Experimentelle Untersuchungen zur Wirkung transzervikaler intrauteriner Applikation von Seminalplasma auf die ovarielle Aktivität und auf den
Ovulationszeitpunkt in Sexualzyklen bei hemihysterektomierten Pferden
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer
D O K T O R I N D E R V E T E R I N Ä R M E D I Z I N ( D r . m e d . v e t . )
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Ija Asjanowa
aus St. Petersburg (Rußland)
Hannover 2001
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. E. Klug 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Niemann
Tag der mündlichen Prüfung: 28.05.2001
ЧЕЛОВЕК.
Tabellenverzeichnis...7
Tabellenverzeichnis (Anhang):...7
Abkürzungsverzeichnis ... 9
1 Einleitung... 11
2 Schrifttum ... 13
2.1 Uterus und Ovar: Anatomische Eigenschaften beim Pferd ...13
2.1.1 Blutversorgung des Uterus und der Ovarien ...16
2.1.2 Gegenstromprinzip (,,counter-current transfer”) ...17
2.2 Ovarielle Funktionen und Follikelentwicklung...21
2.2.1 Saisonalität ...21
2.2.2 Anöstrus...22
2.2.2.1 Hormone im Anöstrus ...22
2.2.3 Östrus...23
2.2.4 Diöstrus...24
2.2.5 Präovulatorische Follikelveränderungen ...24
2.2.5.1 Das klinisch-palpatorische Bild der präovulatorischen Follikelveränderungen....24
2.2.5.2 Das ultrasonographische Bild der präovulatorischen Follikelveränderungen ...25
2.2.6 Ovulationsgeschehen...26
2.3 Hormonelle Steuerung des Zyklus und der Follikelentwicklung ...27
2.4 Partielle Hysterektomie ...30
2.6 Diagnostische Laparoskopie...32
2.7 Seminalplasma...32
2.7.1 Anatomische Eigenschaften der akzessorischen Geschlechtsdrüsen ...32
2.7.2 Zusammensetzung des Hengstejakulates...34
2.7.3 Biologische Bedeutung des Sekretes der akzessorischen Geschlechtsdrüsen ...36
2.7.4 Biochemische Eigenschaften des Seminalplasmas...37
2.7.4.1 Anorganische Ionen...37
2.7.4.2 Niedermolekulare organische Bestandteile im Seminalplasma...39
2.7.4.2.1 Energiesubstrate...39
2.7.4.2.2 Antioxydative Komponenten...40
2.7.4.3 Proteine des Samenplasmas...41
2.7.4.4 Die Lipide des Seminalplasmas...43
2.7.4.5 Seminale Hormone ...44
2.8 Der Einfluss der Seminalhormone auf den weiblichen Genitaltrakt ...47
3 Material und Methode ... 52
3.1 Material...52
3.1.1 Tierprobanden...52
3.2 Methode...52
3.2.1 Versuchsdurchführung Teil 1: Partielle Hysterektomie ...52
3.2.1.1 Präoperative Untersuchung...52
3.2.1.1.1 Klinische Untersuchung ...52
3.2.1.1.5 Labordiagnostische Untersuchungen...54
3.2.1.2 Durchführung der partiellen Hysterektomie...54
3.2.1.2.1 Präoperative Vorbereitung...54
3.2.1.2.2 Narkose...54
3.2.1.2.3 Laparotomie...54
3.2.1.3 Postoperative Überwachung und Untersuchungen...56
3.2.1.3.1 Klinische Allgemeinuntersuchung ...56
3.2.1.3.2 Labordiagnostische Untersuchung...56
3.2.1.3.3 Hysteroskopie ...56
3.2.1.3.4 Laparoskopie ...57
3.2.2 Versuchsteil 2: Gewinnung und Verabreichung der Infusions-Lösungen...58
3.2.2.1 Seminalplasma...58
3.2.2.2 Kochsalzlösung...58
3.2.2.3 Samen nativ ...58
3.2.2.4 Transzervikale Verabreichung der Infusionsmedien ...59
3.2.2.5 Untersuchungsparameter des Ovulationszeitpunktes ...60
3.2.2.6 Untersuchung auf Gravidität ...61
3.2.2.7 Frequenz und Technik der Blutprobenentnahme...61
3.2.2.8 Bestimmung des Hormonstatus...61
3.2.2.9. Statistische Auswertung ...62
4 Ergebnisse... 63
4.1 Ergebnisse des Versuchsteils 1...64
4.1.1 Ergebnisse der Hysterektomie ...64
4.1.2 Ergebnisse der Hysteroskopie...65
4.1.3 Ergebnisse der Laparoskopie...66
4.2 Ergebnisse des Versuchsteils 2: Beeinflussung des Ovulationszeitpunktes durch die intrauterin verabreichten verschiedenen Medien bei den Stuten...67
4.2.1 Entwicklung der präovulatorischen Follikelgröße...68
4.2.1.1 Präovulatorische Follikelgröße...68
4.2.2 Lokalisation der Ovulationen und das Zeitintervall: Infusion–Ovulation...69
4.2.3 Hormonelle Untersuchungsparameter ...70
4.2.3.1 Präovulatorische und interöstrische Progesteron-Blutserumkonzentration in Bezug zum Ovulationzeitpunkt bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...70
4.2.3.2 Präovulatorische Östradiol-17ß Blutserumkonzentration in Bezug zum Ovulationzeitpunkt bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...71
4.2.3.3 Präovulatorische und interöstrische LH-Blutserumkonzentrationen in Bezug zum Ovulationzeitpunkt bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...72
4.2.5 Trächtigkeit...73
7 Summary... 84 8 Schrifttumverzeichnis... 86 9 Anhang... 127
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Weibliche Geschlechtsorgane, Pferd, dorsale Ansicht, nach ÜBERMUTH et al.
(1998) und GASSE (1999 b)...14 Abbildung 2: Arterielle Blutversorgung des Uterus, der Ovarien und der Vagina bei der Stute,
gezeichnet nach WILKENS u. MÜNSTER (1984) und LOFSTEDT (1994)...16 Abbildung 3: Schematische Darstellung des arterio-venösen Gefäßgeflechts und der
Möglichkeit des Hormontransfers beim Schaf, modifiziert nach Baird (1984) 19 Abbildung 4: Vergleichende Darstellung des Gefäßverlaufs im Uterushorn und Ovar von
Pferd und Schaf, dargestellt nach DEL CAMPO u. GINTHER (1973)...21 Abbildung 5: Schematische Darstellung der akzessorischen Geschlechtsdrüsen des Hengstes,
modifiziert nach GINTHER (1995) ...33 Abbildung 6: Situation nach ipsi- und kontralateraler Teilresektion eines Gebärmutterhorns.55 Abbildung 7: Uterusstumpf nach partieller Resektion des Uterushorns. ...64 Abbildung 8: Transzervikale Ansicht des Corpus uteri mit Blick auf die Bifurkation des
Uterus und in den Stumpf des rechten Uterushorns...65 Abbildung 9: Laparoskopisches Bild nach der partiellen Hysterektomie...66 Abbildung 10: Präovulatorische Follikelgrößenzunahme beim Einsatz von Seminalplasma
oder NaCl bei ipsilateralen und kontralateralen Ovulationen...68 Abbildung 11: Maximale präovulatorische Follikelgröße bei 19 Zyklen nach Anwendung von
Seminalplasma oder NaCl bei ipsilateralen und kontralateralen Ovulationen..69 Abbildung 12: Präovulatorische und interöstrische Progesteron-Blutserumkonzentrationen
nach der intrauterinen Verabreichung von Seminalplasma oder NaCl bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...71 Abbildung 13: Präovulatorische und interöstrische Östradiol-17ß Blutserumkonzentrationen
nach der intrauterinen Verabreichung von Seminalplasma oder NaCl bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...72 Abbildung 14 Präovulatorische und interöstrische LH-Blutserumkonzentrationen nach der
intrauterinen Verabreichung von Seminalplasma oder NaCl bei ipsi- und
kontralateralen Ovulationen...73
Tabelle 2: Niedermolekulare organische Komponenten des Seminalplasmas des Hengstes ...39 Tabelle 3: Gesamtlipidgehalt (in g pro 100g Trockenmasse) und Lipidzusammensetzung des
Hengstseminalplasmas (in %) nach KOMAREK et al. (1965)...44 Tabelle 4: Hormonkonzentration im Seminalplasma vom Schwein und Pferd: ...45 Tabelle 5: Einsatz verschiedener Testmedien und Ovulationsvorverlegungseffekte beim
Schwein nach Ergebnissen von WABERSKI et al. (1995): ...49 Tabelle 6: Verabreichungsplan der Infusionsmedien ...59 Tabelle 7: Verteilung der erfolgten Ovulationen an dem jeweiligen Uterushorn nach der
Hemihysterektomie ...70 Tabelle 8: Zeitabstand (h) zwischen den Infusionen von Seminalplasma oder NaCl bis zur
Ovulation bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen...70
Tabellenverzeichnis (Anhang):
Tabelle 1: Präovulatorische Follikeldynamik nach der i. u.-Infusion von Seminalplasma bei allen ipsilateralen Ovulationen... 127 Tabelle 2: Präovulatorische Follikeldynamik nach der i. u.-Infusion von NaCl
bei allen ipsilateralen Ovulationen... 127 Tabelle 3: Präovulatorische Follikeldynamik nach der i. u.-Infusion von Seminalplasma bei allen kontralateralen Ovulationen... 128 Tabelle 4: Präovulatorische Follikeldynamik nach der i. u.-Infusion von NaCl
bei allen kontralateralen Ovulationen... 128 Tabelle 5: Maximale präovulatorische Follikeldurchmesser nach der i. u.-Infusion von
Seminalplasma oder NaCl bei ipsi- und kontralateralen Ovulationen... 129 Tabelle 6: Dauer in Stunden vom Infusionszeitunkt bis zum Erreichen der Ovulation nach der Seminalplasma-Anwendung... 130 Tabelle 7: Dauer in Stunden vom Infusionszeitunkt bis zum Erreichen der Ovulation nach der NaCl Anwendung... 131 Tabelle 8: Präovulatorische Progesteron- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von Seminalplasma bei ipsilateralen Ovulationen... 132 Tabelle 9: Präovulatorische Progesteron- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von NaCl bei ipsilateralen Ovulationen... 132 Tabelle 10: Präovulatorische Progesteron- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von Seminalplasma bei kontralateralen Ovulationen... 133
von Seminalplasma bei ipsilateralen Ovulationen... 134 Tabelle 13: Präovulatorische Östradiol-17ß- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von NaCl bei ipsilateralen Ovulationen... 134 Tabelle 14: Präovulatorische Östradiol-17ß- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von Seminalplasma bei kontralateralen Ovulationen... 135 Tabelle 15: Präovulatorische Östradiol-17ß- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion von NaCl bei kontralateralen Ovulationen... 135 Tabelle 16: Präovulatorische LH- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion
von Seminalplasma bei ipsilateralen Ovulationen... 136 Tabelle 17: Präovulatorische LH- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion
von NaCl bei ipsilateralen Ovulationen... 136 Tabelle 18: Präovulatorische LH- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion
von Seminalplasma bei kontralateralen Ovulationen... 137 Tabelle 19: Präovulatorische LH- Blutserumkonzentrationen nach der i. u.-Infusion
von NaCl bei kontralateralen Ovulationen... 137
Abb. Abbildung
Aufl. Auflage
AWN porzines Spermadhesin mit N-Terminus A, Q, N
Bd. Band
bzw. beziehungsweise
ca. circa
Cl Corpus luteum
d.h. das heißt
Fa. Firma
FSH follikelstimulierendes Hormon g Erdbeschleunigung (≈9,80665 m/s2) GnRH Gonadotropin Releasing Hormon GPC Glycerylphosphorylcholin
h Stunden
i. u. intrauterin
kDa Kilodalton
KM Körpermasse li links
Lig. Ligamentum
LH luteinisierendes Hormon
MHz Megahertz
mod. modifiziert
mOsm Milliosmol
n Anzahl der Werte
PBS phosphatgepufferte Salzlösung PGF2α Prostaglandin F2α
R. Ramus
re rechts
s. siehe
Tab. Tabelle
U Uterus
V. Vena
N Mittelwert
z. B. zum Beispiel
1 E
INLEITUNGDas Seminalplasma ist eine komplexe Mischung aus verschiedenen Stoffen, die auf unterschiedliche Weise nicht nur die Funktionen der Spermien, sondern auch die des weiblichen Genitaltraktes beeinflussen.
