Untersuchungen zur Menge des intestinalen Mukus und seines
Mannosegehaltes sowie zur in vitro-Adhäsion von Salmonella Typhimurium an der Mukosa von Ileum und Zäkum junger Schweine
unter dem Einfluss der Futterstruktur
INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Anna Ulrike Callies
geb. Heymer Wickede
Hannover 2012
Jun.-Prof. Dr. A. Beineke Institut für Pathologie
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. J. Kamphues
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. K.-H. Waldmann
Tag der mündlichen Prüfung: 25. Mai 2012
Diese Arbeit wurde durch die Graduiertenförderung der Konrad-Adenauer-Stiftung e.V. gefördert.
Meiner Familie
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Teile der vorliegenden Dissertation wurden bereits auf folgenden Tagungen präsentiert oder in wissenschaftlichen Journalen veröffentlicht:
15th Meeting of the European Society of Veterinary and Comparative Nutrition 14. - 16. September 2011, Zaragoza, Spanien
CALLIES, A., S. J. SANDER, A. BEINEKE, J. VERSPOHL u. J. KAMPHUES (2011):
Influence of feed particle size and compaction on mucin characteristics and in vitro adhesion of Salmonella Typhimurium to the caecal mucosa in pigs.
Congress Proceedings, Seite 154
66. Tagung der Gesellschaft für Ernährungsphysiologie 20. - 22. März 2012, Göttingen
CALLIES, A., S. J. SANDER, J. VERSPOHL, A. BEINEKE u. J. KAMPHUES (2012):
Do grinding intensity and physical form of diets have an influence on in vitro adhesion of Salmonella Typhimurium and on the occurrence of mannose residues in the mucus as receptors for salmonellae in the porcine ileum and caecum?
Proceedings of the Society of Nutrition Physiology 21, Seite 162
Warenzeichen
°C Grad Celsius
µm Mikrometer
AB Alcianblau
Ak Antikörper
BHZP Bundeshybridzucht- programm
BPLS Brilliantgrün-Phenolrot- Laktose-Saccharose-Agar bzw. beziehungsweise
ca. circa
d Tag
d.h. das heißt
dMEAN discrete mean particle size (diskrete mittlere
Partikelgröße) et al. et alii (und andere) etc. et cetera
ETEC enterotoxische Escherichia coli
Fa. Firma
FBS fetal bovine serum (fetales Kälberserum)
ff. fortfolgende Fuc L-Fucose Gal D-Galactose
GalNAc N-Acetyl-D-Galactosamin ggf. gegebenenfalls
GIT Gastrointestinaltrakt GlcNAc N-Acetyl-D-Glucosamin GNA-b biotinyliertes Galanthus
nivalis Agglutinin
h Stunde(n)
Hrsg. Herausgeber i.c. intracardial i.m. intramuskulär
KbE Kolonie bildende Einheit kDa Kilodalton
KM Körpermasse
lg (= log10) dekadischer Logarithmus
n Anzahl
n.s. nicht statistisch signifikant n.u. nicht untersucht
NfE N-freie Extraktstoffe NSP Nicht-Stärke-
Polysaccharide OD optische Dichte o.g. oben genannten p Wahrscheinlichkeit
PAS periodic acid-Schiff reaction (Perjodsäure-Schiff-
Reaktion)
PBS phosphate buffered saline (Phosphat-gepufferte Kochsalzlösung)
Ra Rohasche
Rfa Rohfaser
Rfe Rohfett
Rp Rohprotein
RV Rappaport-Vassiliadis- Medium
s Sekunde
S. Seite
SE standard error
SEM standard error of the mean s.o. siehe oben
sog. so genannt
SPI Salmonella pathogenicity island
sp./spp. Spezies (singular/plural) ssp. Subspezies
s.u. siehe unten
TBG Tetrathionat-Brilliantgrün- Galle
trade mark (unregistrierte Warenmarke)
TS Trockensubstanz
uS ursprüngliche Substanz vs. versus (gegen)
z.T. zum Teil
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung... 11
2 Schrifttum ... 13
2.1 Die „Struktur“ im Schweinefutter... 13
2.2 Anatomie des Schweinedarms ... 15
2.3 Histologie der Darmschleimhaut ... 17
2.3.1 Dünndarm ... 18
2.3.2 Dickdarm ... 20
2.3.3 Die Becherzelle ... 21
2.4 Verdauungsphysiologie ... 22
2.4.1 Dünndarm ... 22
2.4.2 Dickdarm ... 26
2.5 Die epitheliale Mukusschicht ... 28
2.5.1 Genetische Grundlage ... 29
2.5.2 Aufbau der Muzine ... 30
2.5.3 Sekretion der Muzine ... 34
2.5.4 Abbau der Muzine ... 39
2.5.5 Interaktionen von Muzinen und Mikroorganismen... 41
2.5.6 Histologie und Histochemie der Mukusschicht ... 44
2.6 Salmonellen und ihre Bedeutung in der Schweinehaltung ... 47
2.6.1 Taxonomie ... 48
2.6.2 Pathogenität und Virulenz ... 48
2.6.3 Epidemiologie... 51
2.6.4 Kontroll- und Bekämpfungsprogramme... 52
3 Material und Methoden... 66
3.1 Versuchsplan ... 66
3.2 Tiere ... 66
3.3 Haltung... 67
3.4 Futter und Fütterung... 67
3.5 Futtermitteluntersuchungen... 69
3.5.1 Rohnährstoffe... 69
3.5.2 Stärke... 71
3.5.3 Zucker ... 71
3.5.4 Mengen- und Spurenelemente... 71
3.5.5 Umsetzbare Energie ... 73
3.6 Analyse der Futterstruktur ... 73
3.7 Erprobung der Methoden im Vorversuch... 74
3.8 Untersuchungen während der Versuchsphase (Hauptversuch) ... 78
3.8.1 Körpermassenzunahme ... 78
3.8.2 Tägliche Futteraufnahme ... 78
3.8.3 Futteraufwand ... 78
3.8.4 Kotparameter ... 78
3.8.5 Kulturelle Untersuchung auf Salmonellen ... 79
3.9 Vorbereitungen zur Probenentnahme ... 80
3.10 Probenentnahme... 81
3.11 Mikrobiologische Untersuchungen ... 82
3.11.1 Herstellung der Infektionsbouillon ... 82
3.11.2 in vitro-Adhäsionsversuch ... 83
3.12 Histologische Untersuchungen... 86
3.12.1 Präparation der Gewebeproben ... 86
3.12.2 Kombinierte Alcianblau pH 2,5/PAS-Färbung (AB/PAS) ... 86
3.12.3 Lektinfärbung ... 87
3.12.4 Auswertung der Färbungen... 87
3.13 Anzahl der ausgewerteten Tiere je Parameter ... 89
3.14 Statistische Aufbereitung der Daten ... 90
4 Ergebnisse ... 92
4.1 Ergebnisse des Vorversuches... 92
4.1.1 Laxanz ... 93
4.1.2 Probenentnahme... 93
4.1.3 Fixierung ... 94
4.2 Futtermittel ... 94
4.2.1 Chemische Zusammensetzung der Mischfutter ... 94
4.2.2 Siebanalysen... 95
4.3 Zootechnische Daten ... 96
4.3.1 Körpermassenentwicklung ... 97
4.3.2 Futteraufnahme... 98
4.3.3 Futteraufwand ... 98
4.4 Kotparameter ... 99
4.4.1 Kotqualität ... 99
4.4.2 Trockensubstanzgehalt ... 100
4.5.1 Zäkum ... 102
4.5.2 Ileum ... 102
4.6 Histologische Parameter ... 103
4.6.1 Mukusschichtdicke ... 105
4.6.2 Kryptenbreite... 106
4.6.3 Mannose-positiv gefärbter Mukus ... 107
4.6.4 Mannose-positiv gefärbter Bürstensaum... 111
5 Diskussion ... 112
5.1 Kritik der Methode ... 112
5.1.1 Tiere und Haltungsbedingungen ... 112
5.1.2 Versuchsfutter und Fütterung... 114
5.1.3 Untersuchungsmethoden ... 116
5.2 Einfluss der Futterstruktur auf zootechnische Leistungen ... 125
5.3 Einfluss der Futterstruktur auf verschiedene Kotparameter ... 127
5.4 Einfluss der Futterstruktur auf die in vitro-Adhäsion von S. Typhimurium 130 5.5 Einfluss der Futterstruktur auf die intestinale Mukusmenge ... 135
5.6 Schlussfolgerungen und Ausblick... 141
6 Zusammenfassung ... 143
7 Summary ... 147
8 Literaturverzeichnis ... 150
9 Anhang ... 184
1 Einleitung
Der Einfluss unterschiedlicher Fütterungskonzepte einschließlich der Parameter Vermahlungsgrad und Konfektionierung („Futterstruktur“) auf gastrointestinale Prozesse bei jungen Schweinen stehen seit etwa 40 Jahren im Fokus verschiedener experimenteller Studien (siehe z.B. MAXWELL et al. 1970; KAMPHUES 1988). Die Futterstruktur als „Instrument“ diätetischer Maßnahmen, z.B. bei einem gehäuften Auftreten von Magengeschwüren oder einer hohen Salmonellenprävalenz im Bestand, wird seit Jahren bearbeitet (siehe KAMPHUES et al. 2007a) und findet zunehmend auch in der Praxis Berücksichtigung.
