Bestimmung hämatologischer und biochemischer Parameter bei der gesunden Europäischen Landschildkröte

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Bestimmung hämatologischer und biochemischer Parameter bei der gesunden Europäischen Landschildkröte – Testudo hermanni, Testudo graeca, Testudo marginata,

Testudo horsfieldii

INAUGURAL - DISSERTATION

Zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin

(Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von Alexandra Holz

aus Salzgitter

Hannover 2007

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Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. M. Fehr

1. Gutachter: Prof. Dr. M. Fehr 2. Gutachter: Prof. Dr. M. Ganter

Tag der mündlichen Prüfung: 22.11. 2007

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Meinem Vater

Zum Gedenken

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I. Einleitung... S. 1

II. Literaturübersicht

2.1 Blutentnahme... S. 3

2.2 Probenaufbereitung und Probenaufbewahrung... S. 7

2.3 Hämatologische Blutparameter

2.3.1 Hämatokrit (HKT)... S. 8

2.4 Chemische Blutparameter

2.4.1 Alanin-Aminotransferase (ALT)... S. 10

2.4.2 Aspartat-Aminotransferase (AST)... S. 12

2.4.3 Glutamat-Dehydrogenase (GLDH)...S. 14

2.4.4 Alkalische Phosphatase (AP)... S. 15

2.4.5 Creatinkinase (CK)……… S. 18

2.4.6 Cholinesterase (CHE)………... S. 20

2.4.7 Harnsäure (UA)……….. S. 21

2.4.8 Harnstoff (HST)………..S. 24

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2.4.10 Gesamt-Bilirubin (GBIL)... S. 28

2.4.11 Glukose (GLU)………... S. 29

2.4.12 Fruktosamin (FRUC)……….... S. 31

2.4.13 Gesamtprotein (GE)... S. 32

2.4.14 Albumin (ALB)………... S.34

2.4.15 Natrium (Na)...S. 37

2.4.16 Chlorid (Cl)...S. 39

2.4.17 Kalzium gesamt (Ca ges)... S. 41

2.4.18 Kalzium ionisiert (Ca ion.) ... S. 43

2.4.19 Phosphat (P)...… S. 44

2.4.20 Kalzium-Phosphor-Verhältnis……….. S. 46

2.4.21Kalium (K)...S. 48

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3.1 Die an den Untersuchungen teilnehmenden Schildkröten

3.1.1 Probanden...S. 50

3.1.2 Anamnese und Allgemeinuntersuchung

der Schildkröten... S. 51

3.1.3 Herkunft, Haltung und Fütterung der Probanden... S. 53

3.1.4 Datenerhebung und Dokumentation der Schildkröten S. 56

3.2 Die Blutentnahme... S. 58

3.3 Die Blutanalysegeräte... S. 59

3.4 Bestimmung der Blutparameter... S. 59

3.5 Statistik...S. 60

IV. Ergebnisse

4.1 Hämatologische Blutparameter

4.1.1 Hämatokrit (Hkt)... S. 61

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4.2.2 Aspartat-Aminotransferase (GOT)...…S. 70

4.2.3 Glutamat-Dehydrogenase (GLDH)...… S. 74

4.2.4 Alkalische Phosphatase (AP)...… S. 78

4.2.5 Creatinkinase (CK)...… S. 82

4.2.6 Cholinesterase (CHE)...…S. 87

4.2.7 Harnsäure (UA)………...……… S. 92

4.2.8 Harnstoff (HST)...…...S. 97

4.2.9 Cholesterin (CHOL)………..……..S. 101

4.2.10 Gesamt-Bilirubin (GBIL)...S. 105

4.2.11 Glukose (GLU)………....S. 109

4.2.12 Fruktosamin (FRUC)………...S. 113

4.2.13 Gesamtprotein (GE)...S. 117

4.2.14 Albumin (ALB)………..S. 121

4.2.15 Natrium (Na)...S. 125

4.2.16 Chlorid (Cl)...S. 130

(9)

4.2.18 Kalzium ionisiert (Ca ion)...S. 138

4.2.19 Phosphor (P)...S. 142

4.2.20 Kalzium-Phosphor-Verhältnis...S. 146

4.2.21 Kalium (K)...S. 150

Mittelwerte für hämatologische Parameter bei der gesunden Europäischen Landschildkröte

(Tab 238 u. 239)………. ………….…...S.154

V. Diskussion

Zielsetzung und Blutentnahme...S. 156

Probenaufbereitung...S. 157

Prozentuale Verteilung der Probanden (%) und Gegenüberstellung der im Schrifttum untersuchten hämatologischen und

blutbiochemischen Parameter(Tab 240 u. 241)...S.159

5.1 Hämatologische Blutparameter

5.1.1 Hämatokrit (HKT)...S. 161

(10)

5.2.2 Aspartat-Aminotransferase (AST)...S. 163

5.2.3 Glutamat-Dehydrogenase (GLDH)...S. 164

5.2.4 Alkalische Phosphatase (AP)...S. 165

5.2.5 Creatinkinase (CK)……….S. 166

5.2.6 Cholinesterase (CHE)……….S. 167

5.2.7 Harnsäure (UA)………S. 168

5.2.8 Harnstoff (HST)………S. 169

5.2.9 Cholesterin (CHOL)……….S. 170

5.2.10 Gesamt-Bilirubin (GBIL)...S. 171

5.2.11 Glukose (GLU)………...S. 172

5.2.12 Fruktosamin (FRUC)………...S. 173

5.2.13 Gesamtprotein (GE)...S. 173

5.2.14 Albumin (ALB)………...S. 174

2.5.15 Natrium (Na)...S. 176

(11)

5.2.17 Kalzium gesamt (Ca ges)...S. 178

5.2.18 Kalzium ionisiert (Ca ion.) ...S. 179

5.2.19 Phosphat (P)...S. 180

5.2.20Kalzium-Phosphor-Verhältnis...S. 182

5.2.21 Kalium (K)...S. 182

VI. Zusammenfassung...S. 184

VII. Summary...S. 186

VIII. Literaturverzeichnis...S. 188

IX. Abkürzungsverzeichnis

X. Tabellenverzeichnis

XI. Abbildungsverzeichnis

XII. Anhang

Danksagung

Lebenslauf

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I. Einleitung

In den letzten Jahren ist die Anzahl der Reptilienpatienten in der tierärztlichen Praxis deutlich angestiegen. Mit steigender Beliebtheit wird die Europäische

Landschildkröte - im Wesentlichen die Griechische Landschildkröte (Testudo hermanni), die Maurische Landschildkröte (Testudo graeca), die

Breitrandschildkröte (Testudo marginata) und die Russische Steppenschildkröte (Testudo horsfieldii) - als Haustier gehalten.

Neben der klinischen Untersuchung gehören auch bei Schildkröten Röntgen- und Laboruntersuchungen als ergänzende diagnostische Maßnahmen zum Standard.

Schildkröten sind in ihrem Verhalten stark von den Jahreszeiten abhängig. So sind z.B. der Winterschlaf, die geschlechtliche Aktivität, die Eiablage sowie die Nahrungsaufnahme saisongebunden. Bei Säugetieren sind zwischen juvenilen und adulten Tieren Differenzen in der Hämatologie bekannt. Für Schildkröten liegen dazu bisher noch keine Untersuchungen vor. Aufgrund der unterschiedlichen Aktivitätsperioden und verschiedenen Anforderungen an ihren Lebensraum sind Abweichungen der einzelnen Blutparameter zwischen den Spezies wahrscheinlich. Bei den Blutparametern ist auch schon allein aufgrund der Legeperiode mit einem Unterschied zwischen den Geschlechtern zu rechnen.

Dazu werden Blutuntersuchungen bei Probanden aus fünf ausgewählten Beständen mit optimalen Haltungs- und Fütterungsbedingungen, regelmäßig durchgeführten Winterschlaf und halbjähriger Freilandhaltung in Deutschland, durchgeführt. Dabei wird jeder Landschildkröte zu drei verschiedenen Jahreszeiten eine Blutprobe entnommen und analysiert.

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Hämatologische und biochemische Untersuchungen liegen für die genannten Schildkrötenarten bisher nur unvollständig vor. Hinsichtlich der Parameter Glutamat-Dehydrogenase, Gesamt-Bilirubin, Natrium, Chlorid, ionisiertes Kalzium und Kalium gibt es bisher in Bezug auf die Europäische Landschildkröte nur vereinzelt Angaben in der Literatur, für die Parameter Cholinesterase und Fruktosamin liegen bisher noch keine Untersuchungsergebnisse vor. Im Rahmen dieser Arbeit sollen deshalb auch Abhängigkeiten von der Spezies (Testudo hermanni, Testudo graeca, Testudo marginata, Testudo horsfieldii), dem Geschlecht, dem Alter und der Jahreszeit in der Hämatologie untersucht werden.

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II. Literaturübersicht

2.1 Blutentnahme

Es fanden Untersuchungen statt, welche Blutmenge Schildkröten entnommen werden kann und wie man kleine Blutmengen aufbereiten kann, um sie zur Blutanalyse zu nutzen. THORSON (1968ab) hat für mehrere Schildkrötenarten das prozentuale Blutvolumen (4 - 8 %) im Verhältnis zum Körpergewicht ermittelt.

Maximal sollten 10 % des Blutvolumens bei einer Schildkröte entnommen werden.

