Tierärztliche Hochschule Hannover
Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit von verschiedenen Geweben von Fischen
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Maja Walz Frankfurt am Main
Hannover 2020
Wissenschaftliche Betreuung:
Prof. Dr. rer. nat. Hermann Seifert Fachgebiet für Allgemeine Radiologie und Medizinische Physik
1. Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Hermann Seifert
2. Gutachter: Prof. Dr. rer. nat. Dieter Steinhagen
Tag der mündlichen Prüfung: 21.10.2020
Meinen Eltern
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ... 3
2 Literaturübersicht ... 5
2.1 Fisch als Lebensmittel ... 5
2.2 Das Schmerzempfinden beim Fisch ... 6
2.3 Die Schlachtung von Fisch aus Aquakulturen in Deutschland ... 8
2.3.1 Rechtliche Grundlagen ... 8
2.3.2 Verfahren ... 11
2.4 Methoden zur Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit ... 14
2.5 Messung der elektrischen Leitfähigkeit von biologischem Gewebe ... 17
3 Material und Methoden ... 21
3.1 Material ... 21
3.1.1 Gewebeproben ... 21
3.1.2 Probengefäße ... 26
3.1.3 Messaufbau ... 27
3.2.2 Validierung des Messaufbaus ... 32
3.2.3 Messung des elektrischen Widerstandes von Fischgeweben ... 33
3.2.4 Messungen zur Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstands . 34 3.2.5 Messungen zur Zeitabhängigkeit des elektrischen Widerstands ... 35
3.2.6 Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit aus dem elektrischen Widerstand ... 36
3.2.7 Statistische Auswertung der Messergebnisse ... 36
4 Ergebnisse ... 37
4.1 Untersuchungen zum Einfluss von Störsignalen ... 37
4.2 Validierung des Messaufbaus ... 37
4.3 Gemessene Widerstandswerte ... 42
4.3.1 Karpfen ... 42
4.3.2 Forelle ... 46
4.3.3 Afrikanischer Wels ... 49
4.4 Messungen zur Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstands ... 54
4.4.1 Karpfen ... 54
4.4.2 Forelle ... 56
4.4.3 Afrikanischer Wels ... 57
4.5 Messungen zur Zeitabhängigkeit des elektrischen Widerstands ... 59
4.5.1 Karpfen ... 59
4.5.2 Forelle ... 61
4.5.3 Afrikanischer Wels ... 62
4.6 Elektrische Leitfähigkeit der einzelnen Gewebe von Fischen ... 64
5 Diskussion ... 67
5.1 Untersuchungen zum Einfluss von Störsignalen ... 67
5.2 Validierung des Messaufbaus ... 67
5.3 Gewebeproben ... 70
5.4 Gemessene Widerstandswerte ... 71
5.4.1 Karpfen ... 74
5.4.2 Forelle ... 78
5.4.3 Afrikanischer Wels ... 79
5.5 Messungen zur Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstandes ... 81
5.5.1 Karpfen ... 82
5.5.2 Forelle ... 83
5.5.3 Afrikanischer Wels ... 83
5.6 Messungen zur Zeitabhängigkeit des elektrischen Widerstands ... 84
5.6.1 Karpfen ... 84
5.6.2 Forelle ... 85
5.6.3 Afrikanischer Wels ... 86
5.7 Elektrische Leitfähigkeit der einzelnen Gewebe von Fischen ... 87
6 Zusammenfassung ... 91
7 Summary ... 94
8 Literaturverzeichnis ... 97
9 Anhang ... 101
10 Danksagung ... 104
1 Einleitung
In Deutschland werden pro Jahr 18 548 t Fisch als Lebensmittel in Aquakulturen produziert. Zu den beliebten Speisefischen gehören z. B. die Forelle und der Karpfen.
Andere Fischarten wie z. B. der afrikanische Wels wurden erst in den letzten Jahren als günstiger Speisefisch entdeckt und erfreuen sich einer immer größer werdenden Beliebtheit auf dem deutschen Markt ((Destatis) 2019). Die Haltung und die Schlachtung von Fischen in Deutschland unterliegen dem deutschen Tierschutzgesetz (TierSchG) und der Tierschutz-Schlachtverordnung (TierSchlV). Danach müssen Tiere vor der Schlachtung betäubt werden. In Deutschland sind verschiedene Verfahren zur Betäubung von Fischen vor der Schlachtung zugelassen. So sind zur Zeit der stumpfe Schlag auf den Kopf, eine CO₂-Exposition bei Salmoniden und die Verabreichung eines Stoffes mit Betäubungseffekt erlaubt.
Eines der wichtigsten Verfahren ist die elektrische Betäubung. Bei der Betäubung ist es wichtig, dass alle Tiere betäubt werden und auch bis zur Schlachtung betäubt bleiben. Die Forelle und der Karpfen können mit Hilfe von Empfehlungen für den Ablauf der elektrischen Betäubung (Jung-Schroers 2017) erfolgreich in einen Zustand der Wahrnehmungslosigkeit vor der Schlachtung versetzt werden. Mehrere Studien zeigen jedoch, dass der afrikanische Wels mit elektrischem Strom nur schwer zu betäuben ist (Lambooij, Kloosterboer et al. 2004, Lambooij, Kloosterboer et al. 2006, Sattari, Lambooij et al. 2010). Bei einer Stromdichte von 1,6 A/dm² (50 Hz) und einer elektrischen Leitfähigkeit des Wassers von 876 µS konnten 88 % der Welse erfolgreich betäubt werden. Jedoch erholten sich einige Welse schon nach einer halben Minute und reagierten auf Schmerzstimuli (Lambooij, Kloosterboer et al. 2006). Eine
langanhaltende, erfolgreiche Betäubung ist beim afrikanischen Wels nur möglich, wenn die Tiere vor der Betäubung in Eiswasser gesetzt werden, was wiederum tierschutzrechtlich umstritten ist.
Um die Elektrobetäubung von afrikanischen Welsen weiter untersuchen und damit auch optimieren zu können, ohne Versuche am lebenden Tier durchführen zu müssen, wurde ein Computermodell des Welskopfes entwickelt (Hörnig 2017). Hoernig et al.
(2017) haben die Finite-Elemente-Analyse genutzt, um die elektrische Durchströmung des Kopfes des afrikanischen Welses bei der Betäubung mit Hilfe dieses 3D Modells zu simulieren. Für diese Simulationen werden unter anderem die elektrischen Leitfähigkeiten der verschiedenen biologischen Gewebe des Fisches benötigt. Die elektrische Leitfähigkeit von biologischem Gewebe wurde 1996 von Gabriel et al.
(Gabriel, Lau et al. 1996) aber bisher nur an menschlichen Geweben gemessen.
Deshalb werden im Rahmen dieser Dissertation erstmalig die elektrischen Leitfähigkeiten von verschiedenen Fischgeweben bestimmt. Dazu ist ein neuer Messaufbau zu entwickeln, der die möglichen Fehlerquellen bei Messungen an biologischen Geweben minimiert. Biologische Gewebe sind in ihrer Zusammensetzung sehr individuell, so dass die Komponenten des Messaufbaus an das jeweilige Gewebe angepasst und optimiert werden müssen. Neben der Entwicklung des Messaufbaus muss auch der gesamte Messablauf gestaltet und validiert werden. Die Messungen sollen an Proben verschiedener Gewebe der drei Fischarten Forelle, Karpfen und afrikanischer Wels erfolgen, um die spezifische Leitfähigkeit dieser Gewebeproben zu bestimmen. Anschließend sollen die elektrischen Leitfähigkeitswerte der verschiedenen Fischgewebe miteinander
verglichen und mögliche Unterschiede zu den Werten des menschlichen Gewebes deutlich werden.
Die in dieser Arbeit bestimmten Leitfähigkeitswerte sollen verwendet werden, um das vorhandene Computermodell des Fischkopfes und die Simulationen der elektrischen Durchströmung zu verbessern, damit die Parameter der elektrischen Betäubung unter dem Aspekt des Tierschutzes optimiert werden können.
2 Literaturübersicht
2.1 Fisch als Lebensmittel
Fisch ist ein wichtiges Lebensmittel für Menschen. Im Jahr 2018 verzehrte jeder Deutsche 13,7 kg Fisch (Fanggewicht). Davon sind 3,6 kg Süßwasserfische (Fisch- Informationszentrum 2020). Der Fisch gilt als gesund, da er hochwertige, gut verdauliche Eiweiße enthält. Des Weiteren enthält er die lebensnotwendigen, gesundheitsfördernden Omega-3-Fettsäuren sowie wichtige Vitamine und Mineralstoffe (Bundeszentrum für Ernährung 2018). Viele Küstengebiete der Welt sind vom Fisch als Proteinquelle abhängig. Der Fisch ist weltweit die meistgehandelte Ware. Im Jahr 2016 wurden 151 Millionen Tonnen Fisch für den menschlichen Verzehr produziert (FAO. 2020). In Deutschland hat die sogenannte Aquakultur eine große Bedeutung. Unter Aquakultur versteht man vor allem Kreislaufanlagen für Aale, Welse und Zander aber auch die Karpfenteichwirtschaft, die Forellenzucht und Miesmuschelkulturen (Niedersachsen 2011).
