiven Kationenkanals Ca2+ und Mg2+ (LEONHARD-MAREK 2002) hatte keinen Effekt auf den cAMP-Effekt, was gegen eine Beteiligung des nichtselektiven Kationenkanals spricht. Die Zugabe des Kaliumkanalblockers Verapamil hingegen, hemmte den cAMP-Effekt. cAMP scheint folglich Kaliumkanäle im Epithel des Pansens zu aktivieren. Erhöhte cAMP-Konzentrationen scheinen keinen negativen Einfluss auf die Kaliumresorption im Pansen zu haben. Adrenalin und der ß-Agonist Isoproterenol zeigten keinerlei Effekte auf den Kaliumstrom im Pansen. Eine stressinduzierte Erhöhung von cAMP oder Adrenalin im Pansenepithel scheint nicht der Grund für eine Hypokaliämie zu sein.

7 Zusammenfassung

Nina Kronshage: Transportwege und Regulation des gastrointestinalen Kaliumtransports bei Wiederkäuern

Die Mechanismen der gastrointestinalen Kaliumaufnahme bei Wiederkäuern sind weitgehend unbekannt. Zunächst stellte sich die Frage, inwieweit die verschiedenen Abschnitte des Magendarmtraktes in der Lage sind, Kalium zu resorbieren und zwar speziell bei hohen Kaliumkonzentrationen, die die hohen Kaliumkonzentrationen im Futter wiederspiegeln. Da Wiederkäuer trotz hoher Kaliumaufnahmen Hypokaliämien entwickeln, wurde des Weiteren eine mögliche Beeinflussung der Kaliumresorption durch eine bestehende Hypokaliämie und durch Stress untersucht.

Epithelien aus dem Pansen, Labmagen, Jejunum und Colon von Rindern, Schafen und Ziegen wurden mit Hilfe der Ussing-Kammer-Technik untersucht. Zunächst wurde der Kaliumstrom sowie die Kaliumresorption bei unterschiedlichen mukosalen Kaliumkonzentrationen (4 bis 100 mmol·l-1) bestimmt. Dabei wurde auch untersucht, inwieweit sich Rubidium als Ersatz für Kalium eignet. Anschließend wurden die Kaliumtransportwege mit Hilfe der Kaliumkanalblocker Verapamil und Barium und dem Blocker des parazellulären Transportweges Triaminopyrimidin untersucht. Eine Hypokaliämie wurde durch eine von 4 mmol∙l-1 auf 2 mmol∙l-1 reduzierte serosale Kaliumkonzentration simuliert, Stress durch eine Erhöhung des cAMP-Spiegels via Forskolin, beziehungsweise durch Adrenalin und den β-Agonisten Isoproterenol. Zur Unterscheidung des Forskolineffektes auf einen nichtselektiven Kationenkanal, beziehungsweise einen Kaliumkanal wurden Kalzium und Magnesium als Blocker des nichtselektiven Kationenkanals entfernt, beziehungsweise Verapamil zugegeben.

Eine Erhöhung der luminalen Kaliumkonzentration bewirkte einen Kurzschlussstromanstieg (Δ Isc) über das Pansenepithel (Ziege 1.03 μeq∙cm-2∙h-1, Schaf 2.53 μeq∙cm-2∙h-1, Rind 1.80 μeq∙cm-2∙h-1) und das Colonepithel (Ziege 2.50 μeq∙cm-2∙h-1, Schaf 3.33 μeq∙cm-2∙h-1). Am Epithel des Labmagens zeigte sich kein Effekt. Am Jejunum stieg der Isc bei der Ziege an (1.53 μeq∙cm-2∙h-1), am Epithel des Schafes dagegen nur marginal (0.40 μeq∙cm-2∙h-1). Es bestand eine positive Korrelation zwischen der mukosalen Kaliumkonzentration und dem Kurzschlussstrom. Rubidium bewirkte keine vergleichbaren Veränderungen des Kurzschlussstroms. Eine Erhöhung der mukosalen Kaliumkonzentration von 4 auf 100 mmol·l-1 führte ebenfalls zu einem Anstieg der Kaliumresorption. Dieser Kaliumresorptionsanstieg hatte in allen untersuchten Epithelien die gleiche Größenordnung (Pansen 2.48 μeq∙cm-2∙h-1, Labmagen 3.47 μeq∙cm-2∙h-1, Jejunum 4.54 μeq∙cm-2∙h-1, Colon 2.91 μeq∙cm-2∙h-1), war im Jejunum gleichwohl signifikant