Die Interaktionen zwischen dem Seminalplasma und den zentralen Funktionen des weiblichen Reproduktionstraktes des Schweins sind gut untersucht (TÖPFER-PETERSEN et al. 1998).
Die Arbeitsgruppe WABERSKI et al. (1995) hat intensive Untersuchungen über mögliche plasmaseminale Einflüsse auf die Ovarfollikelentwicklung und auf das Ovulationsgeschehen beim Schwein durchgeführt. In diesen Studien modifizierten und verwendeten die Autoren die unilaterale Dissektion eines Uterushorns nach dem sogenannten Mariensee Modell (JUNGBLUT et al. 1991). Anhand dieser operativen Präparation von Sauen wurde es möglich, intrauterin verbrachtes homologes Seminalplasma und andere Testmedien hinsichtlich ihres Einflusses auf die Ovarfunktionen zu überprüfen und dabei eine systemische von einer denkbaren lokal vermittelten Wirkung zu differenzieren (WABERSKI et al.1995, 1997).
In diesen Untersuchungen konnte nachgewiesen werden, dass bei der Spezies Schwein ein solcher ovulationsfördernder Effekt vom Sperma und verschiedenen Spermafraktionen ausgeht und dieser durch lokalen Transport vermittelt wird.
In der Literatur wird verschiedentlich diskutiert, dass auch beim Pferd homologes Sperma oder Spermabestandteile einen Einfluss auf die Ovarfollikelentwicklung und Ovulation haben könnten (CLAUS et al. 1992), wobei SCHRÖTER (1997) einen sowohl direkt zum Ovar gehenden, lokal vermittelten, als auch einen systemischen Effekt des intrauterin verabreichten Seminalplasmas nicht ausschließt.
Die vorliegende Arbeit hat das Ziel, dieser Frage nachzugehen, um einerseits einen Einfluss der intrauterin applizierten homologen Spermabestandteile (Seminalplasma) und des Spermas nachzuweisen und anderseits zu prüfen, ob auch bei der Spezies Pferd eine diesbezügliche utero-ovarielle Funktionsachse besteht. Ganz konkret hat die vorliegende Arbeit das Ziel, herauszufinden, ob auch bei den Equiden eine ovulationsfördernde und -terminierende Wirkung des Seminalplasmas zu erwarten ist. Es erscheint dabei erforderlich und hilfreich zu sein, zu untersuchen, ob diese ovulationsfördernden seminalen Faktoren möglicherweise auf
hormonvermittelten, auf systemischem Weg einerseits oder vollständig oder teilweise auf einem lokalen, uterotubalen kanulären oder über einen lokalen Transport durch ein möglicherweise vorliegendes arteriell-venöses Gegenstromprinzip (Counter-Current Transfer, ZÖTTL 1988) beruht, das anatomisch-funktionell bisher beim Pferd jedoch nicht beschrieben ist.
Für die Beurteilung, ob ein lokaler oder systemischer Effekt des Seminalplasmas auf die Follikelentwicklung und Ovulation vorliegt, wurde die partielle Hysterektomie als chirur- gische Methode angewendet, die als Modell für die Funktionsabläufe beim Pferd dienen soll.
Die Ziele der vorliegenden Arbeit sind:
1. Etablierung der Hemihysterektomie beim Pferd.
2. Durch die Applikation von spermienfreiem Seminalplasma und von saliner Kochsalzlösung als Kontrolle zu überprüfen, ob ein Ovulations-Vorverlagerungs-Effekt durch das Seminalplasma des Hengstes besteht, welcher beim Schwein von WABERSKI et al. (1995) nachgewiesen und beschrieben wurde.
3. Mit Hilfe der partiellen Hysterektomie nachzuweisen, ob wie bei der Spezies Schwein ein ähnlicher lokaler oder ein systemischer Einfluß des Seminalplasmas auf den Ovulationszeitpunkt besteht.
2 S
CHRIFTTUM2.1 Uterus und Ovar: Anatomische Eigenschaften beim Pferd
Die Stute hat einen Uterus bicornis, der kaudal einen Gebärmutterhals (Cervix uteri), in der Mitte einen muskulären, weitlumigen Gebärmutterkörper (Corpus uteri) und kranial symmetrisch angeordnete schlauchförmige Uterushörner (Cornua uteri) besitzt. Die Gebär- mutter wird am langen mesometrialen Bauchfelldoppelgekröse, Lig. latum uteri, das vom dorsalen Bereich des peritonealen Teils der Beckenhöhle ausgeht, in der Bauch- und Becken- höhle dorsal befestigt. Das Lig. latum uteri geht in das Gekröse des Eileiters (Mesosalpinx, - Tube) und des Eierstocks (Mesovarium) über und befestigt sich am mesometrialen Rand der Uterushörner und am Corpus uteri bis zur Zervix hin. Die glatte Muskulatur des breiten Mutterbandes enthält reichlich Arterien, Venen, Nerven und Lymphgefäße (GINTHER 1992, 1995, ÜBERMUTH et al. 1998; GASSE 1999 b).
Abbildung 1: Weibliche Geschlechtsorgane, Pferd, dorsale Ansicht, nach ÜBERMUTH et al.
(1998) und GASSE (1999 b)
A = Ovar; B = Tuba uterina; C = Cornua uteri; D = Corpus uteri;
E = canalis cervicis uteri; E´ = Portio vaginalis uteri; F = Vagina; F` = Fornix vaginae;
G = Vestibulum vaginae; H = Labiae vulvae
1. A. ovarica, 2. ihr R. tubularis; 3. ihr R. uterinus, 4. A. uterina; 5. Mesometrium; 6 = Ureter
Die Größe der Ovarien der Pferde ist von Rasse, Körpergröße und Zyklusphase abhängig (ARTUR 1969). Die Ovarien der Stuten sind nieren- bohnenförmig, oval und im Mittel etwa hühnereigroß (ÜBERMUTH et al. 1998). Sie ändern sich in Größe und Form während der zyklischen Aktivität, besonders im Laufe der Entwicklung und Reifung des Follikels (GINTHER 1995). Topographisch befinden sich die Ovarien der Stute in der Gegend des fünften Lendenwirbels. Das linke Ovar befindet sich mehr kranial im Vergleich zum rechten Ovar. Beide Ovarien sind flexibel aufgehängt im Mesovarium, das zur dorsalen, großen Kurvatur des Ovars zieht (GINTHER 1992, 1995; ÜBERMUTH et al. 1998). Das Lig. ovarii proprium als ein Teil des breiten Mutterbandes zieht vom kaudalen Pol des Ovars zur Uterushornspitze (GINTHER 1992; KAINER 1993).
Der größte Teil der Ovaroberfläche ist vom Peritoneum überzogen, außer im Bereich der Ovulationsgrube, in der das Keimepithel an die Oberfläche stößt (TRAUTMANN u.
FIEBIGER 1952; STABENFELDT et al. 1975; ÜBERMUTH et al. 1998).
Bei der Stute kann die Ovulation, das heißt der Austritt der Follikelflüssigkeit mit der darin befindlichen Eizelle, wegen dieser besonderen Anatomie des Ovars nur an dieser Stelle, der Ovulationsgrube (Fossa ovarica), erfolgen (TRAUTMANN u. FIEBIGER 1952;
WHITHERSPOON 1975; GINTHER 1992; BUSCH u. KLUG 1999).
Die das Ovar versorgende Rindenschicht (Zona vasculosa) liegt beim Pferd an der Peripherie des Ovars und ist reich an Blutgefässen, Nerven und kollagenen Fasern. Die Markschicht (Zona parenchymatosa) befindet sich zentral, wird von der Rindenschicht umschlossen und erreicht die Ovaroberfläche nur im Bereich der Ovulationsgrube. Die Markzone enthält das Stratum germinativum, bringt die Keimzellen hervor und ist an der ovariellen Hormonproduktion beteiligt (TRAUTMANN u. FIEBIGER 1952; KOCH u. BERG 1990;
GINTHER 1992, 1995; KAINER 1993; ÜBERMUTH et al. 1998).
2.1.1 Blutversorgung des Uterus und der Ovarien
Die Blutversorgung der weiblichen Geschlechtsorgane beim Pferd erfolgt durch folgende Gefäße, wie in Abbildung 2. schematisch dargestellt.
1 2 3 4 5 6
Uh U B Va Vu
Abbildung 2: Arterielle Blutversorgung des Uterus, der Ovarien und der Vagina bei der Stute, gezeichnet nach WILKENS u. MÜNSTER (1984) und LOFSTEDT (1994)
1 = Aorta abdominalis; 2 = A. ovarica: 3 = A. uterina; 4 = A. iliaca externa,
5 = A. vaginalis; 6 = A. pudenda interna; Vu = Vulva; Va = Vagina; B = Harnblase;
U = Uteruskörper; Uh = Uterushörner
Die A. ovarica entspringt aus der Aorta abdominalis, verläuft stark gewunden im Mesovarium und teilt sich in den R. ovaricus (GINTHER 1992) und den R. uterinus (NICKEL et al. 1996;
ÜBERMUTH et al. 1998). Dieser zieht zum kranialen Teil des Mesometriums, anastomosiert mit dem Ramus caudalis der A. uterina (LOFSTEDT 1994) und übernimmt damit die arterielle Blutversorgung der Uterushornspitze, des Oviducts und des Mesosalpinx (GINTHER 1992).