Im Jahr 2019 gab es in Deutschland 2500 Aquakulturbetriebe. In Warmwasserteichen, Kaltwasser- und Warmwasseranlagen sowie Netzgehegen wurden 38 100 Tonnen Fisch und Muscheln produziert. Dies entspricht einem Zuwachs von 19,5 % im Vergleich zum Vorjahr. 18 500 Tonnen davon waren Fisch für den menschlichen Verzehr. Die Regenbogenforelle mit 6200 Tonnen Fanggewicht und der gemeine Karpfen mit 4600 Tonnen Fanggewicht zählen zu den beliebtesten und ertragreichsten Süßwasserfischen. Andere Fische wie der Buchsaibling erfahren einen starken Aufschwung in der Produktion und auch der afrikanische Wels hat eine zunehmende Bedeutung. Waren es im Jahr 2011 noch fünf Betriebe, die zusammen 318 t Lebendgewicht des afrikanischen Welses produzierten, sind es im Jahr 2019 bereits 12 Betriebe in Deutschland, die 1198 t Lebendgewicht des afrikanischen Welses erzeugen ((Destatis) 2019).
Der afrikanische Wels zeigt bei viel Platz ein ausgeprägtes Revierverhalten. Dieses nimmt jedoch mit zunehmender Besatzdichte ab. So kann er auf wenig Fläche in hohen Mengen gehalten werden. Er ist hochtolerant gegenüber einer Wasserverschmutzung und seine optimale Wassertemperatur liegt zwischen 25 und 30 °C. Zurzeit sind keine Massenverluste durch Infektionskrankheiten bekannt. Als Speisefisch ist er sehr beliebt, da er eine angenehme feste Konsistenz hat und sein Filet kaum Gräten enthält (PAL Aquakultur 2016).
2.2 Das Schmerzempfinden beim Fisch
Das Schmerzempfinden ist ein sehr komplexer Vorgang, der aus sensorischen, kognitiven, affektiven, motorischen und vegetativen Komponenten besteht.
Voneinander zu unterscheiden sind der Schmerz, der an ein Wachbewusstsein
gebunden ist und die Nozizeption. Unter Nozizeption versteht man die Aufnahme eines schmerzhaften (noxischen) Reizes und dessen Weiterleitung zur zentralen Verarbeitung (Meßlinger 2002).
Seit langem wird diskutiert, ob Fische ein bewusstes Schmerzempfinden haben oder nur eine unbewusste Reizwahrnehmung mittels Nozizeption stattfindet (Rose, Arlinghaus et al. 2014). Den Fischen fehlt die bei Säugetieren entwickelte Großhirnrinde. Diese gilt als Zentrum für das Schmerzempfinden und die Schmerzvermeidung (EFSA 2004). Außerdem fehlen physiologische Voraussetzungen, wie bestimmte Nervenfasern, die für das Empfinden intensiver Schmerzerlebnisse mitverantwortlich sind. Diese C-Nozizeptoren sind nur selten bei Knochenfischen wie Forelle und Karpfen und nie bei Knorpelfischen wie Haie und Rochen zu finden (Rose, Arlinghaus et al. 2014). Diese Ergebnisse nehmen einige Wissenschaftler als Argument dafür, dass Fische Schmerzen nicht bewusst empfinden. Die Schmerzforscher halten dem entgegen, dass bei Fischen wie bei den Vögeln andere Hirnstrukturen als die Großhirnrinde die Funktion der Schmerzempfindung übernehmen und so das Fehlen von den C-Nozizeptoren kein Beweis für ein fehlendes Schmerzempfinden sind. Außerdem deuten viele Verhaltensähnlichkeiten zum Säugetier darauf hin, dass ein kognitives Entwicklungsniveau vorhanden ist, welches mit Empfindungsfähigkeit verbunden ist (EFSA 2004). Diese indirekten Beweise für eine Empfindungsfähigkeit sind beobachtendes Lernen, Meideverhalten nach Erfahrung und nutzen des Wissens, um das zukünftige Verhalten zu lenken (EFSA 2004). Es ist also bei dem Vorgang des
Schlachtens wichtig, den Fisch zu betäuben und den Ablauf des Schlachtens unter Vermeidung von Schmerzen und Stress zu organisieren.
Des Weiteren muss beachtet werden, dass Fisch nicht als eine Spezies betrachtet werden kann. Verschiedene Fischarten reagieren unterschiedlich auf gleiche Situationen.
Um den Fisch nun nach § 4 des Tierschutzgesetzes unter Vermeidung von Schmerzen zu töten, ist, wie auch in der Tierschutz-Schlachtverordnung und in der EU-Verordnung festgehalten, eine Betäubung notwendig.
2.3 Die Schlachtung von Fisch aus Aquakulturen in Deutschland 2.3.1 Rechtliche Grundlagen
Seit dem Jahr 1972 ist das Tierschutzgesetz in der Bundesrepublik Deutschland gültig, wonach der Mensch für das Tier als Mitgeschöpf verantwortlich ist und daher dessen Leben und Wohlbefinden zu schützen hat. Niemand darf einem Tier ohne vernünftigen Grund Schmerzen, Leiden und/oder Schäden zufügen (TierSchG § 1) (Verbraucherschutz). Als vernünftiger Grund gilt in Deutschland unter anderem das Töten von Tieren zwecks Lebensmittelgewinnung. Doch auch dafür gilt der allgemeine
§ 4 des Tierschutzgesetzes, wonach Wirbeltiere nur unter wirksamer Schmerzausschaltung in einem Zustand der Wahrnehmungs- und Empfindungslosigkeit oder sonst, soweit nach den gegebenen Umständen zumutbar, nur unter Vermeidung von Schmerzen getötet werden dürfen. Während es für ein warmblütiges Tier bereits in § 4a des Tierschutzgesetzes festgelegt ist, dass dieses nur geschlachtet werden darf, wenn es vor Beginn des Blutentzugs betäubt worden
ist, ist in § 4b des Tierschutzgesetzes vermerkt, dass das Bundesministerium ermächtigt ist, das Schlachten von Fischen und anderen kaltblütigen Tieren zu regeln.
Diese näheren Regelungen finden sich unter anderem in der Tierschutz- Schlachtverordnung von 2012. Auch dort findet man in § 3 den allgemeinen Grundsatz, dass Tiere so zu betreuen, ruhigzustellen, zu betäuben, zu schlachten oder zu töten sind, dass bei ihnen nicht mehr als unvermeidbare Aufregung oder Schäden verursacht werden. Das bedeutet also, dass nicht nur das Töten, sondern auch der Umgang vor und während der Betäubung unter Vermeidung von Schmerzen einhergehen soll. Die Betäubung soll schnell hervorgerufen und das Tier muss bis zum Tod in einem Zustand der Wahrnehmungs- und Empfindungslosigkeit versetzt werden (TierSchlV §12 (1)).
In der Tierschutz-Schlachtverordnung wird in § 12 (10) explizit vermerkt, dass, wer einen Fisch schlachtet oder tötet, diesen unmittelbar vor dem Schlachten oder Töten betäuben muss. Als Betäubungsverfahren für Fische sind in Deutschland die Elektrobetäubung, der stumpfe Schlag auf den Kopf, eine CO₂-Exposition bei Salmoniden und die Verabreichung eines Stoffes mit Betäubungseffekt erlaubt. Da jedoch kein Stoff zur Betäubung für lebensmittelliefernde Fische in Deutschland zugelassen ist, findet die zuletzt erwähnte Methode keine Anwendung in den Schlachtbetrieben.
In der Tierschutz-Schlachtverordnung wird auf die Verordnung (EG) 1099/2009, die eine gemeinsame Mindestanforderung in der EU über den Schutz von Tieren zum Zeitpunkt der Tötung darstellt, hingewiesen. In dieser Verordnung (EG) 1099/2009 wird ausgeführt, dass die Betäubung von Fischen zu einem noch relativ wenig
erforschten Gebiet gehört. Deshalb gilt für den Fisch vor allem der zentrale Grundsatz der Verordnung, dass bei der Tötung und damit zusammenhängenden Tätigkeiten die Tiere von jedem vermeidbaren Schmerz, Stress und Leiden verschont werden müssen. Außerdem muss die Wahrnehmungs- und Empfindungslosigkeit bis zum Tod anhalten. Der Tod soll so rasch wie möglich herbeigeführt werden, z.B. durch Entbluten, Rückenmarkzerstörung, Töten durch elektrischen Strom oder längeren Sauerstoffentzug.
Die Tötung kann selbst unter den besten technischen Bedingungen Schmerzen, Stress, Angst oder andere Formen des Leidens bei den Tieren verursachen (Law 2009). Das Leiden muss auf ein Minimum reduziert werden, und so ist es wichtig, unter Einbeziehung von wissenschaftlichen Bewertungen zu handeln. Die Verordnung (EG) Nr. 1099/2009 will sich bei der Frage nach dem Tierschutz bei der Schlachtung von Fischen vor allem auf die wissenschaftlichen Bewertungen der European Food Safety Authority (EFSA) stützen.
