Untersuchungen zur Klinik, Pathologie und Pathogenese der experimentellen Brachyspira-hyodysenteriae-Infektion
beim Schwein
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)
vorgelegt von Stephanie Sattler
Hof
Hannover 2010
Wissenschaftliche Betreuung: Apl.-Prof. Dr. E. Liebler-Tenorio Institut für molekulare Pathogenese Friedrich-Loeffler-Institut
1. Gutachterin: Apl.-Prof. Dr. E. Liebler-Tenorio 2. Gutachter: Prof. Dr. M. Wendt
Tag der mündlichen Prüfung: 11.05.2010
Meiner Familie und Peter
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG………..11
2 LITERATURÜBERSICHT ... 13
2.1 Darmtrakt des Schweines unter besonderer Berücksichtigung des Dickdarmes ... 13
2.1.1 Anatomischer Aufbau ... 13
2.1.2 Histologischer Aufbau ... 14
2.1.3 Ultrastruktureller Aufbau von absorptiven Enterozyten und Becherzellen im Dickdarm ... 15
2.2 Schweinedysenterie (SD) ... 18
2.2.1 Bedeutung der Erkrankung ... 18
2.2.2 Brachyspira hyodysenteriae, Erreger der SD... 19
2.2.2.1 Taxonomische Einordnung...19
2.2.2.2 Morphologie...19
2.2.2.3 Kulturelle Eigenschaften...19
2.2.2.4 Virulenzfaktoren...20
2.2.3 Symptome der SD ... 22
2.2.3.1 Klinische Befunde...22
2.2.3.2 Makroskopische Befunde...23
2.2.3.3 Histologische Befunde...24
2.2.3.4 Elektronenmikroskopische Befunde...25
2.2.4 Immunität ... 26
2.2.5 Pathogenese der SD ... 27
2.2.6 Epidemiologie der SD ... 28
2.2.7 Rolle der Mikroflora bei der Pathogenese der SD ... 29
2.2.8 Rolle der Fütterung bei der Pathogenese der SD ... 30
2.2.9 Experimentelle Tiermodelle für SD ... 31
2.2.10 Erkrankungen durch weitere Brachyspira-Arten ... 33
2.2.11 Diagnostik der SD ... 34
2.2.12 Therapie und Bekämpfung der SD... 36
3.1 Versuchstiere ... 37
3.2 Versuchsdesign ... 39
3.2.1 Teilversuch 1 ... 39
3.2.2 Teilversuch 2 ... 40
3.2.3 Teilversuch 3 ... 41
3.2.4 Teilversuch 4 ... 42
3.3 Inokulum und Inokulation ... 43
3.4 Entnahme und Untersuchung von Kotproben ... 44
3.5 Klinische Untersuchung ... 45
3.6 Hämatologische Untersuchung ... 46
3.6.1 Bestimmung der Gesamtleukozytenzahl ... 46
3.6.2 Differentialblutbild ... 47
3.7 Sektion ... 48
3.7.1 Pathomorphologische Untersuchung und Probenentnahme ... 48
3.8 Histologische Untersuchung ... 50
3.8.1 Paraffineinbettung und Herstellung von Paraffinschnitten ... 50
3.8.2 HE-Färbung... 51
3.8.3 Auswertung der HE-gefärbten Paraffinschnitte ... 52
3.8.4 Alzianblau (2,5)–Perjodsäure–Schiff–Färbung... 53
3.9 Immunhistochemische Untersuchung ... 54
3.9.1 Immunhistochemischer Nachweis von Brachyspira mittels indirekter Immunperoxidase.. 55
3.9.2 Immunhistochemischer Nachweis des proliferationsassoziierten Antigens Ki67 mittels indirekter Immunperoxidase ... 57
3.9.3 Auswertung des immunhistochemischen Nachweises von Brachyspira spp. ... 58
3.10 Morphometrische Auswertung der histologischen Schnitte ... 59
3.10.1 Messgerät ... 59
3.10.2 Messung der Mukosadicke ... 59
3.10.3 Auszählung der Becherzellen in Krypten ... 60
3.10.4 Auszählung proliferierender Zellen ... 60
3.11 Fotodokumentation ... 60
3.12 Transmissionselektronenmikroskopie ... 61
3.12.1 Araldite CY212-Einbettung ... 61
3.12.2 Herstellung von Semidünnschnitten ... 62
3.12.3 Herstellung von Ultradünnschnitten ... 63