Der Uterus wird durch 3 Arterien über das Mesometrium versorgt: R. uterinus der A.
vaginalis, A. uterina und R. uterinus der A. ovarica (GINTHER et al. 1972; GINTHER 1992).
Die A. uterina ist das Hauptgefäß, das aus der A. iliaca externa entspringt und die arterielle Blutzufuhr zum Uterus ermöglicht (GINTHER et al. 1972; NICKEL et al. 1996; LOFSTEDT 1994). Die A. uterina teilt sich im Mesometrium in kraniale und kaudale Äste auf (DEL CAMPO u. GINTHER 1973; GINTHER 1992). Der R. caudalis der A. uterina versorgt den kaudalen Teil des Uterushorns und das Corpus uteri (GINTHER et al. 1972; KAINER 1993).
Der Ramus caudalis der A. uterina anastomosiert mit dem R. uterinus der A. vaginalis (GINTHER et al. 1972; KOCH u. BERG 1990; GINTHER 1992), die aus der A. pudenda interna stammt (LOFSTEDT 1994; ÜBERMUTH et al. 1998).
Der R. cranialis der A. uterina ist kleiner und versorgt den kranialen Teil des Uterushorns und bildet Anastomosen mit den beiden Ästen der A. ovarica (GINTHER 1992).
Die Venen des Uterus verlaufen parallel zu den gleichnamigen Arterien (GINTHER et al.
1972; GINTHER 1992; NICKEL et al. 1996). Die hauptdrainierende Vene des Uterus ist jedoch der R. uterinus der V. ovarica, sodass die anderen Venen funktionell in der Drainage des gesamten Uterus nachrangig sind (GINTHER et al. 1972; DEL CAMPO u. GINTHER 1973; NICKEL et al. 1996; ÜBERMUTH et al. 1998). Durch die V. ovarica wird das Blut zur V. cava caudalis geleitet. Die im Mesometrium parallel zu den Arterien verlaufende V. uterina mündet in die V. iliaca externa (ÜBERMUTH et al. 1998).
Die Arterien und Venen des Uterus bilden Anastomosen miteinander und mit den Arterien bzw. Venen der gegenüberliegenden Seite (GINTHER et al. 1972). Die Venen aus dem Ovar und dem kranialen Uterusteil bilden einen utero-ovariellen Plexus (GINTHER et al. 1972;
GINTHER 1992) (s. dazu Seite 21).
2.1.2 Gegenstromprinzip (,,counter-current transfer”)
Der Counter-current transfer stellt einen Transportmechanismus dar, bei dem die biologisch wirksamen Stoffe des Uterus durch das venoarterielle Gegenstromprinzip zurückkehren können zum Ovar. Dieses Phänomen wird in der internationalen Literatur „counter-current pathway“ genannt, der zwischen dem R. uterinus der V. ovarica und dem R. ovaricus der A.
ovarica stattfindet, und damit die ovariellen Funktionen beinflusst (BAIRD 1987;
KRZYMOWSKI et al. 1990).
Beim Rind, Schwein und Schaf wurde über einen direkten, lokalen arterio-venösen Counter- current transfer der folgenden Substanzen berichtet:
• PGF2α (McCRACKEN et al. 1972; McCRACKEN 1980; GUTHRIE u. REXROAD 1981;
ZÖTTL 1988; CLAUS 1990; KRZYMOWSKI et al. 1990; HAFEZ 1993).
• Testosteron und Östradiol (KRZYMOWSKI et al. 1981 a, b)
• Progesteron (KOTWICA et al. 1981; KRZYMOWSKI et al. 1981 b)
• Oxytocin (SCHRAMM et al. 1986)
Der Transport dieser Substanzen ist wegen einer besonders ausgeprägten Gefäßkoppelung der breiten Kontaktfächen zwischen A. ovarica und V. uterina, möglich (BAIRD 1987;
KRZYMOWSKI et al. 1982, 1990), die als Austauschort von Wirkstoffen von venösem in arterielles Blut zwischen Uterus und Ovar gilt (GASSE 1999 b).
Das Konzept der veno-arteriellen Gegenstrombahn ist bewiesen durch das gut dokumentierte Phänomen bei Rindern, Schafen und Schweinen, bei denen ein nicht gravider Uterus durch einen lokalen veno-arteriellen „pathway“ von luteolytischen Substanzen zwischen einem Uterushorn und dem dazu gehörigen Ovar eine Regression des Corpus Luteum verursacht (DEL CAMPO u. GINTHER 1973; GINTHER 1974; GINTHER u. DEL CAMPO 1974).
Wie in Abbildung 3 dargestellt, erreicht beim Schaf endometriales PGF2α das Ovar über eine direkte lokale Passage durch die Wand der Vena utero-ovarica zur A. ovarica und übt damit einen luteolytischen Effekt auf das Corpus luteum aus (McCRACKEN et al. 1972;
McCRACKEN 1980) oder ist wie beim Schwein gemeinsam mit den ovariell gebildeten Prostaglandinen an einer ovulationsinduzierenden Wirkung beteiligt (ZÖTTL 1988; CLAUS et al. 1987; CLAUS 1990; WEILER u. CLAUS 1991).
Abbildung 3: Schematische Darstellung des arterio-venösen Gefäßgeflechts und der Möglichkeit des Hormontransfers beim Schaf, modifiziert nach Baird (1984) GINTHER (1974) stellt heraus, dass beim Pferd die V. ovarica sowohl das Ovar als auch Teile des Uterus drainiert und damit ovarielles und uterines Blut transportiert. Aus diesem Grund bevorzugt dieser Autor die ältere Bezeichnung „Vena utero-ovarica“*, um damit die Besonderheit als einer gemeinsamen Vene dieses Blutgefässes zu verdeutlichen.
Dagegen ist ein solcher lokaler utero-ovarieller Transport-Mechanismus beim Pferd bislang nicht nachgewiesen (GINTHER u. FIRST 1971; DEL CAMPO u. GINTHER 1973;
GINTHER u. DEL CAMPO 1974; GINTHER 1992; HAFEZ 1993).
Bei der Stute erfolgt der luteolytische Effekt des Uterus auf das Corpus luteum durch die systemische Zirkulation (DEL CAMPO u. GINTHER 1973; GINTHER 1974, 1992; HAFEZ 1993).
Das wurde durch eine Reihe von Untersuchungen bestätigt:
• GINTHER u. FIRST (1971) haben gezeigt, daß durch eine partielle Hysterektomie die Lebensdauer des Corpus luteum am Ovar auf der Seite des betreffenden Uterushorns nicht
verlängert wird, wie es bei anderen Spezies beschrieben ist. Daraus schließt GINTHER (1974), dass der Transport von lyteolytischen Substanzen beim Pferd eher systemisch auf dem Blutweg erfolgt, als durch einen lokalen arteriovenösen Transfer.
• Die transzervikale Infusion von PGF2α, ein nachgewiesenes uterines Luteolysin beim Pferd (DOUGLAS u. GINTHER 1972; NODEN et al. 1975), in den Uterus der Stute, zeigte keine Verbesserung der luteolytischen Wirkung im Vergleich zur systemischen intramuskulären Injektion (DOUGLAS u. GINTHER 1975). Nach Untersuchungen von DOUGLAS et al. (1975) war systemisch appliziertes PGF2α, in seiner luteolytischen Wirkung bei hysterektomierten Stuten und bei Stuten mit intaktem Uterus gleich wirkungsvoll. Sie zogen daraus die Schlußfolgerung, dass bei der Luteolyse durch exogen zugeführtes PGF2α der Uterus bei der Stute unbeteiligt sein muß.
• GINTHER et al. (1972); DEL CAMPO u. GINTHER (1973) und DOUGLAS et al.
(1976) berichten, dass die Vaskularisation des Uterus und der Ovarien bei der Stute, nur begrenzte Möglichkeiten für den Transport von luteolytischen Substanzen zwischen dem Uterus und dem Ovar durch die venoarterielle Verbindung ermöglicht. Im Unterschied zu der arterio-venösen Gefäßkoppelung beim Rind, Schaf und Schwein, wo die A. ovarica in gewundenem, engen Kontakt in einem Gefäßgeflecht zu den utero-ovariellen Venen verläuft, ist der Verlauf der ovariellen Arterien beim Pferd nicht in engerer, ausgeprägter Verflechtung zu den Uterusvenen lokalisiert (s. Abb. 4). Beim Pferd hat die A. ovarica mit der V. ovarica nur im kleinen Bereich des R. uterinus der V. ovarica Kontakt (GINTHER et al. 1972; DEL CAMPO u. GINTHER 1973; GINTHER u. DEL CAMPO 1974; GINTHER 1992).
Schaf Pferd
Abbildung 4: Vergleichende Darstellung des Gefäßverlaufs im Uterushorn und Ovar von Pferd und Schaf, dargestellt nach DEL CAMPO u. GINTHER (1973)
2.2 Ovarielle Funktionen und Follikelentwicklung
2.2.1 Saisonalität
Herausragendes Merkmal des Fortpflanzungsgeschehens beim Pferd ist die Saisonalität. Die reproduktive Phase, bezogen auf die jeweilige Erdhemisphäre, liegt in den Frühlingsmonaten.
Hiermit ist bereits erkennbar, dass die Lichtverhältnisse bei dieser saisonalen Steuerung die entscheidende Rolle spielen. Aber auch andere exogene Einflüsse wie Klima und Ernährung sind an der saisonalen Steuerung beteiligt (BELONJE u. van NIEKERK 1975; SHARP u.
GINTHER 1975; MERKT u. KLUG 1979; ADAMS u. BOSSU 1988; HUGHES et al. 1980;
GINTHER 1992; AURICH et al. 1993; BUSCH u. KLUG 1999).
Innerhalb der Saison sind die Stuten polyöstrisch. Bei einer mittleren Sexualzykluslänge von 21,7 Tagen (GINTHER 1992), von denen etwa 5,1 ± 1,9 Tage auf die östrische und 12,6 ± 2,9 Tage auf die diöstrische Phase entfallen (STABENFELDT et al. 1972), stehen der individuellen Stute pro Saison 5 bis 6 Zyklen für die Reproduktion zur Verfügung. Auffällig ist die große Variabilität dieser beiden klinisch zu fassenden Zyklusabschnitte.