höher, als im Pansen und Colon. Am Epithel des Pansens bewirkten sowohl die Kaliumkanalblocker Verapamil (- 68±4 %) und Barium (- 34±3 %), als auch der Blocker des parazellulären Transports Triaminopyrimidin (- 26±8 %) eine Abnahme des Kaliumstroms. Im Labmagen führte eine Bariumzugabe zu einer Reduzierung des Stroms um 28±7 %, während eine Zugabe von Triaminopyrimidin keinen Effekt hatte. Im Jejunum führten beide Blocker zu einer Kaliumstromabnahme (Barium - 44±12 %, Triaminopyrimidin - 44±12 %). Am Colonepithel hatten weder Barium, noch Triaminopyrimidin einen Effekt. Eine serosale Kaliumkonzentration von 2 mmol·l-1 hatte keinerlei Effekt auf die untersuchten Epithelien. Forskolin bewirkte einen Kurzschlusstromanstieg über Pansenepithelien von Schafen und bei 2 von 6 Rindern bei einer mukosalen Kaliumkonzentration von 100 mmol·l-1, hatte jedoch keinen Effekt in Anwesenheit von 4 mmol∙l-1 Kalium. Die Abwesenheit von Kalzium und Magnesium hatte keinen Einfluss auf den Forskolineffekt, während Verapamil einen Forskolineffekt verhinderte.

Der vorliegenden Studie zufolge kann Kalium bei hohen Konzentrationen im Pansen, Labmagen, Jejunum und Colon resorbiert werden, wobei das Jejunum dominiert. Die zugrundeliegenden Resorptionsmechanismen sind offenbar unterschiedlich. Im Pansen dominiert ein elektrogener Kaliumtransport, etwa 70 % könnten über zelluläre, 30 % über parazelluläre Transportwege verlaufen. Der Kaliumtransport über das Labmagenepithel scheint überwiegend elektroneutral und zellulär zu sein.

Auch im Jejunum wird Kalium offenbar überwiegend elektroneutral transportiert, wobei sowohl zelluläre, als auch parazelluläre Komponenten eine Rolle zu spielen scheinen. Im Colon dominiert ein elektrogener Kaliumtransport, der aber weder barium- noch triaminopyrimidinsensibel ist. Der Kaliumtransport der untersuchten Epithelien wird durch eine niedrige serosale Kaliumkonzentration offenbar nicht beeinflusst. Eine cAMP-Erhöhung bewirkt am Pansen höhere Kaliumströme durch Kaliumkanäle. β-adrenerge Rezeptoren scheinen dabei keine Rolle zu spielen.

8 Summary

Nina Kronshage: Pathways and regulation of gastrointestinal potassium transport in ruminants

Cows that suffer from abomasal displacement often show a hypokalemia. This drop in plasma potassium might play a role in the pathogenesis. Since our knowledge about the mechanisms of gastrointestinal K absorption in ruminants is very limited, I investigated the possible contribution of the rumen, abomasum, jejunum and colon to potassium absorption, especially at high luminal potassium concentrations, which reflects the high alimentary intake. In a second step the possible influences of a hypokalemia and stress on the K absorption were investigated.

The study was performed with the Ussing chamber technique and epithelia from goat, sheep and cattle. The potassium current and the potassium absorption were investigated with mucosal potassium concentrations from 4 to 100 mmol·l-1. Additionally, the suitability of rubidium as a tracer for potassium was examined. To investigate the pathways of potassium transport, the potassium channel blockers verapamil and barium and the paracellular blocker triaminopyrimidine were used. To simulate a hypokalemia the serosal K concentration was changed from 4 mmol∙l-1 to 2 mmol∙l-1. To investigate an effect of stress the cAMP level was increased via forskolin or adrenaline and the β agonist isoproterenole were added to rumen epithelia. To differentiate between an effect of forskolin on a potassium channel or the nonselective cation channel verapamil was added or calcium and magnesium were removed, respectively.