Die EFSA hat im Jahr 2009 sieben artenspezifische Gutachten zu den Tierschutzaspekten von Betäubung und Tötungsmethoden für Zuchtfische veröffentlicht (Roter Thun, Karpfen, Lachs, Regenbogenforelle, Steinbutt, europäischer Wolfsbarsch, Goldbrasse).
Außerdem hat sie festgelegt, dass u.a. Ersticken, Ersticken in Eis/thermaler Schock, Salzbad, Ammoniakwasser, Elektrostimulation, Enthauptung und Ausbluten keine humanen Methoden sind, um einen Fisch ohne Betäubung zu töten (European Food Safety Authority 2009).
Die Aquakulturen und Betriebe, die Fische schlachten, haben die genannten rechtlichen Vorgaben, an die sie sich halten müssen. Um aber zu bewerten, welche Methoden bei der Betäubung eines Fisches sicher und zuverlässig sind, müssen die Ergebnisse wissenschaftlicher Untersuchungen herangezogen werden.
2.3.2 Verfahren
Vom Bundesministerium für Ernährung und Landwirtschaft wurden im Rahmen des Modell- und Demonstrationsvorhabens (MuD) Tierschutz (Jung-Schroers 2017) Empfehlungen zur Betäubung und Schlachtung erarbeitet, die auf Besichtigungen mehrerer Aquakulturbetriebe mit Karpfen- und Regenbogenforellenhaltung basieren.
So wurde der Ablauf einer praxisorientierten optimalen Schlachtung in Aquakulturen ermittelt, und es wurden Hinweise im Hinblick auf den Tierschutz gegeben, d. h. auf welche Faktoren bei einer Schlachtung Wert gelegt werden müssen.
Die Verfasser sehen ihre Empfehlungen im Sinne einer „guten fachlichen Praxis“, da die Arbeitsschritte in Fischzuchten, welche mit der Betäubung und Schlachtung verbunden sind, von vielen betrieblichen Faktoren abhängig sind. Deshalb können keine allgemeingültigen Richtlinien für die Betäubung und Schlachtung aufgestellt werden, die für jeden Betrieb verbindlich sind (Jung-Schroers 2017).
Die Elektrobetäubung findet meistens in einem wassergefüllten Kunststofftank statt.
Eine Trockenbetäubung wird nur sehr selten angewendet. Die Fische kommen in kleineren Gruppen in die Wasserbecken. Damit elektrischer Strom zur Wahrnehmungslosigkeit führt, muss dieser mit einer ausreichend hohen Stromdichte durch das Gehirn fließen (Jung-Schroers 2017). Um dies zu erreichen, muss ein möglichst homogenes elektrisches Feld im Wasser erzeugt werden, welches stark
genug ist, um auch den größten Fisch zu betäuben (Tierschutzbund 2015). Bei kleinen Fischmengen können Stabelektroden genutzt werden. Um jedoch in einem größeren Becken ein homogenes elektrisches Feld zu erzeugen, eignen sich Plattenelektroden besonders gut (Jung-Schroers 2017).
Auch die Betäubungsparameter müssen richtig gewählt werden. Das heißt, der Erfolg der Betäubung ist von der Leitfähigkeit des Wassers, der Stromstärke bzw. der elektrischen Spannung sowie der daraus resultierenden elektrischen Feldstärke und der Einwirkdauer abhängig. Die Werte der Parameter, die sich bei einer Fischart bewährt haben, können im Allgemeinen nicht auf eine andere Fischart übertragen werden, so dass diese fischartspezifisch ermittelt werden müssen (Stamer 2009).
Am häufigsten werden bei Elektrobetäubungen zurzeit Wechselspannungen mit 50 Hz genutzt, da diese in den Betrieben zur Verfügung stehen. Experimente haben gezeigt, dass bei zunehmender Frequenz (bis 2000 Hz), die Dauer der Bewusstlosigkeit der Fische abnimmt (Robb, O' Callaghan et al. 2002). Allerdings vermindern höhere Frequenzen das Risiko für Gewebeeinblutungen und verbessern so die Fleischqualität.
Für die Einwirkdauer gilt, je länger die Stromeinwirkzeit auf den Fisch ist, desto länger ist die Phase der Bewusstlosigkeit (Robb, O' Callaghan et al. 2002). Es muss also eine Zeitdauer gewählt werden, die garantiert, dass der Fisch bis zum Entbluten und den darauffolgenden Tod empfindungslos ist. Außerdem muss die Zeitdauer praktikabel sein. Eine zu lang einwirkende Stromstärke beeinträchtigt die Fleischqualität.
Wenn die elektrische Spannung und damit das elektrische Feld nicht hoch genug sind, kann es dazu kommen, dass die Fische zwar bewegungsunfähig werden, aber noch bei vollem Bewusstsein sind und somit den tödlichen Kiemenschnitt spüren.
Die elektrische Betäubung kann bei Forellen und Karpfen erfolgreich durchgeführt werden. Forellen können mit diesem Verfahren sogar sofort getötet werden. Bei der Betäubung des afrikanischen Welses zeigen sich jedoch einige Komplikationen.
Um die elektrische Betäubung beim afrikanischen Wels zu optimieren, wurden mehrere Studien mit Tierversuchen durchgeführt (Lambooij, Kloosterboer et al. 2004, Lambooij, Kloosterboer et al. 2006, Sattari, Lambooij et al. 2010). Keine dieser Studien konnte eine sichere Betäubung der afrikanischen Welse nur mit elektrischen Strömen nachweisen. Zu wenige der Welse konnten erfolgreich betäubt werden, oder sie erholten sich zu schnell von der Betäubung und waren zum Zeitpunkt der Schlachtung wieder bei Bewusstsein (Lambooij, Kloosterboer et al. 2004, Lambooij, Kloosterboer et al. 2006). Es war immer eine Kombination mit Eiswasser bzw. eine Nachbetäubung notwendig (Lambooij, Kloosterboer et al. 2006). Als mögliche Ursache wird der dicke Mantel aus Fettgewebe und Knochen um das Gehirn der afrikanischen Welse diskutiert (Hörnig 2017) Die Fische vor der Betäubung in Eiswasser zu setzen, wird wiederum unter tierschutzrechtlichen Aspekten diskutiert.
Die elektrische Betäubung beim afrikanischen Wels konnte mithilfe von Computersimulationen ohne Tierversuche untersucht werden. Dazu wurde ein 3D Modell des Schädels vom afrikanischen Wels erstellt und mithilfe der Finite Elemente Methode der Stromfluss und die Stromdichteverteilung im Gehirn des Fisches bei der Betäubung simuliert (Hörnig 2017). Hörnig et al. (2017) zeigten, dass auf der
Grundlage ihrer Simulationsergebnisse eine Elektrobetäubung derzeit aus Tierschutzsicht nicht zu empfehlen ist. Ein Nachteil dieser Studie war jedoch, dass bei diesen Computersimulationen die elektrischen Leitfähigkeitswerte von menschlichem Gewebe verwendet wurden.
2.4 Methoden zur Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit
Verschiedene Materialien sind unterschiedlich gut in der Lage, elektrischen Strom zu leiten. Die elektrische Leitfähigkeit, auch als Konduktivität bezeichnet, ist eine physikalische Größe, die angibt, wie stark die Fähigkeit eines Stoffes ist, den elektrischen Strom zu leiten. Das Formelzeichen der elektrischen Leitfähigkeit ist σ, und die SI-Maßeinheit ist Siemens pro Meter (S/m). Bei bestimmten Stoffen ist σ richtungsabhängig, also ein Tensor. Nur in speziellen Fällen eines homogenen (ortsunabhängigen), isotropen (richtungsunabhängigen) und linearen (feldgrößenunabhängigen) Mediums ist die elektrische Leitfähigkeit ein Skalar.
Damit ein elektrischer Strom fließen kann, müssen elektrische Ladungen in eine definierte Richtung transportiert werden können. In verschiedenen Lösungen sind Anionen und Kationen die Ladungsträger, während in Metallen Elektronen transportiert werden. Auch in organischem Gewebe spielen durch den hohen Wassergehalt die gelösten Ionen als Ladungsträger eine wichtige Rolle.
Wenn eine Substanz einen hohen elektrischen Leitwert G hat, bedeutet dies, dass entsprechend Gl. (1) der elektrische Widerstand R niedrig ist.
𝐺 =1 𝑅
(1)
Der elektrische Widerstand kann mit Hilfe verschiedener Methoden gemessen werden.
Bei einem guten Leiter, dessen Länge und Querschnitt bekannt sind, kann die 2-Punkt- Methode angewendet werden, um die elektrische Leitfähigkeit zu bestimmen. Zwei Elektroden werden an den Leiter angeschlossen, wonach eine Spannung angelegt wird. Jetzt misst man mit einem Amperemeter den fließenden Strom, d. h. die elektrische Stromstärke.
