Untersuchung der Rohwurst

Die für die Verarbeitungsversuche hergestellten Rohwürste wurden am Tag der Herstellung (Tag 0) und schließlich an den Tagen 7, 14, 21 und 28 während der Reifung einer Untersuchung unterzogen (Abb. 8). Es wurden die Farbparameter L*, a* und b* sowie das Gewicht zur Bestimmung des Lagerverlustes und der pH-Wert bestimmt. Mikrobiologisch wurden die Würste auf Pseudomonas spp. und GKZ untersucht und zusätzlich am Herstellungstag auf Enterobacteriaceae. Aufgrund des hohen Stichprobenumfangs wurden die chemischen Analysen nur an den Tagen 0, 14 und 28 durchgeführt. Dazu wurde die Wurst am jeweiligen Untersuchungstag in Würfel mit einer Kantenlänge von ca. 0,5 cm geschnitten, in flüssigem Stickstoff (N2) eingefroren und in Vakuumbeuteln bis zur Beprobung bei -80°C gelagert. Pro Untersuchungstag wurden je zwei Würste beprobt.

39 3.8 Untersuchungsmethoden

Die nachfolgend aufgeführten Untersuchungsmethoden wurden sowohl an den Kontrollproben als auch an den Proben der jeweiligen Versuchsgruppen der Lagerungs- und Verarbeitungsversuche durchgeführt.

3.8.1 Physikalische Analysen

Die Farbparameter (CIE Lab System) L* (Helligkeit), a* (Rotwert) und b* (Gelbwert) wurden bei allen Schnitzeln direkt nach Zerlegung im frischen Zustand sowie an den jeweiligen Untersuchungstagen nativ oder nach Verpackung mit einem Chromameter (Minolta CR 400, Konica-Minolta GmbH, Langenhagen, Deutschland, 2° standard observer, D65 illuminant, 8mm Messfeld) auf der Fleischoberfläche fünf Mal gemessen. Dazu wurde das Fleisch zunächst ausgepackt und mit Zellstoff abgetupft, um die Reflexion der Oberfläche zu reduzieren. Das Gerät errechnete aus den fünf Messungen für die statistischen Analysen den Mittelwert. Vor den Messungen wurde das Gerät mit einer Standard-Weißplatte (Y=84.0, x=0.3226, y=0.3392, Konica-Minolta GmbH) kalibriert.

Nach Entfernung der Hülle wurde diese Messung auch bei den längs geteilten Rohwürsten an fünf verschiedenen Messstellen durchgeführt.

Abbildung 8: Rohwurst zur Untersuchung am letzten Tag der Reifung (Tag 28) (Beispiel)

40

Mittels eines portablen pH-Messgerätes (Portamess, Knick GmbH, Berlin, Deutschland) mit einer Glaselektrode (InLab 427, Mettler-Toledo, Urdorf, Schweiz) und einer Temperatursonde wurde der pH-Wert sowohl bei den Schnitzeln als auch bei den Rohwürsten an drei verschiedenen Stellen gemessen und daraus für die statistischen Analysen der Mittelwert berechnet. Zuvor wurde das pH-Meter mittels handelsüblicher Standardlösungen (pH 4, pH 7) (Carl Roth GmbH & Co.KG, Karlsruhe, Deutschland) kalibriert.

Der Tropfsaftverlust wurde bei jedem der drei Durchgänge aus drei der nicht eingefrorenen 3 cm dicken Schnitzel bestimmt. Es wurde für die statistischen Analysen der Mittelwert aus diesen drei Kontrollproben berechnet. Dazu wurden die Schnitzel 24 h p.m. gewogen, anschließend in einem Plastikbehälter frei hängend bei +4°C gelagert und 72 h p.m. nach Abtupfen mit Papier erneut gewogen. Der relative Tropfsaftverlust errechnet sich folgendermaßen: (W1(24h p.m.)-W2(72h p.m.)/ W1(24h p.m.))*100.

Zur Berechnung des relativen Auftauverlustes der zuvor gefrorenen Schnitzel wurde die obige Formel wie folgt modifiziert und angewandt: (W1(24h p.m.)-W2(24h nach Auftauen)/ W1(24h p.m.))*100.