Increasing the luminal potassium concentration resulted in an increase of current (Δ Isc) across the rumen (goat 1.03 μeq∙cm-2∙h-1, sheep 2.53 μeq∙cm-2∙h-1, cattle 1.80 μeq∙cm-2∙h-1) and colon (goat 2.50 μeq∙cm-2∙h-1, sheep 3.33 μeq∙cm-2∙h-1), but not across the abomasum. In jejunum, the Isc increased in goats (1.53 μeq∙cm-2∙h-1), but only marginal in sheep. The currents were positively correlated with the mucosal potassium concentration. Rubidium did not show the same increase of current as potassium. The potassium absorption increased after increasing the luminal potassium concentration from 4 to 100 mmol·l-1 (rumen 2.48 μeq∙cm-2∙h-1, abomasum 3.47 μeq∙cm-2∙h-1, jejunum 4.54 μeq∙cm-2∙h-1, colon 2.91 μeq∙cm-2∙h-1). This Increase had the same order of magnitude across the different gastrointestinal segments.

However, this increase was significantly higher in jejunum than in rumen and colon.

In rumen and colon, the increase in potassium absorption was equivalent to the parallel Δ Isc. In abomasum and jejunum it was much higher. The potassium current across the rumen was verapamil and barium sensitive, as well as triaminopyrimidine sensitive. The abomasal current was barium sensitive. In jejunum, triaminopyrimidine and barium decreased the potassium current. The potassium current across the colon was nether triaminopyrimidine, nor barium sensitive. A simulated hypokalemia had no effect on the current in none of the tested epithelia. Forskolin caused an increase in current at mucosal K concentrations of 100 mmol∙l-1 in sheep and in two

of 6 cattle, while it had no effect at mucosal K concentrations of 4 mmol∙l-1. Removal of Calcium and Magnesium as blockers of the nonselective cation channel increased the K current but did not change the effect of forskolin. Addition of verapamil abolished the forskolin effect.

The mechanisms of potassium absorption are apparently different. Presumably, the electrogenic potassium transport dominates in the rumen, of which 70 % could be via cellular, and 30 via paracellular pathways. The abomasal potassium transport seems to be mainly electroneutral via cellular pathways. The electroneutral potassium transport seems to dominate in the jejunum as well, with both, paracellular and cellular components. The potassium absorption across the colon appears electrogenic, but nether triaminopyrimidine, nor barium sensitive. Serosal potassium concentrations obviously have no effect on the potassium transport across the investigated epithelia. In rumen epithelia cAMP seems to increase the K current via K channels. Addition of adrenaline and isoproterenole had no effect on the K currents across rumen epithelia, which excludes the involvement of ß-adrenergic receptors in the cAMP effect.

9 Literaturverzeichnis

ABDOUN, K., F. STUMPFF, K. WOLF, u. H. MARTENS (2005):

Modulation of electroneutral Na transport in sheep rumen epithelium by luminal ammonia.

Am. J. Physiol. 289, G508-G520

ANDREWS, J., u. C. GRINDEM (2000):

Features - Symposium on interpreting laboratory values-Interpreting electrolyte, anion gap, and total carbon dioxide data-Are you getting the most out of that lab report? By truly understanding.

Vet. Med. - US 95, Nr. 7, 548-554

ARGENZIO, R., N. MILLER u. W. V. ENGELHARDT (1975):

Effect of volatile fatty acids on water and ion absorption on the goat colon.

Am. J. Physiol. 229, Nr. 4, 997-1002

ASCHENBACH, J. R., T. BORAU, H. BUTTER u. G. GÄBEL (2005):

Adrenoceptor heterogeneity in the ruminal epithelium of sheep.

J. Comp. Physiol. B 175, Nr. 4, 249-255

ASCHENBACH, J. R., T. BORAU u. G. GÄBEL (2002):

Glucose uptake via SGLT-1 is stimulated by ß2-adrenoceptors in the ruminal epithelium of sheep.

J. Nutr. 132, 1254-1257 BAILEY, C. B. (1961):

Saliva secretion and its relation to feeding in cattle.