Lange ging der Trend bei der Mischfutterproduktion in Richtung möglichst feiner Vermahlung der Futterkomponenten, um u.a. eine möglichst hohe Verdaulichkeit zu gewährleisten. Aufgrund positiver Einflüsse einer groben Futterstruktur auf den Magen-Darm-Trakt (z.B. Salmonellenhäufigkeit, Magenulzera) erfolgte jedoch ein Umdenken hinsichtlich der Vermahlungsintensität von „so fein wie möglich, so grob wie nötig“ hin zu „so grob wie möglich, nur so fein wie nötig“ (KAMPHUES et al.
2007b; BETSCHER et al. 2010b).
Bereits 1982 fanden BOTH et al. Hinweise auf einen möglichen Einfluss der Futterstruktur auf die Salmonellenprävalenz bei Sauen. Dieser Einfluss konnte auch in jüngeren Arbeiten an Mastschweinen beobachtet werden (HANSEN et al. 2001a;
VISSCHER et al. 2009). Einer Salmonelleninfektion bei Schweinen ist nicht nur eine tiergesundheitliche, sondern in weitaus größerem Umfang auch eine lebensmittelhygienische Relevanz zuzuschreiben, da lebensmittelbedingte Erkrankungen beim Menschen in der Europäischen Union hauptsächlich durch Campylobacter (200.507 bestätigte Krankheitsfälle im Jahr 2007) und Salmonella spp. (151.995 bestätigte Krankheitsfälle in 2007; EFSA 2009) hervorgerufen werden.
Diesbezüglich rangiert Schweinefleisch auf Platz 3 der häufigsten Infektionsquellen.
Somit stellt die Mischfutterstruktur ein mögliches Instrument dar, um das von Salmonellen als durch Lebensmittel übertragbare Zoonoseerreger ausgehende Risiko zu reduzieren - ein erklärtes Ziel der Europäischen Union (Verordnung (EG)
Mehrere Autoren (z.B. BRUNSGAARD 1998; HEDEMANN et al. 2005; BETSCHER et al. 2010a) untersuchten beim Schwein die Auswirkungen unterschiedlich strukturierter Alleinfutter auf die intestinalen Muzine als Teil des angeborenen Immunsystems und konnten hier beispielsweise einen Einfluss der Futterstruktur auf die Mukuskomposition (Verteilung von sauren und neutralen Muzinen) feststellen.
HEDEMANN et al. (2005) gingen einen Schritt weiter und verknüpften diese Erkenntnisse mit der in vitro-Adhäsion von Salmonella Typhimurium im Ileum. Sie schlussfolgerten, dass Veränderungen in der Muzinsekretion nach Fütterung von schrotförmigen Futtermitteln Bedingungen schaffen, welche die Bindung von Salmonellen verringern bzw. dass im Darm von Schweinen, die ein pelletiertes Futtermittel erhielten, Muzine sezerniert werden, welche die Bindung von Salmonellen begünstigen. In Verbindung mit den Untersuchungen von VIMAL et al.
(2000), die ein mannosetragendes, neutrales Muzin als Mukusrezeptor von Salmonella Typhimurium identifizieren konnten, erschien eine Beeinflussung der Rezeptordichte im Mukus durch die Futterstruktur möglich.
Das Ziel der vorliegenden Arbeit war es, diesen Sachverhalt an jungen Schweinen genauer zu untersuchen und dabei folgende Fragen zu klären:
1. Hat die Futterstruktur, charakterisiert durch Vermahlungsgrad (grob/fein) und Konfektionierung (Schrot/Pellets), eines chemisch und botanisch gleichen Alleinfutters Auswirkungen auf die sezernierte Mukusmenge (indirekt bestimmt durch Schichtdicke und Kryptenbreite) im Darmtrakt?
2. Wird der Gehalt an Mannose im intestinalen Mukus (als Rezeptor für Salmonella Typhimurium) durch die unterschiedliche Futterstruktur beeinflusst?
3. Hat die Futterstruktur einen Einfluss auf die in vitro-Adhäsion von Salmonella Typhimurium an der Mukusschicht im Ileum und Zäkum?
Somit könnten die gewonnenen Erkenntnisse eine weitere Erklärung - neben dem Einfluss des Butyratgehaltes im Chymus (GANTOIS et al. 2006; BOYEN et al.
2008b) - für die unterschiedliche Salmonellenprävalenz nach Einsatz verschieden strukturierter Alleinfutter beim Schwein liefern.
2 Schrifttum
2.1 Die „Struktur“ im Schweinefutter
Die Strukturwirksamkeit eines Futtermittels für Wiederkäuer ist mit dem Gehalt an Rohfaser (Rfa) und deren Art (Anteil der lignifizierten Rfa), der Faserlänge und -härte, der Geschwindigkeit und dem Umfang des ruminalen Abbaus sowie dem Feuchtegehalt des Futters korreliert. Entscheidend in der Wiederkäuerfütterung ist die Strukturwirksamkeit des Grundfutters, welche insbesondere anhand der Faserlänge beurteilt wird (KAMPHUES et al. 2009).
Im Gegensatz dazu kommen in der Schweinefütterung größtenteils getreidebasierte Mischfutter zum Einsatz. In diesem Fall wird die Struktur des Mischfutters anhand der Partikelgrößenverteilung charakterisiert. Diese wird zunächst einmal durch den Vermahlungsgrad der einzelnen Komponenten bestimmt, welcher u.a. durch die Art der Mühle (Hammermühle, Walzenstuhl), die Intensität der Vermahlung (Sieblochgröße, Abstand der Walzen, Rotationsgeschwindigkeit, …) sowie die Art der Komponenten in der Ration beeinflusst wird. So weist z.B. Gerste aufgrund pflanzenanatomischer Merkmale bei gleicher Einstellung der Mühle eine andere Vermahlung auf als Weizen (KAMPHUES et al. 2009). Weiterhin hat auch die Struktur von Ergänzungen (z.B. Mineralstoffe) Einfluss auf die Partikelgrößenverteilung. Durch eine anschließende Pelletierung des Mischfutters kommt es zu Nebeneffekten wie Gelatinisierung der Stärke durch Druck und Erwärmung und einer „Nachzerkleinerung“ der bereits vermahlenen Komponenten (KAMPHUES et al. 2009). Teilweise werden die Pellets anschließend einer Bröselung (also einer weiteren sekundären Zerkleinerung) unterzogen.
Die Partikelgrößenverteilung wird mittels Siebfraktionierung bestimmt, wobei schrotförmige Mischfutter in trockener Form gesiebt werden, pelletierte Futtermittel aber nass (nach Suspendierung) analysiert werden müssen. Als Orientierungswerte zur Einschätzungen der Struktur im Mischfutter für Schweine können folgende Werte herangezogen werden (KAMPHUES et al. 2009):
Tabelle 1: Orientierungswerte zur Einschätzung der Partikelgrößenverteilung im Mischfutter für Schweine (KAMPHUES et al. 2009; Angaben in Massenprozent)
Art der Siebfraktionierung
trocken „nass“
Partikelgröße [mm]
üblich fein/zu fein üblich fein/zu fein
> 1 > 15 - 20 ≤ 5 > 15 - 20 ≤ 5
< 0,2 < 20 ≥ 40 < 35 > 50
Ein zu grober Vermahlungsgrad im Mischfutter für Schweine liegt vor, wenn ca. 55 % der Masse aus Partikeln > 1 mm bestehen.
Die Partikelgrößenverteilung nach nasser Siebanalyse kann weiterhin nach FRITZ et al. (2011) in einer einzigen Kennzahl, dem dMEAN (discrete mean) zusammen- gefasst und in Millimeter ausgedrückt werden. Hierbei handelt es sich um einen gewichteten Mittelwert, in den die Maschenweite der Siebe sowie der Massenanteil der auf einem Sieb verbliebenen Partikel an der Gesamtmasse einfließen.
Grundsätzlich weist ein pelletiertes gegenüber einem schrotförmigen Mischfutter gewisse Vorteile auf: Entmischungsvorgänge werden verhindert, es liegen eine geringere Staubentwicklung sowie günstigere Fließeigenschaften im Vergleich zu schrotförmigen Futtermitteln vor (KAMPHUES et al. 2009). Für eine hohe Pelletstabilität und damit einhergehendem geringen Abrieb ist eine eher feine Vermahlung der Komponenten vorteilhaft. Diese feine Vermahlung und/oder die Pelletierung wird allerdings von negativen Effekten wie der maßgeblichen Beteiligung an der Pathogenese von Magenulzera (KIRCHGESSNER et al. 1985; GROSSE LIESNER et al. 2009) und einer erhöhten Salmonellenprävalenz in gefährdeten Betrieben (VISSCHER et al. 2009) begleitet. Die Fütterung eines groben Schrotes zeigt in beiden Fällen eine protektive Wirkung.
Generell ist es beim Schwein - im Gegensatz zum Geflügel - jedoch nicht möglich, vollständig auf eine Zerkleinerung der Getreidekomponenten zu verzichten, da aufgrund der mangelnden Kauaktivität dieser Spezies eine deutliche Einschränkung der präzäkalen Verdaulichkeit der Nährstoffe und somit auch Leistungseinbußen zu erwarten sind (LEIBETSEDER 1987).
2.2 Anatomie des Schweinedarms
Die Darmlänge beim omnivoren Schwein beträgt etwa das 15fache der Körperlänge.
An den Magenausgang, den Pylorus, schließt sich der Dünndarm an, der sich in Duodenum, Jejunum und Ileum unterteilen lässt. Bei ausgewachsenen Schweinen weist er eine Länge von 16 - 21 m auf, wobei 0,7 - 0,95 m auf das Duodenum, 14 - 19 m auf das Jejunum und 0,7 - 1,0 m auf das Ileum entfallen (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999). Jüngere Tiere weisen laut KIDDER u. MANNERS (1978) bei einer Körpermasse von ca. 18 kg eine Dünndarmlänge von ca. 16,5 m, bei 32 kg eine von etwa 18 m auf.