Der Mittelwert der Ergebnisse der dicken und dünnen Schnitzel ergab den prozentualen Auftauverlust einer jeden gefriergelagerten Versuchsgruppe.

Die Schnitzel wurden zur Bestimmung des Lagerverlustes zunächst aus der Verpackung entnommen, mit Papier trocken getupft und gewogen. Der Lagerverlust ergab sich bei den MAP Schnitzeln aus der Differenz des Gewichtes vor dem Einfrieren abzüglich des Auftauverlustes und dem Gewicht nach Lagerung in MAP.

Für die Rohwürste ergab sich der Lagerverlust aus der Differenz des Gewichts am Tag der Herstellung und des Gewichts am Tag der Beprobung nach der jeweiligen Reifedauer.

Der Kochverlust ist wie folgt definiert: W1(vor Kochen)-W2(nach Kochen)/ W1(vor Kochen))*100.

Die 3 cm dicken Schnitzel wurden für den Kochvorgang nach Bestimmung des Tropfsaft- bzw.

Auftauverlustes in Plastikbeuteln (Dagema eG) eingeschweißt und bis zu einer Kerntemperatur von 75°C (digitales Grillthermometer, TFA Dostmann GmbH & Co. KG, Wertheim, Deutschland) in einem Laborwasserbad (Typ 1083, Gesellschaft für Labortechnik GmbH,

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Burgwedel, Deutschland) erhitzt. Anschließend wurden sie bei Raumtemperatur (20-22°C) abkühlen gelassen, trocken getupft und erneut gewogen.

Zur Warner Bratzler Scherkraftbestimmung (AMSA 2015) wurde das Fleisch aus der Kochverlust-Messung parallel zur Muskelfaserrichtung in fünf 1x1x3cm große Stücke geschnitten. Diese wurden nacheinander mit einer v-förmigen Klinge des Texture Analyser TA.XT. Plus (Stable Micro Systems, Surrey, England) geschert, sodass pro Schnitzel fünf Messungen erfolgten, aus denen für die statistische Analyse der Mittelwert berechnet wurde.

Die Werte wurden in Newton ausgegeben.

Zur Bestimmung der Wasseraktivität (aw-Wert) der Rohwürste aus dem Verarbeitungsversuch wurden diese (ohne Hülle) homogenisiert (Retsch GM 200, Retsch GmbH, Haan, Deutschland).

Anschließend wurde der aw-Wert mit dem dazugehörigen Gefrierpunkt mit einem aw -Kryometer (AWK-40, Nagy-Instruments, Gäufelden, Deutschland) dreifach bestimmt. Aus diesen Messungen wurde für die statistische Analyse der Mittelwert bestimmt.

3.8.2 Chemische Analysen

Alle chemischen Analysen wurden im Dreifachansatz durchgeführt. Die Fleischproben der Schnitzel und Rohwürste wurden nach der Durchführung der physikalischen Untersuchungen in ca. 0,5 x 0,5 x 0,5 cm große Stücke geschnitten, anschließend in flüssigem Stickstoff (N2) eingefroren, in Vakuumbeutel verpackt und bis zur jeweiligen Beprobung bei -80°C gelagert.

Für die Messung der relativen Anteile der Myoglobin-Redoxformen Deoxmyoglobin (DeoMb), Oxymyoglobin (OxyMb) und Metmyoglobin (MetMb) des Fleisches der Verpackungsversuche wurde dieselbe Methode wie bei KERNBERGER-FISCHER et al. (2017) verwendet. Mit einem Polytron PT 2500 Homogenisator (Kinematica GmbH, Luzern, Schweiz) wurde die 3 g schwere Probe in 10 ml NaHPO4 (50mM, pH 7,2) auf Eis für 1 Minute bei 15.000 rpm homogenisiert und im Anschluss daran 30 Minuten bei +4°C und 35.000 x g (Sorvall RC 5 C Plus, Thermo Scientific, Langenselbold, Deutschland) zentrifugiert. Der Überstand wurde in 2,5 ml Küvetten überführt und photometrisch (Evolution 201-UV-VIS Spectrophotometer, Thermo Scientific) bei den Wellenlängen 503, 525, 557 und 582 nm gemessen. Die