3.12.4 Nachkontrastierung mit Uranylacetat und Bleicitrat... 63
3.13 Statistische Auswertung ... 64
4 ERGEBNISSE...66
4.1 Etablierung des Infektionsmodells für Brachyspira hyodysenteriae...………..66
4.1.1 Teilversuch 1……….66
4.1.1.1 Ergebnisse der klinischen Untersuchung………..66
4.1.1.2 Ergebnisse der hämatologischen Untersuchung………...70
4.1.1.3 Ergebnisse der pathologischen Untersuchung………..74
4.1.1.4 Ergebnisse differentialdiagnostischer Untersuchungen………....84
4.1.1.5 Zusammenfassung der Befunde aus Teilversuch 1……….……..…………...84
4.1.2 Teilversuch 2……….………85
4.1.2.1 Ergebnisse der klinischen Untersuchung……….……….85
4.1.2.2 Ergebnisse der hämatologischen Untersuchung………….………...88
4.1.2.3 Ergebnisse der pathologischen Untersuchung………..89
4.1.2.4 Ergebnisse differentialdiagnostischer Untersuchungen………98
4.1.2.5 Zusammenfassung der Befunde aus Teilversuch 2………..99
4.1.3 Teilversuch 3………...100
4.1.3.1 Ergebnisse der klinischen Untersuchung………100
4.1.3.2 Ergebnisse der hämatologischen Untersuchung……….…104
4.1.3.3 Ergebnisse der pathologischen Untersuchung………106
4.1.4 Teilversuch 4………...119
4.1.4.1 Ergebnisse der klinischen Untersuchung………120
4.1.4.2 Ergebnisse der hämatologischen Untersuchung……….122
4.1.4.3 Ergebnisse der pathologischen Untersuchung………124
4.1.4.4 Ergebnisse differentialdiagnostischer Untersuchungen……….136
4.1.4.5 Zusammenfassung der Befunde aus Teilversuch 4………137
4.2 Vergleichende Studien zur Pathogenese der Darmveränderungen im akuten Stadium der SD………...138
4.2.1 Verwendete Tiere ………138
4.2.2 Morphologische Unterschiede zwischen verschiedenen Dickdarmabschnitten bei Kontrolltieren ... 139
4.2.3 Histologische Unterschiede im Dickdarm von Tieren nach Inokulation mit den B.-hyodysenteriae-Stämmen G153, G21 und B204...143
4.2.3.1 Entzündliche Veränderungen in der Mukosa...143
4.2.3.2 Architektur der Mukosa...146
4.2.3.3 Becherzellkompartiment der Mukosa...150
4.2.3.4 Menge und Verteilung von Brachyspira spp... ... 152
4.2. 4 Ultrastruktureller Vergleich der Erreger-Wirts-Interaktion verschiedener Infektionsgruppen...159
4.2.4.1 Elektronenmikroskopische Befunde am Dickdarm der Kontrolltiere...159
4.2.4.2 Morphologie von B. hyodysenteriae und anderen Mikroorganismen im Dickdarm..164
4.2.4.3 Erreger-Wirts Interaktionen des B.-hyodysenteriae-Stammes G21...169
4.2.4.4 Erreger-Wirts Interaktionen des B.-hyodysenteriae-Stammes B204...175
5 DISKUSSION……….……..….180
6 ZUSAMMENFASSUNG……….……..…...194
7 SUMMARY………...….…196
8 LITERATURVERZEICHNIS……….…...….198
9 ANHANG……….………..230
Abb. Abbildung
abs. absolut
AC Ansa centralis
ai vor der Inokulation (lat. ante inoculationem)
Aqua dest. Aqua destillans
Aqua bidest. Aqua bidestillans
B. hyodysenteriae Brachyspira hyodysenteriae
BSA Bovines Serum Albumin
bzw. beziehungsweise
ca. circa
Cäc Zäkum
DAB Diaminobenzidintetrachlorid-dihydrat
DC Colon descendens
d.h. das heißt
DPBS Dulbecco´s Phosphat gepufferte Salzlösung
dpi Tage nach der Inokulation
EDTA Ethylendiamintetraacetat
ER endoplasmatisches Retikulum
g Gramm
x g Gravitation
h Stunde
HE Hämatoxilin-Eosin
ICE Ileozäkaleingang
i.m. intramuskulär
l Liter
LGC lymphoglandulärer Komplex
LOS Lipooligosaccharid
m Meter
M Mol
MAX Maximum
