Kontinuierliche Wasserwechsel, das tägliche Absammeln toter Fische und Veränderungen der Wassertemperatur können die Mortalität senken. Bei Erreichen der ursprünglichen Temperatur kann die Krankheit aber erneut ausbrechen (WALSTER 1999). 2000 nennt WALSTER die Zugabe von Salz zu dem Haltungswasser als geeignete Maßnahme, um Sekundärinfektionen zu reduzieren. Er empfahl außerdem, die Haltungstemperatur auf über 26°C anzuheben, bis die Mortalität zurückgeht, und sie dann auf Temperaturen unterhalb von 18°C zu senken. Im Falle von gefährdeten Großbeständen riet WALSTER (2000) zur Inbetrachtnahme einer Virusexposition mit folgender Temperaturmanipulation. Dieses Vorgehen vermochte die Mortalität allerdings nur geringfügig zu reduzieren (WALSTER 2000).
Auch beim AHV ließ sich die Mortalität durch eine Senkung der Wassertemperatur auf 22°C reduzieren (HAENEN et al. 2002).
KASAI et al. (2005) evaluierten mittels Zellkulturverfahren die viruziden Effekte ultravioletten Lichtes, Hitzebehandlung und chemischer Desinfektionsmittel auf das KHV.
Das auf KF-1-Zellen vermehrte KHV-I, das durch HEDRICK (2000) von Fischen eines Ausbruches in Israel isoliert wurde, wurde durch eine UV-Bestrahlung mit einer Dosis von 4000µWs/cm2 oder Erhitzung auf 50°C für eine Minute komplett inaktiviert. Bei einer Erhitzung der Viruslösung auf 40°C für 0,5 bis 5 min blieb eine Restinfektiösität von 71,4 bzw. 26,8% verglichen mit der unbehandelten Viruslösung erhalten. Ebenfalls eigneten sich bei einer Temperatur von 15°C eine Iodophorlösung mit einer Konzentration von 200 mg/l Iodophor, eine Benzalkoniumchloridlösung mit 60 mg/l und eine 30%-ige Ethanollösung für 20 min zur Virusinaktivierung. Bei einer halb- bzw. zwanzigminütigen Einwirkung einer Chlorkonzentration von 0,3 mg/l, die nach dem Mischen einer Natriumhypochloridlösung mit dem Zellkulturüberstand vorlag, konnte eine 97,5%-ige bzw. 98,5%-ige Reduktion der Infektiosität verglichen mit der unbehandelten Viruslösung gemessen werden. Bei einer Desinfektion mit halogenhaltigen Mitteln muß beachtet werden, dass organisches Material die Wirkung sehr stark reduziert, deshalb muß die Halogenkonzentration nach dem Zusatz des Desinfektionsmittels zu der zu desinfizierenden Flüssigkeit bestimmt werden. Häufig muß das zehn- bis hundertfache der empfohlenen Endkonzentration zugegeben werden. Empfohlen
wird deshalb eine Chlorkonzentration von 3 mg/l, um das KHV komplett zu inaktivieren (KASAI et al. 2005).
Aufgrund ihrer Lipidhülle sind freie Herpesviren vergleichsweise labil gegenüber Umwelteinflüssen und Desinfektionsmitteln. In der Natur, wo die Viren meist zell- bzw.
gewebegebunden vorliegen, kann die Infektiösität innerhalb eines pH-Bereiches von 5 bis 8 bis zu einem Monat stabil bleiben. Bei Temperaturen von über 25°C werden freie Herpesviren innerhalb von Tagen, ab 55°C in Minuten inaktiviert. Kälte stabilisiert die Infektiösität. Der Virusgehalt geht bei 4°C allmählich, bei -20°C sehr langsam zurück (ROLLE u. MAYR 1993).