42

Redoxformen des Myoglobins wurden mit Hilfe der Gleichungen von TANG et al. (2006) berechnet. Es gilt:

DeoMb: CDeoMb/CMb = -0,543R1 + 1,594R2 + 0,552R3 - 1,329 OxyMb: COxyMb/CMb= 0,722R1 - 1,432R2 - 1,659R3 + 2,599 MetMb: CMetMb/CMb= -0,159R1 - 0,085R2 + 1,262R3 - 0,520 R1= A582/A 525, R2= A557/A525, R3= A503/A525

C = Konzentration in Millimol A = Absorption in Nanometern

Um die antioxidative Kapazität (AK) zu bestimmen, wurde, wie bei RE et al. (1999), eine 7 mM ABTS-Lösung (2,2´-azinobis-(3-ethyl-benzothiazoline-6-sulfonic acid)) mit destilliertem Wasser hergestellt. Mit Kaliumpersulfat (2,45 mM) wurde die Lösung radikalisiert und 12-16 h bei Raumtemperatur im Dunkeln bis zur Verwendung inkubiert. Die Probenaufbereitung wurde in Anlehnung an REICHEL et al. (2019) vorgenommen. Es wurde 1 g der Probe mit dem Polytron PT 2500 (Kinematica GmbH) bei 30.000 rpm in 6 ml Aqua dest. auf Eis homogenisiert. Dabei lagerten die Tubes mit den Proben in mit Aluminiumfolie abgedunkelten Ständern. Nach Homogenisation wurden die Proben für eine Stunde bei +4°C geschüttelt und danach bei 2.340 x g und +4°C für 15 Minuten zentrifugiert (Hermle Z383 K, Hermle Labortechnik, Wehingen, Deutschland), um anschließend die Reaktion wie folgt zu starten:

20µl des Überstandes der Probe wurden mit 500 µl Aqua dest. sowie 2,5 ml ABTS vermischt und in 2,5 ml Küvetten pipettiert. Diese Mischung wurde für 7 Minuten abgedunkelt bei Raumtemperatur inkubiert und anschließend die Entfärbungsrate bei 734 nm photometrisch bestimmt (Thermo Scientific). Die ermittelte Extinktion wurde abschließend in die antioxidative Kapazität (in µmol Trolox eq. pro g Probe) umgerechnet. Zuvor wurden für diesen Zweck Trolox Standardlösungen (0; 2,5; 5,0; 7,0; 10,0; 15,0 µM) hergestellt und mit der ABTS-Radikallösung bei 734 nm gemessen. Für die weiteren Messungen der Proben wurden nur Eichgeraden mit Korrelationskoeffizienten von mehr als 0,99 verwendet. Trolox ist ein Vitamin E-Derivat und besitzt eine sehr ausgeprägte antioxidative Kapazität, weshalb es als Referenzsubstanz zur Bestimmung der antioxidativen Kapazität herangezogen wird (RE et al.

1999). Die antioxidative Kapazität wurde sowohl bei den Proben der Lagerungs- als auch der Verarbeitungsversuche analysiert.

43

Die Messung der Thiobarbitursäure-reaktiven Substanzen (TBARS) erfolgte bei den Schnitzeln und Rohwürsten in Anlehnung an die Methode von POPP et al. (2013). Dazu wurde 1 g der Probe mit 10 ml 20 %-iger Trichloressigsäure (TCA) und 500 µl Butylhydroxytoluol (0,19 M, BHT) versetzt und anschließend auf Eis 1 min bei 15.000 rpm homogenisiert (Kinematica GmbH). Im Anschluss daran wurden die Proben bei +6°C und einer Geschwindigkeit von 2.835 x g für 6 Minuten zentrifugiert (Hermle Labortechnik). Die zentrifugierten Proben wurden durch Faltenfilter (303, VWR International GmbH, Darmstadt, Deutschland) in neue Tubes filtriert, um aus diesen schließlich 1.000 µl des Filtrates zu entnehmen. Nach Zugabe von 1000 µl 2-Thiobarbitursäure (0,02M, TBA) wurde die Suspension gemischt und für 30 min im Wasserbad (Gesellschaft für Labortechnik GmbH) bei 100°C inkubiert. Die Messung der Lipidoxidation erfolgte nach einer 10-minütigen Abkühlzeit auf Eis bei 532 nm und 570 nm photometrisch (Thermo Scientific).