Mbp Megabasenpaare
min Minute
MIN Minimum
ml Milliliter
mm Millimeter
NSP Nicht-Stärke-Polysaccharide
NBF neutral gepuffertes Formalin
Nl./Nll. Nodus lymphaticus / Nodi lymphatici
nm Nanometer
PBS Phosphat gepufferte Salzlösung
PC proximales Kolon
PCR Polymerase-Kettenreaktion
pi nach der Inokulation (lat. post inoculationem)
prox. Proximal
RS resistente Stärke
s.c. subkutan
SD Schweinedysenterie
sec Sekunden
spp. spezies
Tab. Tabelle
Tris Tris(hydroxymethyl)-aminomethan
V. Vena
WBE Wachstumsbildende Einheiten
U/min Umdrehungen pro Minute
µl Mikroliter
µm Mikrometer
° C Grad Celsius
1 EINLEITUNG
Die Schweinedysenterie (SD) ist eine mukohämorrhagische Durchfallerkrankung, die vor allem bei Absetzferkeln und jungen Mastschweinen auftritt (HAMPSON 2006). Sie wurde erstmals 1921 von WHITING (1921) beschrieben. Die SD verursacht eine fibrinöse Enteritis, die ausschließlich auf den Dickdarm begrenzt ist (GLOCK u. HARRIS 1972).
Die Morbidität ist mit bis zu 90% sehr hoch und die Mortalität kann bei unbehandelten Tieren bis zu 30% erreichen (BARKER et al. 1993). Die Erkrankung ist weltweit verbreitet und führt zu großen finanziellen Verlusten bei den Landwirten, insbesondere durch verminderte Gewichtszunahmen, sowie durch Kosten für die Behandlung der Tiere (HAMPSON 2006). Der mikrobielle Auslöser der SD ist Brachyspira (B.) hyodysenteriae, ein spiraliges, gramnegatives Bakterium aus der Familie der Spirochäten. Die alleinige Infektion von Schweinen mit B. hyodysenteriae reicht jedoch nicht aus um SD zu erzeugen. Die Erkrankung ist multikausal bedingt und verschiedene Faktoren, wie Fütterung, Hygiene und intestinale Mikroflora, sind an ihrer Entstehung beteiligt. Daher ist auch die experimentelle Induktion der Erkrankung nur unter komplexen Versuchsbedingungen möglich ( MORENG et al. 1980; JACOBSON et al. 2004).
Mittel der Wahl bei der Therapie der Erkrankung ist eine Kombination aus antibiotischer Behandlung und besonderen Hygienemaßnahmen (WALDMANN 1992; HEINRITZI 2002). Da immer häufiger von resistenten B. hyodysenteriae gegen geläufige Antibiotika berichtet wird (DUINHOF et al. 2008; HARLAND 2009), sind prophylaktische Maßnahmen zur Bekämpfung von entscheidender Bedeutung. Bislang ist noch kein Impfstoff gegen die Schweinedysenterie verfügbar (HAESEBROUCK et al. 2004). Um mögliche Impfstoffkandidaten zu testen, benötigt man ein stabil reproduzierbares Infektionsmodell.
Daher war ein Ziel der vorliegenden Arbeit ein zuverlässig reproduzierbares Infektionsmodell für Schweinedysenterie zu etablieren. In mehreren konsekutiv durchgeführten Infektionsversuchen wurde die Bedeutung verschiedener Versuchsvariablen untersucht. Neben Inokulationsmodus, -menge, -zeitpunkt,
B.-hyodysenteriae-Stämmen unterschiedlicher Herkunft beschrieben wurde (ACHACHA et al. 1996). Im Einzelnen sollten folgende Fragen beantwortet werden:
• Unter welchen Bedingungen lässt sich ein zuverlässig reproduzierbares Infektionsmodell etablieren und welche Faktoren haben dabei die größte Bedeutung?
• Wie unterscheiden sich die einzelnen Versuchgruppen bezüglich ihrer klinischen Symptome, Blutparameter, makroskopischen und histologischen Läsionen am Dickdarm?