Das Duodenum beginnt am Pylorus rechts der Medianen im Bereich des elften Interkostalraums. Es zieht U-förmig zunächst als Pars descendens bis zur rechten Niere, in der Flexura duodeni caudalis nach links und anschließend als Pars ascendens wieder nach kranial. Die Pars ascendens ist durch die Plica duodenocolica mit dem Colon descendens verbunden, so dass diese Darmabschnitte parallel verlaufen. Auf Höhe der Arteria mesenterica cranialis geht das Duodenum im scharfen Bogen in das Jejunum über.
Etwa 2 - 5 cm vom Pylorus entfernt mündet der Ductus choledochus als Ausführungsgang der Leber auf der Papilla duodeni major, ca. 12 - 20 cm weiter distal der Ductus pancreaticus accessorius auf der Papilla duodeni minor in den Dünndarm.
Die zahlreichen Jejunumschlingen sind an der bis zu 20 cm langen Gekröseplatte aufgehängt, welche ihren Ursprung in der zusammengerafften Gekrösewurzel hat.
Sie füllen einen Großteil der rechten Bauchhöhle aus, wobei einige Schlingen im ventralen Bereich auch links der Medianen zu finden sein können (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999).
An das Jejunum schließt sich das Ileum an, welches durch die antimesenterial gelegene Plica ileocaecalis gekennzeichnet ist. Als Papilla ilealis stülpt sich sein Ende ca. 3 cm weit in das Dickdarmlumen an der Grenze von Zäkum und Kolon ein.
Diese Papilla trägt das Ostium ileale als Mündung des Dünndarms in den Dickdarm.
Beim Schwein ist die Ringmuskelschicht am Ende des Ileums doppellagig und bildet so den Musculus sphincter ilei (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999).
Abbildung 1: Schema des Schweinedarms. I Duodenum; II Jejunum; III Ileum;
IV Zäkum; V Kolon; VI Rektum (nach VOLLMERHAUS u. ROOS 1999)
Die Länge des Dickdarms beträgt beim Jungtier 3,1 (18 kg KM) bis 4,3 m (32 kg KM; KIDDER u. MANNERS 1978), beim adulten Schwein 3,5 - 6 m (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999), wovon etwa 30 - 40 cm auf das Zäkum entfallen. Dieser stumpfe, kegelförmige Blindsack hat beim ausgewachsenen Tier ein Fassungsvermögen von ca. 2 L, ist durch drei Tänien und drei Poschenreihen gekennzeichnet und über die an der ventralen Tänie ansetzende Plica ileocaecalis mit dem Ileum verbunden. Die Zäkumbasis liegt ventral der linken Niere, von wo aus der Körper, der linken Bauchwand anliegend, nach kaudoventral zieht. Die Apex caeci ist schließlich in der linken Flankengegend zu finden, bei leerem Magen kann sie jedoch auch nach rechts verlagert sein (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999).
Das in den Blinddarm hinein weisende Ostium ileale markiert die Grenze zwischen Zäkum und Kolon (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999), welche auf dieser Höhe ineinander übergehen. Das Colon ascendens windet sich zu einer bienenkorbförmigen Spirale, der Ansa spiralis coli. Sie ist durch das in der Achse des Kegels befindliche Mesocolon an der Gekrösewurzel aufgehängt. Zunächst verlaufen
I VI
V IV III
II
V
die Gyri centripetales in 2,5 - 4,5 Windungen auf die Spitze des Kegels zu, ab der Flexura centralis erfolgt der weitere Verlauf in etwas steileren Gyri centrifugales im Inneren des Kegels. An der Basis angekommen, unterkreuzt das Colon ascendens die Pars ascendens duodeni und geht rechts an der Gekrösewurzel in das Colon transversum über. Während die Basis des Kolonkegels durch breitflächige Verklebungen fixiert ist, ist die Spitze - je nach Raumangebot - beweglich. Die Gyri centripetales besitzen zwei Tänien und zwei Poschenreihen, die sich aber am Anfangsabschnitt der Gyri centrifugales wieder verlieren (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999).
Das kurze Colon transversum zieht kranial der Gekrösewurzel von rechts nach links und geht dort ins Colon descendens über. Dieses verläuft nahe der Medianen und an einem kurzen Gekröse befestigt geradlinig Richtung Becken. Dort schließt sich das im Fettgewebe eingebettete Rektum an, das sich zur Ampulla recti erweitert und letztlich in den After mündet (VOLLMERHAUS u. ROOS 1999).
2.3 Histologie der Darmschleimhaut
Der allgemeine Wandbau des Darms setzt sich - von innen nach außen gesehen - aus folgenden Schichten zusammen: die Schleimhautschicht (Tunica mucosa) mit dem Epithel, der Lamina propria mucosae und der Lamina muscularis mucosae; die Tela submucosa; die Muskelschicht (Tunica muscularis) mit dem Stratum circulare und dem Stratum longitudinale; sowie die Tunica adventitia, die - außer am Rektum - in Form von Tela subserosa und Tunica serosa vorliegt (LIEBICH 2010). Darüber hinaus weisen die unterschiedlichen Darmabschnitte Besonderheiten auf, die im Folgenden genannt sind.
Lieberkühnsche Krypte
Zotte
Lamina propria Brunnersche Drüsen Tela submucosa
Lamina muscularis mucosae
epitheliale Mukusschicht
Stratum circulare
Stratum longitudinale
Tunica serosa Tunica
muscularis
Epithel
Abbildung 2: Schematische Darstellung des Aufbaus der Darmwand (Duodenum;
modifiziert nach BAUMHOER et al. 2000) 2.3.1 Dünndarm
Aufgrund der vielfältigen Aufgaben der Dünndarmschleimhaut (siehe Kapitel 2.4) ist eine Oberflächenvergrößerung im Darmrohr notwendig. Diese wird zunächst durch makroskopisch sichtbare Falten (Plicae circulares) erreicht, die quer zur Längsachse stehen und nach kaudal niedriger werden. Weiterhin ist die gesamte Schleimhaut des Dünndarms mit Dünndarmzotten (Villi intestinales) ausgestattet, welche eine Länge von ca. 0,5 - 1 mm aufweisen und in einer Dichte von 20 - 40 Zotten/mm2 auftreten. Im Jejunum sind diese Zotten am höchsten.
Schließlich erfolgt die entscheidende Oberflächenvergrößerung durch den Mikrovillibesatz (Bürstensaum) der Epithelzellen. Die Mikrovilli sind etwa 1 - 1,5 µm hoch, haben einen Durchmesser von ca.
0,1 µm und treten in einer Dichte von bis zu 200 Millionen/mm2 Epitheloberfläche auf (LIEBICH 2010).
Abbildung 3: Elektronenmikroskopische Aufnahme der Mikrovilli (JUNQUEIRA u. CARNEIRO 1996)
Das einschichtige, hochprismatische Epithel des Dünndarms wird von den Enterozyten und den Becherzellen gebildet; darüber hinaus kommen dort weitere Zelltypen wie enteroendokrine Zellen und verschiedene Zellen der Immunabwehr (z.B. intraepitheliale Lymphozyten, M-Zellen [Microfold-Zellen], …) vor. Die Enterozyten sind untereinander apikal durch Zonulae occludentes und Haftkomplexe verbunden, so dass ein Austreten von Interzellularflüssigkeit verhindert wird (LIEBICH 2010). Der interzelluläre Stoffaustausch wird über Nexus und seitliche fingerförmige Ausstülpungen gewährleistet.
Neben den Epithelausstülpungen in Form der Villi intestinales treten auch Einstülpungen in die Lamina propria mucosae in Form von Krypten (Lieberkühnsche Krypten, Glandulae intestinales) auf (LIEBICH 2010). Im Gegensatz zu anderen Haussäugetieren sind diese beim Schwein dreidimensional verzweigt (WIESE et al.
2003). Die am Grund der Krypten liegenden Epithelzellen teilen sich ständig, so dass die Tochterzellen Richtung Zottenspitze geschoben werden und dort abgeschilferte Zellen ersetzen. Beim adulten Tier beträgt die Lebensdauer einer Deckepithelzelle 2 - 5 Tage, beim Neugeborenen allerdings 10 - 14 Tage, was - durch die Begünstigung der intraepithelialen Vermehrung von Pathogenen - einer der Gründe für die besondere Neigung zu Durchfallerkrankungen in dieser Altersgruppe ist (LIEBICH 2010).
Das lockere Bindegewebe der Lamina propria mucosae bildet das Grundgerüst der Zotten und umgibt die Lieberkühnschen Krypten. Es enthält Blut- und Lymphgefäße, vegetative Nervenfasern sowie lymphoretikuläres Gewebe. Die Lamina propria wird ferner von glatten Muskelzellen durchbrochen, die in die Zotten hineinziehen und eine Abspaltung aus der Lamina muscularis mucosae sind. Zusammen mit Myofibroblasten bilden sie die sog. Zottenpumpe, welche den Abtransport der Lymphe aus den Zotten erleichtert (LIEBICH 2010).