3.8.3 Mikrobiologische Analysen

Für die mikrobiologischen Analysen wurden alle Proben jeweils 1:10 in steriler NaCl-Lösung mit Pepton-Zusatz verdünnt (0,85 % NaCl, 0,1 % Pepton; VWR International, Darmstadt, Deutschland) und anschließend in sterilen Stomacher-Beuteln (Stomacher Strainer Bags, Seward limited, Worthing, United Kingdom) für 2 min bei 230 rpm homogenisiert (Stomacher 400 Circulator, Seward). Vor Aufbringung auf die Platten wurden entsprechende Verdünnungsreihen erstellt (1 ml Probe in 9 ml NaCl + Pepton).

Wenn nach Bebrütung keine Kolonien auf den Platten auszuzählen waren, wurde für weitere Berechnungen die Hälfte der Nachweisgrenze herangezogen.

Für die mikrobiologische Charakterisierung des Rohmaterials wurde direkt nach der Zerlegung von jedem Schlachtkörper eine circa 5g schwere Probe des Brustfleisches entnommen, zu insgesamt zwei Poolproben gemischt und auf die folgenden Parameter untersucht: aerobe mesophile Gesamtkeimzahl (GKZ), Enterobacteriaceae und Pseudomonas spp.

Die Untersuchungen der Schnitzel wurden aus dem extra dafür gefertigtem 10 g Stück vorgenommen und zur Beprobung der Rohwürste wurden pro Wurst drei ca. 1 cm dicke Scheiben steril aus der Mitte der Wurst entnommen.

44

Die Bestimmung der GKZ wurde nach ISO 4833-1:2013 durchgeführt. 1 ml des verdünnten Probenmaterials wurde in Petrischalen pipettiert, mit Plate Count Agar (PC, CM 0325, Oxoid GmbH, Wesel, Deutschland) übergossen und bei 30°C für 48 h bebrütet. Die Nachweisgrenze lag bei 10 KbE/g.

Pseudomonas spp. wurden bei 30°C für 48 h auf CFC-Selektivnährböden (CM559, Oxoid GmbH) angezüchtet (ISO 13720:2010-12). Die Nachweisgrenze lag hier bei 100 KbE/g.

Auf Enterobacteriaceae wurde zusätzlich zur GKZ und Pseudomonas spp. an den Tagen der Zerlegung des Fleisches und nach dem Auftauen bzw. am Tag der Verarbeitung zu Rohwürsten (Tag 1 bzw. 0) nach ISO 21528-2:2017 untersucht (Violet Red Bile Glucose Agar (VRBG), CM 1082, Oxoid GmbH; 37°C, 48 h). Hier lag die Nachweisgrenze bei 10 KbE/g.

3.9 Statistische Analyse

Für die Analyse der Daten wurde die Software SAS Enterprise Guide 7.1 (SAS Institute, Cary, USA) unter Berücksichtigung des folgenden gemischten Modells verwendet:

Yijk = μ + Di + Tj + DTij + Rk + εijk

mit Yijk = Beobachtungswert; μ = Gesamtmittelwert, Di = fixe Wirkung der Gefrierdauer, Tj

= feste Wirkung der Gefriertemperatur; DTij = fester Effekt der Wechselwirkung von T und D, Rk = zufällige Wirkung der Wiederholung; εijk = Zufallsfehler.

Zum Vergleich der verschiedenen Behandlungsgruppen wurde der TUKEY post-hoc-test verwendet. Zeigte die F-Statistik eine Signifikanz, der TUKEY Test allerdings nicht, so wurde diese Korrektur im Einzelfall nicht angewandt (mit * markiert).

Alle Werte sind als Mittelwert ± Standardabweichung (SD) dargestellt. Die Mittelwerte wurden als signifikant gekennzeichnet, wenn der P-Wert unter 0,05 lag.