Der frequenzabhängige elektrische Widerstand R, also die Impedanz, ist entsprechend Gl. (2) der Quotient aus der elektrischen Spannung U und der elektrischen Stromstärke I. Der spezifische Widerstand ρ eines Leiters ergibt sich entsprechend Gl. (3) aus dem Widerstand R, der Querschnittsfläche A des Leiters und der Länge 𝑙 des Leiters.
𝑅 =𝑈 𝐼
(2)
𝜌 = 𝑅 ∗𝐴 𝑙
(3)
Um den elektrischen Leitwert G zu berechnen, wird die Gl. (4) hergeleitet. Aus den Gleichungen (1), (2) und (4) ergibt sich Gl. (5) , um die elektrische Leitfähigkeit σ eines Leiters zu berechnen.
𝐺 = 1 𝑅 =1
𝜌∗𝐴
𝑙 = 𝜎 ∗𝐴
𝑙 , da 𝜎 =1 𝜌
(4)
𝜎 = 𝐼 𝑈∗ 𝑙
𝐴
(5)
Bei der Durchführung von Messungen, um anschließend mit Hilfe von Gl. (5) den spezifischen Widerstand zu berechnen, treten verschiedene Effekte auf, die zu Messfehlern führen können.
Bei Gleichstrom kommt es zur Polarisation der Materialien und zur schnellen Ausbildung einer elektrochemischen Doppelschicht an der Grenzfläche zwischen den Elektroden und dem Elektrolyten.
Diese Doppelschicht wird auch Kondensatorschicht genannt (Rommel 1980). Bei Gleichstrom und sehr niedrigen Wechselstromfrequenzen ist der Widerstand hoch, so dass kein bzw. nur ein sehr geringer Strom fließt. Bei höheren Frequenzen wird der Widerstand zunehmend kleiner (Knoblauch 2015).
Eine Konstantstromquelle ermöglicht die kontinuierliche Messung eines Widerstandswertes. Der konstante Strom I fließt durch den zu bestimmenden Widerstand R, dessen Wert sich aus dem Verhältnis der gemessenen Spannung U zu dem eingestellten Strom I ergibt (Schrüfer, Reindl et al. 2014).
Sollen sehr kleine Widerstände gemessen werden, sind die auftretenden Übergangswiderstände nicht zu vernachlässigen. Diese entstehen bei einer mechanischen Kontaktierung zweier unterschiedlich leitender Stoffe. Um sie und die eventuellen Zuleitungswiderstände nicht zu messen, wird die so genannte 4- Elektroden Methode oder 4-Punkt Methode empfohlen (Schrüfer, Reindl et al. 2014).
Bei dieser Methode fließt über zwei äußere Kontakte ein Strom durch die Probe, während über zwei zusätzliche Kontakte, die sich zwischen den beiden äußeren Elektroden befinden, die abfallende Spannung über einem bestimmten Bereich der Probe gemessen wird. Durch die beiden Kontakte, über die die abfallende Spannung gemessen wird, fließt nur ein sehr kleiner Strom durch ein hochohmiges Messgerät.
Dabei müssen die vier Kontakte gut voneinander isoliert sein und einen festen Abstand
haben. Mit Hilfe von Gl. (6) (Ruge and Mader 2013) kann dann aus den Größen s (Abstand zwischen den Elektroden) und U (gemessene Spannung) die elektrische Leitfähigkeit σ der Probe berechnet werden.
𝜎 = 𝐼 2𝜋𝑈𝑠
(6)
Für die Anwendung der Gl. (6) muss gelten: 𝑎
𝑠 ≥ 3 und 𝑏
𝑠 ≥ 3
Dabei bezeichnet s den Abstand zwischen den Elektroden, a die Dicke der Probe und b den Abstand der beiden äußeren Elektroden zum Probenrand.
Der Abstand s sollte zwischen 0,5 und 1,5 mm gewählt werden (Ruge and Mader 2013).
Der elektrische Widerstand ist bei vielen Stoffen temperaturabhängig. Z.B. stoßen bei Metallen die Elektronen bei zunehmender Temperatur mit Atomen zusammen. Ihre Beweglichkeit wird damit eingeschränkt und der elektrische Widerstand nimmt zu. Bei Halbleitern steigt die Ladungsträgerdichte exponentiell bei steigender Temperatur an, so dass der elektrische Widerstand abnimmt (Raith 2008).
Auch die elektrische Leitfähigkeit von Wasser ist temperaturabhängig. Die elektrische Leitfähigkeit von wässrigen Lösungen steigt um ca. +2%/°C. Je höher die Temperatur ist, desto geringer wird die Viskosität von Wasser und desto besser wird der Strom geleitet (Martinsen and Grimnes 2011).
2.5 Messung der elektrischen Leitfähigkeit von biologischem Gewebe
Der elektrische Widerstand von Gewebe kann nicht so einfach gemessen werden wie der eines technischen Leiters. Biologisches Gewebe ist sehr unterschiedlich, nicht nur
zwischen den verschiedenen Spezies, sondern auch zwischen den Individuen bestehen Unterschiede. Außerdem können viele Parameter wie die Temperatur, die Feuchtigkeit und das Alter des Gewebes Einfluss auf die elektrische Leitfähigkeit von biologischem Gewebe haben. Ein Gewebe ist häufig sehr heterogen strukturiert, und die Prozesse an den Zellmembranen haben einen großen Einfluss auf die elektrische Leitfähigkeit. Die Zellen haben unterschiedliche Größen, Funktionen und stoffliche Zusammensetzungen (Martinsen und Grimnes, 2015).
Es gibt bisher nicht viele Studien, die sich mit der Messung der elektrischen Leitfähigkeit organischer Gewebe beschäftigen. In vielen Studien werden Werte für die elektrische Leitfähigkeit verwendet, die sich vor allem auf die Versuche und Messungen von C. Gabriel, S. Gabriel und R.W. Lau beziehen (Gabriel, Gabriel et al.
1996, Gabriel, Lau et al. 1996, Gabriel, Lau et al. 1996). In diesen Arbeiten wurden die dielektrischen Eigenschaften von Gewebe in einem Frequenzbereich von 10 Hz bis 20 GHz untersucht. Es wurden vor allem menschliche Gewebe genutzt, aber auch verschiedene Tierarten miteinander verglichen. Die Messungen an den Tiergeweben konnten bereits zwei Stunden nach dem Tod der Tiere durchgeführt werden. Die menschlichen Gewebe wurden erst 24 bis 48 Stunden post mortem gemessen. Die Proben wurden in Würfel mit einer Kantenlänge von 5 cm geschnitten. Die Messungen basierten auf der Anwendung von drei verschiedenen Sweep-Frequenz Netzwerkanalysatoren, die jeweils einen anderen Frequenzbereich abgedeckt haben.
Eine sogenannte offene Koaxialsonde wurde zum Kontaktieren der Proben genutzt.
Diese Methode wurde in verschiedenen Publikationen angewendet, z.B. auch von Schmid, Neubauer und Mazal (Schmid, Neubauer et al. 2003). Bei dieser Methode
beeinflusst die Elektrodenpolarisation die Messwerte. Besonders bei niedrigen Frequenzen unter 1 kHz und geringen Probenwiderständen ist die Elektrodenpolarisation nicht zu vernachlässigen (Schwan 1992). Um den Polarisationseffekt der Elektroden möglichst gering zu halten, hat die Arbeitsgruppe unter Gabriel Platin als Elektrodenmaterial verwendet (Gabriel, Lau et al. 1996). Die Messungen wurden mit Hilfe der Software LabView™ durchgeführt.
Martinsen und Grimnes empfehlen die 4-Elektroden Methode zum Messen von biologischem Gewebe (Martinsen and Grimnes 2011). Biologisches Gewebe verhält sich bezüglich seiner elektrischen Eigenschaften je nach Frequenz unterschiedlich.
Bei Frequenzen unter 100 kHz kann man es als Elektrolytleiter bezeichnen. Bei höheren Frequenzen verhält sich biologisches Gewebe wie ein Dielektrikum.
Dielektrika sind sehr schlecht leitende Substanzen, die aber polarisierbar sind. Ihr Vermögen, elektrische Energie zu speichern, ist mit dem Verhalten eines Kondensators vergleichbar. So kann ein elektrisches Feld ohne das Vorhandensein einer guten elektrischen Leitfähigkeit transportiert werden (Martinsen and Grimnes 2011).
Da die Elektroden bei angelegter Spannung polarisieren und den gemessenen Widerstand beeinflussen, sollte das Material der Elektroden sorgfältig ausgewählt werden. Die Zeit bis zur Polarisation der Elektrode ist bei verschiedenen Metallen unterschiedlich (s. Abb. 1). Außerdem kann es zu chemischen Reaktionen zwischen der biologischen Probe und dem Metall kommen, wenn ein Strom fließt. Rostfreier Stahl, Silber und Gold sind gut polarisierbar (Martinsen and Grimnes 2011). Kupfer und Silber sind nicht gut biokompatibel. Die Metalle reagieren mit dem feuchten
Gewebe, was die Messungen beeinflusst (Geddes and Roeder 2003). Silberchlorid hingegen polarisiert sehr langsam. Silberchloridelektroden (Silber mit Silberchlorid überzogen) können allerdings nicht mehrfach verwendet werden, da sich das Silberchlorid bei angelegter Spannung vom Silber löst. Platin ist das ideale Elektrodenmaterial für Messungen an einer biologischen Probe. Bei niedrigen Frequenzen polarisiert Platin nicht so schnell wie beispielsweise Gold. Zusätzlich wird durch ein hochohmiges Messgerät der Stromfluss durch die inneren Elektroden bei der 4-Punkt Methode minimiert und damit auch die Polarisation der Elektroden.