2.2.2 Anöstrus
Wie vielfach dargestellt, hat auf der nördlichen Erdhalbkugel der Großteil der Stuten die saisonale anöstrische Reproduktionsphase im Laufe der späten Sommer- und Wintermonate (HUGHES et al. 1980; SHARP 1980; AURICH u. KLUG 1993; KLUG 1996 a). Die anöstrische Zeit ist durch eine verringerte ovarielle Aktivität und eine herabgesetzte Follikelentwicklung gekennzeichnet (HUGHES et al. 1975; SHARP u. DAVIS 1993). Der Uterus verliert seinen Muskeltonus und erschlafft (HUGHES et al. 1975). Die Ovarien sind klein und derb (KLUG 1996 b; ÜBERMUTH et al. 1998). Die Größe der Follikel beträgt 5–
10 mm im Durchmesser und ihre Anzahl ist während der anöstrischen Monate drastisch verringert (SHARP 1980).
Im Wechsel von der azyklischen Ruhephase tritt die Mehrzahl der Stuten in der zweiten Winterhälfte in die sogenannte Übergangsphase ein. Diese ist klinisch gekennzeichnet durch eine polyfollikuläre Ovartätigkeit und gelegentlich durch subklinisches äußeres Rosseverhalten (KLUG 1996 b). Nur einige Stuten beginnen ihre zyklische Aktivität plötzlich mit der Entwicklung von großen Follikeln und mit der Ovulation (HUGHES et al. 1980;
SHARP u. DAVIS 1993).
2.2.2.1 Hormone im Anöstrus
Im Laufe des Anöstrus werden die Hypothalamus–Hypophysen Funktionen reduziert. Die GnRH-Sekretion ist im späten Herbst und Winter vermindert (SHARP 1980; SHARP u.
GRUBAUGH 1987; KLUG 1996 b).
Die mittleren LH-Blutplasmakonzentrationen sind niedrig. Dagegen ist die mittlere monatliche FSH-Sekretion von der Saison unabhängig (TURNER et al. 1979; SHARP u.
DAVIS 1993; KLUG 1996 b).
Das peripher zirkulierende Östron und die Östradiol- Konzentrationen sind während des Anöstrus und in der frühen Zeit der Übergangsphase der Zuchtsaison niedrig (OXENDER et al. 1977; SHARP 1980). Das Progesteron bleibt im Bereich niedriger Werte, zumindest in der späteren anöstrischen Zeit (HUGHES et al. 1975; OXENDER et al. 1977).
2.2.3 Östrus
Während der Follikelphase sind innere und äußere Rossesymptome zu beobachten, die im Wesentlichen von der Östrogenproduktion in den reifenden Follikeln abhängen. Dabei werden viele Änderungen im reproduktiven Trakt und im sexuellen Verhalten der Stute beobachtet (GARCIA u. GINTHER 1978).
Zu den äußeren Rossesymptomen gehören:
• Das „Stehen“ der Stute bei Annährung des Hengstes, und die „aktive“ Duldung der Hengstes
• Das Anheben und zur Seite legen des Schweifes
• Klitoriskontraktionen, die mit Absetzen von Harn oder Brunstschleim einhergehen (MERKT 1970; PALMER 1978; KLUG 1991; GINTHER 1992; BUSCH u. KLUG 1999).
Die Zeichen der Rosseaktivitäten klingen in den ersten 24 (MERKT u. KLUG 1979), bzw. in den 24–48 (EVANS u. IRVINE 1976) postovulatorischen Stunden ab.
Die inneren Rossesymptome bei der Stute sind durch eine progressive Erweichung, Erschlaffung und eine Ödematisierung des Zervikalkanals und der Portio vaginalis der Zervix uteri gekennzeichnet (HUGHES et al. 1980; GINTHER 1992; DAEL u. HUGHES 1993). Der äußere Muttermund der rossigen Stute ist schlaff verlaufend und für ein bis drei Finger passierbar (KLUG 1991; GINTHER 1992; HAFEZ 1993; ÜBERMUTH et al. 1998).
Eine vermehrte Ödematisierung der Uteruswand ist bei transrektaler Palpation festzustellen.
Die ödematisierten Längsfalten des Endometriums sind im sonografischen Querschnitt durch eine typische „Radspeichenstruktur“ darstellbar (BUSCH u. KLUG 1999).
Die Schleimhäute von Scheide und Vorhof sind hyperämisch und verändern ihre Farbe hin zu kräftig rosa oder rot. Die Schleimhäute der Vagina und des Zervikalkanals sind mit einer dünnen Schleimschicht bedeckt und mäßig bis stark feucht (HUGHES et al. 1975; HUGHES et al.1980; GINTHER 1992; HAFEZ 1993).
In der Rosse sind Follikel mit der präovulatorischen Größe von über 40 mm Diameter bei Warmblutstuten zu beobachten (MEINERT 1991; LÜBBEKE 1992).
2.2.4 Diöstrus
Mit dem postovulatorischen Anstieg des Progesterons im Blutplasma, klingen die äußeren und inneren Rossesymptome ab. Die Stute duldet den Hengst nicht mehr (ALLEN 1987).
Nachdem die Ovulation stattgefunden hat, verändert sich die Portio vaginalis in Richtung Rosetten- bis zur Zapfenform. Der schlaff verlaufende Muttermund schließt sich zunehmend.
Die Ödematisierung des Genitalbereichs und die Hyperämie der Schleimhaut gehen zurück, so dass das Vaginalbild blass und trocken erscheint. Der Tonus und die Kontraktilität des Uterus sind erhöht (HUGHES et al. 1980; ADAMS u. BOSU 1988; KLUG 1991; GINTHER 1992).
Den Höhepunkt des Muskeltonus der Gebärmutter kann man zwischen dem 5. und 10.
diöstrischen Tag beobachten (GINTHER 1992).
2.2.5 Präovulatorische Follikelveränderungen
2.2.5.1 Das klinisch-palpatorische Bild der präovulatorischen Follikelveränderungen Parker (1971) beobachtete bei 70% der Stuten eine Erweichung des Follikels, die zu 90% 24 h vor der Ovulation eintritt. Die meisten Follikel der Stuten zeigen 72 Stunden vor der Ovulation eine pralle bis weiche Konsistenz. Etwa 12 Stunden vor der Ovulation liegt eine weiche bis sehr weiche Follikelkonsistenz vor.
Eine bevorstehende Ovulation ist durch die Fluktuation des ovulationsbereiten Follikels transrektal feststellbar (KLUG u. ANDRES 1987; ÜBERMUTH et al. 1998).
Bei Ovulationsnähe ist oft eine erhöhte Sensibilität der Stute bei der Palpation der Ovarien zu beobachten (TRUM 1950; HUGHES et al 1975; McKINNON et al. 1987; WEITKAMP 1990).
MARTIN (1980) entwickelte und ANDRES (1985) modifizierte aus palpatorisch ermittelten Befunden der Follikelgröße und -Konsistenz einen „Follikelindex“, welcher zur diagnostischen Terminierung des Ovulationszeitpunktes von praktischer Bedeutung ist und in eine Graduierung von 1 bis 9 aufgeteilt ist. Wie KLUG u. ANDRES (1987) zeigten, weisen die meisten Stuten in den letzten 12 präovulatorischen Stunden einen Follikelindex von 7 oder 8 auf.
Eine Kombination von palpatorischem und ultrasonographischem Befund ermöglicht eine weitgehend korrekte Ovulationsbestimmung (WILL 1988).
2.2.5.2 Das ultrasonographische Bild der präovulatorischen Follikelveränderungen Die Follikel sind in der ultrasonographischen Darstellung anechogen und stellen sich als schwarze, umschriebene anechogene Fläche dar. Bei der international üblichen Frequenz von 5 MHz besteht eine gute Möglichkeit, um die ovarielle Aktivität zu untersuchen. Durch den Druck von Nachbarfollikeln, lutealem Gewebe und auch des ovariellen Stromas ergibt sich oft eine unregelmäßige Follikelform (GINTHER u. PIERSON 1984; McKINNON et al. 1987;
KÄHN u. LEIDL 1987; GINTHER 1995).
Sieben Tage vor der Ovulation hat der dominante Östrus-Follikel einen Durchmesser von etwa 30 mm (HUGHES et al. 1980; PIERSON u. GINTHER 1985 b). Die fortlaufende Vergrößerung von etwa 2,7 mm pro Tag (PIERSON u. GINTHER 1985 b) bringt den Follikel zu einem maximalen Durchmesser von 41–45 mm, und zwar 24 bis 48 Stunden vor der Ovulation (GINTHER u. PIERSON 1989; BUSCH u. KLUG 1999). Es kommt kaum zu einem weiteren Wachstum in den letzten 1 bis 2 Tagen vor der Ovulation (PALMER u.
DRIANCOURT 1980). In einer Untersuchung von WILL (1988) war das Follikelwachstum 36 Stunden vor der Ovuation abgeschlossen, und in den letzten 12 Stunden vor der Ovulation (WILL 1988; WEITKAMP 1990) nahm der Durchmesser des Follikels sogar um durchschnittlich 0,8 mm (WILL 1988) ab.
Nach Beobachtungen von PIERSON u. GINTHER (1985 b) und TOWNSON u. GINTHER (1989) ist bei durchschnittlich 85 % der präovulatorischen Follikel eine Veränderung der Follikelform festzustellen. Ultrasonographisch kann man in den letzten präovulatorischen Tagen eine Veränderung der Follikelform von rund zu konisch oder zu einer irregulären Form beobachten (PALMER u. DRIANCOURT 1980; GINTHER u. PIERSON 1984; PIERSON u.
GINTHER 1985b; KÄHN u. LEIDL 1987; WILL 1988).
Als weitere präovulatorische Follikelveränderungen fanden PIERSON u. GINTHER (1985 b) eine Verdickung der Follikelwände und eine Erhöhung der Echogenität der Follikelflüssigkeit.
Sie vermuten, dass die präovulatorische Verdickung der Follikelwand ein Ergebnis der LH- abhängigen Entwicklung and Hypertrophie der Theca interna sein kann. Die Veränderung der Echogenität wurde von McKINNON et al. (1987) durch die Degeneration der Granulosa- Zellen in der Follikelwand und die folgende Exfoliation erklärt. Dagegen bestätigen die Untersuchungen von WEITKAMP (1990) nicht die Echogenitätsänderungen des
präovulatorischen Follikels. Wenn der dominierende Follikel etwa 40 mm Durchmesser erreicht hat, eine irreguläre Form zeigt, und möglicherweise sein Wachstum beendet ist, steht die Ovulation unmittelbar bevor (KÄHN 1994; WEITKAMP 1990).