Alle Experimente wurden mindestens dreimal unabhängig repliziert. Da bei der ungefrorenen Kontrollgruppe keine Varianz beim Auftauverlust zu erwarten war, wurde diese Versuchsgruppe aus der Berechnung dieses Parameters herausgenommen.

45

4 Ergebnisse

4.1 Charakterisierung der Schlachtkörper und des Rohmaterials

Die Charakterisierung der Schlachtkörper und des Rohmaterials wurde 24 h p.m. vorgenommen und umfasst folgende Fleischqualitätsparameter: Tropfsaftverlust, Kochverlust, Scherkraft, Farbmessung (L*, a*, b*), pH-Wert sowie die mikrobiologische Untersuchung auf Gesamtkeimzahl, Pseudomonas spp. und Enterobacteriaceae. Zudem wurde das Schlachtgewicht der Tierkörper und das Gewicht der Teilstücke absolut gemessen und deren relativen Anteile am Schlachtgewicht bestimmt. Die nachfolgende Tabelle 8 stellt diese Ergebnisse dar.

46

Tabelle 8: Mittelwert und SD der Schlachtkörper- und Rohmaterialcharakterisierung 24 h p.m.

vor Gefrierlagerung

1 Die Werte wurden in Relation zum Schlachtgewicht errechnet;

2 Der Tropfsaftverlust wurde zwischen 24 h p.m. und 72 h p. m. bestimmt;

3 Alle Daten in log10 Kolonie bildender Einheiten (KbE) pro Gramm Fleisch; waren keine Kolonien auf dem Agar nachzuweisen, wurde die Hälfte der Nachweisgrenze angegeben.

Parameter Mittelwert SD Minimum Maximum

Schlachtgewicht (kg) 15,2 0,7 14,6 15,9

Brust (MPS) (kg) 5,4 0,4 4,9 5,6

Relativer Brustanteil¹ (%) 35,2 2,7 32,6 38,0

Schenkel (kg) 4,5 0,02 4,5 4,5

Relativer Schenkelanteil¹ (%) 29,7 1,3 28,3 30,7

Tropfsaftverlust² (%) 0,9 0,2 0,8 1,2

Kochverlust (%) 19,1 0,9 18,1 19,9

Scherkraft (N) 16,6 2,2 14,0 18,1

L* 52,3 1,3 51,3 53,8

a* 5,2 1,0 4,0 5,9

b* 1,8 0,4 1,3 2,1

pH 5,7 0,1 5,7 5,8

GKZ³ 3,4 0,3 3,2 3,7

Pseudomonas spp.³ 3,9 0,3 3,6 4,0

Enterobacteriaceae³ 2,9 1,0 1,5 3,5

47 4.2 Effekte der Gefrierlagerung

In diesem Abschnitt werden die Effekte der Gefrierlagerung über verschiedene Zeitdauern und bei den Temperaturen -18°C und -80°C dargestellt. Das Fleisch wurde nativ beprobt, das heißt vor der Verpackung unter Schutzgasatmosphäre bzw. vor der Verarbeitung zu Rohwurst.

4.2.1 Physikalische Analysen

Betrachtet man den Auftauverlust der Proben im Hinblick auf die Lagertemperatur unabhängig von der Lagerzeit, fällt auf, dass die bei -18 C gelagerten Proben signifikant höhere Auftauverluste aufwiesen als die bei -80°C gelagerten Proben. Die gefrorenen Schnitzel zeigten in Bezug auf die Lagerzeit keine signifikant unterschiedlichen Auftauverluste. Für die Interaktion aus Lagerzeit und Lagertemperatur ergaben sich signifikante Effekte (P = 0,0009):

die 48/18 Schnitzel wiesen höhere Auftauverluste auf als die 12/80, 24/80, 36/80 und 48/80 Proben (Abb. 9).