Abb. 1: Gemessene Spannung ΔV mit sechs verschiedenen Elektrodenmaterialien (Martinsen and Grimnes 2011).
Keshtkar und Keshtkar untersuchten 2009 den Effekt der Andruckkraft der Sonde auf die elektrische Leitfähigkeit der Harnblase. Dabei wurde eine Messsonde mit vier Elektroden verwendet. Der Schwerpunkt der Versuche war die Untersuchung des Einflusses der Andruckkraft, mit der die Sonde auf das Gewebe gedrückt wird, auf die elektrische Leitfähigkeit der Probe. Um die Andruckkraft zu kontrollieren wurden die
Gewebeproben auf eine digitale Waage gelegt, bevor die Sonde von oben aufgedrückt wurde. Es zeigte sich, dass bei einer Variation der Andruckkraft und der Verwendung einer kleinen Sonde die Werte der elektrischen Leitfähigkeit stark schwanken.
Vergrößerte man jedoch die Fläche der Sonde, dann hat eine Variation der Andruckkraft nur noch einen geringen Effekt auf die Impedanz (Keshtkar and Keshtkar 2008).
Die elektrische Leitfähigkeit von Fischgeweben wurde bisher in keiner Studie näher untersucht. Somit können die in dieser Arbeit bestimmten Werte nur mit Werten der elektrischen Leitfähigkeit von Säugetiergeweben verglichen werden.
3 Material und Methoden
3.1 Material
3.1.1 Gewebeproben
Für die Vorversuche wurden Hähnchenbrustfilet und ganze Forellen aus dem Supermarkt verwendet. Die Forellen waren mindestens 24 Stunden tot und wurden auf Eis gelegt. Die Hauptversuche wurden mit Geweben der Fischarten Forelle, Karpfen und Afrikanischer Wels von frisch toten Fischen durchgeführt. Dabei wurden mindestens fünf Tiere von jeder Fischart untersucht.
Ein Teil der Fische kam aus dem Institut für Parasitologie – Abteilung Fischkrankheiten und Fischhaltung – der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover. Dort werden Fische für diagnostische Zwecke getötet und untersucht. Danach konnten die Gewebe für die hier beschriebenen Messungen genutzt werden. Weitere Gewebeproben
wurden von der Fischwirtschaft Aschauteiche in Eschede bezogen. Diese Proben wurden von Fischen (Karpfen, Forelle) gewonnen, die zur Lebensmittelgewinnung geschlachtet worden waren. Die Forellen (Salmo trutta fario) wogen zwischen 135 und 165 g und waren ein Jahr alt. Die Karpfen (Cyprinus carpio) wogen zwischen 410 und 1160 g und waren ca. drei Jahre alt. Fünf Schuppenkarpfen (s. Abb. 2) und ein Spiegelkarpfen konnten für die Messungen genutzt werden. Zwei von den afrikanischen Welsen (Clarias gariepinus) waren vier Jahre und die anderen drei erst 16 Monate alt. Das mittlere Gewicht der beiden ersten Welse betrug 2,47 kg, während die drei jüngeren und kleineren Welse im Mittel 350 g gewogen haben.
Abb. 2: Verwendeter Schuppenkarpfen (Masse 750 g, Alter 3 Jahre, 15 min nach dem Tod).
Die Proben wurden von verschiedenen Geweben gewonnen. Zunächst wurde die Haut am Rumpf des Fisches von der Muskulatur abgezogen. Hautstücke von 2 x 8 cm² wurden von der linken und rechten Seite des Fisches herausgeschnitten. Auf der darunterliegenden Muskulatur war nun eine Faszie (Muskelhaut) zu erkennen (s. Abb.
3).
Abb. 3: Verwendeter Karpfen mit entferntem Hautstück. Die Muskulatur mit Faszie ist sichtbar.
Die herausgeschnittenen Muskelproben waren von einer Seite noch mit dieser Faszie bedeckt, sodass bei den Messungen die Proben von beiden Seiten gemessen wurden, um durch einen Vergleich der Messwerte den Einfluss der Faszie bestimmen zu können. Die Proben hatten ein Volumen von 5,28 cm³.
Das Gehirn der Fische (s. Abb. 4) wurde nur dann entnommen und für die Messung verwendet, wenn es nicht durch die Betäubung oder Schlachtung beschädigt worden war. Die beiden Augen wurden, falls vorhanden, aus den Augenhöhlen herauspräpariert, und die Elektrodensonden wurden je einmal auf der Vorderseite und auf der Rückseite aufgesetzt. Manche Afrikanischen Welse hatten keine Augen ausgebildet oder diese verloren. Der retrobulbäre Fettkörper wurde am Auge belassen.
Beim Schuppenkarpfen wurden zusätzlich die Schuppen von beiden Körperseiten gewonnen. Beim afrikanischen Wels wurden die Hauptbarteln in die Messungen einbezogen.
Abb. 4: Verwendetes Gehirn eines Afrikanischen Welses (Masse 1,034 g).
Die Proben wurden entnommen, um den elektrischen Widerstand zu messen und dessen Zeit- und Temperaturabhängigkeit zu untersuchen. Eine Übersicht zu allen verwendeten Proben enthält Tab. 1.
Tab. 1: Übersicht der Proben der verschiedenen Gewebe bei den untersuchten Fischarten.
Fischart Karpfen Forelle Afrikanischer Wels
Gewebe n m [g] V n m [g] V n m [g] V
Muskel 46 4,96 MW 31 6,85 MW 41 6,43 MW
18 5,14 MT 11 5,9 MT 6 7,08 MT
21 5,01 MZ 20 7,37 MZ 18 7,65 MZ
Faszie 28 4,91 MW 31 6,85 MW 24 7,51 MW
3 5,13 MT 9 6,09 MT 5 7,07 MT
11 5,03 MZ 20 7,37 MZ 18 7,65 MZ
Haut 24 1,37 MW 20 0,62 MW 16 1,85 MW
Haut 12 0,66 MZ 13 1,65 MT
1 cm
Gehirn 3 0,76 MW 4 1,16 MW 4 0,67 MW
1 0,95 MZ 2 0,24 MZ 2 0,54 MW
Augen 12 5,95 MW 10 4,58 MW 8 0,29 MW
Knochen 2 1,68 MW 4 2,79 MW
Schuppen 3 4,54 MW
Fett 15 5,43 MW 10 4,59 MW 10 1,27 MW
Kiemendeckel 5 2,48 MW
Kiemen 3 1,61 MW 3 0,27 MW
3 0,27 MZ
Barteln 4 0,16 MW
Flossen 2 6,75 MW
n - Zahl der Proben, m - mittlere Masse der Proben, V - Verwendungszweck der Probe, MW - Widerstandsmessung, MT - Temperaturabhängigkeitsbestimmung, MZ - Zeitabhängigkeitsbestimmung
Die Probengeometrie beeinflusst die elektrische Leitfähigkeit der Probe entsprechend
𝜎 = 𝐼 2𝜋𝑈𝑠
(7)
Dabei bezeichnen U die Spannung, I die Stromstärke und s den Abstand zwischen den Elektrodenspitzen (zwischen 0,5 und 1,5 mm) (Ruge and Mader 2013). Die Elektrodenspitzen müssen äquidistante Abstände zueinander aufweisen.
Die Voraussetzung für die Anwendbarkeit von Gl. (7) ist, dass die Abmessungen der Probe eine gewisse Mindestgröße im Verhältnis zu den Elektrodenabständen aufweisen:
𝑎
𝑠 ≥ 3 𝑢𝑛𝑑𝑏
𝑠 ≥ 3 (8)
Dabei bezeichnen a die Dicke der Probe und b den Abstand der äußeren Elektroden zum Probenrand. Bei einem Elektrodenabstand von 1 mm muss die Probe also mindestens 3 mm dick sein, und der Probenrand muss in jeder Richtung mindestens einen Abstand von 3 mm zur Elektrodensonde haben.