2.2.6 Ovulationsgeschehen
78% der Stuten ovulieren 24 bis 48 Stunden vor dem Ende des Östrus (HUGHES et al. 1975).
Der Ovulationsvorgang selbst dauert mit individuellen Unterschieden nur wenige Minuten (TOWNSON u. GINTHER 1987). Nach Angabe von CARNEVALE et al. (1988) ergibt sich eine Ovulationsdauer von nur 42 Sekunden. Dagegen beobachteten und beschreiben HEINZE u. KLUG (1973) die Ovulation als einen Vorgang, der innerhalb von 10 bis 12 Minuten beendet ist.
Es wurden zwei unterschiedliche Follikel-Entleerungen beobachtet, und zwar abrupt mit 60 Sekunden oder graduell mit ca. 4 bis 6 Minuten für die komplette Entleerung der Follikels (McKINNON et al. 1987; TOWNSON u. GINTHER 1987).
Die strukturellen und biochemischen Änderungen der kollagenreichen Follikelwand finden auf enzymatischem Wege statt (BAIRD 1987; GINTHER 1992; ESPEY 1999). Die Aktivierung der dazu erforderlichen proteolytischen Enzyme erfolgt durch die Plasminogenaktivatoren, die von den Granulosazellen des präovulatorischen Follikels produziert und freigesetzt werden. Unmittelbar vor der Ovulation steigt deren Aktivität in den Granulosazellen und in der Follikularflüssigkeit an (BEERS et al. 1975; NY et al. 1985;
PIERSON 1993; HAFEZ 1993).
Wie die in vitro-Studien an Granulosazellkulturen (STRICKLAND u. BEERS 1976) gezeigt haben, steigern die beiden Gonadotropine FSH und LH die Aktivität der Plasminogenaktivatoren in den Granulosazellen.
An der Aktivierung der Enzymkaskade, die zur fibrinolytischen Auflösung des Kollagenfibrillennetzes der follikulären Wand führen, ist PGF2α mitbeteiligt (STRICKLAND u. BEERS 1976; NEELY 1983; SAKSELA 1985; GINTHER 1992; HAFEZ 1993). Die durch LH induzierte Synthese (BAIRD 1987) steigert mit zunehmender Reife des Follikels die intrafollikuläre PGF2α−Konzentration im Ovar des Schweines (HUNTER u. POYSER 1985).
ESPEY (1980) konnte in den Follikeln einen parallel zur Synthese und Freisetzung der Prostaglandine verlaufenden Anstieg von proteolytischen Enzymen sowie von
Plasminogenaktivatoren feststellen.
Durch die aktivierten Plasminogenaktivatoren erfolgt in der Follikularflüssigkeit ein Umbau des Plasminogens in das fibrinolytisch wirkende Plasmin mit nachfolgender Proteolyse der kollagenreichen Theka externa des ovulationsbereiten Follikels. Die Follikelwand wird daraufhin in ihrer Struktur und Dehnungsfähigkeit verändert (STRICKLAND u. BEERS 1976; SAKSELA 1985; GINTHER 1992; HUNTER 1993).
Nach ESPEY (1980, 1999) sind präovulatorisch eine Reihe von mikrozirkulatorischen Veränderungen in der Follikelwand zu beobachten, was zu einem Riss des ovariellen Stromas beiträgt.
Bei der Ovulation kollabiert der Follikel und die Ovulationsgrube füllt sich mit einem Blutgerinnsel (ALLEN et al.1987; GINTHER 1992). Danach erfolgt im Abstand von 10 Stunden eine Granulosazellhypertrophie und deren Luteinisierung (van NIEKERK et al. 1975;
MERKT u. KLUG 1979).
Das Corpus Luteum, zu Beginn seiner Entstehung auch Corpus rubrum genannt, ist vom ersten bis zum vierten postovulatorischen Tag, sonographisch als hyperechogene Struktur darstellbar. Man unterscheidet nach der sonographischen Darstellung zwei Typen des Gelbkörpers (PIERSON u. GINTHER 1985a). Das Corpus Luteum, welches 90%
gleichförmige, grobkörnige Echogenität zeigt, ist für die schnell verlaufende Follikelentleerung typisch. Bei der zweiten, langsam verlaufenden Ovulation bleiben bei der Beendigung ca. 25% des Corpus luteum (zentraler Teil) nicht echogen (McKINNON et al.
1987). Das Corpus luteum ist bis zum 16. – 17. Tag des Zyklus sonographisch zu diagnostizieren (GINTHER u. PIERSON 1984; PIERSON u. GINTHER 1985 a).
2.3 Hormonelle Steuerung des Zyklus und der Follikelentwicklung
Die Zunahme von Tageslicht steigert bei der Stute die Produktion von Gonadotropin- Releasing-Hormon (GnRH). Dieses wird vom Hypothalamus an den Hypophysenvorderlappen abgegeben und beeinflusst damit die Freisetzung von follikelstimulierendem Hormon (FSH) und Luteinisierungshormon (LH) (MERKT u. KLUG 1979; ALEXANDER u. IRVINE 1987; GINTHER 1992; AURICH u. KLUG 1993; DAELS u. HUGHES 1993).
Es ist bekannt, daß es im Zyklus der Stute zwei FSH Wellen in zehntägigen Intervallen gibt.
Einer davon erscheint im späten Östrus bis zum frühem Diöstrus und die zweite tritt in der Mitte des Diöstrus auf (EVANS u. IRVINE 1975; NETT et al. 1979; FOSTER et al. 1979).
Der erste FSH–Konzentrationsanstieg fördert die Entwicklung einer neuen Follikelpopulation (EVANS u. IRVINE 1975; GINTHER 1992). Die zweite FSH-Welle fördert das Wachstum von Follikeln mit einem Durchmesser von mehr als 20 mm (PIERSON 1993). Sie führt zur Bildung eines Follikelpools mit Bildung des präovulatorischen Follikels (EVANS u. IRVINE 1975; GINTHER 1992; PIERSON 1993; DRIANCOURT u. PALMER 1984). Nach DRIANCOURT u. PALMER (1984) wird der Ovulationsfollikel am 12. bis 14. Zyklustag selektiert. Regression und Atresie der großen, nicht ovulatorischen Follikel in dem Gewebeverband, aus dem der präovulatorische Follikel wächst, erfolgten einige Tage vor der regulär zu erwartenden Ovulation (HUGHES et al. 1980; GINTHER u. PIERSON 1984, 1989; PIERSON u. GINTHER 1985 b). Die niedrigsten FSH-Konzentrationen wurden während des Östrus beobachtet (EVANS u. IRVINE 1975; NETT et al. 1979).
Die hypophysäre FSH-Freisetzung wird durch Inhibinsynthese in den follikulären Granulosazellen gehemmt (CHANNING et al. 1981; BERGFELT u. GINTHER 1986).
Nach Messungen von NODEN et al. (1975); EVANS u. IRVINE (1976) steigt ab dem 14.
Zyklustag die Serumkonzentration von Östrogenen, die in den wachsenden Follikeln produziert werden. Der Östrogenspiegel steigt von etwa 5 pg/ml auf 25 pg/ml an, und zwar am 18. bis 19. Zyklus-Tag. Der Östrogengipfel wird 24 bis 48 Stunden vor der Ovulation erreicht (HUGHES et al. 1972; PLOTKA et al. 1975, NEELY 1983; KOSKINEN et al. 1989;
TUCKER et al. 1991). Die Untersuchungen von SIEME (1989) und WEITKAMP (1990) bestätigen ein Östradiolmaximum, das 36 Stunden vor der Ovulation erreicht wird und eine Abnahme der Östradiol-Konzentration über den Ovulationszeitpunkt hinaus. Die steigenden Östrogenwerte hemmen zunächst die GnRH-Freisetzung am Hypothalamus, was mit einer Verminderung der FSH-Sekretion verbunden ist (DÖCKE 1982). Ferner bewirkt der Östradiolspiegel zur Rossezeit die Förderung der LH-Ausschüttung aus der Adenohypophyse und damit eine präovulatorische Erhöhung der LH-Konzentration im Blut (positiver Feedback–Mechanismus) (GARCIA u. GINTHER 1978; DÖCKE 1982; ADAMS u. BOSU 1988; DAELS u. HUGHES 1993).
MICHEL (1989) unterscheidet zwischen einer immunoreaktiven (R-LH) und einer bioaktiven
Im Diöstrus ist das Verhältnis von R-LH und B-LH gleich. Im Östrus steigt B-LH früher und stärker als R-LH an. Nach MICHEL et al. (1987) wird das Maximum der B-LH-Konzentration präovulatorisch erreicht. PANTKE (1990) weist einen Anstieg der relativen Bioaktivität des Plasma-LH vor der Ovulation nach.
Die Konzentration des LH–Hormons ist vom 5. bis zum 16. Tag des Zyklus niedrig. Der LH- Spiegel hat seinen Basiswert bei weniger als 3 ng/ml. Der mit Rossebeginn ansteigende LH- Spiegel erreicht zwei Tage nach der Ovulation seinen maximalen Wert und kehrt in den nächsten 5 Tagen zu niedrigeren diöstrischen Werten zurück (WHITMORE et al 1973;
PATTISON et al. 1974; GESCHWIND et al. 1975; EVANS u. IRVINE 1975; GINTHER 1992). GESCHWIND et al. (1975) geben einen maximalen LH-Wert am Tag der Ovulation von 15,2 ng/ml an. Unter dem Einfluss von LH finden die präovulatorische Follikel-Reifung und die Ovulation statt (MERKT u. KLUG 1979; HUGHES et al. 1980; EVANS et al. 1982;
PIERSON 1993).
Das Ende der Östrogen-Sekretion ist mit der Umwandlung der Östradiol-17ß produzierenden Granulosa-Zellen in die Progesteron produzierenden Zellen verbunden. Damit beginnt der Prozess der Follikel-Luteinisierung (TUCKER et al. 1991).
Das von den Granulosazellen des Corpus luteum sezernierte Progesteron übt eine hemmende Wirkung auf die hypophysäre LH-Freisetzung (negativer Feedback Mechanismus) aus (EVANS u. IRVINE 1975; DÖCKE 1982; EVANS et al. 1982; MERKT u. JÖCHLE 1990;
THOMPSON et al. 1991). Damit ist ein langsames Follikelwachstum und eine Unterdrückung der Ovulation durch Inhibition der präovulatorischen LH-Steigerung verbunden (HUGHES et al. 1980; DAELS u. HUGHES 1993).
Im Östrus ist die Progesteronkonzentration im Blut niedriger als 1 ng/ml (EVANS u. IRVINE 1975; PLOTKA et al. 1975; NODEN et al. 1975; NEELY 1983; SIEME 1989). Die Progesteronwerte steigern sich in den ersten 24 postovulatorischen Stunden (NETT et al.