Ein geeignetes Infektionsmodell war essentiell für das zweite Ziel dieser Arbeit, die weitere Untersuchung der Pathogenese der SD, da es erlaubt von Schweinen in verschiedenen Stadien der Erkrankung Proben zu entnehmen und vergleichende Untersuchungen nach Inokulation mit B.-hyodysenteriae-Stämmen unterschiedlicher Virulenz durchzuführen. Um die Unterschiede der Erreger-Wirts-Interaktionen darzustellen, wurden histologische, immunhistologische und ultrastrukturelle Untersuchungen der Dickdarmschleimhaut durchgeführt.
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1 Darmtrakt des Schweines unter besonderer Berücksichtigung des Dickdarmes 2.1.1 Anatomischer Aufbau
Der Darm des Schweines besitzt bei ausgewachsenen Tieren eine Länge zwischen 20 und 27 Metern (m), wobei der Dünndarm 16 bis 21 m und der Dickdarm 3,5 bis 6 m lang ist.
Das Zäkum des Schweines ähnelt im Aussehen einem stumpfkegeligen Sack. Es ist 0,3 bis 0,4 m lang und besitzt drei Bandstreifen, sog. Taeniae caeci, sowie drei Poschenreihen.
Das Kolon lässt sich in drei Abschnitte unterteilen: das Colon ascendens, das Colon transversum und Colon descendens. Das Colon ascendens ist beim Schwein von besonderer Ausprägung: es schlingt sich in 2,5 bis 4,5 Windungen zentripetal zu einer stumpf- kegelförmigen Spirale (Gyri centripetales) um sein Gekröse, wendet an der Spitze dieses Kegels in einem scharfen Bogen (Flexura centralis), und dreht sich in einer zentrifugalen Spirale (Gyri centrifugales), die nach ein bis zwei Windungen im Inneren des Kolonkegels verschwindet, zur Basis des Kolonkegels zurück. Die Gyri centripetales besitzen ein weiteres Lumen als die Gyri centrifugales und sind mit zwei deutlichen Bandstreifen sowie zwei Poschenreihen ausgestattet.
Die letzte zentrifugale Windung geht in ein sehr kurzes Colon transversum über, welchem sich das Colon descendens anschließt. Dies zieht in einem fettgewebsreichen Gekröse gerade beckenwärts und geht in das Rektum über. Das Rektum ist beim Schwein ein sehr kurzer Dickdarmabschnitt, bei dem eine deutliche Erweiterung, die Ampulla recti sichtbar ist (VOLLMERHAUS 1999). Eine Übersicht über den Aufbau des Schweinedarms ist in Abb. 1 dargestellt.
A B
C
D E
F1 F2
G H
A: Magen B: Duodenum C: Jejunum D: Ileum E: Zäkum
F1: Colon ascendens Gyri centripetales F2: Colon ascendens
Gyri centrifugales G: Colon descendens H: Rektum
A B
C
D E
F1 F2
G H
A: Magen B: Duodenum C: Jejunum D: Ileum E: Zäkum
F1: Colon ascendens Gyri centripetales F2: Colon ascendens
Gyri centrifugales G: Colon descendens H: Rektum
Abb. 1: Schema des Aufbaus des Schweinedarms (aus NICKEL, SCHUMMER, SEIFERLE 1999, S. 124, modifiziert)
2.1.2 Histologischer Aufbau
Der histologische Aufbau der Darmwand ist beim Schwein folgendermaßen: Außen befindet sich die Tunica serosa, ein Bestandteil des Mesothel. Sie ist über die bindegewebige Subserosa mit der Tunica muscularis verbunden. Die zweischichtige Tunica muscularis besteht außen aus längs gerichteter und innen aus zirkulär gerichteter, glatter Muskulatur. Als innerste Schicht schließt sich die Tunica mucosa (Schleimhaut) an.
Die Schleimhaut des Dickdarmes bildet im Gegensatz zum Dünndarm keine Zotten, sondern nur Einfaltungen, sogenannte Krypten (glandulae intestinales), die eine große Anzahl an Becherzellen enthalten. Durch die Krypten erfolgt eine vielfache Vergrößerung der Oberfläche.