3.1.2 Probengefäße
Um zu verhindern, dass sich die Probenabmessungen durch die Andruckkraft der Elektrodensonde verändern, wurden die Proben in selbst entwickelte kleine Kunststoffgefäße definierter Größe eingesetzt. So hatten auch alle Proben standardisierte und konstante Abmessungen. Zunächst wurden Probengefäße für die Messungen zur Überprüfung der Temperaturabhängigkeit der elektrischen Leitfähigkeit hergestellt, die in eine Halterung in einem Wasserbad eingehängt werden konnten (s. Abb.5). Diese Probengefäße wurden mit einem Fused Filament Fabrication (FFF) 3D-Drucker (HT500.2, Kühling&Kühling, Kiel) aus Acrylnitril- Butadien-Styrol (ABS) gedruckt. Ihr Innenvolumen beträgt 2,2 x 2,0 x 1,2 cm³. Damit die wasserhaltigen Gewebeproben zwischen den Messungen nicht austrocknen, wurden passende Deckel zu den Probengefäßen im o. g. 3D-Drucker gedruckt. Für die Messungen ohne Wasserbad wurden runde Kontaktlinsenbehälter mit Deckel (Aufbewahrungsbehälter, Acumed, Kiel, Durchmesser 2,5 cm, Höhe 0,82 cm) genutzt,
die dasselbe Innenvolumen aufwiesen, wie die quaderförmigen gedruckten Behälter (s. Abb.5).
Abb. 5: Probengefäße; oben quaderförmige Gefäße mit Wasserbadhalterung (roter Pfeil) und Deckel (oranger Pfeil); unten runde Probengefäße
3.1.3 Messaufbau 3.1.3.1 Messgeräte
Um die elektrische Leitfähigkeit von biologischen Geweben zu bestimmen, wurde ein Messaufbau entwickelt, der den elektrischen Widerstand einer biologischen Probe mit Hilfe der so genannten 4-Punkt-Technik misst (Ruge and Mader 2013).
Um die Auflösung des Elektrodenmaterials und die Bildung von Wasserstoff zu vermeiden, wurde eine Wechselstromquelle genutzt, die Ströme mit konstanter Stärke produziert. Diese Wechselstromquelle ist Bestandteil eines Messsystems für bioelektrische Signale, das an der TU Braunschweig im Institut für Elektrische Messtechnik und Grundlagen der Elektrotechnik im Rahmen einer Masterarbeit entwickelt wurde (Gehring 2015). Bei diesem Messsystem handelt es sich um ein
Vielkanal-EKG mit integrierter Hautwiderstandsmessung, das in der Lage ist, konstante Wechselströme verschiedener Frequenzen (1-100 Hz, regelbar in 1 Hz- Schritten) mit Stromstärken von 0,1, 1 oder 10 μA zu erzeugen (s. Abb. 6: rote Anschlüsse) sowie die über den angeschlossenen Widerstand (technischer Widerstand, Haut) abfallende Spannung über zwei zusätzliche Anschlüsse zu messen (s. Abb. 6: schwarze Anschlüsse „Person 2“).
Abb. 6: Anschlussfront des Vielkanal-EKGs mit integrierter Hautwiderstandsmessung.
Das Messsystem ist mit einem Computer verbunden, so dass mit Hilfe der Software LabView™ (Laboratory Virtual Instrumentation Engineering Workbench, 1986, National Instruments, Austin TX) die Messwerte für die Stromstärke und die Spannung angezeigt werden können (s. Abb. 7). Der daraus resultierende Widerstandswert wird in LabView™ automatisch nach dem Ohm´schen Gesetz berechnet. Die Messergebnisse werden in einer Exceldatei gespeichert.
Abb. 7: Screenshot von LabView™ nach zehn Messungen an einem technischen Widerstand von 1000 Ω. Links unten (rote ROI): Einstellungen der Parameter; links oben: zehn gemessene Widerstandswerte; rechte Seite: graphische Darstellung der 400 Einzelwerte für Stromstärke (rechts oben) und Spannung (rechts unten) für den letzten der zehn graphisch dargestellten Widerstandswerte (links oben).
3.1.3.2 Elektroden und weiteres Material
Die vier Elektroden müssen bei der 4-Punkt-Technik in einer Reihe mit gleichem Abstand voneinander auf die Probe appliziert werden (Ruge and Mader 2013). Um dies zu erreichen, wurde eine Elektrodensonde gebaut. Dazu wurden vier Löcher in einem Abstand von jeweils 1 mm in ein Kunststoffplättchen gebohrt, das als Elektrodenführung diente. Das Kunststoffplättchen wurde in einem Fused Filament Fabrication (FFF) 3D-Drucker HT500 (Kühling&Kühling, Kiel, Deutschland) aus ABS gedruckt und hat die Abmessungen von 1,1 x 2,2 x 0,2 cm³. Als Elektroden wurden Platin-Iridium Subdermal Nadelelektroden der Fa. TerniMed (Bielefeld, Deutschland) verwendet. Diese haben eine Nadellänge von 12 mm, einen Durchmesser von 0,4 mm, einen 1,5 mm DIN-Stecker und eine Kabellänge von 150 cm. Die Elektrodenspitzen wurden in die Löcher der Elektrodenführung eingeführt und mit
Kaltschweißkleber JB-Weld Original (JB-Weld, Atlanta, Georgia, USA) fixiert. Die Elektrodenspitzen überragen die Kunststoffplatte um 1 mm (s. Abb. 8). Die Länge der Elektroden wurde so gewählt, dass einerseits der Kontakt zum Gewebe realisiert ist und andererseits die Elektroden nicht zu tief in das Gewebe eindringen.
Abb. 8: Roter Pfeil: Ansicht der Elektrodenführung mit 4 Platin-Iridium Nadelelektroden; Blauer Pfeil: Sonde im Mikroskop.
Eine wichtige Voraussetzung für reproduzierbare Messungen des elektrischen Widerstands ist eine konstante Andruckkraft der Elektroden auf die Probenoberfläche.
Der dafür notwendige mechanische Aufbau wurde mit Hilfe von Teilen eines Mikroskops (Krüss, MBL 2000, Hamburg, Deutschland) realisiert. Der Objektivrevolver des Mikroskops wurde entfernt und die Elektrodensonde an seiner Stelle befestigt (s. Abb. 8). Mit Hilfe einer Feinwaage der TL-Serie (Fa. homgeek, Ablesegenauigkeit 0,001 g) (s. Abb. 9) wurde die Andruckkraft der Elektrodensonde auf die Probenoberfläche bestimmt, sodass sie dadurch konstant gehalten werden konnte.
Durch das Kunststoffplättchen wurde außerdem die Andruckkraft der Elektroden auf
das biologische Material auf eine größere Fläche verteilt und konzentrierte sich nicht auf die Elektrodenspitzen.
Abb. 9: Elektrodensonde (roter Pfeil, Andruckkraft auf die Probe entspricht 10,199 g);
Probe im Gefäß T2 (grüner Pfeil) auf der Feinwaage (blauer Pfeil).
Die Temperatur der Probe wurde mit einem Digitalthermometer GTH 1200 A der GHM- Group-Greisinger electronic (Regenstauf, Deutschland) gemessen. Das verwendete Modell hat in dem verwendeten Messbereich von -65 bis +199,9 °C eine Auflösung von 0,1 °C. Das Thermometer ist mit einem Drahtfühler Typ K GTF 300 Thermoelement ausgerüstet.
3.2 Methoden
3.2.1 Untersuchungen zum Einfluss von Störsignalen
Um zu überprüfen, ob die Messungen durch Störsignale aus der Umwelt beeinflusst werden, wurde zur Überwachung des Ausgangssignals direkt an den Elektroden ein Oszilloskop (UT2202CE, Uni-Trend Technology, Dongguan City, China) angeschlossen. Als Gewebeprobe wurde herkömmliches Hähnchenfleisch von der
Brustmuskulatur aus dem Supermarkt benutzt. Während der Messungen befand sich der komplette Messaufbau einmal in einem Faraday’schen Käfig und einmal außerhalb desselben. Zusätzlich wurde untersucht, welchen Einfluss es hat, wenn nur Teile des kompletten Messaufbaus durch den Faraday’schen Käfig abgeschirmt sind (s. Abb.
10).
Abb. 10: Messaufbau zur Untersuchung des Einflusses von externen Störsignalen.
Hier befinden sich nur die Elektrodensonde und der Probentisch im Faraday’schen Käfig.
3.2.2 Validierung des Messaufbaus
An das Messgerät der TU Braunschweig (s. Kap 3.1.3.1) wurden zur Überprüfung zuerst technische Widerstände mit vorgegebenen Widerstandswerten zwischen 22,6 Ω und 100 kΩ angeschlossen. Diese wurden zunächst mit einem Multimeter (VC270, Voltcraft, Conrad Electronic SE, Hirschau, Deutschland) gemessen, um mögliche systematische Abweichungen zwischen den Messwerten des Messgerätes und den tatsächlichen Widerständen erfassen zu können.
Mit den im Supermarkt erworbenen Forellen wurde untersucht, ob das Messgerät in Kombination mit der Elektrodensonde (s. Kap. 3.1.3.2) bei organischen Gewebeproben funktioniert und ob die Messwerte zeitlich stabil und reproduzierbar sind. Die Proben (vor allem Muskelgewebe) wurden dazu drei bis zehn Mal an derselben Stelle kontaktiert, gemessen und die Messwerte verglichen. Außerdem wurde ein Forellenfilet von 15 cm Länge und jeweils 2 cm Breite und Tiefe präpariert.