HIRSHFELD und GORDON (1965) untersuchten, in welchem Intervall Blutproben entnommen werden können. Sie nahmen bei sechs Tieren acht mal 15 % des Blutvolumens innerhalb von elf Tagen ab. Die Tiere überlebten den Versuch, bei einem identischem zweitem Experiment starben alle Tiere.

Die früher angewandten Blutentnahmetechniken, wie die Dekapitation, die Herzpunktion, das Kappen der Schwanzspitze, das Abzwicken einer Kralle und die Blutentnahme aus dem Retroorbitalsinus, werden nur kurz erwähnt, da sie für die tierärztliche Praxis völlig ungeeignet sind und dem § 1 des Tierschutzgesetzes

„Niemand darf einem Tier ohne vernünftigen Grund Schmerzen, Leiden oder Schäden zufügen.“ (Neufassung: 18. Mai 2006) unterliegen. Auf die heutzutage üblichen Entnahmetechniken wird ausführlicher eingegangen.

Die Dekapitation wurde in der Forschung jahrzehntelang als Methode zur Blutentnahme eingesetzt, (ALTLAND und PARKER 1955, DUGUY 1970, KIM et al.

1987), ein vergleichbares Verfahren - das Aufschneiden einer Halsarterie - wird von JOHLIN und MORELAND (1933) beschrieben. Die Herzpunktion wurde ebenfalls häufig angewandt; sie wurde an wachen, anästhesierten oder getöteten Tieren durchgeführt. Es gibt eine Reihe verschiedener Varianten, die vom Durchstechen der Plastronnähte (GANDAL 1958, AXT und IPPEN 1967), übers Durchbohren des

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Plastrons mit anschließendem Verschluss in Form eines Korken (GAUMER und GOODNIGHT 1957) oder mit Kunstharz (KAPLAN 1968, TAYLOR und JACOBSON 1982, FRYE 1991, APELT 1993), bis hin zum Entfernen eines Teilstück des Plastrons und Punktieren des freiliegenden Herzens (ADLER und HUBER 1923, GILLES-BAILLIEN 1969, BONNET 1979) gehen. Eine Punktion des Herzens ohne Panzertraumatisierung beschreiben KAPLAN (1968), WISSDORF et al. (1989). Sie stechen von cranial, zwischen vorgelagertem Hals und Vorderbein der sedierten Schildkröte, nach caudal ein. STEPHENS und CREEKMORE (1983) punktieren das Herz von caudal, indem sie cranial der Hinterbeine eingehen. ROSSKOPF (1982) und LAWRENCE (1985) konnten durch das Kappen der Schwanzspitze (DUGUY 1970) und Abzwicken einer Kralle kleine Blutmengen gewinnen. Die Punktion des Retroorbitalsinus wurde von MCLEAN et al. (1973), FRAIR (1963) und JACOBSON et al. (1992) zur Entnahme kleiner Blutmengen beschrieben.

Heutzutage werden folgende Möglichkeiten zur Blutentnahme diskutiert: Der periphere Blutdruck der Schildkröten ist niedrig und erschwert die Punktion peripherer Gefäße (KAPLAN 1968). Die peripheren Blutgefäße der Schildkröte sind durch die Haut nicht sichtbar und trotzdem setzt sich diese Methode in der tierärztlichen Praxis auf Grund ihrer Vorteile durch. Die Blutabnahme ist ohne Narkose möglich, die Irritation der Tiere ist relativ gering und die Methode wird von den Besitzern gut akzeptiert (AVERY und VITT 1984).

Aus der supravertebralen Vene des Carapax entnahmen HERNANDEZ-DIVERS (2001), HÄRTL et al. (2003), WILKINSON (2004), WEINZIERL (2005) Blut. Mit einer langen Kanüle wird dazu ventromedian der Wirbelsäule im steilen Winkel in Richtung auf den Carapax eingestochen.

Aus dem Okzipitalsinus (Sinus occipitalis) gewinnen GOTTDENKER und JACOBSON (1995), DONHAUSER (1997) sowie LLOYD und MORRIS (1999) Blut.

Dafür wird der Kopf des Tieres vorsichtig in Ventroflexion fixiert, der caudale Okzipitalrand palpiert und die Nadel in den dorsalen Venussinus in einem Winkel von 30° in caudaler Richtung eingestochen. GOTTDENKER und JACOBSON (1995)

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weisen bei der Entnahme aus dem Okzipitalsinus darauf hin, dass eine Verunreinigung der Blutprobe mit Lymphflüssigkeit auftritt.

Die Axillarvene (Vena ulnaris) wurde von RICHTER et al. (1977), ROSSKOPF (1982), AVERY und VITT (1984), GÖBEL und SPÖRLE (1992), KÖLLE und HOFFMANN (1996), sowie LLOYD und MORRIS (1999) punktiert. Dazu wird das Vorderbein der Schildkröte nach cranioventral gezogen und fixiert. Der Einstich erfolgt auf Höhe des Ellbogengelenks zwischen Sehne und Humerus. Die Kanüle wird dann im flachen Winkel (20-30°) nach proximal vorgeschoben. Nach GÖBEL und SPÖRLE (1992) sind die Nachteile dieser Methode, dass häufig intensivere Suchbewegungen bis zum Blutaustritt nötig sind und dass in direkter Nachbarschaft zur Vene ein großes Lymphgefäß läuft. So kann das Blut mit Lymphflüssigkeit verunreinigt und die Blutwerte verfälscht werden. Außerdem ist mit der Gefahr großer Blutungen zu rechnen, falls versehentlich die parallel laufende Arterie punktiert wird.

Aus der Brachialvene (Vena brachialis) gewinnen MARKS und CITINO (1990), GÖBEL und SPÖRLE (1992) und LOPEZ-OLVERA et al. (2003) Blut.

Der Femoralplexus (Plexus venosus femoralis) wird von RICHTER et al. (1977) insbesondere bei kleineren Schildkröten wie der Dosenschildkröte bevorzugt. Die Kanüle wird am langgestreckten Hinterbein auf Höhe der Kniekehle medial bis zum Femur vorgeführt und der Plexus mit nach lateral gerichteter Kanülenspitze durch leichtes Zurückziehen und Aspirieren gesucht.

Zur Blutentnahme an der Jugularvene (Vena jugularis) muss der Kopf der Schildkröte vorgelagert werden, um eine Streckung des Halses zu erreichen. Damit dies gelingt, muss das Tier kooperativ oder anästhesiert sein. Das Gefäß verläuft dorsolateral entlang des Halses, die Punktionsstelle liegt am oberen Rand des Trommelfells. Bei glatter Haut, proximaler Stauung und richtiger Rotation des Kopfes kann die Vene sichtbar sein. Wichtig ist nach der Blutentnahme die Punktionsstelle einige Minuten zu komprimieren, um Nachblutungen oder die Bildung eines

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Hämatoms zu vermeiden, was beides zu schweren Komplikationen führen kann.

Diese Technik wird von KAPLAN (1968), RICHTER et al. (1977), LAWRENCE (1985), FRYE (1991), GÖBEL und SPÖRLE (1992), CAMBELL (1996), KÖLLE und HOFFMANN (1996), DONHAUSER (1997), LLOYD und MORRIS (1999), KNOTKOVA (2000), KRAUSE (2001), JACOBSON et al. (2002), ERLER (2003) und WILKINSON (2004) verwendet. Die Gefahr der Verunreinigung der Blutprobe durch Lymphflüssigkeit ist hierbei deutlich geringer (GOTTDENKER und JACOBSON 1995).

Aus der dorsalen Schwanzvene (Vena coccygealis dorsalis) wird von GÖBEL und SPÖRLE (1992), KÖLLE und HOFFMANN (1996), LAMNEK (1996), KNOTKOVA (2000), KRAUSE (2001), ERLER (2003), LOPEZ-OLVERA et al. (2003), MATHES (2003) und WEINZIERL (2005) Blut entnommen. Die Vene verläuft in der medianen auf der Dorsalfläche der Schwanzwirbel. Der Schwanz wird zwischen Daumen und Zeigefinger fixiert und nach ventral gezogen, mit der Kanülenspitze wird zwischen zwei Schuppen in einem Winkel von 60-70° exakt in der Medianen eingestochen, vorsichtig bis auf den Knochen vorgeschoben und aspiriert. EATWELL (2005) führt eine Vergleichsstudie zwischen der Blutentnahme an der Jugularvene und der Schwanzvene durch. Er bestätigt eine Verdünnung der Blutproben, die aus der dorsalen Schwanzvene stammen.

Auch die ventrale Schwanzvene (Vena coccygealis ventralis) wird von KÖLLE und HOFFMANN (1996) sowie von LLOYD und MORRIS (1999) genutzt. Das Tier wird dazu in Rückenlage verbracht, der Schwanz nach caudal gestreckt, fixiert und mit der Kanüle im 60° Winkel in der Mittellinie des Schwanzes eingestochen. Der Entnahmeort des Blutes kann also das Ergebnis nachfolgender Untersuchungen beeinflussen. Das Risiko, die Blutprobe mit Lymphe oder extravaskulärer Flüssigkeit zu verdünnen, hängt dabei von der jeweils gewählten Methode ab (GOTTDENKER und JACOBSON 1995). OTTAVIANI und TAZZI (1977) beschreiben erstmals die Möglichkeit, dass sich bei einer Venenpunktion Lymphe mit Blut vermischen kann.