Die Tela submucosa ist ein lockeres, kollagenfaserreiches Gewebe und enthält Blut- und Lymphgefäße, den Plexus nervorum submucosus (Meißner-Plexus), Fettgewebe sowie Einzellymphknötchen und Peyersche Platten als immunologische
Drüsen) ausgebildet. Beim Schwein finden sich diese Drüsen auf einer Länge von 3 - 5 m (LIEBICH 2010). Im Ileum kommen in der Tela submucosa typischerweise Peyersche Platten vor, die sich oft auch in die Tunica mucosa vorschieben, sich ins Darmlumen vorwölben und die Zotten teilweise verdrängen. In diesem follikelassoziierten Epithel (FAE) liegen zwischen den Enterozyten sog. M-Zellen, die dazu dienen, Antigene aus dem Darmlumen transepithelial in die lokalen immunologischen Einrichtungen zu transportieren und für antigenpräsentierende Zellen zugänglich zu machen (SCHÜTT u. BRÖKER 2009; LIEBICH 2010).
2.3.2 Dickdarm
Die Tunica mucosa des Dickdarms besitzt im Gegensatz zum Dünndarm keine Zotten. Die Lieberkühnschen Krypten als Einstülpungen in die Lamina propria mucosae sind hier gestreckt und unverzweigt. Zudem wölben Falten der Tela submucosa die Oberfläche in Längsrichtung vor. Die Enterozyten des ebenfalls hochprismatischen, einschichtigen Epithels tragen Mikrovilli, die die Zelloberfläche deutlich vergrößern. Auffällig ist die große Anzahl an Becherzellen in den Lieberkühnschen Krypten (LIEBICH 2010).
Krypte Epithel mit vielen
Becherzellen
Lamina propria Lamina muscularis mucosae
Abbildung 4: Wandbau des Dickdarms. (A) Schema nach BAUMHOER et al. (2000).
(B) Eigene Aufnahme; Zäkum, AB/PAS, 40x.
B A
Mukus
In der Tela submucosa des Dickdarms sind neben Nerven, Gefäßen und Fettgewebe vereinzelt Einzellymphknötchen und Lymphaggregate zu finden.
Das Stratum circulare der Tunica muscularis stellt auch im Dickdarm eine durchgehende Schicht dar, wohingegen das Stratum longitudinale im Zäkum und Colon ascendens zu Tänien zusammengerafft ist. Diese makroskopisch sichtbaren Bandstreifen sind durch elastische Fasern verstärkt.
Zäkum und Kolon werden außen von einer Tela subserosa und anschließenden Tunica serosa überzogen, das Rektum von einer bindegewebigen Tunica adventitia (LIEBICH 2010).
2.3.3 Die Becherzelle
Becherzellen sind monozelluläre Drüsen, die im Darm zusammen mit den Enterozyten das Epithel bilden. Sie differenzieren sich aus Stammzellen an der Kryptenbasis und unterliegen während ihrer Wanderung entlang der Krypt-Villus- Achse bzw. entlang der Krypte einer Reifung, die unter anderem mit einer Veränderung der Zellform einhergeht (RADWAN et al. 1990). Ihre Zahl nimmt von oral nach aboral zu, so dass sie im Dickdarm einen Großteil der Kryptenoberfläche einnehmen. In einem merokrinen Sekretionsmodus sezernieren sie den glykolipid- und vor allem glykoproteinreichen Mukus, der eine durchgängige Schicht auf dem Epithel bildet und dieses dadurch schützt (siehe Kapitel 2.5).
Die reife Becherzelle sitzt mit einer schmalen Basis der Basalmembran auf; daran schließt der charakteristische kelchförmige apikale Bereich der Zelle an (LIEBICH 2010). Hier sind die membranumhüllten Sekretgranula zu finden, die durch eine spezifische Anordnung von Intermediärfilamenten und Mikrotubuli, welche auch als Theca bezeichnet wird, von der lateralen Membran und den übrigen Organellen abgetrennt werden (SPECIAN u. NEUTRA 1984; NEUTRA u. FORSTNER 1987).
Die Lebensdauer einer Becherzelle beträgt laut NEUTRA u. FORSTNER (1987) vier Tage bis einige Wochen.
2.4 Verdauungsphysiologie 2.4.1 Dünndarm
Nachdem die gekaute und mit Speichel durchsetzte Nahrung im Magen mit Pepsin, gastralen Lipasen und Salzsäure versetzt wurde, gelangt sie mittels propulsiver Peristaltik durch den Pylorus ins Duodenum. Dieses wird innerhalb weniger Sekunden durchlaufen, was eine schnelle Füllung des Jejunums zur Folge hat (NEIMEIER 1939).
Im Dünndarm wird der Chymus durch stationäre und wandernde Kontraktionsbewegungen durchmischt und durch peristaltische Wellen weiter aboral transportiert. Im Ileum von Schweinen treten regelmäßig Riesenkontraktionen auf, welche den Chymustransport in den Dickdarm bewirken und eine Geschwindigkeit von bis zu 3,9 cm/s erreichen. So gelangen schon 1,5 - 2 h nach Futteraufnahme unverdauliche Bestandteile ins Ileum und dann in den Dickdarm. Der größte Chymusfluss aus dem Magen in den Dünndarm tritt jedoch erst 5 - 6 h nach der Fütterung ein (EHRLEIN 2005). Die mittlere Verweilzeit der Futterpartikel im Dünndarm beträgt ca. 4 h (WILFART et al. 2007). Daraus ergibt sich, dass 6 - 10 h nach der Futteraufnahme die gesamte Mahlzeit das Jejunum passiert hat (NEIMEIER 1939).
Typisch für die interdigestive Motorik des Dünndarms ist der wandernde motorische Komplex (migrating motor complex), welcher Chymusreste ebenso wie Mukus und darin enthaltene Bakterien weitertransportiert und so einer bakteriellen Überwucherung entgegen wirkt (EHRLEIN 2005; DE LISLE et al. 2007).
Um die Schleimhaut des Duodenums vor dem sauren Chymus aus dem Magen zu schützen, wird Bikarbonat vom Duodenalepithel, dem Pankreas sowie den Brunnerschen Drüsen in das Duodenum sezerniert. Letztere bilden zusätzlich Mukus (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005). Die Sekretion wird durch den niedrigen pH-Wert im Duodenum, durch lokal produziertes Prostaglandin E (PGE) sowie über den Parasympathikus angeregt, der Sympathikus hingegen hemmt die Sekretion. Aus den Sekretgranula der Becherzellen wird via Exozytose Mukus freigesetzt, welcher an der Epitheloberfläche eine durchgängige Schleimschicht bildet (siehe Kapitel 2.5).
Acetylcholin und PGE werden auf mechanische und/oder chemische Reize im Darmlumen hin freigesetzt und stimulieren die Becherzellen zur forcierten Freisetzung von Muzinen (siehe Kapitel 2.5.3). In den Lieberkühnschen Krypten werden schließlich aktiv Chlorid-Ionen sezerniert, denen passiv Natrium- und Kalium- Ionen (Elektroneutralität) sowie Wasser (Osmose) folgen. Hierdurch kommt es zu einer Verflüssigung des Chymus, so dass die Sekretion besonders im Zusammenhang mit der Nahrungsaufnahme erfolgt.
Die Verdauung der mit dem Futter aufgenommenen Stärke beginnt beim Schwein durch die im Speichel vorhandenen Amylasen bereits im vorderen Verdauungstrakt (BREVES 2005). Im Dünndarm wird dieser Vorgang durch die vom Pankreas sezernierten Amylasen fortgeführt. Diese Enzyme spalten die α1-4-glykosidischen Bindungen der Stärke, so dass Maltose, Maltotriose und α-Dextrine als Bruchstücke entstehen (KIDDER u. MANNERS 1978). Die Di- und Oligosaccharidasen des Dünndarmepithels spalten diese Bruchstücke sowie Saccharose und Laktose in Monosaccharide. Weitere Kohlenhydrate wie Zellulosen, Hemizellulosen und Pektine, welche β1-4-glykosidische Bindungen enthalten, werden hingegen erst mikrobiell im Dickdarm aufgeschlossen. Der Hauptort der Stärkeverdauung ist das proximale Drittel des Dünndarms und läuft hier beim Schwein besonders effektiv ab.
Die so entstandenen Monosaccharide werden über die Bürstensaummembran resorbiert und durch die basolaterale Membran der Enterozyten ins Kapillarblut abgegeben (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Die Proteinverdauung läuft ebenfalls größtenteils im Dünndarm ab, beginnt jedoch schon im Magen durch das vorherrschende saure Milieu (Denaturierung) und Pepsin (Proteolyse), welches als Pepsinogen von den Hauptzellen sezerniert wird (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005). Die Aufspaltung der Proteine in kurzkettige Peptide und Aminosäuren im Dünndarm erfolgt im Wesentlichen durch vom Pankreas sezernierte Endo- und Exopeptidasen. An diesem Prozess sind auch Peptidasen der Bürstensaummembran beteiligt. Anschließend erfolgt die Resorption über die Bürstensaummembran.
Die Endopeptidasen des Pankreas werden als Proenzyme ins Duodenum abgegeben und dort durch die in der Bürstensaummembran lokalisierte Enteropeptidase ebenso wie durch Trypsin in ihre aktiven Formen überführt.
Abgesehen von mit der Nahrung aufgenommenem Protein werden auch die sog.
endogenen Proteine im GIT verdaut. Dazu zählen Enzyme, Muzine und Proteine aus abgeschilferten Epithelzellen. Die Muzine und Enzyme werden dabei hauptsächlich in Ileum und Dickdarm durch mikrobielle Peptidasen aufgespaltet, das übrige endogene Protein wird bereits im Dünndarm verdaut (HOSKINS 1984; CORFIELD et al. 2001; SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Mit dem Futter werden weiterhin Nukleoproteine und freie Nukleinsäuren aufgenommen. Auch diese werden im Dünndarm abgebaut. Dazu trennen die o.g.