1976; ADAMS u. BOSU 1988). SIEME (1989) und WEITKAMP (1990) weisen dagegen präovulatorisch leicht steigende Progesteronwerte nach. Der Progesteronspiegel erreicht in 5 bis 7 Tagen nach der Ovulation Werte von 4 ng/ml (PLOTKA et al. 1975; NETT et al. 1976) und bleibt bis zum 14. Tag plateauähnlich hoch (NODEN et al. 1975; ENBERGS 1979). Am 14. bis 15. Zyklustag tritt mit der Regression des Corpus luteum eine schnelle Minderung der Progesteronkonzentration ein (STABENFELDT et al. 1972; NETT et al. 1976; HUGHES et
al. 1980; ADAMS u. BOSU 1988). Dieser Vorgang wird als Luteolyse bezeichnet und durch Prostaglandin PGF2α, eine aus dem Endometrium des Uterus entstammende luteolytische Substanz, eingeleitet (NEELY et al. 1979). Die Plasmaprogesteron-Konzentration fällt mit dem ersten minimalen Prostaglandin-Schub schnell ab (HUGHES et al. 1980).
Zwischen dem 14. und 17. Tag nach der Ovulation wird durch das Hypophysenhormon, Oxytocin, eine Synthese und Sekretion von Prostaglandin im Uterus gefördert (ADAMS u.
BOSU 1988).
2.4 Partielle Hysterektomie
Die partielle oder vollständige Hysterektomie wird als eine beim Pferd seltene chirurgische Methode angewendet, um einige pathologische Prozesse im weiblichen reproduktiven System zu beheben (BARTMANN et al. 1998).
Als Indikation für eine totale oder partielle Hysterektomie bei Stuten gilt das Vorliegen einer Neoplasie im Uterus (BARTMANN et al. 1998). Die vorkommenden uterinen Tumore sind:
Leyomyom, Leyomyosarcom, Fibrom und Karzinom (TORBECK et al 1980; BROOME et al.
1992; LOFSTEDT et al. 1987; SANTSCHI u. SLONE 1994; SANTSCHI et al. 1995;
ROMAGNOLI et al. 1987). SANTSCHI u. SLONE (1994) empfehlen eine partielle Hysterektomie insbesondere bei Zuchtstuten, wenn ein kleiner Teil des Uterus durch eine Neubildung befallen ist.
Mögliche Komplikationen nach den oben beschriebenen operativen Eingriffen sind:
• abdominale Schmerzen (SANTSCHI et al. 1995; TORBECK et al. 1980; BARTMANN et al. 1998)
• Peritonitis (SANTSCHI et al. 1995; TORBECK et al 1980),
• Diarrhöe (SANTSCHI et al. 1995)
• Uterus-Stumpfabszess (SANTSCHI et al. 1995)
• Wund-Infektion (SANTSCHI et al. 1995)
• Intraperitoneale und intramurale Hämorrhagie (SANTSCHI u. SLONE 1994;
BARTMANN et al. 1998)
Nach der erfolgreich durchgeführten partiellen Hysterektomie mit 30 oder 50 prozentiger Entfernung eines Uterushorns ist eine Trächtigkeit möglich und erfolgreich (SANTSCHI u.
SLONE 1994). Ingesamt können etwa 20% eines Uterushorns entfernt werden, ohne den Verlauf der Trächtigkeit negativ zu beeinflussen. Die vollständige Entfernung eines Uterushorns führte in 50% der Fälle zum Verlust des Konzeptus (McDOWELL et al. 1988).
Die partielle Hysterektomie kann zu einer mangelhaften endometrioplazentaren Verbindung führen und so den Trächtigkeitszustand negativ beeinflussen. MEYERS u. VARNER berichten (1991) über einen Abort bei einer Stute mit kongenital kurzem Uteruskörper infolge von plazentarer Insuffizienz. Bei der therapeutischen partiellen Hysterektomie ist es notwendig, so viel Uterus wie möglich zu erhalten, um ein Höchstmaß an Kontaktflächen zwischen Endometrium und Plazenta zu gewährleisten und einer eingeschränkten Mobilität des Konzeptus vorzubeugen (SANTSCHI u. SLONE 1994; BARTMANN et al. 1998).
2.5 Hysteroskopie in der equinen klinischen Gynäkologie
Die Hysteroskopie (Uteroskopie, Metroskopie) ist die Untersuchung des Cavum Uteri mit einem durch Scheide und Zervikalkanal eingeführten Endoskop (SCHALLENBERGER–
POTIEZ 1976). Der Hauptvorteil dieser Technik besteht in der Ermöglichung der direkten Adspektion der Zervix und des Uterus in vivo (BRACHER et al. 1992). Als praktische Alternative zur invasiven chirurgischen laparatomischen Technik findet die Hysteroskopie eine breite diagnostische und therapeutische Anwendung in der equinen klinischen Gynäkologie (WILSON 1983; BARTMANN et al. 2000).
Mit dieser Methode können intrauterine Läsionen, kleine lokale Skarifizierungen des Endometriums, Zysten, Flüssigkeits-Akkumulationen im Uteruslumen, Tumore, Entzündungen, mykotisches Gewebe und beschädigte uterotubale Papillae diagnostiziert werden (WILSON 1983; BRACHER et al. 1992).
Mit Hilfe der transendoskopischen Technik kann das uterine Sekret für zytologische und bakteriologische Untersuchungen und insbesondere die direkte Biopsie des Endometriums erfolgreich durchführt werden (BRACHER u. ALLEN 1992).
Wie ROWSON et al. (1953) gezeigt haben, ist bei der Hysteroskopie das Risiko einer Endometritis niedrig, und sie ist allenfalls mit einem minimalen Risiko für das Wohlbefinden
des Tieres verbunden (BRACHER u. ALLEN 1992). Aber bei trächtigen Stuten ist jede transzervikale Manipulation wegen der Gefahr eines Aborts kontraindiziert (LEIDL u.
SCHALLENBERGER-POTTIEZ 1976).
2.6 Diagnostische Laparoskopie
Die laparoskopische Untersuchung umfasst die instrumentelle Adspektion der Bauchhöhle, ihrer Auskleidung und ihrer Organe (GÖBEL u. KOENE 1995). Die dorsalen Bereiche des Abdomens können sehr gut eingesehen werden (KRAFT 1993). Durch die Laparoskopie können funktionelle Veränderungen während der Zyklusphasen und krankhafter Zustände an den Geschlechtsorganen ermittelt werden (HEINZE 1972; HEINZE u. KLUG 1973).
Die Laparoskopie ist gegenüber der Laparotomie wesentlich weniger invasiv und nur wenig invasiver als die perkutane Biopsie (FISCHER 1990). Die Laparoskopie stellt eine geringere Belastung für den Patienten dar als die Laparotomie (GÖBEL u. KOENE 1995). Als seltene postoperative Komplikationen sind Nieren-, Milz- oder Caecum-Perforationen, subkutane Emphyseme sowie kolikartige Erscheinungen zu nennen (HEINZE 1972; FISCHER 1990;
GÖBEL u. KOENE 1995).
2.7 Seminalplasma
2.7.1 Anatomische Eigenschaften der akzessorischen Geschlechtsdrüsen
Der spermienfreie Anteil des Ejakulates wird aus den Sekreten der Hoden, der Nebenhoden, der akzessorischen Geschlechtsdrüsen und der exkretorischen Gänge gebildet (COOPER 1979; THOMPSON et al. 1980; LITTLE u. WOODS 1987). Das Sekret der akzessorischen Geschlechtsdrüsen beinhaltet 95% des Ejakulatvolumens und ist der Hauptanteil der flüssigen Fraktion des Ejakulates (PICKETT et al. 1983). Zu den akzessorischen Drüsen des Hengstes gehören die paarigen Samenleiterampullen, die paarigen Samenblasen, die Prostata und die paarigen Bulbourethral-Drüsen (NICKEL 1954; KLUG 1982; VARNER et al. 1991; WEBER u. WOODS 1992; GASSE 1999 a) (s. Abb. 5).
Abbildung 5: Schematische Darstellung der akzessorischen Geschlechtsdrüsen des Hengstes, modifiziert nach GINTHER (1995)
Die Aktivität der akzessorischen Geschlechtsdrüsen des Hengstes ist prinzipiell saisonabhängig (PICKETT et al. 1975 a; GEBAUER et al. 1976).
Die akzessorischen Geschlechtsdrüsen sind mit Ausnahme der Samenblasen hauptsächlich tubuläre Drüsen mit Läppchen-Struktur und besitzen eine glatte Muskulatur, die mit dem
Bindegewebe die Drüsen durchzieht (WHITE 1979; HAFEZ 1993).
Im kaudalen Abschnitt des Samenleiters ist durch Einlagerungen von Drüsen eine Verdickung, die Samenleiterampulle (Ampulla ductus deferentis), ausgebildet. Dieser Abschnitt des Samenleiters liegt dorsal und paramedian der Harnblase (LITTLE u.
HOLYOAK 1992; WISSDORF et al. 1998) und medial der Samenblasendrüsen (WEBER u.
WOODS 1992).
Neben den Samenleiterampullen befinden sich als paarige Säckchen die Samenblasendrüsen (Glandula vesicularis). Sie liegen dorsolateral des Harnblasenhalses (KOCH u. BERG 1990;
VARNER et al. 1991; WEBER u. WOODS 1992). Die Ausführungsgänge der paarig angelegten Samenblase und der Sammenleiterampulle vereinigen sich und münden gemeinsam in das Beckenstück der Harnröhre als Ductus ejaculatorius auf dem Colliculus seminalis (LITTLE u. WOODS 1987; KOCH u. BERG 1990; VARNER et al. 1991; LITTLE u. HOLYOAK 1992; WISSDORF et al. 1998).
Die Vorsteherdrüse (Prostata) hat einen spongiösen Charakter und eine bilobuläre Struktur.
Sie besteht aus seitlich gelegenen Drüsenlappen und dem sie verbindenden Isthmus (LITTLE u. WOODS 1987; LITTLE u. HOLYOAK 1992; NICKEL et al.1999). Die Prostata liegt kaudal der Gewebemasse der Samenblasen auf dem Blasenhals (KLUG 1982; VARNER et al.
1991). Die Ausführungsgänge der Prostata münden individuell beidseitig des Colliculus seminalis mit etwa 16 bis 18 in einer Reihe angeordneten Öffnungen in die Urethra ein (KOCH u. BERG 1990; LITTLE u. HOLYOAK 1992).