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Nach WERNER und LINDLEY (2005) erscheinen Blutproben, die aus der dorsalen Schwanzvene gewonnen wurden, dünn oder wässrig. Die Hämatokritwerte von Blut, das aus der dorsalen Schwanzvene gewonnen wurde, waren mehr als die Hälfte niedriger als von Blut, welches aus der Femoralvene gewonnen wurde. Nach Ansicht von WERNER und LINDLEY (2005) haben sich die Femoral- und Jugularvene als sinnvollste Blutentnahmestelle erwiesen, ohne Übung sind diese allerdings nicht einfach zu benutzen. EATWELL (2005) vergleicht die unterschiedlichen Blutentnahmestellen Jugularvene und dorsale Schwanzvene bei Testudo Species. Bei den Untersuchungen wird eine Verdünnung der Blutprobe mit Lymphflüssigkeit bei den Proben, die an der Schwanzvene entnommen wurden nachgewiesen. EATWELL (2005) empfiehlt deshalb zur Blutentnahme die Jugularvene.

Akute Stressoren, wie das Einfangen, Handling oder die Venenpunktion, sind mit chronischen Stressoren, wie Haltung und Fütterung, nicht vergleichbar. Der Einfluss solcher Variablen auf klinischpathologische Parameter sind noch weitestgehend unbekannt (WILKINSON 2004).

2.2 Probenaufbereitung und Probenaufbewahrung

Die Blutprobe sollte direkt nach der Entnahme abzentrifugiert werden, damit eine nachträgliche Veränderung der Blutparameter verhindert wird. Dadurch, dass die Erythrozyten weiterhin metabolisch aktiv sind, verbrauchen sie Glukose und die Konzentration im Plasma sinkt. Ebenso soll die Cholesterinkonzentration sinken.

Durch die durchlässig gewordenen Zellmembranen treten Kalium und Phosphor aus und führen somit zu einem Konzentrationsanstieg in der Probe (CAMBELL 1998).

Als Antikoagulans wird Heparin gegenüber EDTA bevorzugt, da EDTA in Schildkrötenblut zur Hämolyse führen kann (MURO et al. 1998). BOLTEN und BJORNDAL (1992) sowie JACOBSON et al. (1992) ziehen Blutplasma dem Blutserum vor, da Serumblutproben aufgrund der Zellverklumpung nicht aussagekräftig seien.

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2.3 Hämatologische Blutparameter

2.3.1 Hämatokrit (%)

Bei der Hämatokritbestimmung wird der Anteil des Erythrozytenvolumens am Blutvolumen beschrieben, die Angabe erfolgt in Prozent (%). Der Hämatokrit wird bei Säugetieren nicht nur durch Störungen des Sauerstofftransportsystems, sondern auch durch Störungen des Flüssigkeitshaushaltes verändert (BICKHARDT 1992).

STEIN (1996) nennt einen Hämatokritmittelwert von 31 %, gemittelt aus Testudo graeca ibera, Testudo kleinmanni und Testudo radiata. DONHAUSER (1997) ermittelt bei Landschildkröten für den Hämatokrit einen Mittelwert von 28 % (Tab 1).

Nach DONHAUSER hat die Haltungsform einen starken Einfluss auf die Blutkonzentration. MURO et al. (1998) geben für Testudo hermanni einen Mittelwert für Hämatokrit von 24,4 % an (Tab 1). ERLER (2003) misst für Europäische Landschildkröten einen Hämatokritwert von 21,3 % (Tab 1). Nach Erfahrungen von KÖLLE (2005) liegt für SK der Referenzbereich für Hämatokrit bei 20 - 28 %. Einen höheren Bereich gibt CAMPBELL (2006) mit 28 - 34 % an.

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Tabelle 1 Mittelwerte für den Hämatokrit (%) bei LSK

SPEZIES N HÄMATOKRIT (%)

BLUTENTNAHME- STELLE

AUTOR

T. hermanni 138 29 114

28,3 24,4 22,2

V. jugularis k.A.

V. cocc. dorsalis

DONHAUSER (1997) MURO (1998) ERLER (2003) T. graeca 13

60

25,6 20,4

V. jugularis V. cocc. dorsalis

DONHAUSER (1997) ERLER (2003)

T. marginata 9 30

24,2 20,0

T. horsfieldii 17 29,8 V. jugularis DONHAUSER (1997)

2.4 Chemische Blutparameter

Bei Reptilien können Spezies, Alter, Geschlecht, Ernährungszustand, Jahreszeit und physiologischer Status Einfluss auf gemessene Blutwerte haben. Das macht die Interpretation der Blutergebnisse zu einer Herausforderung. Auch wurden äußere Einflüsse und physiologische Parameter wie Ernährungszustand, Geschlecht und Alter bei den etablierten, im Schrifttum niedergelegten Referenzwerten häufig nicht berücksichtigt, was die Aussagekraft einschränkt (CAMPBELL 2006).

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2.4.1 ALT (U/L)

Die Alanin-Aminotransferase (ALT, ALAT) wurde früher Glutamat-Pyruvat- Transaminase (GPT) genannt, sie katalysiert die Reaktion: α-Ketoglutarat + L-Alanin

↔ L-Glutamat + Pyruvat. Enzymreich sind die Leber, sowie die Herz-, und Skelettmuskulatur. Ein Anstieg der Aktivität des Enzyms im Blutplasma liegt bei einer Erkrankung dieser Organe vor und kann diagnostisch verwertet werden (WIESNER und RIBBECK 1991, KRAFT und DÜRR 2005).

Die ALT ist ein mit dem Mitochondrien-Stoffwechsel assoziiertes Zytosol-Enzym, das bei den meisten Tieren in den gleichen Geweben in wesentlich geringerer Aktivität vorkommt als die AST. Bei Menschen und Fleischfressern ist die ALT in der Leber hochaktiv (höher als die AST) und kann als leberspezifisches Enzym gelten (BICKHARDT 1992).

DONHAUSER (1997) ermittelt bei LSK für die ALT Werte von 2 U/L bis 109 U/L, der Mittelwert liegt bei 22,14 U/L (Tab 2). Die Abhängigkeit der ALT-Aktivität von der Haltungsform ist laut DONHAUSER (1997) hoch signifikant. ERLER (2003) gibt bei LSK für die ALT einen Referenzbereich von 5,0 - 69,0 U/L und einen Mittelwert von 12,5 U/L an (Tab 2). WEINZIERL (2005) schlägt für Testudo hermanni einen Mittelwert für ALT von 7,92 U/L und für Testudo marginata von 22,66 U/L vor (Tab 2). KÖLLE (2005) nennt für SK einen Referenzbereich für die ALT von < 25 U/L.

Nach Erfahrung von CAMPBELL (2006) liegen Normwerte für ALT bei < 20 U/L.

DONHAUSER (1997) und ERLER (2003) weisen für die ALT eine Spezies- und Geschlechtsabhängigkeit sowie Saisonalitätseinflüsse nach, im Gegensatz dazu kann WEINZIERL (2005) nichts davon bestätigen. WILKINSON (2004) gibt bei Jungtieren eine höhere Konzentration an ALT (9 - 15 U/L) im Plasma an als bei adulten Tieren (1 - 6 U/L). Die Zahl der Probanden der adulten Tiere war allerdings deutlich geringer als die der juvenilen.

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Nach CAMPBELL (2006) ist die ALT ist kein leberspezifischer Parameter, er schreibt dass die Werte gewöhnlich niedriger sind als die der AST und dass bei Reptilien Erhöhungen der ALT im Blut, die mit einem Leber- oder Muskelschaden einhergehen, nicht so zuverlässig sind wie erhöhte Werte der AST.

Tabelle 2 Mittelwerte für die Alanin-Aminotransferase (U/L) bei LSK

SPEZIES N ALANIN-

AMINOTRANS- FERASE (U/L)

AUTOR

T. hermanni 165 114 33

20,85 11,60 7,92

V. jugularis V. cocc. dorsalis V. cocc. dorsalis

DONHAUSER (1997) ERLER (2003) WEINZIERL (2005) T. graeca 15

60

21,33 12,40

T. marginata 7 30 34

30,71 16,00 22,66

DONHAUSER (1997) ERLER (2003) WEINZIERL (2005) T. horsfieldii 13 34,96 V. jugularis DONHAUSER (1997)

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2.4.2 AST (U/L

)

Die Aspartat-Aminotransferase (AST, ASAT) wurde früher Glutaminsäure- Oxalessigsäure-Transaminase (GOT) genannt, sie katalysiert die folgende Reaktion:

α-Ketoglutarat + L-Aspartat ↔ L-Glutamat + Oxalacetat. Die AST ist besonders reichlich in der Muskulatur vorhanden, eine Erhöhung der Aktivität im Blutplasma findet bei Muskelerkrankungen und schwerer Leberintoxikation statt (WIESNER und RIBBECK 1991, KRAFT und DÜRR 2005). Die AST ist bei Säugetieren teils in Mitochondrien, teils im Zytosol lokalisiert und hochaktiv in Leber und quergestreifter Muskulatur vorhanden (BICKHARDT 1992). Die AST ist nicht leberspezifisch. Liegt eine Aktivitätssteigerung vor, so muss untersucht werden, ob nicht eine Erkrankung anderer Organe vorliegt, die ebenso eine solche Enzymaktivitätserhöhung nach sich ziehen würden (KRAFT und DÜRR 2005). Da die AST bei Reptilien in mehreren Geweben nachgewiesen wurde, sollte man sie stets nur im Zusammenhang mit der CK beurteilen. Erhöhte Konzentrationen der AST, ohne gleichzeitige Erhöhungen der CK, weisen auf einen Leberschaden hin (BENSON et al. 1999). Zu gleichen Resultaten kommt WILKINSON (2004). Bei der Mehrzahl seiner Reptilienpatienten mit einer AST > 200 U/L, liegt die Konzentration der CK über 1000 U/L. Dort wo die CK nicht angestiegen ist, ist die Wahrscheinlichkeit hoch, dass die Erhöhung auf Leber- oder Nierenerkrankungen zurückzuführen ist.