Es konnte kein Effekt der Gefrierlagerung auf den Kochverlust, die Scherkraft, den pH-Wert und die Farbwerte festgestellt werden (Tab. 9).

a

b

a

b

a

b

a

b

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5

12/18 12/80 24/18 24/80 36/18 36/80 48/18 48/80

Auftauverlust in %

Versuchsgruppen

Abbildung 9: Auftauverlust des Fleisches der verschiedenen Versuchsgruppen

ab unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen

Tabelle 9: MW und SD der Ergebnisse der physikalischen Untersuchungen nach Gefrierlagerung von Putenfleisch

ab, xyz unterschiedliche Buchstaben in einer Zeile kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^ab = Lagertemperatur, ^xy = Interaktion

Lagerzeit in Kochverlust (%) 19,12

± 0,92

Scherkraft (N) 16,58

± 2,22

52 4.2.2 Chemische Analysen

Die Analysen der TBARS-Konzentrationen und der antioxidativen Kapazitäten (AK) ergaben keine signifikanten Unterschiede zwischen dem ungefrorenen und dem gefrorenen Fleisch direkt nach dem Auftauen und vor Verpackung oder Verarbeitung.

Bei der Analyse der Myoglobin-Redoxformen zeigten die nativ beprobten Schnitzel der Kontrollgruppe am Tag des Auftauens und die für 48 Wochen gelagerten Proben, unabhängig von der Gefriertemperatur, einen höheren relativen Anteil an OxyMb gegenüber der 24 Wochen gefriergelagerten Schnitzel (P = 0,01).

Betrachtet man den Anteil von MetMb, zeigte das Fleisch, welches für 24 Wochen gelagert wurde, höhere MetMb-Werte als die ungefrorene Kontrollgruppe (P = 0,01). Mit einem P-Wert von 0,0576 zeigten die 48 Wochen gelagerten Schnitzel keine signifikant niedrigeren Werte gegenüber den Werten des 24 Wochen gelagerten Fleisches (Tab. 10).

Tabelle 10: MW und SD der Ergebnisse der chemischen Untersuchungen nach Gefrierlagerung von Putenfleisch

mn unterschiedliche Buchstaben in einer Zeile kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^mn = Lagerzeit

1TBARS = thiobarbitursäure-reaktive Substanzen, in µg/g; ² AK = antioxidative Kapazität, in µmol Trolox eq. pro g Probe; ³ OxyMb = Oxymyoglobin; ⁴ MetMb = Metmyoglobin

Lagerzeit in

54 4.2.3 Mikrobiologische Analysen

Wie Abb. 10 zeigt, ergab die Beprobung des Fleisches auf Enterobacteriaceae nur eine signifikante Reduktion (um ca. 2,0 log-Stufen) des für 24 Wochen gelagerten Fleisches im Vergleich zur ungefrorenen Kontrollgruppe. Ein Effekt der Lagertemperatur auf die Enterobacteriaceae-Gehalte konnte nicht festgestellt werden. Für Pseudomonas spp. ergaben sich keine signifikanten Effekte der Lagerzeit, allerdings hatten die -18°C Probensignifikant niedrigere Werte als die -80°C Proben (Abb. 11). Ein Effekt des Gefrierens auf die GKZ der aufgetauten Proben konnte nicht bestimmt werden.

m mn n mn mn

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5

0 12 24 36 48

log10KbE/g

GKZ Pseudomonas spp. Enterobacteriaceae

Abbildung 10: Wachstum der untersuchten Mikroorganismen in Abhängigkeit von der Lagerzeit in Wochen, unabhängig von der Gefrierlagertemperatur

mn unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^mn = Lagerzeit

55 4.3 Ergebnisse der Lagerung unter Schutzgas

Dieser Teil beinhaltet die Ergebnisse der Untersuchungen an den Schnitzeln, welche unter Schutzgasatmosphäre verpackt wurden. Die Analysen wurden, mit Ausnahme der chemischen Untersuchungen, am Tag der Verpackung (Tag 1) und an den Tagen 7 und 14 vorgenommen.

Die Effekte zwischen den Lagertagen in MAP wurden nicht untersucht.