Brit. J. Nutr. 15, 489-498

BALABAN, R., L. MANDEL u. D. BENOS (1979):

On the cross-reactivity of amiloride and 2,4,6 triaminopyrimidine (TAP) for the cellular entry and tight junctional cation permeation pathways in epithelia.

J. Mebr. Biol. 49, Nr. 4, 363-390

BANNINK, A., H. VALK u. A. M. VANVUUREN (1999):

Intake and excretion of sodium, potassium, and nitrogen and the effects on urine production by lactating dairy cows.

J. Dairy Sci. 82, 1008-1018

BIEL, M., C. WAHL-SCHOTT, S. MICHALAKIS u. X. ZONG (2009):

Hyperpolarisation-activated cation channels: from genes to function.

Physiol. Rev. 89, 847-885

BINDER, H. J., F. MC GLONE u. G. SANDLE (1989):

Effect of corticosteroid hormones on the electrophysiology of rat distal colon:

implications for Na+ and K+ transport.

J. Physiol. 410, 425-441

BINDER, H., u. H. MURER (1986):

Potassium/Proton Exchange in Brush-Border Membrane of Rat Ileum.

J. Membr. Biol. 91, 77-84

BLAIR-WEST, J. R., J. P. COGHLAN, A. DENTON, J. R. GODING u. R. D. WRIGHT (1963):

The effect of aldosterone, cortisol and corticosterone upon the sodium and potassium content of sheep's parotid saliva.

J. Clin. Invest. 42, 484-496

BLEICH, M., N. RIEDEMANN, R. WARTH, D. KERSTAN, J. LEIPZIGER, M. Hör, W.

VAN DRIESSCHE, R. GREGER (1996):

Ca2+ regulated K+ and non-selective cation channels in the basolateral membrane of rat colonic crypt base cells.

Pflügers Arch. Eur. J. Physiol. 432, Nr. 6, 1011-1022 BLUM, C. T. F. (2005):

Funktionelle Analyse des Proteinkinase A Ankerproteins Ht31.

Berlin, Freie Univ., Fachber. Biol., Chem., Pharmazie, Diss.

BOWMAN, R., J. ARNOW u. I. WEINER (1978):

The effects of 2,4,6-triaminopyrimidine (TAP) on sodium and potassium excretion by the rat kidney: comparison with amiloride.

J. Pharmacol. Exp. Ther. 206, Nr. 1, 207-217 BREVES, G., u. M. DIENER (2005):

Funktionen des Dickdarms

In W. V. ENGELHARDT u. G. BREVES (Hrsg.): Physiologie der Haustiere.

2. Aufl. Enke Verlag in MVS Medizinverlage, Stuttgart, S. 405-412 BROBST, D. (1986):

Review of the pathophysiology of alterations in potassium homeostasis.

J. Am. Vet. Med. Assoc. 188, Nr. 9, 1019-1025

BUTTERFIELD, I., G. WARHURST, M. JONES u. G. SANDLE (1997):

Characterization of apical potassium channels induced in rat distal colon during potassium adaptation.

J. Physiol. 501, Nr. 3, 537-547

CARE, A., u. A. VAN'T KLOOSTER (1965):

In vivo transport of magnesium and other cations across the wall of the gastrointestinal tract of sheep.

J. Physiol. 177, 174-191

CERMAK, R., A. EVELGÜNNE, C. LAWNITZAK u. E. SCHARRER (1999):

K+ secretion in rat distal jejunum.

J. Membr. Biol. 171, 235–243

CERMAK, R., u. E. SCHARRER (1997):

Aktive Kaliumsekretion im distalen Jejunum des Schafs Proc. Soc. Nutr. Physiol. 6, 128

CLABOUGH, D., u. C. SWANSON (1989):

Heart rate spectral analysis of fasting-induced bradycardia of cattle.

Am. J. Physiol. 257, R1303-R1306 CLAUSEN, T., u. J. FLATMAN (1987):

Effects of insulin and epinephrine on Na+-K+ and glucose transport in soleus muscle.

Am. J. Physiol. 252, Nr. 4, E493-E499

CODE, C., J. HIGGINS, J. MOLL u. A. ORVIS (1963):

The influence of acid on the gastric absorption of water, sodium and potassium.