Nach CAMPBELL (2006) ist die AST nicht organspezifisch. Hohe AST-Konzentrationen kommen im Muskelgewebe und der Leber vor. Erhöhungen im

Blutplasma spiegeln oft einen Leber- oder Muskelschaden wieder, dabei können die Skelettmuskulatur oder das Myokard betroffen sein. Septikämien oder Toxikämien können durch Zellnekrosen in Geweben zu einer AST-Erhöhung führen. Als Norm gelten Werte < 250 U/L.

DONHAUSER (1997) gibt für die AST-Aktivität bei LSK einen Mittelwert von 107,72 U/L an (Tab 3), ERLER (2003) nennt einen Mittelwert von 108,7 U/L und einen Referenzbereich von 0,0 - 891,0 U/L (Tab 3). WEINZIERL (2005) ermittelt für

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Testudo hermanni einen Mittelwert von 89,45 U/L und für Testudo marginata von 117,19 U/L (Tab. 3). KÖLLE (2005) nennt allgemein bei Schildkröten für die AST einen Normbereich von < 80 U/L. Nach DONHAUSER (1997) besteht für die AST kein Haltungseinfluss. Sie stellt dennoch beim Vergleich atraumatischer (einfache Blutentnahme, Blutfluss erfolgt gleich beim ersten Versuch) und traumatischer Blutentnahme (schwierige Blutentnahme, Blutfluss erfolgt erst nach mehrmaligen Versuchen) höchst signifikante Unterschiede in der AST - Konzentration fest.

Tabelle 3 Mittelwerte für die Aspartat-Aminotransferase (U/L) bei LSK

SPEZIES N ASPARTAT- AMINOTRANS-

FERASE (U/L)

AUTOR

T. hermanni 167 114 33

105,86 75,00 89,45

60

107,93 199,70

71,67 54,60 117,19

(26)

2.4.3 GLDH (U/L)

Die Glutamat-Dehydrogenase katalisiert folgende Reaktion: α-Ketoglutarat + NADH + H+ ↔ Glutamat + NAD + H20. Die Abnahme der NADH - Konzentration im Zeitablauf wird bei einer Wellenlänge von 340 nm fotometrisch gemessen (nasschemische Untersuchung), aus dem Ergebnis lässt sich die GLDH - Aktivität bestimmen. Es existiert ferner eine Glutamat-Dehydrogenase, die NADP und eine die sowohl NAD als auch NADP katalysiert. Die GLDH kommt in hoher Aktivität in den Mitochondrien der Leber vor (Mitochondrien - Matrix - Enzym), innerhalb des Leberläppchens findet sich die höchste Aktivität im zentrilobulären Bereich. Bei Schädigung der Leber steigt die Aktivität im Blutplasma an – besonders bei sekundären Hepatopathien (Gallenstauung, kongestive Myokardiopathie, Hypoxämie) reagiert die GLDH empfindlich, da die auf die Leber einwirkende Noxe zuerst die zentrilobulären Hepatozyten beeinträchtigt. Vorübergehende Erhöhungen bis 15 U/L sind offensichtlich nicht von besonderer pathologischer Wertigkeit. Höhere Werte, die das dreifache der oberen Grenze des Referenzwertes überschreiten, deuten jedoch auf eine Leberkrankheit mit Zellnekrose hin (KRAFT und DÜRR 2005).

LOMAS und WATERS (2000) verweisen darauf, dass die GLDH bewiesenermaßen auch bei Reptilien ein sehr nützlicher Indikator ist, um Leberzellnekrosen festzustellen. KÖLLE (1996) ermittelt bei Reptilien für die GLDH einen Referenzbereich von 1 - 20 U/L. Bisher liegen in der Literatur speziell für Europäische Landschildkröten noch keine Angaben zum Referenzbereich für die GLDH vor.

(27)

2.4.4 AP (U/L)

Die Alkalische Phosphatase (AP) ist ein lysosomales Enzym mit unspezifischen Stoffwechselwirkungen, sie katalysiert folgende Reaktion: p-Nitrophenylphosphat + H2O ↔ Phosphat + p-Nitrophenol. Die AP wird z.B. bei Gallenstau in Hepatozyten synthetisiert und steigt entsprechend auch im Blutplasma an. Bei allen Knochenmineralisationsstörungen ist die Plasmaaktivität der AP infolge kompensatorisch gesteigerter Osteoblastentätigkeit erhöht. Das gilt auch für Störungen bei normalen Ca- und P- Konzentrationen im Plasma (z.B. Osteoporose), nicht jedoch für akute Hypokalzämien und chronische Hyperkalzämien (Kalzinose).

Bei Jungtieren ist die AP-Aktivität stets höher als bei Erwachsenen (BICKHARDT 1992). Die AP ist bei Säugetieren nicht leberspezifisch, sie ist in fast allen Geweben des Organismus (Osteoblasten, Darmschleimhaut, Plazenta, Nierentubuluszellen, Gallengangsepithel, Leber, Leukozyten) mit erheblichen tierartlichen Unterschieden und in unterschiedlicher Aktivität nachweisbar (KRAFT und DÜRR 2005). Als Untersuchungsmaterial kann Blutserum und Blutheparinplasma verwendet werden (KRAFT und DÜRR 2005).

Liegt eine Aktivitätssteigerung vor, muss untersucht werden, ob nicht andere Organe erkrankt sind, die ebenso eine solche Enzymaktivitätserhöhung nach sich ziehen. Die AP reagiert als membrangebundenes Enzym sehr empfindlich, besonders bei Cholestasen und durch Arzneimittel (Kortikosteroide) wird es stärker freigesetzt (KRAFT und DÜRR 2005).

Da die AP in den Osteoblasten enthalten ist, besitzen Jungtiere eine wesentlich höhere Enzymaktivität als Erwachsene. Diese Altersabhängigkeit muss bei der Beurteilung berücksichtigt werden (KRAFT und DÜRR 2005).

Auch bei Reptilien kommt die AP in mehreren Organen im Körper vor, sie ist somit nicht organspezifisch. Eine erhöhte AP-Aktivität im Serum kann mit einem Ansteigen der Osteoblastenaktivität oder mit einer hepatobiliären Erkrankung

(28)

zusammenhängen (CAMPBELL 1996). Bei jungen, wachsenden Reptilien wurden höhere Aktivitäten als bei adulten festgestellt. Die Referenzwerte variieren deutlich und sind artabhängig (CAMPBELL 1996). DONHAUSER ermittelt 1997 Werte für die Alkalische Phosphatase von 0 U/L bis 2842 U/L bei LSK, der Mittelwert liegt bei 444,8 U/L (Tab 4). Die tierartlichen Unterschiede sind höchst signifikant.

Geschlechtunterschiede ermittelt sie nicht. DONHAUSER (1997) kann für die Alkalische Phosphatase einen Einfluss der Saisonalität und eine Abhängigkeit von der Haltungsform nachweisen.

WILKINSON (2004) gibt als Referenzwert für Testudo hermanni 196 - 425 U/L und für Testudo hermanni und Testudo graeca 61 - 211 U/L an. Die höchsten Werte wurden bei Jungtieren (765 - 1157 U/L) und bei weiblichen Tieren (666 - 1272 U/L), die sich in der Follikelreife befinden, gefunden. Bei den vorgestellten Patienten wurden keine Werte über 450 U/L gemessen. KÖLLE (2005) nennt für Schildkröten einen Referenzbereich für die AP von 36 - 156 U/L. WEINZIERL (2005) ermittelt für

Testudo hermanni einen Mittelwert von 196,18 U/L und für Testudo marginata von 104,75 U/L (Tab 4). Sie kann jedoch keine Art- und Geschlechtsunterschiede und

keine jahreszeitlichen Unterschiede nachweisen.

(29)

Tabelle 4 Mittelwerte für die Alkalische Phosphatase (U/L) bei LSK

SPEZIES N ALKALISCHE PHOSPHATASE

(U/L)

AUTOR

T. hermanni 157

33

402,04 196-425

196,18

V. jugularis k.A.

V. cocc. dorsalis

DONHAUSER (1997) WILKINSON (2004) WEINZIERL (2005)

T. graeca 14 368,29 V. jugularis DONHAUSER (1997)

T. marginata 7 32

1280,71 104,75

DONHAUSER (1997) WEINZIERL (2005)

(30)

2.4.5 CK (U/L)

Die Creatinkinase (CK) ist ein Zytosol-Enzym, das bei Säugetieren in hohen Aktivitäten in der quergestreiften Muskulatur vorkommt und für die Diagnostik degenerativer Myopathien spezifisch ist (BICKHARDT 1992). Es katalysiert folgende Reaktion: Creatinphosphat + ADP ↔ Creatin + ATP (KRAFT und DÜRR 2005).