Dieses wurde in der Mitte kontaktiert und nach jeder Messung jeweils um 1 cm an beiden Seiten gekürzt, bis es die Größe der verwendeten Standardproben hatte (2,2 x 2,0 x 1,2 cm³, s. Kap 3.1.1). So konnten die Messwerte miteinander verglichen und der Einfluss der Probengröße überprüft werden. Die Zeitabhängigkeiten von Spannung und Stromstärke wurden während aller Messungen beobachtet, um zu gewährleisten, dass die Sonde ausreichend Kontakt zum Gewebe hat und das Gerät zuverlässig die eingestellte Stromstärke ausgibt (s. Abb. 7). Außerdem wurde die Standardabweichung vom Mittelwert der Messwerte berechnet, um auch innerhalb einer Messung die Stabilität der Widerstandswerte beurteilen zu können.
3.2.3 Messung des elektrischen Widerstandes von Fischgeweben
Um den Widerstand von Fischgeweben zu messen, wurde der in Kap. 3.1.3 beschriebene Messaufbau verwendet. Die Messungen erfolgten mit einem Wechselstrom von 10 μA bei einer Frequenz von 50 Hz. Außerdem wurden folgende Einstellungen in der Software LabView™ verwendet: Berechnung des Mittelwertes einer Messung aus 400 Einzelmesswerten (Zeit der Einzelmessung 1,25 s), Bestimmung des Gewebewiderstandes als Mittelwert aus 100 Messungen (Gesamtmesszeit 125 s) (s. Abb. 7 rote ROI). Das Probengefäß mit der Probe wurde
auf der Feinwaage (s. Kap. 3.1.3.2) auf dem Mikroskoptisch platziert und konnte so mittels der Mikrometerschraube präzise bis zum Kontakt mit der Sonde hochgefahren werden.
Mit Hilfe der Feinwaage konnte nun die Andruckkraft gemessen werden. Alle Messungen wurden mit einer konstanten Andruckkraft, entsprechend einer Anzeige von (10,00 ± 0,20) g, durchgeführt, sodass die Elektroden einen vollständigen Kontakt zum Gewebe hatten.
Die Temperatur jeder Probe wurde vor Beginn der Messungen bestimmt (s.
Kap. 3.1.3.2). Anschließend wurde das Messgerät gestartet, wonach die 100 Messwerte nach 125 s in eine Exceltabelle übertragen wurden, um den Mittelwert einschließlich Standardabweichung zu berechnen. Auf diese Art und Weise wurden alle Gewebeproben der Fische gemessen.
3.2.4 Messungen zur Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstands Drei Muskelproben pro Karpfen wurden in die quaderförmigen Behälter (s. Kap. 3.1.2) gesetzt. Die Behälter wurden mit T1-T3 beschriftet, sodass die Proben auseinandergehalten werden konnten. Die Temperatur und der elektrische Widerstand der Proben wurden gemessen (s Kap. 3.2.3). Danach wurden die Proben zum Abkühlen in einen Kühlschrank (Temperatur 3 °C) gelegt. Eine Styroporschachtel mit den Innenmaßen 13,5 x 8 x 3 cm³ und einer Wanddicke von 1,5 cm wurde mit Wasser gefüllt und zu den Proben in den Kühlschrank gestellt. Nach ca. vier Stunden wurde das Wasserbecken unter die Elektrodensonde gestellt. Das Wasser hatte eine Temperatur von 6 °C. Die Gewebeproben konnten nun nacheinander aus dem Kühlschrank entnommen werden. Eine Halterung (s. Abb. 5) für die Probengefäße in dem Wasserbecken ermöglichte es, die Proben in das Wasser zu hängen, ohne dass
Wasser in den Behälter hineingelangen konnte. Während der Messungen wurde mit Hilfe des Thermometers GTH 1200A die Probentemperatur überwacht. Das Wasserbad verhindert die zu schnelle Erwärmung der Probe. Bei einer langsamen Erwärmung waren Messungen bei verschiedenen Probentemperaturen möglich, ohne dass starke Temperaturschwankungen die Stabilität der Messwerte beeinflussen konnten. Das Messgerät wurde jeweils, nachdem sich die Probe um ca. 1-2 °C erwärmt hatte, wieder gestartet und die 100 Messwerte wurden aufgezeichnet. So konnten bei stabilen Probentemperaturen zwischen 6 und 23 °C die Widerstandswerte gemessen und die Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstandes bzw. der elektrischen Leitfähigkeit untersucht werden. Die Proben mit der Beschriftung T3 wurden im Mittel 6,87 h nach dem Tod des Karpfens unter die Sonde gelegt, um eine Messung von 20 Minuten zu starten. Nach jeder Minute wurde die Temperatur der Probe aufgezeichnet, um die Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstands in einem relativ kurzen Zeitraum bestimmen zu können. Nach dieser Methode wurde auch die Temperaturabhängigkeit des elektrischen Widerstands von zehn Muskelproben von Forellen und sieben Muskelproben beim afrikanischen Wels bestimmt.
3.2.5 Messungen zur Zeitabhängigkeit des elektrischen Widerstands
Ein Teil der Muskelproben, die zur Bestimmung des elektrischen Widerstandes genutzt wurden (s. Tab. 1 , Kap. 3.1.1), wurden nach 3,5, 6,0 und 8,5 Stunden nach dem Tod des Fisches gemessen. Einige Proben, deren Zustand dies erlaubte, wurden auch noch nach 24 h nach dem Tod des Fisches gemessen. Um die Muskelproben zu unterscheiden, wurden die Behälter mit 1-3 beschriftet und markiert, ob die Probe von der rechten (R) oder linken (L) Seite des Fisches stammte.
3.2.6 Bestimmung der elektrischen Leitfähigkeit aus dem elektrischen Widerstand
Nachdem der elektrische Widerstand R gemessen wurde, konnte daraus entsprechend Gl. (9) die elektrische Leitfähigkeit σ für jedes Gewebe berechnet werden. Dabei wurde die Gültigkeit des Ohm’schen Gesetzes vorausgesetzt.
𝜎 = 1 2𝜋𝑅𝑠
(9)
Die Größe s bezeichnet den Abstand der Elektroden.
3.2.7 Statistische Auswertung der Messergebnisse
Die Proben wurden nach Herkunft und Funktion (Zeitmessung, Temperaturmessung) sortiert. Um einen Bereich der elektrischen Leitfähigkeit für die einzelnen Gewebe der jeweiligen Fischarten festzulegen, wurde das 95 %-Konfidenzintervall der Messwerte berechnet. So konnten die Messergebnisse der untersuchten Fischarten auch miteinander verglichen werden.
Mit Hilfe von gepaarten T-Tests wurde überprüft, ob die unterschiedlich beschaffenen Seiten der Haut- und Muskelproben signifikante Unterschiede in Bezug auf den elektrischen Widerstand aufweisen.
4 Ergebnisse
4.1 Untersuchungen zum Einfluss von Störsignalen
Durch Voruntersuchungen mit Hilfe technischer Widerstände konnten Störungen bei den Messungen ausgeschlossen oder behoben werden. So zeigte sich, dass die Netzgeräte sicher geerdet werden müssen, damit die Messspannung keine Oberwellen oder Störsignale aufweist (s. Abb. 11).
Abb. 11: Störungsfreies Messsignal auf dem Bildschirm des Oszilloskops (rote ROI).
Das Messsignal wies keine sichtbaren Störungen auf, unabhängig davon, ob sich der Messaufbau inner- oder außerhalb des Faraday’schen Käfigs befand. Auch die vom Messgerät berechneten Widerstandswerte waren mit und ohne Faraday`schen Käfig gleich groß. Deshalb wurde bei den Messungen kein Faraday’scher Käfig verwendet.
4.2 Validierung des Messaufbaus
Der bekannte Widerstandswert technischer Widerstände wurde mit einem Multimeter (VC270, Voltcraft, Conrad Electronic SE, Hirschau, Deutschland) bestimmt.
Anschließend wurden dieselben technischen Widerstände als Testobjekt an das
Vielkanal-EKG angeschlossen. Dieses Gerät hat bei sehr kleinen Widerständen (< 22,6 Ω) einen niedrigeren Widerstand als das Multimeter gemessen (s. Abb. 12).
Bei höheren Widerständen war die Abweichung positiv. Ab einem Widerstand von 1 kΩ liegt die Abweichung konstant bei + 15,4 %. Unter 1 kΩ gilt, je kleiner der Widerstand, desto niedriger die relative Abweichung zwischen beiden Messwerten.
Abb. 12: Prozentuale Abweichung des mit dem Vielkanal-EKG gemessenen Widerstandswertes vom tatsächlichen Widerstandswert der technischen Widerstände.
Zum Korrigieren der mit dem Vielkanal-EKG gemessenen Widerstandswerte wurden die prozentualen Abweichungen in Tab. 2 genutzt. Z.B. wurde bei einem mit dem Vielkanal-EKG gemessenen Wert von 1154 kΩ angenommen, dass es sich dabei um 115,4 % des tatsächlichen Wertes handelt, so dass 15,4 % entsprechend 154 kΩ vom Messwert abgezogen wurden. Der tatsächliche Wert beträgt also 1000 kΩ.