Peptidasen den Proteinanteil ab; die im Pankreassekret enthaltenen Endonukleasen sowie bürstensaumständige Enzyme spalten die Nukleinsäuren weiter in Nukleoside, Purin- und Pyrimidinbasen (Resorption durch Na+-abhängigen Carrier), Pentosen und Ribose-1-Phosphat (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005). Der Proteinanteil unterliegt der oben beschriebenen Eiweißverdauung.
Die häufigsten Lipide im Futter sind Triazylglyzerine, gefolgt von Phospholipiden (hauptsächlich Lezithin) und Cholesterin bzw. Cholesterinestern.
Die Triazylglyzerine werden durch gastrale und pankreatische Lipasen zu Monoazylglyzerinen und Fettsäuren hydrolysiert. Für diese Reaktionen wird Colipase benötigt, die als Platzhalter für die Lipasen an der Oberfläche der Triazylglyzerintröpfchen dient. Im Beisein von Gallensäuren und Lezithin arbeiten die Lipasen effektiver, da durch die Emulgierung der wasserunlöslichen Triazylglyzerine die Angriffsfläche vergrößert wird (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Monoazylglyzerine und Fettsäuren bilden mit den konjugierten Gallensäuren sog.
gemischte Mizellen im wässrigen Dünndarmmilieu, was Voraussetzung für die Resorption dieser Spaltprodukte ist. Diese erfolgt mittels Diffusion durch die Bürstensaummembran, die Gallensäuren hingegen werden erst im Ileum durch aktiven Transport resorbiert. Die absorbierten Monoazylglyzerine und (langkettigen) Fettsäuren werden in den Epithelzellen wieder zu Triazylglyzerinen zusammengesetzt und mit Apolipoproteinmolekülen umgeben. Die so entstandenen
Chylomikronen werden via Exozytose aus den Zellen ins Interstitium geschleust, von wo aus sie in die Lymphkapillaren gelangen. Dementgegen werden kurz- und mittelkettige Fettsäuren in den Epithelzellen des Dünndarms kaum in Triazylglyzerine eingebaut, sondern diffundieren über die basolaterale Membran in die Blutkapillaren (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Lezithin gelangt mit der Nahrung oder mit der Galle in den Dünndarm. Durch Abspaltung einer Fettsäure entsteht daraus Lysophosphatid, welches in die Epithelzellen diffundiert und wieder zu Lezithin umgebaut wird. Dieses ist am Aufbau der Lipoproteinhülle der Chylomikronen beteiligt und gelangt mit diesen in die Lymphkapillaren.
Cholesterin stammt ebenfalls aus dem Futter oder der Galle. Das im Futter befindliche Cholesterin liegt z.T. als Cholesterinester vor. Dieses wird durch die pankreatische Cholinesterase gespalten. Über erleichterte Diffusion dringt das Cholesterin in die Epithelzellen ein, wird dort wieder mit Fettsäuren verestert und in die Chylomikronen eingebaut (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Im Dünndarm werden weiterhin Mineralstoffe und Spurenelemente resorbiert.
Dabei erfolgt aus osmotischen Gründen ebenfalls eine umfangreiche Resorption von Wasser, die beim Schwein etwa 10 L/d beträgt und insbesondere von der Na+- und Cl--Resorption abhängig ist (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
Die im Dünndarm vorkommenden Mikroorganismen liegen in Duodenum und Jejunum in einer Konzentration von ca. 106 - 107 Keimen/g Chymus, im Ileum schon von 109 Keimen/g Chymus vor, d.h. die Keimzahl nimmt nach aboral zu. Es handelt sich hauptsächlich um anaerobe und einige wenige fakultativ aerobe Bakterien. Die stärkere Besiedlung des Ileums ist auch an der Konzentration der bakteriellen Fermentationsprodukte erkenntlich. Kurzkettige Fettsäuren können im Ileum des Schweins schon bis zu 50 mmol/L erreichen, Milchsäure bis zu 20 mmol/L (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005) bzw. rund 30 mmol/kg Chymus (uS; BETSCHER 2010). Für die Nährstoffverdauung im Dünndarm spielt die bakterielle Fermentation aber in der Regel nicht die entscheidende Rolle (SCHARRER u. WOLFFRAM 2005).
2.4.2 Dickdarm
Im Dickdarm muss der Chymus gut durchmischt werden, damit die Hauptfunktionen (Gärkammer und Kotbildung) dieses Darmabschnittes aufrecht erhalten werden können. Erreicht wird die Durchmischung durch verschiedene Kontraktionstypen:
Peristaltische und antiperistaltische Wellen, aboral wandernde Segmentationskontraktionen und Poschenbewegungen. Ein besonders kräftiger Chymustransport wird durch aboral laufende Riesenkontraktionen hervorgerufen (EHRLEIN 2005).
Die Frischmasse des Dickdarminhaltes beträgt beim Schwein bis zu 5 % der KM und liegt damit deutlich über dem Wert von z.B. Fleischfressern (ca. 1 %). Die Passagerate des Chymus in den Dickdarm ergibt einen Wert von 4 - 6 L/d und hängt von der Art und Menge des Futters ab (BREVES u. DIENER 2005). Die mittlere Verweilzeit des Chymus im Dickdarm beträgt laut WILFART et al. (2007) bei Schweinen 35 Stunden und nimmt mit steigendem Fasergehalt des Futtermittels ab.
Als Hauptort der mikrobiellen Besiedlung herrscht im Dickdarm eine Bakterienkonzentration von 1010 - 1012 KbE/g Digesta. Häufig vorkommende Gattungen sind z.B. Bacteroides, Fusobacterium, Streptococcus, aber auch coliforme Keime wie Escherichia coli sowie Clostridien und Laktobazillen stellen einen Teil der autochthonen Flora dar, wobei jedoch die strikt anaeroben Bacteroides überwiegen (AMTSBERG 1984). Als Substrat für die anaerobe Fermentation dienen der Dickdarmflora präzäkal unverdaute Stärke, Nicht-Stärke-Polysaccharide (NSP; z.B.
β-Glucane und Pentosane; KAMPHUES et al. 2009) und Zellwandbestandteile pflanzlicher Futtermittel. Dazu gehören die Zellulosen sowie Hemizellulosen, Inulin und Pektine. Substrate endogenen Ursprungs sind Muzine (Glykoproteine) sowie Kohlenhydrate aus Zellabschilferungen. Als Fermentationsprodukte entstehen vor allem die kurzkettigen Fettsäuren Acetat (ca. 65 %), Propionat (ca. 25 %) und Butyrat (ca. 10 %), die in einer Gesamtkonzentration von etwa 100 mmol/L Zäkum- bzw. Koloninhalt vorliegen (BREVES und DIENER 2005). BETSCHER (2010) konnte Werte von rund 170 mmol/kg Zäkum- bzw. Kolonchymus messen. Das Fermentationsmuster unterliegt dabei in gewissem Umfang der Rationsgestaltung;
z.B. führt ein hoher Anteil an (resistenter) Stärke in der Ration zu einem höheren Propionat- (BREVES und DIENER 2005) und Butyratgehalt (GOODLAD u.
MATHERS 1988). Bei der Fermentation von Zellulose (Rfa) und Pektin hingegen entsteht mehr Acetat als Endprodukt (GOODLAD u. MATHERS 1988).
Aufgrund des im Dickdarm vorherrschenden neutralen bis leicht sauren pH-Wertes liegen die kurzkettigen Fettsäuren zu etwa 99 % in der dissoziierten Form (d.h. als Salz) und nur zu 1 % undissoziiert als freie Säure vor (BREVES und DIENER 2005).
95 - 99 % der durch bakterielle Fermentation im Kolon produzierten kurzkettigen Fettsäuren werden innerhalb kürzester Zeit per diffusionem durch die Zellmembran (nur in undissoziierter Form) oder auch aktiv von der Zelle aufgenommen (SCHEPPACH 1994). Hierzu steht in der Bürstensaummembran des Dickdarmepithels ein spezieller Transportmechanismus in Form eines Anionenaustauschers (Bikarbonat) zur Verfügung (BREVES u. DIENER 2005).
Butyrat ist ferner die bevorzugte Energiequelle der Kolonozyten (CLAUSEN u.
MORTENSEN 1995), welche selbst in Hungerphasen nur in sehr geringem Umfang über das Blut ernährt werden (SCHEPPACH 1994). Die im Dickdarm fermentierten Kohlenhydrate weisen beim Schwein eine um rund 15 % geringere energetische Effizienz auf als die präzäkal abgebauten und resorbierten Kohlenhydrate (GfE 2006).
Neben der Resorption der kurzkettigen Fettsäuren werden im Dickdarm auch Elektrolyte und Wasser aufgenommen, Kohlenhydrate oder Aminosäuren hingegen können nicht mehr resorbiert werden. Auch mikrobiell synthetisierte Vitamine (B-Vitamine, Vitamin K) können nur bei Spezies mit Zäkotrophie oder Koprophagie (BREVES u. DIENER 2005) sowie beim Pferd (STILLIONS et al. 1971) ausreichend resorbiert und somit genutzt werden.
Die Wasserresorption im Dickdarm ist entscheidend an die Na+-Aufnahme gekoppelt und erfolgt aus osmotischen Gründen trans- und parazellulär. Weiterhin kann im Dickdarm Cl- über Cl-/Bikarbonat-Austauscher resorbiert werden (BREVES u.