NEUKIRCH (2003a und b) untersuchte mittels Zellkulturverfahren den Einfluß von Temperatur und pH-Wert auf die Vermehrungsfähigkeit des KHV. Bei 4°C und 10°C kam es zu keiner Virusvermehrung. Bei 15°C erreichte das Virus am 27. Tag den höchsten Titer, bei 20°C am achten und bei 25°C am sechsten Tag. Bei 20°C und 25°C vermehrtes Virus war gleich infektiös und nur unwesentlich infektiöser als das bei 15°C vermehrte. Bei einer Vermehrung bei 30°C trat in der Zellkultur am sechsten Tag ein CPE auf, eine Quantifizierung der Infektiösität gelang nicht. Bei 35°C trat keine detektierbare Virusvermehrung auf. NEUKIRCH (2003a und b) vermutete, dass im Fischorganismus bei 30°C unter ungünstigen Bedingungen eine Virusvermehrung stattfinden könne, die bei einem nicht mehr ganz so effektiv arbeitenden Immunsystem zwar nicht zu einer Erkrankung, aber zu einer Integration des Virusgenoms in das Genom infizierter Fischzellen führen könnte.
Nicht mehr nachweisbares Virus wäre dann zeitlebens im Wirtsorganismus präsent und reaktionsfähig, gleichbedeutend mit der Entstehung einer latenten Infektion. Nach einem zweistündigen Einwirken eines pH-Wertes von über 11 oder unter 4 verlor das KHV seine Infektiosität. Bei einer Lagerung bei 15°C verlor das KHV am 42. Tag seine Infektiösität, bei 20°C am 22. Tag, bei 25°C am 13. Tag, bei 30°C am sechsten Tag und bei 35°C am zweiten Tag. Nach zehnmaligem Einfrieren und Auftauen nahm die Infektiösität nur wenig ab (NEUKIRCH 2003a und b).
Untersuchungen zur Persistenz des KHV in Wasser und Sediment liegen von SHIMIZU et al.
(2006) vor. Eine signifikante Reduktion der Infektiösität in Wasser und Sediment trat innerhalb von drei Tagen auf. In autoklaviertem oder filtrierten Wasser blieb das KHV
hingegen länger als sieben Tage infektiös. In autoklaviertem, Sediment enthaltenden Wasser fiel die Infektiösität innerhalb von sieben Tagen unter die Nachweisgrenze.
Forschung zum Zweck der Impfstoffherstellung wurde an der hebräischen Universität in Jerusalem betrieben. RONEN et al. (2003) beschrieben eine Vakzinierung mit einem attenuierten Lebendimpfstoff, der unter experimentellen Bedingungen die Mortalität von 82%
auf 39% zu reduzieren vermochte. Bei der Immunisierung mit einem attenuierten Virus besteht jedoch die Gefahr einer Virulenzsteigerung durch Rückmutation des Impfvirus infolge der Übertragung von Tier zu Tier (NEUKIRCH 2003c). Das Impfvirus kann in das Wirtszellgenom aufgenommen werden, unter starker Belastung könnten die Impflinge zu Ausscheidern werden. Ein inaktivierter Impfstoff ist nicht mit dieser Gefahr verbunden. Ein solcher konnte jedoch noch nicht entwickelt werden (NEUKIRCH 2003c).