RAMSAY und DOTSON (1995) haben bei Schlangen eine hohe Creatinkinaseaktivität im Skelett- und Herzmuskel, sowie eine geringe Aktivität in der Niere festgestellt. Bei einer Schädigung des Skelettmuskels, steigt die CK im Blut an (CAMPBELL 1996).

DONHAUSER (1997) gibt für die CK einen Mittelwert von 1156,11 U/L an, Extremwerte liegen bei 0 U/L und 7371 U/L (Tab 5). Tierartliche Unterschiede, Geschlechtsunterschiede und Abhängigkeiten von der Haltungsform kann sie nicht belegen. DONHAUSER dokumentiert jahreszeitlichen Einflüsse auf die CK und eine Abhängigkeit der CK-Aktivität von traumatischer und atraumatischer Blutentnahme.

ERLER (2003) ermittelt für die CK einen Mittelwert von 263,3 U/L und einen Referenzbereich von 0,0 - 1879 U/L (Tab 5). Geschlechtsunterschiede werden nicht nachgewiesen, jedoch kann er einen Einfluss der Saisonalität auf die CK nachweisen.

WILKINSON (2004) stellt fest, dass erhöhte CK-Werte auf eine besonders traumatische Venenpunktion zurückzuführen sind, wobei jedoch kein Unterschied zwischen der Blutentnahme aus der Vena jugularis oder der Vena coccygealis nachzuweisen ist. KÖLLE (2005) nennt allgemein für SK einen CK-Referenzbereich von < 1000 U/L. WEINZIERL (2005) veröffentlicht für Testudo hermanni einen Mittelwert für die CK von 101,03 U/L und für Testudo marginata von 284,29 U/L (Tab 5). Art- und Geschlechtsunterschiede ergeben sich nicht, dagegen bei weiblichen Tieren ein Einfluss der Saison.

(31)

Tabelle 5 Mittelwerte für die Creatinkinase (U/L) bei LSK

SPEZIES N CREATINKINASE (U/L)

AUTOR

T. hermanni 129 114 33

1105,97 230,30 101,03

60

1492,00 388,50

1948,00 137,70 284,29

(32)

2.4.6 CHE (U/L)

Die Cholinesterase (CHE) ist ein Enzym, das Cholinester von verschiedenen Fettsäuren (Essigsäure, Propionsäure und Buttersäure) spaltet. Es kommt in verschiedenen Geweben vor, besonders reichlich in der Leber. In der Serumaktivität bestehen tierartliche Unterschiede. Eine hohe Aktivität kann im Blutserum des Pferdes und Hundes, eine mittelgroße in dem der Katze und des Huhnes und eine

geringe in dem des Rindes, des Schafes und des Schweines nachgewiesen werden (WIESNER und RIBBECK 1991). Bei der Cholinesterase handelt es sich um ein

Sekretionsenzym, welches in den Parenchymzellen der Leber gebildet und von dort in das Blut abgegeben wird (VOLBRACHT 2004). In der zugänglichen Literatur liegen keine Referenzwerte für die CHE bei Landschildkröten vor.

Durch Bestimmung der CHE-Aktivität lassen sich vor allem Intoxikationen mit Organophosphaten bestimmen. Organophosphate (Alkylphophate oder Phosphorsäureester) und Carbamate gehören zu den Inhibitoren der Cholinesterase (LUDWIG 2004).

BROWN (1981) und GRASSNER und THOMAS (1998) weisen daraufhin, dass beim Menschen maligne Tumorerkrankungen, Proteinmangel (Hunger, Anorexie), chronische Proteinverluste (exsudative Enteropathie) und Infektionen auch einen Abfall der Cholinesteraseaktivität bewirken können.

(33)

2.4.7 Harnsäure (mg/dl)

Die Harnsäure stellt das katabole Stoffwechselendprodukt von Eiweiß, eiweißfreiem Stickstoff und Purinen dar. 80 - 90 % des Gesamtstickstoffs werden bei terrestrisch lebenden Reptilien in Form von Harnsäure ausgeschieden. Als Normalwert gibt CAMPBELL (2006) < 10 mg/dl an. Eine Hyperurikämie kann mit einer Nierenerkrankung und Gicht in Verbindung gebracht werden. Nach Erfahrung des Autors sind Nephrokalzinosen, die bei Tieren mit hohen Harnsäurewerten auffallen, häufig auf eine kalziumreiche Ernährung oder eine Hypervitaminose D zurückzuführen. Ernste Bakteriämien und Septikämien können in schwerwiegenden Nierenfunktionsstörungen mit Harnsäurewerterhöhung enden. Nephrotoxische Medikamente, wie Aminoglykoside und Sulfonamide, können zu Nekrosen führen und mit erhöhten Harnsäurewerten einhergehen. Die Harnsäureerhöhung ist jedoch kein eindeutiger Nachweis für eine Nierenerkrankung. Die Harnsäurekonzentration ist ernährungsabhängig. Fleischfressende Reptilien weisen höhere Blutharnsäurewerte auf als pflanzenfressende. Gewöhnlich wird der Peak nach einer eiweißreichen Mahlzeit ein Tag später erreicht. Dieser Peak sollte bei gesunden, fleischfressenden Reptilien 15 mg/dl nicht überschreiten (CAMPBELL 2006).

ZWART (1992) findet bei Harnsäurewerten > 1500 µmol/L (25,2 mg/dl) in den Geweben der betroffenen Reptilien Harnsäurekristalle. Normalwerte hingegen führen zu keiner Eingeweidegicht oder Arteriosklerose (WILKINSON 2004).

Reptilien mit einer Nierenerkrankung und Eingeweidegicht haben oft normale Harnstoff- und Kreatininwerte, die Konzentrationen von Harnsäure, Kalzium und Phosphor sind die zuverlässigeren Indikatoren (DIVERS 1996).

Die Harnsäure repräsentiert nach WILKINSON (2004) den größten Teil an stickstoffhaltigen Abfall bei an Land lebenden Reptilien. Werte > 1000 µmol/L (16,8 mg/dl) sind ein Indikator für ein Nierenversagen, diese Tiere haben eine sehr

schlechte Prognose. Bei Tieren mit sehr niedriger Harnsäurekonzentration

(34)

(< 100 µmol/L = 1,68 mg/dl), wurde später stets in der Sektion ein pathologischer Leberbefund erhoben (WILKINSON 2004).

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Harnsäurmittelwert von 0,3 mg/dl an. DONHAUSER (1997) ermittelt einen Wert von 3,22 mg/dl, als Extremwerte notiert sie 0,7 mg/dl und 18,1 mg/dl (Tab 6).

ERLER (2003) veröffentlicht einen Mittelwert für Harnsäure von 173,9 µmol/L (2,9 mg/dl) (Tab 6). KÖLLE (2005) empfiehlt allgemein für SK einen

Harnsäurereferenzbereich von < 2,5 mg/dl. WEINZIERL (2005) ermittelt für Testudo hermanni einen Mittelwert von 0,58 mg/dl und bei Testudo marginata von 0,87 mg/dl (Tab 6). DONHAUSER und ERLER untersuchen außerdem die Speziesabhängigkeit der Harnsäurekonzentration. Untersuchungen zur Geschlechtsabhängigkeit und Saisonalität führen DONHAUSER, ERLER und WEINZIERL durch. DONHAUSER beurteilt weiterhin noch die Abhängigkeit von der Haltungsform für die Harnsäurekonzentration.

(35)

Tabelle 6 Mittelwerte für die Harnsäure (mg/dl) bei LSK

SPEZIES N HARNSÄURE

(mg/dl)

AUTOR

T. hermanni 167 114 33

3,19 2,61 0,58

60

4,12 3,78

2,21 2,38 0,87

(36)

2.4.8 Harnstoff (mg/dl)

Schwere Leberfunktionsstörungen führen beim Säuger zu Blutharnstoffverminderung (KRAFT und DÜRR 1999). Die harnpflichtigen Stoffe Harnstoff und Kreatinin werden beim Säugetier bei akuten oder chronischen Niereninsuffizienzen nicht mehr ausreichend ausgeschieden und reichern sich somit im Blut an, dies führt zu einer Azotämie (KRAFT und DÜRR 2005). Zu einer erhöhten Harnstoff-Konzentration kann es auch prärenal kommen durch Fieber, wiederholten Vomitus, Diarrhoe und Exsikkose (THOMAS 2000).

Die normalen Blutharnstoffwerte liegen bei Reptilien allgemein meist unter 10 mg/dl;

terrestrisch lebende Schildkröten sind urikotel, ihre Harnstoffwerte liegen bei weniger als 15 mg/dl. Höhere Werte findet man jedoch bei in Wüsten lebenden Schildkröten (30 - 100 mg/dl). Sie halten ihre Plasmaosmolarität aufrecht, indem sie so wenig wie möglich Wasser abgeben. CAMPBELL (2006) hält die Harnstoffkonzentration bei Reptilien letztendlich ohne Aussagekraft.