DIENER 2005).
Zusätzlich zur Resorption organischer und anorganischer Ionen sezerniert das
beobachtet man vor allem eine Cl--Sekretion, die z.B. durch die Dehnung der Darmwand ausgelöst wird. Ebenso tritt eine Bikarbonatsekretion des Epithels auf. Je nach Lage des Kaliumhaushaltes im Gesamtorganismus können Kaliumionen im Dickdarm entweder resorbiert oder sezerniert werden (BREVES u. DIENER 2005).
2.5 Die epitheliale Mukusschicht
Das Epithel des Gastrointestinaltrakts ist vom Magen bis zum Rektum mit einer durchgängigen Mukusschicht überzogen, die je nach Lokalisation in ihrer Dicke und Zusammensetzung variiert. So kann sie bei der Ratte im Magen bis zu 400 µm (MW 176 µm; JORDAN et al. 1998) und im Rektum bis zu 1486 µm (MW 642 µm, in vivo;
STRUGALA et al. 2003) stark sein (siehe auch 2.5.6). Über den Peyerschen Platten kann diese Schleimschicht jedoch fehlen, um die Antigenaufnahme durch diese immunologischen Einrichtungen uneingeschränkt zu ermöglichen (FORSTNER et al.
1995).
Verantwortlich für die viskoelastischen Eigenschaften des Mukus sind großmolekulare Glykoproteine, die Muzine (ALLEN 1981). Sie machen etwa 10 - 100 mg/g Frischmasse des Mukusgels aus, weitere ca. 10 mg/g bestehen aus Salzen in ähnlicher Zusammensetzung wie im Blutplasma, der Wassergehalt hingegen liegt bei etwa 950 mg/g Gel. In der epithelialen Mukusschicht können weiterhin Proteine, Nukleinsäuren, Fette, Ionen, abgeschilferte Zellen, Nahrungsbestandteile und Bakterien gefunden werden (ALLEN 1981).
Die Schleimschicht besteht laut STRUGALA et al. (2003) aus zwei funktionell unterschiedlichen Fraktionen: Einerseits aus einer membrangebundenen, präepithelialen Schicht, welche sich weder absaugen noch abwischen lässt und somit eine effektive Barriere gegenüber luminalen Noxen darstellt; andererseits aus einer darüber liegenden, dickeren Schicht, welche leicht zu entfernen ist und zahlreichen Abbauprozessen unterliegt. Diese Prozesse umfassen den Abrieb durch Chymusbestandteile sowie den Abbau durch körpereigene oder mikrobielle Enzyme (ALLEN 1981; HOSKINS et al. 1985). Insbesondere diese weiter luminal gelegene Schicht des Mukusgels fungiert als Gleitschicht für den Chymus (ALLEN 1981, 1989;
STRUGALA et al. 2003) und dient dem Schutz des Epithels vor mechanischen
Einflüssen. Die präepitheliale Schicht bewahrt die Mukosa vor allem vor chemischen Einflüssen (wie z.B. Magensäure, Verdauungsenzyme, bakterielle Toxine, Radikale;
CROSS et al. 1984). Darüber hinaus trägt die Mukusschicht zur unspezifischen Immunabwehr bei.
2.5.1 Genetische Grundlage
Laut KIM und HO (2010) sind bisher 20 Muzingene (MUC) identifiziert worden, die für die verschiedenen sekretorischen und membranassoziierten Muzine im Organismus codieren. Im Gastrointestinaltrakt konnten zehn dieser Gene nachgewiesen werden, wovon MUC1, 3, 4, 12 und 13 für membranassoziierte und MUC2, 5AC, 5B, 6 und 11 für sekretorische Muzine stehen (CORFIELD et al. 2001). Im Dünndarm kommen hauptsächlich MUC2 und MUC3 vor, im Dickdarm konnte zusätzlich das MUC5B- Apomuzin (d. h. das Proteingrundgerüst) nachgewiesen werden (CARRATO et al.
1994; CHANG et al. 1994; LESUFFLEUR et al. 1994; WEISS et al. 1996).
CHAMBERS et al. (1994) wiesen MUC1-mRNA mittels in situ-Hybridisierung in den epithelialen Stammzellen der Kryptbasis nach; bei der Wanderung der Zellen entlang der Krypt-Villus-Achse wird die Expression dieses Gens jedoch ausgeschaltet. Das MUC1-Apomuzin ist allerdings entlang der gesamten Krypt-Villus-Achse nachweisbar (CARRATO et al. 1994), was auf eine lange Halbwertszeit dieses Proteins schließen lässt (VAN KLINKEN et al. 1995). MUC4-mRNA wurde mit in situ Hybridisierung in geringen Mengen in allen Epithelzellen des Dünn- und Dickdarms gefunden (AUDIÉ et al. 1993).
MUC2 ist ausschließlich in den Becherzellen von Dünn- und Dickdarm zu finden, und zwar sowohl in den Krypten als auch in den Zotten bzw. dem oberflächlichen Epithel (CARRATO et al. 1994; CHANG et al. 1994; LESUFFLEUR et al. 1994; WEISS et al.
1996). MUC3 hingegen konnte in Becherzellen und Enterozyten nachgewiesen werden. Die Expression beschränkt sich allerdings auf den Bereich der Villi bzw. des oberflächlichen Epithels, so dass ein Zusammenhang mit der Reifung der Darmepithelzellen erkennbar wird (CHANG et al. 1994; LESUFFLEUR et al. 1994;
WEISS et al. 1996).
Wie oben bereits erwähnt, kommen im Organismus sowohl sekretorische als auch membrangebundene Muzine vor. Das MUC1-Apomuzin liegt im apikalen Bereich der Zelle vor und ist membrangebunden. BAECKSTRÖM et al. (1994) vermuten, dass auch das Genprodukt von MUC3 membrangebunden ist. MUC2 und MUC5B hingegen codieren für gelbildende, sekretorische Muzine (VAN KLNKEN et al. 1995;
HOLLINGSWORTH u. SWANSON 2004), die aus den Becherzellen ausgeschleust werden und die Mukusschicht bilden.
Die Heterogenität der Muzine ist aber nicht auf die verschiedenen Genprodukte limitiert, sondern hängt noch weitaus stärker von deren Glykosylierung ab. Muzine, die vom selben Gen abstammen, können so vielfältige Glykoformen bilden (BELLEY et al. 1999).
2.5.2 Aufbau der Muzine
Muzine sind große Glykoproteinmonomere, deren Größe zwischen 250.000 und etwa 2 x 106 Dalton variieren kann (NEUTRA u. FORSTNER 1987). Das MUC2- Muzinmonomer beispielsweise besteht aus mehr als 5000 Aminosäuren (KIM u. HO 2010). Der Proteingehalt eines Muzins beträgt rund 20 % der Masse und ist somit relativ gering. Der Großteil (70 - 80 %) dieses genetisch determinierten Proteingrundgerüstes weist einen hohen Gehalt an Serin, Threonin und Prolin auf und ist stark glykosyliert (NEUTRA u. FORSTNER 1987); dieser zentral gelegene Bereich wird auch als Tandem-Repeat- oder PTS-Domänen bezeichnet (KIM u. HO 2010). Der kleinere Anteil ist hingegen nur schwach glykosyliert oder „nackt“ und somit anfällig für proteolytischen Abbau. In diesem Bereich kommen insbesondere Aspartat, Glutaminsäure, Glycin sowie hydrophobe und basische Aminosäuren vor, während Serin und Threonin nur in geringem Umfang eingebaut werden. Ebenfalls sind cysteinreiche Regionen anzutreffen, welche die C-terminalen cysteinreichen Domänen und die von-Willebrand-Faktor-D-Domänen bilden. Diese letztgenannten Bereiche tragen durch die Ausbildung von Disulfidbrücken zur Di- bzw.
Oligomerisierung der Muzine bei (NEUTRA u. FORSTNER 1987; KIM u. HO 2010).
D D D PTS PTS
N D C C C
Abbildung 5: Schema eines MUC2-Monomers. Zentral gelegene PTS-Domänen sind reich an Prolin, Threonin und Serin, woran O-glykosidisch viele Kohlenhydratketten gebunden sind. Vier von-Willebrand-Faktor-D-Domänen flankieren die PTS- Domänen. Am C-terminalen Ende befinden sich cysteinreiche Regionen (nach KIM u. HO 2010).
70 - 80 % der Muzinmasse machen die Kohlenhydrate aus, deren Kettenlänge zwischen 2 und 20 Monosacchariden variiert und die in verzweigter oder linearer Form vorliegen. An diese Kohlenhydratketten können zusätzlich Sialinsäuren und/oder Sulfatgruppen gebunden werden. Abhängig davon, ob eine Bindung saurer Gruppen stattgefunden hat, kann man die Muzine in neutral und sauer einteilen, und die sauren Muzine - je nach Art der angebundenen Gruppe - in Sialo- und Sulfomuzine. Diese Einteilung erfolgte ursprünglich auf der Basis eines unterschiedlichen histochemischen Färbeverhaltens. Untersuchungen von MAWHINNEY et al. (1992) und LO-GUIDICE et al. (1994) haben aber gezeigt, dass innerhalb einer Oligosaccharidkette sowohl Sialinsäuren als auch Sulfatgruppen vorkommen können. Man muss also bei einem entsprechenden färberischen Verhalten von einem Überwiegen der jeweiligen Gruppe im Molekül ausgehen (ROBERTON u. WRIGHT 1997).