YASUMOTO et al. (2006) entwickelten aufgrund der Dringlichkeit, Karpfen durch eine Vakzine gegen eine Erkrankung an dem KHV schützen zu können, eine in Liposomen verpackte orale Vakzine, die formalininaktiviertes KHV enthielt und täglich über drei Tage verabreicht wurde. Auch sie hielten eine Lebendvakzine wegen der Möglichkeit einer Rückmutation für zu gefährlich und inaktivierten das KHV mit 0,3% Formalin für 48 Stunden bei 24°C. Es wurden zwei sich in der Herkunft unterscheidende formalininaktivierte Virusstämme eingesetzt. Durch einen Immunfluoreszenztest detektierten sie markiertes KHV-Antigen in den Epithelzellen des Enddarmes. Die in Liposomen verpackten KHV-KHV-Antigene wurden also im Enddarm absorbiert und führten dort zu einer Stimulation des Immunsystems und Ausbildung einer protektiven Immunität. Die Titer an neutralisierenden Antikörpern waren 22 Tage nach der Immunisierung bei den Impflingen signifikant höher als bei nicht geimpften Kontrollfischen. Zu diesem Zeitpunkt erfolgte eine Belastungsinfektion, bei der den Karpfen Virus auf die Kiemen geträufelt wurde. Die Immunisierung reduzierte die Mortalität von 90% auf 23% bei dem einen und von 67% auf 23% bei der anderen Viruspräparation. Bei sechs von 23 überlebenden Impflingen konnte KHV-DNA in Kieme und/oder Niere nachgewiesen werden. In der Kieme eines Fisches konnte infektiöses KHV detektiert werden.
PERELBERG et al. (2005) dagegen attenuierten das KHV durch 26 Zellkulturpassagen auf KF-1-Zellen und setzten es als Lebendvakzine ein. Eine vierzigminütige Immersion der
Karpfen in virushaltigem Wasser reichte für eine Infektion aus. Die Zeit, während der die Fische dem Virus über das Bad exponiert waren, beeinflußte die Überlebensrate signifikant.
Bei einer Exposition für fünf min überlebten 30% der exponierten Fische, bei 40 min nur 10%. Eine Immunität konnte nur ausgebildet werden, wenn die Impflinge bei einer Temperatur gehalten wurden, die die Virusvermehrung im Fisch erlaubte. Bei einer Haltung bei 30°C für 30 Tage nach der Impfung konnte keine Ausbildung einer Immunität beobachtet werden. Bei einer Haltung bei 27°C waren die Fische nur wenig geschützt gegenüber einer Belastungsinfektion. Bei einer Haltung bei 23°C trat nach einer Belastungsinfektion eine stark reduzierte Mortalität auf, es überlebten mehr als 95% der Karpfen. Die Belastungsinfektion erfolgte durch intraperitoneale Injektion von ca. 200 PFU oder über das Bad mit 10-40 PFU/ml. Eine zehnminütige Immunisierung über das Bad reichte, um Karpfen zu infizieren und eine Immunität auszubilden. Das attenuierte und klonierte Virus war instabiler als das Wildtypvirus. Derart immunisierte Fische zeigten über einen Beobachtungszeitraum von sechs Monaten keine Krankheitsanzeichen. Eine Kohabitation mit naiven Karpfen löste innerhalb von 21 Tagen keine Erkrankung aus. Das attenuierte Virus blieb mindestens zwei Stunden lang im Wasser infektiös (PERELBERG et al. 2005). Obwohl der durch Zellkulturpassagen attenuierte Lebendimpfstoff keine Pathogenität für die Impflinge zu besitzen schien, entwickelten PERELBERG et al. (2005) ihn anschließend weiter, indem sie ihn 30 Sekunden lang mit UV-Licht bestrahlten, um die Gefahr einer Rückmutation und Virulenzsteigerung zu verringern. Ein Großteil der derart immunisierten Fische überstand eine Belastungsinfektion.
Auch bei der Impfung von Welsbrütlingen gegen das CCV wurde ein durch mehrere Passagen auf Zellkulturen nahe verwandter Arten attenuiertes Virus, das über das Wasser appliziert wurde, eingesetzt. Eine einzige Vakzination über das Bad verlieh einen nur ungenügenden Schutz vor einer Infektion mit einem virulenten Stamm. Bei zweimaliger Vakzination über das Bad war der Schutz wesentlich größer (WALCZAK et al. 1981). NOGA et al. (1981) hatten kurz zuvor die selbe Erfahrung bei der Injektion des attenuierten Virus gemacht.
3 MATERIAL UND METHODEN