DONHAUSER (1997) gibt eine Mittelwert für Harnstoff von 18,13 mg/dl an, als Minimalwert wurden 0,0 mg/dl und als Maximalwert 122,7 mg/dl gemessen (Tab 7).

ERLER (2003) ermittelt für Harnstoff für die Gesamtpopulation einen Mittelwert von

4,7 mmol/L (28 mg/dl) und nennt einen Referenzbereich von 0,3 - 45,6 mmol/L (1,8 - 274 mg/dl) (Tab 7).

WILKINSON (2004) ermittelt Harnstoffwerte von 0,9 - 82 mmol/L (5,4 - 492,5 mg/dl).

Die Beziehung zwischen Harnstoff und Harnsäure ist variabel. Alle Patienten mit einem Harnsäurewert > 500 µmol/L (8,4 mg/dl) weisen auch eine Hyperurämie (13 - 53 mmol/L = 78 - 318 mg/dl) auf. KÖLLE (2005) empfiehlt für Landschildkröten für die Harnstoffkonzentration einen Referenzbereich von < 20 mg/dl. WEINZIERL (2005) veröffentlicht für Harnstoff bei Testudo hermanni einen Mittelwert von 10,11 mg/dl und bei Testudo marginata von 6,80 mg/dl (Tab 7).

(37)

Tabelle 7 Mittelwerte für den Harnstoff (mg/dl) bei LSK

SPEZIES N HARNSTOFF

(mg/dl)

AUTOR

T. hermanni 156 114 31

19,99 25,30 10,11

60

16,21 36,60

2,34 24,00

6,80

(38)

2.4.9 Cholesterin (mg/dl)

Das Cholesterin gehört mit den Triglyceriden und den Serum-Gallensäuren zu den Serum-Lipiden. Das Cholesterin besitzt wie alle Steroide einen Viererring mit einer sekundären Hydroxylgruppe in der C-3-Stellung. Diese Hydroxylgruppe kann in der Leber verestert werden (verestertes Cholesterin) oder frei sein (freies Cholesterin).

Beim Säugetier wird das Cholesterin im Organismus selbst gebildet (endogenes Cholesterin) oder - unter natürlichen Verhältnissen besonders beim Fleischfresser - mit der tierischen Nahrung aufgenommen (exogenes Cholesterin).

Es gilt als Grundstoff für die Gallensäuren und die Steroidhormone. Die Ausscheidung erfolgt zum überwiegenden Teil über die Gallensäuren mit dem Darminhalt. Cholesterin ist wesentlicher Bestandteil der Lipoproteine. Bei Leberkrankheiten ist die Veresterung gestört, so dass verminderte Werte des veresterten Cholesterins auftreten. Die Cholesterinbestimmung wird jedoch zur

Diagnostik von Leberkrankheiten heute kaum noch herangezogen (KRAFT und DÜRR 2005).

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Mittelwert für Cholesterin von 105 mg/dl an. DONHAUSER (1997) ermittelt einen Cholesterinreferenzbereich von 38,10 mg/dl und 613,80 mg/dl, der Mittelwert liegt mit 140,95 mg/dl deutlich höher als bei STEIN (1996) (Tab 8). ERLER (2003) gibt für Cholesterin einen Mittelwert von 104 mg/dl und den Referenzbereich bei 7,7 - 247, 7 mg/dl an (Tab 8). WILKINSON (2004) berichtet bei seinen Patienten von Cholesterinwerten zwischen 1,6 - 14 mmol/L (61,9 - 541,8 mg/dl). Bei weiblichen Tieren, die sich in der Follikelreife befinden, liegen die Werte zwischen 6 und 13,2 mmol/L (232,2 - 510,84 mg/dl). Bei Tieren mit chronischer Anorexie stellte er niedrigere Cholesterinwerte fest. KÖLLE (2005) empfiehlt für Schildkröten allgemein einen Cholesterinreferenzbereich von < 200 mg/dl. Nach Erfahrung von WEINZIERL (2005) liegt für Cholesterin der Mittelwert für Testudo hermanni bei 78,77 mg/dl und für Testudo marginata bei 58,70 mg/dl (Tab 8).

(39)

DONHAUSER (1997) und WEINZIERL (2005) können im Gegensatz zu ERLER (2003) keine tierartliche Abhängigkeit nachweisen. Eine geschlechtsbedingte Abhängigkeit hingegen belegen alle drei Autoren, eine Saisonalität allerdings nur WEINZIERL (2005).

Tabelle 8 Mittelwerte für Cholesterin (mg/dl) bei LSK

SPEZIES N CHOLESTERIN (mg/dl)

AUTOR

T. hermanni 156 114 33

139,21 116,10 78,77

60

140,99 96,70

145,83 73,50 58,70

(40)

2.4.10 Gesamt - Bilirubin (mg/dl)

Orangeroter Gallenfarbstoff ist das Hauptprodukt des Porphyrinabbaus. Unter normalen Bedingungen stammen 85 % des Bilirubins aus dem Abbau der Erythrozyten und 15 % aus dem Abbau des Myoglobins, der Zytochrome und der Hämenzyme (aus einem Gramm Hämoglobin entstehen 35 mg Bilirubin). Bilirubin wird vorwiegend in der Leber, aber auch an anderen Körperstellen gebildet.

Zunächst wird Häm in Form von Hämatin freigesetzt. Die Oxydation zu Biliverdin erfolgt durch das Zytochrom-p450-System im endoplasmatischen Retikulum durch molekularen Sauerstoff. Unmittelbar danach wird Biliverdin durch eine Reduktase in Bilirubin reduziert. Das außerhalb der Leber produzierte Bilirubin (freies, wasserunlösliches Bilirubin) wird an Albumine gebunden (indirektes Bilirubin) und zur Leber transportiert. Hier wird es mit Glukuronsäuren konjungiert (direktes Bilirubin) und als wasserlösliches Bilirubin über die Galle ausgeschieden. Liegen Gallenabflussstörungen vor, so wird es sekundär resorbiert (Verschlußikterus). Im Darm werden die Gallenfarbstoffe durch die Darmbakterien umgesetzt. Aus Bilirubin entsteht Mesobilirubin, das zu Urobilinogen und Sterkobilinogen umgewandelt wird.

Durch Oxidation entstehen aus Urobilinogen und Sterkobilinogen Urobilin und Sterkobilin, die die Hauptausscheidungsprodukte der Gallenfarbstoffe sind und die charakteristische Stuhlfarbe bedingen. (WIESNER und RIBBECK 1991, KREUTZIG 1997).

Laut CAMPBELL (1996) kommt Bilirubin nicht messbar oder in sehr geringen Mengen im Plasma der Reptilien vor. Da der Bilirubinstoffwechsel bei den meisten Reptilien nicht näher erforscht ist, kann auch keine Aussage hinsichtlich Lebererkrankungen getroffen werden. KÖLLE (2005) nennt für Schildkröten eine Bilirubinkonzentration von < 0,60 mg/dl. Das primäre Endprodukt des Hämoglobinstoffwechsels bei Reptilien ist Biliverdin, dessen Normalwerte im Blutplasma von Echsen liegen > 1000 µmol/L. Biliverdin ist deutlich weniger gewebetoxisch als Bilirubin (CAMPBELL 2006).

(41)

2.4.11 Glukose (mg/dl)

Die Glukosekonzentration des Blutplasmas ist bei Reptilien von der Art, dem Ernährungszustand und den Haltungsbedingungen abhängig. Der Referenzbereich liegt nach Erfahrung des Autors CAMPBELL zwischen 60 - 100 mg/dl. Eine Hypoglykämie bei Reptilien kann die Folge von Hunger, Unterernährung, stark proteinreicher Kost, Hepatopathien, Septikämien und Endokrinopathien sein.

Klinische Anzeichen sind Tremor, Verlust des Korrekturreflexes, Erstarrung, dilatierte Pupillen (Mydriasis). Reptilien mit Hyperglykämie (> 200 mg/dl) und Glukosurie sind Diabetes mellitus - Kandidaten (CAMPBELL 2006).

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Mittelwert für Glukose von 60 mg/dl an. DONHAUSER (1997) ermittelt einen Mittelwert für Glukose von 67,87 mg/dl, ihre Extremwerte liegen bei 11,9 mg/dl und 289,5 mg/dl (Tab 9). ERLER (2003) schlägt für die Glukose einen Mittelwert von 3,8 mmol/L (68,5 mg/dl) vor, der Minimalwert liegt bei 0,9 mmol/L (16,2 mg/dl) und der Maximalwert bei 9,9 mmol/L (178,4 mg/dl) (Tab 9).

WILKINSON (2004) findet heraus, dass chronisch kranke Patienten nach dem Winterschlaf eine Glukosekonzentration zwischen 3 - 6 mmol/L (54 - 108 mg/dl) und akut kranke Tiere eine Konzentration von fast 13 mmol/L (234 mg/dl) besitzen.

Diesen Wert beschreibt FRYE (1999) für gesunde Tiere. Die Glukosekonzentration kann laut WILKINSON (2004) auch durch akute Stressoren ansteigen, was leider nie näher erforscht wurde. Auch wurden schon Fälle von Diabetes mellitus bei der Schildkröte beschrieben, klinische Anzeichen sind Anorexie und Polydypsie.