2.5.2.1 Heterogenität der Kohlenhydratketten
Der Großteil der Oligosaccharidketten ist mittels O-glykosidischer Bindung an Serin- oder Threoninreste des Peptidgrundgerüsts fixiert (NEUTRA u. FORSTNER 1987;
VAN DEN STEEN et al. 1998). Ein wesentlich kleinerer Anteil der Ketten ist über N-Acetyl-D-Glucosamin (GlcNAc) N-glykosidisch an Asparaginreste gebunden.
Die N-gebundene Glykosylierung wird im endoplasmatischen Retikulum initiiert und im Golgi-Apparat der Becherzellen fortgesetzt (VAN DEN STEEN et al. 1998). Die Kohlenhydratketten enthalten eine Core-Struktur, welche aus einem verzweigten
Kohlenhydratketten
mannosereich; enthalten D-Galactose (Gal), GlcNAc, L-Fucose (Fuc) und terminale Sialinsäuren (komplex); oder sind ein Gemisch aus beiden (hybrid; VAN DEN STEEN et al. 1998; CORFIELD et al. 2001). Diese N-gebundenen Ketten erfüllen mehrere Funktionen: Sie schleusen die Muzinmoleküle durch den Golgi-Apparat und anschließend in die sekretorischen Vesikel, sie unterstützen die Faltung der Muzinpolypeptide (McCOOL et al. 1999) und sind in das Recycling einiger membranassoziierter Muzine involviert (CORFIELD et al. 2001).
Die O-Glykosylierung der Muzine erfolgt im Golgi-Apparat der Becherzellen. Dabei werden die Kohlenhydrate nacheinander durch Glykosyltransferasen an das Peptidgrundgerüst gebunden (NEUTRA u. FORSTNER 1987). Die vier hauptsächlich vorkommenden Monosaccharide sind GlcNAc, N-Acetyl-D-Galactosamin (GalNAc), Fuc und Gal (FORSTNER et al. 1995), wobei GalNAc immer das erste Kohlenhydrat der Kette darstellt. Im Gegensatz zu den N-gebundenen Zuckerketten enthalten die O-gebundenen keine Mannose (CORFIELD et al. 2001). Ebenso wie bei den N-gebundenen Kohlenhydratketten ist auch bei den O-gebunden eine Core-Struktur ausgebildet, woran sich bei einigen Ketten eine (Zucker-)Gerüststruktur anschließt;
viele Ketten besitzen auch periphere Anhänge (CORFIELD et al. 2001). Pro Polypeptid können mehrere Hundert Oligosaccharidketten vorhanden sein, was eine enorme Heterogenität in der Struktur zur Folge hat.
Initial wird GalNAc mittels O-glykosidischer Bindung an Serin- oder Threoninreste am Peptid gebunden. Als Donor des Zuckers dient UDP-GalNAc (Uridindiphosphat-N- Acetyl-D-Galactosamin). Die Reaktion wird durch eine membrangebundene α-GalNAc-Transferase katalysiert (NEUTRA u. FORSTNER 1987). Durch Bindung weiterer Kohlenhydrate an das initiale GalNAc entstehen die weiter oben bereits genannten Core-Strukturen der O-gebunden Zuckerketten, von denen (bisher) acht bekannt sind und die aus Di- oder Trisacchariden bestehen (VAN DEN STEEN et al.
1998). Die Zuckerketten eines Muzins können auf mehreren dieser Cores basieren, im GIT sind aber hauptsächlich die sog. Cores 1 bis 4 zu finden (CORFIELD et al.
2001). Die Synthese jeder Core-Struktur erfordert ein spezifisches Enzym. Die effizientesten Akzeptoren stellen Muzinpeptide dar, an die nur GalNAc-Reste gebunden sind. Sobald das GalNAc aber substituiert ist, ist die Akzeptorfunktion
geringer; vor allem α2-6-gebundene Sialinsäuren verhindern eine weitere Glykosylierung. Ist allerdings bereits ein anderes Kohlenhydrat als Zweites der Core- Struktur addiert, kann die α2-6-Sialinsäure ans GalNAc gebunden werden, ohne die weitere Kettenverlängerung zu behindern (NEUTRA u. FORSTNER 1987).
Im weiteren Verlauf werden weitere Saccharide an die Core-Strukturen geknüpft.
Dabei bilden alternierende Gal- und GlcNAc-Einheiten eine Gerüststruktur, die entweder über β1-3- (Typ 1) oder β1-4-Bindungen (Typ 2) miteinander verbunden sind (CORFIELD et al. 2001).
Im Gegensatz zu den Core- und Gerüststrukturzuckern sind die endständigen Kohlenhydrate durch α-glykosidische Bindungen an (sub-)terminale Gal oder GlcNAc gebunden und bilden antigene Strukturen aus (NEUTRA u. FORSTNER 1987), die Blutgruppen1- und Lewisantigene2.
Auch Sulfat wird im Golgi-Apparat an die Kohlenhydratketten gebunden (LANE et al.
1964). Es wird vom Donor PAPS (3’-Phosphoadenosin-5’-Phosphosulfat) auf Gal-, GalNAc- oder GlcNAc-Reste übertragen (NEUTRA u. FORSTNER 1987).
Im Rahmen entzündlicher sowie neoplastischer Erkrankungen des GIT treten Veränderungen sowohl in der MUC-Genexpression als auch in der Glykosylierung der Muzine auf (NEUTRA u. FORSTNER 1987; BELLEY et al. 1999; CORFIELD et al. 2001; CHOI et al. 2003). Weitere Einflussfaktoren auf die Kohlenhydratausstattung sowohl membrangebundener als auch sekretorischer Muzine beim Schwein stellen das Alter des Tieres und die intestinale Mikroflora dar (CHAE u. LEE 1995; KING u. KELLY 1991; GEORGE et al. 2007). KELLY und KING (1991) schlussfolgern aus ihren lektinhistochemischen Untersuchungen an Ferkeln, dass qualitative oder quantitative Veränderungen in der Zusammensetzung der
1 Blutgruppenantigene sind terminale Oligosaccharide, die auf Proteinen und Glykolipiden roter Blutzellen, aber auch auf Muzinen und epithelialen Tumoren auftreten (HOLLINGSWORTH u.
SWANSON 2004).
2 Lewis-Blutgruppen: Blutgruppensystem aus löslichen Glykolipiden im Serum, die sich sekundär an
Sauenmilch über den Verlauf der Laktation die Glykosylierung (Blutgruppenantigene) vom Bürstensaum und von Muzinen in den Becherzellen des Jejunums beeinflussen.
2.5.3 Sekretion der Muzine
Die epitheliale Mukusschicht unterliegt einer Dynamik zwischen Synthese und Sekretion der Muzine durch die Becherzellen einerseits und Abbau durch Proteolyse und physikalischen Abrieb andererseits (LIEN et al. 2001; MONTAGNE et al. 2004).
Die Schleimzellen des Gastrointestinaltraktes synthetisieren, transportieren und sezernieren während ihrer gesamten Lebensspanne kontinuierlich Mukusgranula (NEUTRA u. FORSTNER 1987; RADWAN et al. 1990). Man kann dabei zwischen der Basissekretion und der forcierten Sekretion als Antwort auf verschiedene Stimuli unterscheiden.
Die Basissekretion erfolgt durch intermittierende Exozytose einzelner, neu synthetisierter Mukusgranula an der apikalen Membran unstimulierter Becherzellen (NEUTRA u. FORSTNER 1987). Diese Granula entstammen dabei nicht dem Kontingent der zentral gespeicherten Granula (innerhalb der Theca); vielmehr werden sie peripher an diesem vorbei transportiert (SPECIAN u. NEUTRA 1984).
SPECIAN u. NEUTRA (1982) konnten mittels radioaktiv markiertem Glucosamin nachweisen, dass die zentral gespeicherten Granula in der frühen Lebensphase der Becherzelle synthetisiert werden, die peripheren jedoch während der gesamten Lebensdauer.
Aus dieser intermittierenden Exozytose der einzelnen Becherzellen ergibt sich eine insgesamt kontinuierliche und langsame Sekretion. Die Faktoren, welche die Basissekretion steuern, sind bislang unbekannt. NEUTRA et al. (1977) sowie SPECIAN und NEUTRA (1984) konnten an Organmodellen jedoch zirkulierende Faktoren und ein intaktes enterisches Nervensystem als unbedingt nötige Steuerelemente ausschließen.
Bei der forcierten Sekretion hingegen werden als Reaktion auf Sekretagoga die zentral gespeicherten Muzine freigesetzt. Dabei fusionieren apikal gelegene Granula mit der Plasmamembran und anschließend mit darunter gelegenen Granulamembranen („compound exocytosis“), so dass sich die Zelloberfläche stark
vergrößert. Die Becherform der Theca bleibt bei diesem Prozess jedoch erhalten (SPECIAN u. NEUTRA 1984; NEUTRA u. FORSTNER 1987).
Zu den Sekretagoga gehören Hormone, Neuropeptide, Entzündungsmediatoren wie Zytokine und Lipide sowie verschiedene Chemikalien (BELLEY et al. 1999;
DEPLANCKE u. GASKINS 2001). Sie wirken über diverse „second messenger“
Systeme wie intrazelluläres zyklisches Adenosinmonophosphat ([cAMP]i), intrazelluläres Kalzium ([Ca2+]i) oder Diazylglyzerol (zur Aktivierung der Proteinkinase C).