J. Physiol. 166, 110-119

CONSTABLE, P., G. MILLER, G. HOFFSIS, B. HULL u. D. RINGS (1992):

Risk factors for abomasal volvulus and left abomasal displacement in cattle.

Am. J. Vet. Res. 53, Nr. 7, 1184-1192 COPPOCK, C. (1974):

Displaced abomasum in dairy cattle: etiological factors.

J. Dairy Sci. 57, Nr. 8, 926-933

CRAVEN, P., u. F. DERUBERTIS, (1983):

Patterns of prostaglandin synthesis and degradation in isolated superficial and proliferative colonic epithelial cells compared to residual colon.

Prostaglandins 26, 583-604

DAWSON, L., E. AALSETH, L. RICE u. G. ADAMS (1992):

Influence of fiber form in a complete mixed ration on incidence of left displaced abomasum in postpartum dairy cows (Abstract).

J. Am. Vet. Med. Assoc. 200, Nr. 12, 1989 - 1992 DEDEK, K., u. S. WALDEGGER (2001):

Colocalization of KCNQ1/KCNE channel subunits in the mouse gastrointestinal tract.

Pflügers Arch. Eur. J. Physiol., 442, 896–902

DEL CASTILLO, J., J. B. ARÉVALO u. M. SÚLBARAN-CARRASCO (1999):

β-Adrenergic agonists stimulate Na+-K+-Cl cotransport by inducing intracellular Ca2+

liberation in crypt cells.

Am. J. Physiol. 277, Nr. 3, G563-G571

DEL CASTILLO, J., V. RAJENDRAN u. H. BINDER (1991).

Apical membrane localization of ouabain-sensitive K+-activated ATPase activities in rat distal colon.

Am. J. Physiol. 261, Nr.6, G1005-G1011

DENNHARDT, R., u. F.HABERICH (1973):

Die Wirkung aktiv transportierter Zucker auf den Natrium-, Kalium- und Volumentransport am Jejunum und Ileum der Ratte.

Pflügers Arch. Eur. J. Physiol. 345, 221–236 DENNIS, J., u. F. G. HARBAUGH (1948):

The experimental alteration of blood potassium and calcium levels in cattle.

Am. J. Vet. Res. 9, 20-25

DEVLIN, T. J., W. K. ROBERTS u. V. V. OMER (1969):

Effects of dietary potassium upon growth, serum electrolytes and intrarumen environment of finishing beef steers.

J. anim. Sci. 28, 557-562

DEWHURST, J. K., F. A. HARRISON u. R. D. KEYNES (1968):

Renal excretion of potassium in the sheep.

J. Physiol. 195, 609-621

DIENER, M., F. HUG, D. STRABEL u. E. SCHARRER (1996):

Cyclic AMP-dependent regulation of K+ transport in the rat distal colon.

Br. J. Pharmacol., 118, 1477-1487 DIRKSEN, G. (2006 a):

Linksseitige Labmagenverlagerung.

In: G. DIRKSEN, H:-D. GRÜNDER u. M. STÖBER (Hrsg.): Innere Medizin und Chirurgie des Rindes

5. Aufl. Verlag Parey, Berlin, S. 473-487 DIRKSEN, G. (2006 b):

Rechtsseitige Labmagenverlagerung ohne oder mit Drehung.

In: G. DIRKSEN, H:-D. GRÜNDER u. M. STÖBER (Hrsg.): Innere Medizin und Chirurgie des Rindes

5. Aufl. Verlag Paul Parey, Berlin, S. 487-493 DIRKSEN, G. (1961 a):

Vorkommen, Ursachen und Entwicklung der linksseitigen Labmagenverlagerung (Dislocatio abomasi sinistra) des Rindes.

Dtsch. Tierärztl. Wschr. 68, 8-12 DIRKSEN, G. (1961 b):

Die Erweiterung, Verlagerung und Drehung des Labmagens beim Rind.

Zbl. Vet.-Med. 8, 934-1015.

DOLL, K. (2007):

Aktuelles zu den Ursachen der Labmagenverlagerung.

Züchtungskunde 79, Nr.1, 59-69.