KÖLLE (2005) empfiehlt für Landschildkröten allgemein eine Glukosekonzentration zwischen < 62 - 76 mg/dl. WEINZIERL (2005) gibt deutlich niedrigere Werte für Glukose an, bei Testudo hermanni nennt sie einen Mittelwert von 43,43 mg/dl und bei Testudo marginata von 34,36 mg/dl (Tab 9).

(42)

ERLER (2003) weist für Glukose eine Speziesabhängigkeit sowie eine Saisonalität nach, DONHAUSER (1997) und WEINZIERL (2005) können diese Untersuchungen nicht bestätigen. Eine geschlechtsbedingte Abhängigkeit der Glukose weist keiner der drei Autoren nach.

Tabelle 9 Mittelwerte für die Glukosekonzentration (mg/dl) bei LSK

SPEZIES N GLUKOSE

(mg/dl)

AUTOR

T. hermanni 158 114 33

65,52 66,70 43,43

60

76,87 75,70

85,80 66,70 34,36

(43)

2.4.12 Fruktosamin (µmol/L)

Die Fruktosamine, bei denen es sich um glykolysierte Serumproteine handelt, reflektieren bei Hund und Katze den Glukosegehalt der vorherigen 2 - 3 Wochen (REUSCH 1993). Die Bestimmung der Fruktosaminkonzentration im Blut zeigt an, ob eine passagere, erst kurzfristig entstandene oder eine schon länger bestehende Hyperglykämie vorliegt. Ein erhöhter Fruktosaminwert deutet auf eine länger bestehende Hyperglykämie hin (mindestens 1 - 3 Wochen). Referenzbereiche beim Hund liegen bis 370 µmol/L, bei der Katze bis 340 µmol/L (REUSCH 1993). Als Untersuchungsmaterial wird Blutserum verwendet (KRAFT und DÜRR 2005).

Fruktosamin ist ein Blutzuckerlangzeitwert. Der Fruktosaminwert repräsentiert alle verzuckerten Eiweiße im Blutserum (v.a. Albumin) und wird stets dann verwendet, wenn der HbA1c-Wert keine genauen Angaben liefert (REUSCH 1993).

Für Europäische Landschildkröten liegen bisher noch keine Literaturangaben für die Fruktosaminkonzentration vor.

(44)

2.4.13 Gesamtprotein (g/dl)

Die meisten Proteine werden in der Leber synthetisiert, so das Albumin, 75 % der alpha-, 50 % der beta-Globuline, Enzyme und Gerinnungsfaktoren (außer Faktor VIII und Faktor IV) (KRAFT et al. 1999, LEVEILLE-WEBSTER 2000). Erhöhungen des Gesamtproteins beruhen entweder auf einer Vermehrung der Globuline oder sind Ursache einer Pseudohyperproteinämie, wie sie bei der Dehydratation oder Exsikkose auftritt (THOMAS 2000). Eine Hyperglobulinämie kann bei Entzündungen durch Induktion der Akute-Phase-Proteine entstehen. Bei reduzierter Reinigung des Blutes durch die Kupferschen Sternzellen aufgrund einer schweren Hepatopathie kann ein Anstieg der Immunglobuline und damit des Gesamtprotein entstehen (THOMAS 2000). Häufigste Ursache der Hypoproteinämie beim Säuger ist eine Albuminverminderung bzw. eine Störung der Albuminsynthese (THOMAS 2000). Bei chronischer Leberinsuffizienz ist neben der Fibrinogensynthese oft auch die Albuminsynthese unzureichend, so dass ein verminderter Plasmaproteingehalt resultiert. Diese einfach bestimmbare Messgröße kann auch aus anderen Gründen wie z.B. Hämodilution, Mangelernährung, Proteinverluste erniedrigte Werte aufweisen (BICKHARDT 1992).

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Mittelwert für Gesamtprotein von 4,0 g/dl an. DONHAUSER (1997) mittelt für die Gesamtpopulation einen Wert von 4,63 g/dl (Tab 10) und stellt eine Abhängigkeit der Gesamteiweißkonzentration von der Haltungsform fest. ERLER (2003) nennt einen Mittelwert für das Gesamtprotein von 36,5 g/L (3,65 g/dl) und einen Referenzbereich von 13,0 - 71,0 g/L (1,3 - 7,1 g/dl) (Tab 10), KÖLLE (2005) gibt für Gesamtprotein einen Referenzwert von 3,0 - 6,0 g/dl bei Schildkröten an.

WEINZIERL (2005) ermittelt hingegen deutlich niedrigere Werte, sie nennt für Testudo hermanni eine Konzentration von 2,08 g/dl und für Testudo marginata eine von 2,20 g/dl (Tab 10). CAMPBELL (2006) veröffentlicht für Reptilien einen Gesamtproteingehalt mit einem Wert zwischen 3 - 7 g/dl. Eine Hypoproteinämie wird oft mit Unterernährung oder auch mit Malabsorption, Maldigestion, Protein Losing

(45)

Enteropathie, Blutungen, chronischer Hepatitis oder Nierenerkrankungen in Verbindung gebracht. Eine Hyperproteinämie kann durch eine Hämokonzentration oder eine chronische Entzündung bedingt sein.

ERLER (2003) verweist auf eine spezies- und geschlechtsbedingte Abhängigkeit, sowie eine Saisonalität für die Gesamtproteinkonzentration, was DONHAUSER (1997) und WEINZIERL (2005) allerdings nicht bestätigen können.

Tabelle 10 Mittelwerte für die Gesamtproteinkonzentration (g/dl) bei LSK

SPEZIES N GESAMTPROTEIN (g/dl)

AUTOR

T. hermanni 155 114 33

4,66 3,53 2,08

60

4,85 3,94

3,77 3,53 2,20

DONHAUSER (1997) ERLER (2003) WEINZIERL (2005)

(46)

2.4.14 Albumin (g/dl)

Das Albumin wird ausschließlich in der Leber synthetisiert. Die Leber verfügt über eine große Reservekapazität für die Albuminsynthese, das heißt, es tritt keine Hypoproteinämie auf, ehe nicht 70 - 80 % des funktionellen Leberparenchyms zerstört bzw. insuffizient sind. Ferner tritt aufgrund der vermutlich langen HWZ eine Hypoalbuminämie nach Auffassung verschiedener Autoren meist nur bei schwerer chronischer Hepatopathie auf (JOHNSON und SHERDING 1994; DUNCAN et al.

1995; NELSON und COUTO 1998; LEVEILLE-WEBSTER 2000; GRASSNER und THOMAS 2000).

Nach KRAFT und DÜRR (2005) hängt die Albuminkonzentration im Blutserum vom Gleichgewicht zwischen Synthese und Abbau oder Verlust ab. Zur Diagnostik einer Leberkrankheit ist es ungeeignet, da eine Hypalbuminämie in der weitaus größeren Zahl der Fälle durch andere Ursachen ausgelöst wird (Darmkrankheiten, Niereninsuffizienz).

Von allen im Plasma vorkommenden Proteinen gilt Albumin als das kleinste, kommt aber in der größten Menge vor. Die Hauptaufgabe des Albumin ist die Aufrechterhaltung des kolloidosmotischen Drucks, der die Flüssigkeitsverteilung im Körper bestimmt. Sinkt der kolloidosmotische Druck, strömt Flüssigkeit aus den Gefäßen in das Interstitium, es kommt zu Ödemen. Albumin ist darüber hinaus ein wichtiges Transportprotein. Bilirubin, Fettsäuren, Penizillin, Thyroxin, Kalzium und viele andere Stoffe werden an Albumin gebunden im Blut durch den Körper transportiert (BICKHARDT 1992).

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Mittelwert für Albumin von 1,1 g/dl an. DONHAUSER (1997) ermittelt für Albumin einen Wert von 1,61 g/dl. ERLER (2003) stellt für Albumin einen Mittelwert von 9,2 g/l (0,92 g/dl) auf. KÖLLE (2005) empfiehlt für Albumin einen Referenzbereich von 1,3 - 3,0 g/dl für LSK. WEINZIERL (2005) nennt deutlich

(47)

niedrigere Werte, für Testudo hermanni bestimmt sie einen Mittelwert von 0,12 g/dl Albumin und für Testudo marginata von 0,02 g/dl. WILKINSON (2004) gibt für Testudo hermanni und Testudo graeca einen Referenzbereich für Albumin von 5 - 18 g/L (0,5 - 1,8 g/dl) an.

Nach Erfahrung von WILKINSON (2004) liegen niedrige Albuminwerte bei Tieren mit Anorexie, Stomatitis, Darmparasiten, Dehydratation und Enteropathien vor oder bei Verdünnung des entnommenen Blutes mit Lymphe. Eine Hypalbuminämie scheint laut WILKINSON (2004) bei Jungtieren physiologisch zu sein.

DONHAUSER (1997) und ERLER (2003) weisen, im Gegensatz zu WEINZIERL (2005), für Albumin eine speziesbedingte sowie saisonale Abhängigkeit nach.

ERLER (2003) belegt ebenso eine geschlechtsbedingte Abhängigkeit, was die beiden anderen Autoren nicht feststellen können.