4.3.1 Physikalische Analysen

Der Lagerverlust der für 48 Wochen gefroren gelagerten Schnitzel, war an Tag 1 der Verpackung, unabhängig von der Gefriertemperatur, signifikant höher als der der Kontrollproben (Abb. 12). Die statistische Analyse der Interaktion von Gefriertemperatur und -lagerzeit zeigte einen P-Wert von 0,02. Die 48/18-Proben zeigten signifikant höhere Lagerverluste als die Proben der Versuchsgruppen 0, 12/18, 36/80 und 48/80. An den Lagertagen 7 und 14 konnte kein signifikanter Einfluss von Lagerdauer und -temperatur auf die Lagerverluste bestimmt werden (Tab. 11).

b

a

0 0,5 1 1,5 2 2,5 3 3,5 4 4,5 5

4 -18 -80

log10KbE/g

GKZ Pseudomonas spp. Enterobacteriaceae

Abbildung 11: Wachstum der untersuchten Mikroorganismen in Abhängigkeit von der Lagertemperatur in °C, unabhängig von der Gefrierlagerdauer

ab unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^ab = Lagertemperatur

56

Für den pH-Wert zeigte sich am Tag 1, unabhängig von der Lagertemperatur, bei den für 36 Wochen gelagerten Schnitzeln ein signifikant höherer Wert als bei den für 12 Wochen gelagerten Proben. An Tag 14 war der pH-Wert der Kontrollgruppe signifikant niedriger als der pH-Wert des für 24 und 48 Wochen gelagerten Fleisches (Tab. 11).

Während die Untersuchungen der in Schutzgas verpackten Schnitzel weder für den Helligkeitswert noch für den Gelbwert signifikante Unterschiede zwischen den einzelnen Versuchsgruppen zeigten, lag der Rotwert der für 24 Wochen gelagerten Schnitzel am Tag 14 signifikant über dem Wert der Kontrollproben (Tab. 12).

b

ab ab ab a

0 1 2 3 4 5 6 7

0 12 24 36 48

Lagerverlust in %

Tag 1 Tag 7 Tag 14

Abbildung 12: Lagerverlust der unter Schutzgas verpackten Putenschnitzel an den verschiedenen Untersuchungstagen in Abhängigkeit von der Lagerzeit in Wochen, unabhängig von der Gefrierlagertemperatur

ab unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^ab = Lagertemperatur

Tabelle 11: MW und SD der Ergebnisse der Untersuchungen des Lagerverlustes und des pH-Wertes nach Verpackung von Putenfleisch

mn, xy unterschiedliche Buchstaben in einer Zeile kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^mn = Lagerzeit, ^xy = Interaktion

Lagerzeit in

rgebnisse_________________________________________________________________

57

Tabelle 12: MW und SD der Ergebnisse der Untersuchungen der Farbmessungen nach Verpackung von Putenfleisch

mn unterschiedliche Buchstaben in einer Zeile kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^mn = Lagerzeit

Lagerzeit in

gebnisse_________________________________________________________________

58

59 4.3.2 Chemische Analysen

Die chemischen Untersuchungen bezüglich der Myoglobin-Redoxformen, der TBARS und der antioxidativen Kapazitäten (AK) von Proben, die an den Tagen 1 und 14 während der Schutzgasverpackung gewonnen wurden, ergaben keine signifikanten Unterschiede zwischen den einzelnen Versuchsgruppen (Tab. 13).

4.3.3 Mikrobiologische Analysen

Pseudomonas spp. zeigten an allen Tagen der Verpackung unter Schutzgas signifikant höheres Wachstum bei Fleisch, das bei -80°C gelagert wurde gegenüber jenem, welches bei -18°C gelagert wurde, unabhängig von der Lagerdauer (Abb. 13). Am Tag 7 sind signifikant höhere Resultate der 24 und 48 Wochen Schnitzel im Vergleich zu den ungefrorenen Proben und den für 36 Wochen gefrorenen Schnitzeln nachzuweisen. Mit einem P-Wert von 0,03 konnte ein signifikanter Effekt für die Interaktion von Lagerdauer und -temperatur bestimmt werden. Die Kontrollgruppe sowie die 36/80 Schnitzel zeigten signifikant höhere Werte als die 48/18 Proben. Am Tag 14 war zudem eine signifikante Reduktion um ca. 1,5 log-Stufen bei für 24 Wochen gelagerten Schnitzeln im Vergleich zur Kontrollgruppe nachweisbar (P = 0,03).

Die Gesamtkeimzahl wurde an keinem Untersuchungstag durch die Lagerdauer, -temperatur und deren Interaktion signifikant beeinflusst (Tab. 14).