DÖRGE, A., F. BECK u. G. RECHKEMMER (1998):

Cellular site of active K absorption in the guinea-pig distal colonic epithelium.

Pflügers Arch. Eur. J. Physiol. 436, 280–288 DORUP, I., u. T. CLAUSEN (1994):

86Rb is not a reliable tracer for potassium in skeletal muscle.

Biochem. J. 302, 745-751 EHRLEIN, H. J. (1970):

Untersuchungen über die Motorik des Labmagens der Ziege unter besonderer Berücksichtigung des Pylorus (Abstract).

Transboundary and Emerging Diseases 17, Nr.6, 481-497 FERRARIS, R., S. VILLENAS u. J. DIAMOND (1992):

Regulation of brush-border enzyme activities and enterocyte migration rates in mouse small intestine.

Am. J. Physiol., 262, G1047-G1059

FERREIRA, H., F. HARRISON, R. KEYNES u. L. Zurich (1972):

Ion transport across an isolated preparation of sheep rumen epithelium.

J. Physiol. 222, Nr.1, 77-93.

FOSTER, E. H., u. H. BINDER (1984):

Mechanism of active potassium absorption and secretion in the rat colon.

Am. J. Physiol. 246, G611-G617.

FOSTER, E., G. SANDLE, J. HAYSLETT u. H. BINDER (1986):

Dietary potassium modulates active potassium absorption and secretion in the rat distal colon.

Am. J. Physiol. 251, G619-G626

FUBINI, S., D. SMITH, Y. GROHN, S. LEVINE u. D. DEUEL (1991):

Replacement of chloride deficit by use of 1,8% NaCl to correct experimentally induced hypochloremic metabolic alkalosis in sheep.

Am. J. Vet. Res. 52, 1898-1902.

GÄBEL, G., H. BUTTER u. H. MARTENS (1999):

Regulatory role of cAMP in transport of Na+, Cl- and short chain fatty acids across sheep ruminal epithelium.

Exp. Physiol. 84, 333 -345

GEIBEL, J., V. RAJENDRAN u. H. BINDER (2001):

Na+-dependent fluid absorption in intact perfused Rat Colonic Crypts.

Gastroenterology 120, 144-150

GEISHAUSER, T., LESLIE, K. E. u. T. F. DUFFIELD (2000):

Metabolic aspects in the etiology of displaced abomasums.

Vet. Clin. North Am. Food Anim. Pract. 16, 255-265

GIEBISCH, G., S. C. HEBERT u. W. H. WANG (2003):

New aspects of renal potassium transport.

Pflügers Arch. Eur. J. Physiol. 446, 289-297 GILMAN, A., E. KOELLE u. J. RITCHIE (1963):

Transport of potassium ions in the rat’s intestine.

Nature 197. 1210-1211.

GOODALL, E. u. R. KAY (1965):

Digestion and absorption in the large intestine of the sheep.

J. Physiol. 176 12-23

GREENE, L., J. FONTENOT u. K. J. WEBB (1983):

Site of magnesium and other macromineral absorption in steers fed high levels of potassium.

J. Anim. Sci. 57 503-510

GREENE, L., K. J. WEBB u. J. FONTENOT (1983):

Effect of potassium level on site of absorption of magnesium and other macroelements in sheep.

J Anim Sci. 56 1214-1221

GRUNNET, M., H. RASMUSSEN, A. HAY-SCHMIDT u. D. KLAERKE (2003):

The voltage-gated potassium channel subunit, Kv1.3, is expressed in epithelia.

Biochim. Biophys. Acta 1616, 85-94 Harrison, F. A. (1971):

Ion transport across rumen and omasum epithelium.

Philos. Trans. R. Soc. Lond. B. 262, 301-505 HARROP, G. A. u. E. BENEDICT ( April 1 1924).

The participation of inorganic substances in carbohydrate metabolism.

The journal of biological chemistry, 59 683-697 HECKER, J., u. W. GROVUM (1971):

Absorption of water and electrolytes from the large intestine of sheep.

Aust. J. Biol. Sci. 24, 365-72

HEITZMANN, D., u. R. WARTH (2008):

Physiology and pathophysiology of potassium channels in gastrointestinal epithelia.