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Tabelle 11 Mittelwerte für die Albuminkonzentration (g/dl) bei LSK

SPEZIES N ALBUMIN

(g/dl)

AUTOR

T. hermanni 155 114 33

1,61 0,09 0,12

60

1,49 0,097

1,33 0,09 0,02

DONHAUSER (1997) ERLER (2003) WEINZIERL (2005)

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2.4.15 Na (mmol/L)

Beim Säugetier stellt in der Extrazellularflüssigkeit das Natrium das Kation mit der höchsten Konzentration dar. Es bestimmt den osmotischen Druck, die Osmolalität.

Durch die Zellmembran ist der extrazelluläre vom intrazellulären Flüssigkeitsraum getrennt. Im Intrazellularraum bestimmt das Kalium den osmotischen Druck. Beide Flüssigkeitsräume befinden sich in einem osmotischen Gleichgewicht.

Konzentrationsänderungen ziehen Flüssigkeitsverschiebungen vom nieder- in den höher konzentrierten Raum nach sich bis zum Ausgleich. Änderungen der Natriumkonzentrationen im Extrazellularraum, gemessen als Natriumplasma, zeigen eine Zu- oder Abnahme der Osmolalität im Extrazellularraum an. Eine Zuordnung, ob eine Flüssigkeitsverschiebung von einem Raum in den anderen stattgefunden hat - als Folge einer Hyperhydratation oder einer Dehydratation - kann erfolgen, wenn zur Natriumkonzentration noch der Hämatokritwert, die Hämoglobinkonzentration, die Erythrozytenzahl und der Plasmaeiweißgehalt ermittelt werden (KRAFT und DÜRR 2005).

ERLER (2003) ermittelte eine mittlere Natriumkonzentration von 133,4 mmol/L (Tab 12). KÖLLE (2005) nennt für Natrium bei Schildkröten einen Referenzwert zwischen 120 - 150 mmol/L.

WILKINSON (2004) stellt bei mediterranen Landschildkröten im April, nach dem Winterschlaf, die höchste Natriumkonzentration im Blutplasma fest, sie sinkt dann im Juni durch Flüssigkeitaufnahme ab. Die Natriumwerte seiner Probanden reichen von 101 - 163 mmol/L. Die Normalwerte für Natrium bei Reptilien liegen physiologisch zwischen 120 - 150 mmol/L und variieren je nach Spezies. Eine Hypernatriämie tritt z.B. bei Dehydratation auf, eine Hyponatriämie u.a. bei Diarrhoe. Einige Reptilienarten besitzen Salzdrüsen und können auch damit den Natrium-, Kalium- und Chloridhaushalt regulieren (CAMPBELL 2006).

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Tabelle 12 Mittelwerte für die Natriumkonzentration (mmol/L) bei LSK

SPEZIES N NATRIUM

(mmol/L)

AUTOR

T. hermanni 114 132,8 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. graeca 60 135,4 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. marginata 30 131,1 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. horsfieldii k.A. k.A. k.A. k.A.

(51)

2.4.16 Chlorid (mmol/L)

Beim Säugetier ist Chlorid das wichtigste Anion des extrazellulären Raumes, nur 12 Prozent des Gesamtchlorids sind auf den intrazellulären Raum und das Bindegewebe verteilt. Chlorid bestimmt zusammen mit Natrium im extrazellulären Raum den osmotischen Druck. Chloride werden im Ileum resorbiert, ihre Ausscheidung erfolgt fast vollständig über die Nieren. Die Belegzellen der Magenschleimhaut weisen einen hohen Chloridgehalt auf, er wird für die Bildung der

Salzsäure des Magensaftes benötigt. Die extrazelluläre Chloridkonzentration – gemessen im Plasma – ändert sich häufig parallel mit der Natriumkonzentration

und dem Hydrationszustand des Organismus. Chlorid folgt dem Natrium zumeist passiv nach, wenn sich dessen Konzentration in den Verteilungsräumen ändert. Es ist somit der Regulation des Aldosteron unterworfen (steigert die Rückresorbtion von Natrium aus dem Primärharn). Der Chloridspiegel ändert sich häufig gegenläufig zum Bikarbonatspiegel. Bei allen Formen der metabolischen Alkalose mit Anstieg des Bikarbonatwertes muss aus Gründen der Elektroneutralität ein entsprechender Abfall der anderen Anionen – zumeist Chloride – stattfinden (KRAFT und DÜRR 2005).

Die Normwerte für Chlorid liegen bei den Reptilien laut CAMPBELL (1996) speziesabhängig zwischen 100 - 150 mmol/L. Eine Hyperchlorämie tritt bei Dehydratation oder bei einem möglichen Fehlen der Nieren auf. KÖLLE (2005) empfiehlt für Chlorid für Schildkröten allgemein einen Referenzwert zwischen 80 - 120 mmol/L. ERLER (2003) ermittelt für Europäische Landschildkröten eine mittlere Chloridkonzentration von 109,8 mmol/L (Tab 13).

BOLTEN und BJORNDAL (1992) konnten bei Chelonia mydas eine geschlechts- und saisonalbedingte Abhängigkeit nachweisen, ERLER (2003) ermittelte hingegen eine speziesbedingte und saisonale Abhängigkeit, konnte aber keine Geschlechtsabhängigkeit nachweisen.

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Tabelle 13 Mittelwerte für die Chloridkonzentration (mmol/L) bei LSK

SPEZIES N CHLORID

(mmol/L)

AUTOR

T. hermanni 114 109,7 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. graeca 60 110,7 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. marginata 30 108,5 V. cocc. dorsalis ERLER (2003)

T. horsfieldii k.A. k.A. k.A. k.A.

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2.4.17 Gesamtkalzium (mmol/L)

KRAFT und DÜRR (2005) verweisen auf Untersuchungen zum Gesamtkalzium beim

Säugetier. Kalzium wird als Gesamtkalzium gemessen, es kommt im Serum zu 55 % als ionisiertes, zu 40 % an Protein und zu 5 % an organische Säuren gebunden

vor. Die Konzentration des ionisierten Kalziums ist vom pH-Wert des Blutes abhängig, sie steigt bei sinkendem pH-Wert.

STEIN (1996) gibt für Testudo kleinmanni, Testudo hermanni und Testudo radiata einen Mittelwert von 12,20 mg/dl (3 mmol/L) Gesamtkalzium an. DONHAUSER

(1997) misst Extremwerte für Kalzium, die bei 0,55 mg/dl (0,13 mmol/L) und 45,70 mg/dl (11,43 mmol/L) liegen. Der Mittelwert befindet sich bei 8,69 mg/dl (2,17 mmol/L) (Tab 14). ERLER (2003) gibt für Europäische Landschildkröten eine

mittlere Kalziumkonzentration von 3,3 mmol/L an (Tab 14). WILKINSON (2004) beschreibt bei weiblichen mediterranen Landschildkröten eine saisonabhängige Hyperkalzämie, der höchste Wert liegt bei 11,4 mmol/L. Typische Werte bei weiblichen Patienten liegen zwischen 4 - 6,5 mmol/L. Bei männlichen Landschildkröten liegt der höchst gemessene Wert bei 3,1 mmol/L, bei den männlichen Jungtieren bei 3,6 mmol/L. KÖLLE (2005) empfiehlt für Landschildkröten einen Referenzbereich von 2,5 - 3,6 mmol/L Kalzium. WEINZIERL (2005) ermittelt für Testudo hermanni einen Gesamtkalziummittelwert von 10,61 mg/dL (2,6 mmol/L) und für Testudo marginata von 12,89 mg/dl (3,2 mmol/L) (Tab 14). Nach Erfahrung des Autors CAMPBELL (2006) liegen die Normwerte für Gesamtkalzium bei den Reptilien zwischen 8 - 11 mg/dl (2 - 2,75 mmol/L).

DONHAUSER (1997) und ERLER (2003) weisen eine speziesbedingte Abhängigkeit nach, auch CAMPBELL (2006) weist bei einigen Landschildkrötenarten einen niedrigeren Kalziumwert, kleiner als 8 mg/dl (2 mmol/L), nach als bei anderen.

Eine geschlechtsbedingte Abhängigkeit des Gesamtkalziumwertes weisen DONHAUSER (1997), ERLER (2003), MCARTHUR und WILKINSON (2004) und

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CAMPBELL (2006) nach; ebenso stellen DONHAUSER (1997) und ERLER (2003) eine Saisonalität fest. Im Gegensatz dazu kann WEINZIERL (2005) weder eine geschlechtsbedingte, noch saisonale Abhängigkeit nachweisen.

Bei einer Kalziumüberversorgung kombiniert mit einem Vitamin-D3-Mangel wird überschüssiges Kalzium in Form einer unlöslichen Phosphorverbindung (Kalziumtripelphosphat) wieder ausgeschieden, diese kann der Körper aus dem Darm nicht aufnehmen. Bei einer Kalziumüberversorgung mit Vitamin-D3-Überschuß ist die Folge ein massiver Einbau von Kalzium in Organe, Gefäße und Knochen.

Kalziumhaltige Einzelfuttermittel sind besonders die Sepiaschale mit 41 %, die Eierschale (kohlensaurer Futterkalk/ Kalziumcarbonat) mit 36 %, das Kalziumlaktat mit 12 % und das Kalziumglukonat mit 8,5 % (DENNERT 2004).

DENNIS et al. (2001) beschreiben bei Reptilien ein Absinken des ionisierten Kalziums bei einer Alkalose und ein Ansteigen des selbigen bei einer Azidose.