-35 -30 -25 -20 -15 -10 -5 0 5 10 15 20
0,01 0,1 1 10 100
Abweichung [%]
Widerstand [kΩ]
Tab. 2: Prozentuale Abweichungen zwischen den mit dem Vielkanal-EKG gemessenen und den tatsächlichen Widerstandswerten.
Gemessener Widerstand [Ω]
Abweichung [%]
<100 5,04
100-180 6,96
180-300 9,48
300-400 12,3
400-800 13,5
800-1000 14,9
>1000 15,4
Verschiedene Gewebeproben von Forellen wurden 3 bis 4 Mal nacheinander gemessen, um die Stabilität während einer Messung und die Reproduzierbarkeit der Messergebnisse zu untersuchen (s. Abb. 13). Wenn diese Mittelwerte der Messungen mit jeweils 100 Einzelmesswerten der gleichen Probe verglichen werden, liegt die Standardabweichung der Mittelwerte der Messungen zwischen 0,0007 und 0,08 kΩ.
Die Standardabweichungen sind teilweise so gering, dass sie in Abb. 13 nicht zu erkennen sind.
Abb. 13: Mittlere Widerstände von Forellengeweben bei 3 bis 4 Mal wiederholten Messungen. Die Fehlerbalken zeigen die jeweilige Standardabweichung vom Mittelwert an.
Bei den Messungen des 15 x 2 x 2 cm³ großen Forellenfilets, welches in der Mitte kontaktiert und nach jeder Messung um 2 cm gekürzt wurde, um den Einfluss der Probengröße zu untersuchen, ergab sich ein über alle Probengrößen gemittelter elektrischer Widerstand des Gewebes von (0,59 ± 0,11) kΩ (s. Abb. 14).
Abb. 14: Gemessener Gewebewiderstand in Abhängigkeit von der Länge des Fischfilets. Der elektrische Widerstand wurde ein zweites Mal an einer anderen Stelle des Fischfilets gemessen (Filet umgesetzt).
0,4 0,45 0,5 0,55 0,6 0,65 0,7 0,75
15 cm Mitte 13 cm Mitte 9 cm Mitte 5 cm Mitte in Dose
Widerstand [kΩ]
Länge der Probe
Filet
Filet umgesetzt
Die Andruckkraft der Elektrodensonde auf die Gewebeprobe wurde mit Hilfe einer Feinwaage, auf die die Proben gelegt wurden, gemessen (s. Kap. 3.1.3.2). Um u. a.
die Kraft auf eine größere Fläche zu verteilen, wurde die Sonde in einem Kunststoffplättchen (1,1 x 2,2 x 0,2 cm³) befestigt. Die Abb. 15 zeigt den gemessenen elektrischen Widerstand von drei verschiedenen Muskelproben aus einem afrikanischen Wels. Der Widerstand der Proben wurde jeweils innerhalb von sechs Minuten einmal mit einer Andruckkraft der Sonde von 9,8 mN (Anzeige der Waage 1 g) und einmal mit einer Andruckkraft der Sonde von 98 mN (Anzeige der Waage 10 g) gemessen. Dabei veränderte sich der Mittelwert der Messwerte höchstens um 0,01 kΩ.
Abb. 15: Gemessener elektrischer Widerstand (R) von Muskelproben aus einem Schwanz von einem afrikanischen Wels (WS), wobei die Sonde einmal mit einer Masse von 1 g und einmal mit 10 g angedrückt wurde.
1 1,05 1,1 1,15 1,2 1,25 1,3
1 10
Widerstand [kΩ]
Andruck der Sonde [g]
WSR1 WSR2 WSR3
4.3 Gemessene Widerstandswerte
Während einer Messung, bei der 100 Einzelmesswerte aufgenommen wurden, betrugen die Standardabweichungen vom Mittelwert durchschnittlich 0,1 kΩ beim Karpfen, sowie 0,07 kΩ bei der Forelle und dem afrikanischen Wels. Ausnahmen davon ergaben sich für die Knochen und die Schuppenproben beim Karpfen. Zum Beispiel betrugen die Standardabweichung vom Mittelwert des Widerstandes (580,6 kΩ) bei einer Knochenprobe 162,1 kΩ (s. Anhang). Die Messungen an Kiemendeckeln von Forellen und auch die Knochenproben von afrikanischen Welsen ergaben wesentlich kleinere Standardabweichungen vom Mittelwert (s. Anhang Tab.3 und Tab. 5). Die mittleren Temperaturen der gemessenen Proben betrugen 20,5 °C beim Karpfen, 21,6 °C bei der Forelle und 20,3 °C beim afrikanischen Wels.
4.3.1 Karpfen
Die Messungen erfolgten an insgesamt sechs Karpfen. Die Messergebnisse für die Haut sind in Abb. 16 dargestellt. Pro Karpfen wurden jeweils vier Hautproben an der Innen- und Außenseite gemessen, sodass pro Hautseite 24 Mittelwerte des elektrischen Widerstandes vorliegen. Die Werte wurden zwischen der 320. und der 420. Minute nach dem Tod des jeweiligen Karpfens gemessen. Nur die Werte für Karpfen Nr. 2 wurden bereits ab der 225. Minute nach dessen Tod aufgenommen. Der sehr hohe Wert von 20,9 kΩ für Karpfen Nr. 6 ist in Abb. 16 als Ausreißer dargestellt.
Der Mittelwert des elektrischen Widerstandes ist an der äußeren Hautfläche größer als an der Inneren (x in Abb. 16). Ein diesbezüglicher gepaarter T-Test ergab einen p- Wert von 0,131, so dass dieser Unterschied nicht signifikant ist. Die Werte des elektrischen Widerstandes für die Karpfenhaut weisen eine relative große Streuung
auf. Die Maxima betragen 11,9 kΩ (innen) und 12,3 kΩ (außen), die Minima 0,5 kΩ (innen) und 1,1 kΩ (außen).
Abb. 16: Boxplot der gemessenen elektrischen Widerstände an der Hautinnen- und Hautaußenseite beim Karpfen.
Die Messergebnisse für das Muskelgewebe sind in Abb. 17 dargestellt. Obwohl die Messwerte vor allem bei der faszienbedeckten Seite eine relativ große Streuung aufweisen (1,7 – 14,6 kΩ), liegen doch ca. 50 % aller Werte nah beim Median. Bei faszienfreier Muskulatur betragen 50 % der gemessenen Widerstandswerte 1,4 bis 2,4 kΩ, bei der faszienbedeckten Muskulatur 4,6 bis 8,4 kΩ.
Die Abb. 18 verdeutlicht, dass der elektrische Widerstand von Muskelgewebe ohne Faszienbedeckung immer niedriger ist als der elektrische Widerstand, der an derselben Muskelprobe auf der mit Faszien bedeckten Seite gemessen wurde.
Abb. 17: Boxplot der gemessenen elektrischen Widerstände der faszienfreien Muskulatur und der faszienbedeckten Muskulatur beim Karpfen.
Abb. 18: Vergleich der Mittelwerte der gemessenen elektrischen Widerstände von faszienfreien und faszienhaltigen Muskelproben der Karpfen Nr. 3 bis 6.
Die Messergebnisse für die Vorderseite der Augen sind in Abb. 19 dargestellt. Dabei gibt es relativ große Unterschiede. Der kleinste Wert lag bei 0,55 kΩ (Karpfen Nr. 5, rechtes Auge) und der höchste Wert bei 14,2 kΩ (Karpfen Nr. 4, rechtes Auge). Auch
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 20
K3L1 K3T1 K3T2 K4L2 K4L3 K4R2 K4R3 K4T1 K4T2 K4T3 K5L1 K5L2 K5L3 K5R1 K5R2 K5R3 K5T1 K5T2 K5T3 K6L1 K6L2 K6L3 K6R1 K6T1 K6T2 K6T3
Widerstand [kΩ]
Probenbezeichnung
Muskel Faszie
die Messwerte für beide Augen eines Karpfens sind z. T. sehr unterschiedlich. Z. B.
betrug der Wert für das rechte Auge von Karpfen Nr. 2 3,93 kΩ und für das linke Auge 11,5 kΩ (s. Abb. 19). Der Mittelwert des elektrischen Widerstandes aller Augenproben (Vorderseite) betrug (5,1 ± 2,7) kΩ.
Abb. 19: Säulendiagramm der gemessenen elektrischen Widerstände des rechten und linken Auges (Vorderseite) bei den Karpfen Nr. 1 bis 6.
Die Messergebnisse für die Rückseite der Augen sind in Abb. 20 dargestellt. Auch diese Messwerte zeigen eine relativ große Streuung. Der Maximalwert von 5,87 kΩ wurde für das linke Auge von Karpfen Nr. 2 gemessen, während der Wert für das rechte Auge von Karpfen Nr. 5 nur 0,83 kΩ betrug. Der Mittelwert des elektrischen Widerstandes aller Augenproben (Rückseite) betrug (2,4 ± 1,1) kΩ.
0 2 4 6 8 10 12 14 16 18
K1v K2v K3v K4v K5v K6v
Widerstand [kΩ]
Probenbezeichnung