So führen Prostaglandine (wie PGE2) und Serotonin über [cAMP]i zu einer forcierten Muzinsekretion (LAMONT et al. 1983; SEIDLER et al. 1988; McCOOL et al. 1990;
PHILLIPS et al. 1993; MOORE et al. 1996; AKIBA et al. 2000). Durch Verabreichung von Cyclooxygenasehemmern zur Schmerztherapie und Entzündungshemmung (inklusive Hemmung der PGE2-Produktion) fällt somit ein wichtiger Schutzmechanismus der Epithelien weg, was in Zusammenhang mit dem ulzerogenen Potential dieser Medikamente im Magen und Dünndarm steht (DEKANSKI et al. 1975; AKIBA et al. 2000).
Auch einige Krankheitserreger bzw. ihre Toxine können zur forcierten Sekretion von Muzinen führen. Das Choleratoxin von Vibrio cholerae erhöht z.B. [cAMP]i und führt damit zu einer massiven Muzinfreisetzung (LENCER et al. 1990; EPPLE et al. 1997).
Das Listeriolysin O, welches von Listeria monocytogenes gebildet wird, bindet an einen bürstensaumassoziierten Rezeptor und induziert auf diese Weise die Muzinsekretion (COCONNIER et al. 1998). Auch Lipopolysaccharide von Helicobacter pylori lösen in vitro initial eine schnelle Muzinfreisetzung in Magenbiopsien vom Menschen aus, allerdings kommt es nach längerer Inkubation zu einer Abnahme von Muzinsynthese und -sekretion (SLOMIANY et al. 1992).
Entamoeba histolytica, ein parasitäres Protozoon, triggert über einen Proteinkinase C-abhängigen Pfad die Entleerung der in den Becherzellen gespeicherten Muzine, und zwar vor Invasion des Epithels (CHADÉE u. MEEROVITCH 1985; KELLER et al.
1992). Die Sekretagoga des Protozoons sind allerdings noch nicht identifiziert worden. Der Grund für die Muzinsekretion durch E. histolytica ist ebenfalls
epithelialen Barrierefunktion zu entkommen (BELLEY et al. 1999). Im Gegensatz zu den o.g. Beispielen führt das Clostridium difficile Toxin A zu einer schnellen und dosisabhängigen Hemmung der forcierten Sekretion in einer Kolonzelllinie vom Menschen, jedoch ohne die Basissekretion zu beeinflussen (BRANKA et al. 1997).
2.5.3.1 Verteilungsmuster der Muzine
Die Verteilung der sauren und neutralen Muzine im Intestinaltrakt variiert und ist u.a.
abhängig von der (anatomischen) Lokalisation, vom Alter des Organismus, von der intestinalen Mikroflora sowie von der Futterstruktur (SZENTKUTI et al. 1990;
CORFIELD et al. 2001; DEPLANCKE u. GASKINS 2001; BETSCHER et al. 2010a).
Die Brunnerschen Drüsen des Duodenums produzieren vor allem neutrale Muzine, in den Becherzellen des Dünndarms werden daneben auch Sialo- und Sulfomuzine gebildet. Insgesamt dominieren in diesem Darmabschnitt aber die neutralen Muzine (60 - 80% der Kohlenhydratketten sind neutral). Im Dickdarm kommen alle drei Muzintypen vor, am stärksten sind jedoch die Sulfomuzine vertreten (NEUTRA u.
FORSTNER 1987; LESUFFLEUR 1994). Dies unterstützt die Beobachtung, dass in Darmregionen, die dicht mit Mikroorganismen besiedelt sind, hauptsächlich Sulfomuzine produziert werden (ROBERTON u. WRIGHT 1997; NIEUW AMERONGEN et al. 1998; DEPLANCKE et al. 2000). Auch Arbeiten am hiesigen Institut konnten zeigen, dass von oral nach aboral der Anteil saurer Muzine im Verhältnis zu den neutralen Muzinen zunehmend an Bedeutung gewinnt (BETSCHER 2010).
Im Darm des menschlichen Fetus sind vor allem saure Muzine zu finden (FILIPE et al. 1989), und auch im Kolon neugeborener Ferkel konnten TURCK et al. (1993) hochgradig sulfatierte und sialysierte Muzine nachweisen. Zu dieser Zeit ist der spezifische Teil des Immunsystems noch nicht vollständig ausgebildet, so dass den sauren Muzinen eine große Bedeutung bei der unspezifischen Abwehr zugeschrieben wird (DEPLANCKE u. GASKINS 2001).
Auch der Reifegrad der Becherzellen hat einen Einfluss auf die Mukuskomposition.
Die unreifen Becherzellen im unteren Kryptbereich des Dünndarms produzieren bevorzugt neutrale Muzine mit einem nur geringen Gehalt an Sialinsäuren. Während
der Wanderung zur Zottenspitze werden die Muzine jedoch mehr und mehr sialysiert.
Im Dickdarm hingegen findet man in den Krypten hauptsächlich Sulfomuzine, wohingegen in den Becherzellen des Oberflächenepithels die neutralen Muzine überwiegen (LAPERTOSA et al. 1984; SPECIAN u. OLIVER 1991).
2.5.3.2 Einfluss von Futter und Fütterung auf die Muzinsekretion
Verschiedene Studien deuten darauf hin, dass bei steigendem Rfa-Gehalt im Futter/in der Nahrung die Sekretion bzw. der Verlust an Muzinen erhöht ist (FULLER u. CADENHEAD 1991; MARISCAL-LANDÍN et al. 1995; LIEN et al. 2001;
MONTAGNE et al. 2004). Dieser Effekt scheint jedoch nicht auf alle Rfa-Quellen zuzutreffen (siehe LIEN et al. 1996), was zu der Überlegung führte, dass die Löslichkeit der Faser von Bedeutung sein könnte. So geht man davon aus, dass unlösliche Faser zu einer erhöhten Muzinsekretion führt, lösliche hingegen nicht (LIEN et al. 2001; MONTAGNE et al. 2004). Als Grund hierfür wird die stärker abrasive Wirkung der unlöslichen Faser auf die Mukusschicht angenommen.
Ein weiterer Einflussfaktor in diesem Zusammenhang sind flüchtige Fettsäuren (FFS), die durch den bakteriellen Abbau von Muzinen, Rfa oder Stärke im Dickdarm gebildet werden. Diese stimulieren laut SAKATA und SETOYAMA (1995) lokal die Muzinsekretion. Gelangen also mehr Muzine durch eine erhöhte Abrasion von Mukus in den Dickdarm, so ist auch hier durch die gesteigerte Produktion von FFS mit einer erhöhten Muzinfreisetzung aus den Becherzellen zu rechnen.
Die möglichen Effekte der Rfa auf die Muzinsekretion sind in Abbildung 6 dargestellt.
Aber bereits die aufgenommene Futtermenge hat einen Effekt auf die Muzinsekretion. An Ratten wurde nachgewiesen, dass beim Fasten die Glykoproteinsynthese im Magen sinkt (DEKANSKI et al. 1975; OHARA u. HOTTA 1985), und bei Hunden konnte eine erhöhte Freisetzung von Glykoprotein- Kohlenhydraten im Magen in Folge der Futteraufnahme festgestellt werden (KOWALEWSKI et al. 1976). Auch im Darm von Ratten treten diesbezügliche Effekte auf: Bei Reduktion der Futteraufnahme auf die Hälfte der üblichen Tagesration über einen Zeitraum von fünf Wochen sank die absolute Muzinmenge in Abschabungen
des Dünndarmepithels deutlich gegenüber normal ernährten Tieren (SHERMAN et al. 1985).
RfaRfa RfaRfa in der in der in der in der Ration Ration Ration Ration
↗Rfa im Chymus
↗ abrasive Wirkung des Chymus am Mukus
↗proteolytische Aktivität im Lumen
↗↗
↗↗Muzinfrei- setzung aus dem Mukus in
den Chymus
↗Substrat für bakterielle Fermentation
↗ FFS- Produktion,
die Muzin- synthese stimulierend
Aufrechterhaltung einer Balance zwischen Mukuserosion und Mukussynthese/-sekretion Adaptiver Effekt der Mukosa direkter Effekt
indirekter Effekt
Abbildung 6: Hypothetische Effekte der Rfa auf die Balance zwischen Mukuserosion, wodurch Muzine ins Darmlumen freigesetzt werden, und Muzinsynthese und -sekretion durch die Becherzellen. Neben dem direkten physikalischen Effekt könnte auch ein indirekter Effekt der Faser zur Mukuserosion beitragen: Die Art der Rohfaser beeinflusst die Aktivität und Verteilung proteolytischer Enzyme im Darmlumen (SCHNEEMAN et al. 1982). (Abbildung nach MONTAGNE et al. 2004) Der Einfluss der Futterstruktur auf die Muzinsekretion bzw. das Verteilungsmuster der Muzine wurde von verschiedenen Autoren histochemisch untersucht. So wies BETSCHER (2010) nach, dass nach Verfütterung von grobem Schrot an Absetzferkel diese einen signifikant höheren Anteil Alcianblau-positiv gefärbter Becherzellen (saure Muzine) am Kryptepithel des Ileums sowie einen tendenziell höheren Anteil am Kryptepithel des Zäkums als nach Verfütterung eines fein vermahlenen und pelletierten Alleinfutters aufwiesen. Nach Einsatz der letztgenannten Mischfuttervariante konnte BETSCHER (2010) hingegen einen signifikant höheren Anteil PAS-positiv gefärbter Becherzellen (d.h. neutrale Muzine) am Kryptepithel des Zäkums nachweisen. Das Verhältnis von neutralen zu sauren Muzinen verschob sich in dieser Studie bei dem feinen, pelletierten Futter signifikant