Die Harnröhrenzwiebeldrüsen (Glandula bulbourethralis) liegen beiderseits dorsolateral dem Beckenstück der Harnröhre an. Zahlreiche kleine Ausführungsgänge münden in zwei Längsreihen in das Beckenstück der Harnröhre ein (WHITE 1979; KOCH u. BERG 1990;
VARNER et al. 1991; LITTLE u. HOLYOAK 1992;GASSE 1999 b).
2.7.2 Zusammensetzung des Hengstejakulates
Während der Ejakulation mischen sich die Spermatozoen mit dem Seminalplasma zu einer Mischung sekretorischer Produkte der akzessorischen Drüsen entlang des männlichen Genitaltraktes (MANN et al. 1956, WHITE 1979; TÖPFER-PETERSEN et al. 1998; KLUG et al. 1999). Die Ejakulation beim Pferd erfolgt in mehreren, verschiedenen aufeinanderfolgenden Ausstößen (MANN 1964; TISCHNER et al. 1974; MANN 1975;
VARNER et al. 1987 a). Die Spermien-Emission, auch Transduktion genannt, erfolgt durch die Kontraktionen der glatten Muskulatur der Cauda epididymis, des Ductus deferens und der akzessorischen Drüsen. So gelangen die Flüssigkeit und das Sperma in die Urethra (KLUG 1987; McDONNELL 1992; KLUG et al. 1999).
WEBER et al. (1990); WEBER u. WOODS (1992) berichten über Veränderungen der Drüsen-Lumina bei allen akzessorischen Drüsen: Ein erhöhtes Volumen nach der sexuellen Stimulation und ein verringertes Volumen nach der Ejakulation, was ultrasonographisch gut darstellbar ist.
Die erste präspermale Ejakulatfraktion, das Vorsekret, wird gebildet aus den Sekreten der Harnröhrenzwiebeldrüsen und der Urethraldrüsen (COOPER 1979; MANN u. LUTWAK- MANN 1981; VARNER et al. 1991). Die biologische Bedeutung des Vorsekrets liegt in der Spülung der Urethra, bevor sie von der Samenflüssigkeit durchströmt wird (MANN 1964;
KENNEY et al. 1978; WHITE 1979; PARKINSON 1996). Das Sekret der Bulbourethraldrü- sen kurz vor der Ejakulation dient zur Neutralisation des urethralen pH-Wertes. Das Vorsekret ist spermienfrei, klar und hat einen hohen Natriumchlorid-Gehalt (NEELY 1980).
Die zweite spermienreiche Fraktion folgt und enthält Spermatozoen aus dem Ductus deferens, sowie Sekrete der Prostata und der Samenleiterampulle (NEELY 1980). Nach KOSINIAK (1988) und VARNER et al. (1987 a) sind in dieser Fraktion etwa 80% der Gesamtsamenzellen enthalten. Das Prostata-Sekret ist alkalisch und reich an Elektrolyten, Zitronensäure und sauren Phosphatasen (WHITE 1979). Nach TISCHNER et al. (1974) enthält dieser Ejakulatsteil Ergothionein. 70% des im Ejakulat vorkommenden Glycerylphosphorylcholin, das vorwiegend aus der Epididymis stammt (SZUMOWSKI 1972), wird in den ersten Ejakulat-Schüben nachgewiesen (KOSINIAK 1975).
Die dritte oder Gelfraktion des Ejakulates enthält ein gelähnliches Sekret der Samenblasen mit relativ wenig Spermatozoen (MANN 1964, 1975; NELLY 1980; MANN u. LUTWAK–
MANN 1981; VARNER et al. 1991). Wie SZUMOWSKI (1972) berichtet, enthält diese Fraktion als Hauptbestandteil die Zitronensäure.
KLUG et al. (1979) berichten über eine einseitige und beidseitige Entfernung der Samenblasen bei Hengsten. Es wurde eine starke Verminderung der Zitronensäurekonzentration und des Zitronensäurengesamtgehaltes nach der beidseitigen Extirpation und eine Reduktion des Ejakulatvolumens nach der beidseitigen Exstirpation
ermittelt.
Die letzte, von Mann (1964, 1975) und MANN et al. (1957) „tail end sample“ genannte wässrige Fraktion, enthält nur einzelne Spermien, dafür jedoch Sekretreste aus der Samenblasendrüse und der Samenleiterampulle.
2.7.3 Biologische Bedeutung des Sekretes der akzessorischen Geschlechtsdrüsen
Das Seminalplasma stellt das natürliche Milieu für den Samentransport her (MANN 1964;
WHITE 1979; BROOKS 1990; VARNER et al. 1991;GASSE 1999 b). Es dient als Puffer und zur Ernährung und für den Stoffwechsel der Spermien (MANN u. LUTWAK-MANN 1981;
PARKINSON 1996; WABERSKI 1996).
Die unterschiedlichen Bestandteile des Seminalplasmas sind für die Samenqualität, insbesondere für die Beweglichkeit der Spermien, verantwortlich (MARDEN u.
WERTHESSEN 1956; PICKETT et al. 1975b). MARDEN u. WERTHESSEN (1956) fanden eine negative Korrelation zwischen der Motilität des Hengstsamenzellen und der Konzentration der Sulfhydrylgruppen im Seminalplasma, woraus zu schließen ist, dass Seminalplasma-Anteile, z. B. in tiefgefrorenen Samenportionen, einen negativen Einfluss auf die Motilität ausüben könnten. Trotzdem empfehlen PICKETT et al. (1975 b) und AHLEMEYER (1991) eine Mindestmenge von 5-10% Seminalplasma bei der Samenkonservierung zu belassen, um eine optimale Spermienvitalität zu erzielen.
Die Komponenten des Seminalplasmas modulieren die Funktion der Spermatozoen auf verschiedenen Stufen des Befruchtungsgeschehens (RODGER 1975; WABERSKI 1996;
TÖPFER-PETERSEN et al. 1998):
• In der posttestikulären Spermienreifung
• In der Bewegungsregulation
• In der Kapazitation und Akrosomreaktion
• In der Gameten-Erkennung und -Bindung
Andere Wirkungen beziehen sich direkt auf den weiblichen Genitaltrakt. Folgende Wirkungen, wurden beim Schwein nachgewiesen:
• Die Vorverlegung der Ovulation (WEITZE et al. 1990; WABERSKI et al. 1995)
• Die Förderung des passiven Spermientransportes (MANN u. LUTWAK-MANN 1981;
TÖPFER-PETERSEN et al. 1998)
• Die Erhöhung der Uteruskontraktion (CLAUS et al. 1987, 1988)
• Die Relaxation des tubalen Isthmus (VIRING u. EINARSSON 1980)
• Die Immunmodulation des Uterusmilieus (STITES u. ERICSON 1975) 2.7.4 Biochemische Eigenschaften des Seminalplasmas
Das Seminalplasma stellt bei den bisher untersuchten Haustierarten eine komplexe Mischung von verschiedenen anorganischen und organischen Substanzen dar, darunter Aminosäuren, Polyamine, Lipide, Monosacharide, Proteine und Hormone (MANN u. LUTWAK-MANN 1981).
Die Zusammensetzung des Seminalplasma und damit des Ejakulates des Pferdes unterliegt saisonalen Schwankungen und hängt vom Alter der Tiere und von deren Hormonstatus ab (KLUG 1982). Für die Motilität und den Stoffwechsel von Spermien ist die Aufrechterhaltung eines optimalen pH-Wertes und des erforderlichen Osmolalitätsbereichs wichtig (SCHÜLKE 1991). Der pH-Wert ist von der Häufigkeit der Spermaentnahme (AEHNELT 1950;
PICKETT et al. 1975 a) und der Saison (PICKETT et al. 1975 a; CLAY et al. 1987) beeinflußt. Es ist ein niedriger pH-Wert des Hengstsamens in den Herbstmonaten und ein höherer Wert im Frühjahr zu beobachten (KLUG 1982).
Nach Untersuchungen von TISCHNER et al. (1980) werden die Osmolalität-Werte von 320 mOsm und pH-Werte zwischen 6 und 8 für die Vorwärtsbeweglichkeit von Hengst-Spermien als Optimum genannt.
2.7.4.1 Anorganische Ionen
Das Verhältnis der Ionenkonzentration von Elektrolyten und Nichtelektrolyten im Seminalplasma ist von Bedeutung für die Aufrechterhaltung der Osmolarität, Erhaltung der Motilität und des Spermienmetabolismus (MANN u. LUTWAK-MANN 1981; PICKETT u.
AMANN 1987).
Die Elektrolyte stammen aus den akzessorischen Geschlechtsdrüsen. So werden z. B. in den Samenblasen wesentliche Mengen von Elektrolyten erzeugt (MANN u. LUTWAK-MANN 1981).
Die Elektrolyte können sich an Zitronensäure, an Proteine und auch an spezifische Proteine (Kalzium–Kalmodulin–Komplex) binden (MANN 1964). So kann das Kalzium in den Spermatozoen und im Seminalplasma in ionischer (freier) Form, in komplexer Bindung mit
Säure-Komponenten oder in proteingebundener Form vorkommen (MANN u. LUTWAK- MANN 1981).
Die wichtigsten anorganischen Ionen im Hengstsamen sind in einer Übersicht in Tabelle 1 aufgeführt.
Tabelle 1 Anorganische Bestandteile des Seminalplasmas des Hengstes
Substanz mg/100ml Autor
Kalzium 26
13
MANN (1964); MANN u. LUTWAK-MANN (1981); POLAKOSKI u. KOPTA (1982)
AMANN et al. (1987)
Kalium 103
77
MANN (1964); MANN u. LUTWAK-MANN (1981)
AMANN et al. (1987)
Natrium 257
259
MANN u. LUTWAK-MANN (1981) AMANN et al. (1987)
Chlorid 80 - 400
270 270 (90 - 450)
MANN u. LUTWAK-MANN (1981) BUSCH (1991)
POLAKOSKI u. KOPTA (1982)
Phosphor 16
20
MANN (1964) KOLB (1989)
Magnesium 9 MANN (1964); MANN u. LUTWAK-MANN
(1981)
Natrium- und Chloridionen sind die Hauptionen im Seminalplasma (MANN u. LUTWAK- MANN 1981). Beim Hengst liegt der Chloridgehalt sehr hoch, wie aus Tabelle 1 zu sehen ist.
Das Verhältnis von Kalium- und Natrium-Ionen im Seminalplasma ist 4:1 (PADILLA u.
FOOTE 1991). Nach AMMAN et al. (1987) wird die Kalium-Konzentration im Seminalplasma von Hengsten mit der Spermienmotilität negativ miteinander korreliert. Die hohe Konzentration an Natrium- und Kalium-Elektrolyten wurde als Ursache für die Immobilität der Spermien in den Nebenhoden angesehen (MANN 1964).