Physiol. Rev. 88, 1119–1182 HILL, K. (1955):

Continuous gastric secretion in the ruminant.

Quart. J. Exp. Physiol. 40, 32-39 HILL, K. (1960):

Abomasal secretion in the sheep.

J. Physiol. 154, 115-132

HOLTENIUS, K., K. STERNBAUER u. P. HOLTENIUS (2000):

The effect of the plasma glucose level on the abomasal function in dairy cows.

J. Anim. Sci. 78, 1930-1935

HOLTENIUS, P., u. M. TRAVÉN (1990):

Impaired glucose tolerance and heterogeneity of insulin responses in cows with abomasal displacement (Abstract).

Zentralbl. Veterinärmed. A, 37, Nr. 6, 445 - 451

HÖRGER, S., G. SCHULTHEISS u. M. DIENER (1998):

Segment-specific effects of epinephrine on ion transport in the colon of the rat.

Am. J. Physiol. 275, G1367-G1376 HULTGREN, J., u. B. PEHRSON (1996):

Risk factors of displaced abomasum in Wisconsin dairy herds.

Bov. Pract. 32, 56-57

INAGAKI, E., K. KAWAMATA u. Y. SUZUKI (2002):

In Vitro Potassium Transport in the Mouse Small Intestine.

Jpn. J. Physiol. 52, 515-520

ISCHIKAWA, T., u. D. COOK (1993):

Effects of K+ channel blockers on inwardly and outwardly rectifying whole-cell K+ currents in sheep parotid secretory cells.

J. Memb. Biol. 133, 29-41

KAMPHUES, J., D. SCHNEIDER u. J. LEIBETSEDER (1999):

Supplemente zu Vorlesungen und Übungen in der Tierernährung.

Verlag Schaper, Alfeld KARARLI, T. (1995):

Comparison of the gastrointestinal anatomy, physiology, and biochemistry of humans and commonly used laboratory animals.

Biopharm. Drug Dispos. 16, Nr.5, 351 - 380 KASKE, M. (2005):

Funktionelle Anatomie des Vormagensystems.

In W. V. ENGELHARDT, & G. BREVES (Hrsg.), Physiologie der Haustiere.

2. Aufl. Enke Verlag in MVS Medizinverlage, Stuttgart, S.327 KAUNITZ, J., u. G. SACHS (1986):

Identification of a vanadate-sensitive potassium-dependent proton pump from rabbit colon.

J. Biol. Chem. 261, 14005–14010 KAY, R. N. (1960):

The rate of flow and composition of various salivary secretions in sheep and calves.

J. physiol. 150, 515-537

KHORASANI, G. R., R. A. JANZEN, W. B. MCGILL u. J. J. KENNELLY (1997):

Site and extent of mineral absorption in lactating cows fed whole-crop cereal grain silage of alfalfa silage.

J. Anim. Sci. 75, Nr.1, 239-248

KJOLBY, M., E. KOMPANOWSKA-JEZIERSKA, S. WAMBERG u. P. BIE (2005).

Effects of sodium intake on plasma potassium and renin angiotansin aldosterone system in conscious dogs.

Acta Physiol Scand. 184, Nr.3, 225-34

KOH, S. D., S. M. WARD, G. M. DICK, A. EPPERSON, H. P. BONNER, K. M.

SANDERS, B. HOROWITZ u. J. L. KENYON(1999):

Contribution of delayed rectifierpotassium currents to the electrical activity of murine colonic smooth muscle.

J. Physiol. 515, 475–487

KOJIMA, I., K. KOJIMA u. H. RASMUSSEN (1985):

Effects of ANG II and K+ on Ca efflux and aldosterone production in adrenal glomerulosa cells.

Am. J Physiol. 248, Nr.1, E:36-E43

KOTERA, T., A. HASHIMOTO u. Y. UEDA (1991):

Whole-cell K+ current activation in response to voltages and carbachol in gastric parietal cells isolated from guinea pig.

J. Membr. Biol. 124, 43–52

KRATTENMACHER, R., R. VOIGT, M. HEINZ, u. W. CLAUSS (1991):

Electrolyte transport through a cation-selective ion channel in large intestinal

Electrolyte transport through a cation-selective ion channel in large intestinal