60 b

b

b

a a

a

0 1 2 3 4 5 6 7

Tag 1 Tag 7 Tag 14

Pseudomonas spp. in log10KbE/g

-18 -80

Abbildung 13: Wachstum von Pseudomonas spp. der unter Schutzgas verpackten Putenschnitzel an den verschiedenen Untersuchungstagen in Abhängigkeit von der Lagertemperatur in °C, unabhängig von der Gefrierlagerdauer

ab unterschiedliche Buchstaben kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ^ab = Lagertemperatur

Tabelle 13: MW und SD der Ergebnisse der chemischen Untersuchungen nach Verpackung von Putenfleisch

1TBARS = thiobarbitursäure-reaktive Substanzen, in µg/g; ² AK = antioxidative Kapazität, in µmol Trolox eq. pro g Probe; ³ OxyMb = Oxymyoglobin; ⁴ MetMb = Metmyoglobin

Lagerzeit in

Tabelle 14: MW und SD der Ergebnisse der mikrobiologischen Untersuchungen nach Verpackung von Putenfleisch

ab, mn, xy unterschiedliche Buchstaben in einer Zeile kennzeichnen signifikante Unterschiede im Post-hoc Test nach Tukey (P ≤ 0.05) zwischen den verschiedenen Versuchsgruppen: ab = Lagertemperatur; ^mn = Lagerzeit, ^xy = Interaktion; * Zeigte die F-Statistik eine Signifikanz, der TUKEY post-hoc Test allerdings nicht, so wurde diese Korrektur im Einzelfall nicht angewandt (mit * markiert).

1 GKZ = Gesamtkeimzahl; ² in log 10 KbE/g

bnisse_________________________________________________________________

62

63 4.4 Ergebnisse der Verarbeitung zu Rohwurst

Dieser Abschnitt befasst sich mit der Darstellung der Ergebnisse der Analysen nach Verarbeitung des ungefrorenen und zuvor tiefgefrorenen Putenfleisches zu Rohwurst.

4.4.1 Physikalische Analysen

Der Lagerverlust der hergestellten Putenrohwürste wurde aus der Differenz des Gewichtes am Herstellungstag und des Gewichtes nach entsprechender Reifedauer ermittelt. Die Würste, die aus 36 und 48 Wochen gelagertem Fleisch hergestellt wurden, hatten am Tag 7 und 14 signifikant niedrigere Lagerverluste gegenüber der Kontrollgruppe und den Würsten aus für 24 Wochen gefroren gelagertem Fleisch. Diese Ergebnisse stellten sich unabhängig von der Lagertemperatur dar. An den weiteren Untersuchungstagen 21 und 28 waren keine signifikanten Unterschiede zwischen den Versuchsgruppen zu bestimmen (Tab. 15).

Signifikant höhere pH-Werte am Tag 7 der Reifung erreichten die -80°C Würste im Vergleich zu den Würsten aus Fleisch, welches zuvor bei -18°C gelagert wurde, unabhängig von der Lagerdauer. An den Untersuchungstagen 21 und 28 stellt sich dieses Ergebnis allerdings gegenteilig dar (Tab. 15).

Am Tag 0 hatten die 12/18 und 12/80 Würste im Vergleich zu den Kontrollwürsten und den Produkten aus für 36 und 48 Wochen gelagertem Fleisch signifikant höhere L*-Werte. An Tag 14 waren die 36 und 48 Wochen Proben signifikant heller als die Kontrollgruppe und die 24 Wochen Proben. Im weiteren Verlauf der Reifung bis Tag 28 konnten keine signifikanten Unterschiede der L*-Werte der Würste der verschiedenen Versuchsgruppen bestimmt werden.

An allen Untersuchungstagen zeigten die Würste, die aus Fleisch hergestellt wurden, das bei -80°C gelagert wurde, unabhängig von der Gefrierlagerdauer, signifikant höhere a*-Werte als

An allen Untersuchungstagen zeigten die Würste, die aus Fleisch hergestellt wurden, das bei -80°C gelagert wurde, unabhängig von der Gefrierlagerdauer, signifikant höhere a*-Werte als

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