Das Kalzium spielt eine wichtige Rolle bei der Akrosomreaktion (VARNER et al. 1987 b;
BUSCH 1991). Dagegen verringern sich Motilität und Metabolismus der Samenzellen bei höherem Kalziumgehalt im Seminalplasma (MANN 1964).
2.7.4.2 Niedermolekulare organische Bestandteile im Seminalplasma
2.7.4.2.1 Energiesubstrate
Das Seminalplasma enthält einige organische Komponenten: wie z. B. Kohlenhydrate, die primär als Energielieferanten für die Spermatozoen dienen (WHITE 1979; MANN u.
LUTWAK-MANN 1981).
Der Gehalt an Stoffen, die eine wichtige Rolle im Energiehaushalt des Hengstsperma spielen, ist von verschiedenen Autoren untersucht und in Tabelle 2 dargestellt.
Tabelle 2: Niedermolekulare organische Komponenten des Seminalplasmas des Hengstes
Substanz Mg/100ml Autor
Fruktose 2 (0 - 6) Unter 1 Unter 1∗
POLAKOSKI u. KOPTA (1982) BUSCH (1991)
MANN u. LUTWAK-MANN (1981)
Sorbitol 60
40 20 – 60
KING u. MANN (1959) BUSCH (1991) MANN (1964);
POLAKOSKI u. KOPTA (1982)
Glukose 82 POLAKOSKI u. KOPTA (1982)
BUSCH (1991)
Inositol 31,2 MANN (1964)
GPC 57 - 95
38 - 113
0,66 ± 0,30∗∗
PICKETT et al. (1975a) MANN (1964)
MANN u. LUTWAK-MANN (1981) POLAKOSKI u. KOPTA (1982)
VOGT (1998)
Lactat 12,1
25 9 - 25∗
12 (9 - 15) 0,21 ± 0,15∗∗
MANN (1964) GEBAUER et al. (1976) MANN u. LUTWAK-MANN (1981)
POLAKOSKI u. KOPTA (1982) VOGT (1998)
Zitronensäure 26,1(8,2 - 53) 10 - 50
MANN (1964)
POLAKOSKI u. KOPTA (1982) MANN u. LUTWAK-MANN (1981)
Ergothionein 3,5 - 13,7 MANN (1964)
Ascorbinsäure 5 MANN u. LUTWAK-MANN (1981)
∗im Samenblasensekret
∗∗ in mg/ml
Nach MANN u. LUTWAK-MANN (1981) befinden sich die Kohlenhydrate im Samenplasma in freier und teilweise in gebundener Form mit Proteinen. Der Kohlenhydratstoffwechsel kann in Form von anaerober oder aerober Glykolyse ablaufen. Die Spermien-Vitalität des Hengstes ist hauptsächlich von der aeroben Glykolyse abhängig. Unter anaeroben Bedingungen überleben die Samenzellen aufgrund ihrer fruktolytischen Aktivität. Die Spermien nehmen die Fruktose aus dem Seminalplasma durch Diffusion auf und metabolisieren sie dann zu Milchsäure (RODGER 1975; MANN 1975).
Die Fruktose liefert die Energie für die Spermien über den Abbau mittels Glykolyse (RODGER 1975). Fruktose wird in den Samenleiterampullen gebildet und stellt bei den meisten Tierarten den Hauptanteil der frei im Seminalplasma vorliegenden Kohlenhydrate dar (MANN 1964; MANN u. LUTWAK-MANN 1981). Bemerkenswert ist, dass der Hengstsamen einen niedrigen Gehalt an Fruktose hat, und dass die Fruktolyserate unter anaeroben Bedingungen bei Hengstspermien sehr begrenzt ist. Man nimmt an, dass sie ihren Energiebedarf über den Abbau von Glukose und Sorbitol decken (MANN 1975).
Trotz des geringen Fruktosegehalts enthält das Hengstseminalplasma ein enzymatisches Potential für die metabolische Konversion der Blutglukose in die seminale Fruktose (MANN u. LUTWAK-MANN 1981).
Der Hengstsamen ist vergleichsweise relativ reich an Sorbitol (KING u. MANN 1959;
MANN 1964, 1975; KLUG 1982).
Das Lactat (Milchsäure), das aus der Samenblase stammt, ist vor allem ein Produkt des anaeroben Fruktosemetabolismus. Die Milchsäure-Konzentration steigt im Samenplasma bei der Fruktolyse an (MANN u. LUTWAK-MANN 1981).
2.7.4.2.2 Antioxydative Komponenten
Die charakteristischen niedermolekulären organischen Komponenten des Hengstsamens sind Zitronensäure und Ergothionein (HAFEZ 1993). Nach Untersuchungen von KLUG (1982) weisen die Ergothionein- und Zitronensäure-Konzentrationen in Hengstejakulaten keine jahreszeitlichen Unterschiede auf. Die Konzentrationen beider Komponenten nach Angabe von verschiedenen Autoren sind in Tabelle 2 zu sehen.
Die Zitronensäure ist hauptsächlich im Sekret der Samenblasen enthalten (SZUMOWSKI 1972; KLUG et al. 1979). Sie dient auf Grund einer Komplexbildung mit Kalziumionen als
Puffersubstanz im Samen (MANN 1975). Die Zitronensäure ist ein wichtiges Antioxydans, weil sie schädigende Sauerstoffradikale bindet (MANN 1964, 1975). Nach KLUG (1982) besteht eine enge positive Korrelation zwischen der Zitronensäurekonzentration und der Spermiengesamtzahl im Seminalplasma des Hengstes.
Als andere organische Säure im Seminalplasma des Mannes und der Haussäugetiere ist die Ascorbinsäure zu nennen. Sie unterstützt das Ergothionein in seiner Schutzfunktion gegenüber oxydierenden Substanzen (BLUMENKRANTZ et al. 1967). Die Ascorbinsäure- Werte im Seminalplasma des Pferdes sind in Tabelle 2 dargestellt.
Ergothionein ist eine nichtprotein-sulfhydryle Substanz und ist in großer Menge im Samenplasma des Hengstes vorhanden. Es stammt aus der Samenleiterampulle (LEONE 1954; MANN et al. 1956). Es spielt durch seine antioxydativen Eigenschaften gegenüber oxydierenden und peroxydierenden Substanzen eine schützende Rolle für die Spermien, was bei der Fruktolyse der Samenzellen wichtig ist (LEONE 1954; MANN 1964, 1975;
BLUMENKRANTZ et al. 1967; RODGER 1975; MANN u. LUTWAK-MANN 1981).
Außerdem neutralisiert es die Wirkungen von schädlichen Substanzen, die unter anaeroben Bedingungen von den Samenzellen gebildet werden (MANN et al. 1956; RODGER 1975).
2.7.4.3 Proteine des Samenplasmas
Das Hengstejakulat enthält viele Proteine, die für die Funktion und das Überleben der Spermatozoen wichtig sind (SHIVAJI et al. 1990). Bei den Proteinkomponenten sind die Funktion und Struktur sowie der Syntheseort nur in einigen Fällen aufgeklärt worden (TÖPFER-PETERSEN et al. 1998). Die Proteine stammen aus den verschiedenen akzessorischen Geschlechtsdrüsen der männlichen Tiere, insbesondere aus der Prostata, den Samenblasendrüsen und, wie die Untersuchungen von HESS (1998) beim Pferd gezeigt haben, auch aus den Hoden, den Nebenhoden und den Vasa deferentia. Die Proteine im Ejakulat des kastrierten Hengstes müssen aus dem proximalen Teil der Vasa deferentia oder den akzessorischen Drüsen stammen (McDOWELL et al. 1996).
Die Proteine und Polypeptide stellen die Anteile mit hochmolekularem Gewicht des Seminalplasmas dar (McDOWELL et al. 1996). Die Proteine des Seminalplasmas können als proteolytische, antiproteolytische oder glykolytische Enzyme oder auch als immuno- supressive Faktoren auftreten (SHIVAJI et al. 1990).
Wie MAJUNDER et al. (1990) im Invitro-Modell demonstriert haben, spielt ein hitzestabiles Glykoprotein im Epididymalplasma (das sogenannte „forward motility protein“) eine wichtige Rolle ür die Erhaltung der Spermienmotilität. Die Proteine und Polypetide des Seminalplasmas können am Überleben, der Beweglichkeit, der Kapazitation und der Dekapazitation, den akrosomalen Reaktionen der Spermien sowie an deren Verschmelzungsmöglichkeiten mit der Eizelle beteiligt sein (McDOWELL et al. 1996;
SCHAMBONY et al. 1998; TÖPFER-PETERSEN et al. 1998).
AMANN et al. (1987) stellen fest, dass der relative Gehalt von zwei Proteinfraktionen positiv korreliert mit der Spermienmotilität. Die Proteine des Seminalplasmas ermöglichen es den Spermien, bei der Spermienkapazitation, die durch die Zona pellucida induzierte Akrosomreaktion zu vollziehen (CALVETE et al. 1994). Die Proteine des Seminalplasmas haben einen multiplen Effekt auf den gesamten Stoffaustausch zwischen Seminalplasma und Spermatozoen. Im weiblichen Genitale erfüllen die im Seminalplasma vorkommenden Proteine eine Schutz- und Pufferfunktion für die Spermien (HESS 1998).
Die Proteinkonzentration im Equidensamen liegt bei 1 bis 2 g/100ml, wogegen die Konzentration von anderen stickstoffhaltigen Substanzen mit 55 mg/100ml angegeben ist (POLAKOSKI u. KOPTA 1982). TÖPFER-PETERSEN et al. (1998) geben einen Wert des Proteingesamtgehalts von 10mg/ml beim Hengst an.
Die Globuline des Seminalplasma sind die Immunglobuline vom Typ IgA und IgG. Der Typ IgM wurde nicht nachgewiesen (BERTRAM et al. 1983). ENGLE et al. (1971) weisen im frisch ejakulierten Hengstsamen 19 freie Aminosäuren nach mit dominierenden Mengen an Glycin, Alanin und Glutaminsäure.
Von FELLENBERG et al. (1985) fanden im Seminalplasma des Hengstes einen hochmolekularen Proteinaseinhibitor (HSPC) „Horse-Sperm-Plasma-Protein-Complex“ mit einem Molekulargewicht von 800 kDa. Nach Auffassung der Autoren deutet der hohe Proteinanteil im Seminalplasma darauf hin, dass das HSPC einer der Hauptbestandteile der Samenblasenflüssigkeit sein könnte. Es wurde vermutet, dass dieser Komplex mit dem Kapazitationsprozess verbunden sein könnte.
AMANN et al. (1987) haben 27 Proteine mit einem Molekulargewicht von 13.000 bis 122.000 Da im Pferdeejakulat entdeckt.