Die Tunica mucosa lässt sich in vier Anteile gliedern: Zum Darmlumen hin befindet sich die Lamina epithelialis, ein einschichtiges, hochprismatisches Epithel aus Enterozyten. Darunter befindet sich die Lamina propria, die aus lockerem Bindegewebe, aus Kollagen, elastischen und retikulären Fasern besteht. Darin eingelagert ist lymphatisches Gewebe, Blutgefäße, Lymphkapillaren und Nerven. Im Anschluss befindet sich eine dünne Muskelschicht, die Lamina muscularis mucosae (LIEBICH 1999).
In der darunter liegenden Tela submucosa befinden sich große Blut- und Lymphgefäße, Nerven, sowie lymphoglanduläre Komplexe (LGCs). Dieses knötchenartige, in der Submukosa gelegene Lymphgewebe, kommt nur im Dickdarm vor. Oberhalb von LGCs senkt sich das Oberflächenepithel ab und Krypten gelangen durch ein Loch in der Lamina muscularis mucosae bis ins Zentrum dieses submukösen Lymphgewebes (MORFITT u.
POHLENZ 1989). Eine Übersicht der einzelnen Schichten der Darmwand ist in Abb. 2 dargestellt.
Die wichtigste Funktion der Dickdarmschleimhaut ist die Absorption von Flüssigkeiten und Elektrolyten und dadurch eine Eindickung des Chymus. Weiterhin wird Schleim aus den Becherzellen sezerniert und Vitamin B und K synthetisiert (LIEBICH 1999).
Abb. 2: Schematische Darstellung der einzelnen Darmwandschichten (aus BLOOM u.
FAWCETT (1962), modifiziert)
2.1.3 Ultrastruktureller Aufbau von absorptiven Enterozyten und Becherzellen im Dickdarm
Absorptive Enterozyten
An der Schleimhautoberfläche des Dickdarmes befinden sich zum Großteil hochprismatische Epithelzellen. Sie sind vor allem durch ihre zahlreichen, langen und gleichmäßigen Mikrovilli gekennzeichnet, die im Dickdarm deutlich kürzer sind als im Dünndarm. Unmittelbar
Tunica serosa Blutgefäß
Tunica muscularis Tunica submucosa
Lamina muscularis mucosae Lymphoglandulärer Komplex
Lamina propria mucosae Lamina epithelialis
Tunica serosa Blutgefäß
Tunica muscularis Tunica submucosa
Lamina muscularis mucosae Lymphoglandulärer Komplex
Lamina propria mucosae Lamina epithelialis
unterhalb des Mikrovillussaumes befindet sich ein terminales Schlussleistennetz aus Mikrofilamenten. Neben einer großen Anzahl an Mitochondrien enthalten die Epithelzellen im Darm zahlreiche Lysosomen, raues endoplasmatisches Retikulum, sowie Vesikel. Die Zellen sind apikal mittels sogenannter tight junctions verbunden (MOON 1983, siehe Abb. 3)
Abb. 3: Schematische Darstellung einer Darmepithelzelle (aus WEHNER u. GEHRING (1995), S. 283)
Becherzellen
Becherzellen befinden sich sehr zahlreich in den Krypten und nur vereinzelt im Oberflächenepithel. Ihre Anzahl ist vom Alter des Schweines sowie von der Lokalisation im Darm abhängig (MICHEL 1989). Die Funktion der Becherzellen ist die Produktion von Mukus, welcher ein äußerst wichtiger Bestandteil der Schleimhautbarriere ist (SHIMOTOYODOME et al. 2000). Die Muzine werden in Form von Sekretgranula supranukleär gespeichert, was der Zelle die typische Becherform gibt. Der basale Zellabschnitt enthält einen deformierten Zellkern und prominentes raues endoplasmatisches Retikulum (SPECIAN u. OLIVER 1991).
Undifferenzierte Epithelzellen
Im Bereich der Kryptbasis bis hin zur Öffnung der Krypten finden sich neben Becherzellen zahlreiche undifferenzierte Epithelzellen, die keine absorptiven Fähigkeiten haben. Sie sind durch kurze, ungleichmäßige Mikrovilli gekennzeichnet und durch zahlreiche Desmosomen
Mv: Mikrovilli Tj: tight junction Ds: Desmosom Is: Interzellularspalt Bl: Basallamina
miteinander verbunden. Im Zellinneren befinden sich viele freie Ribosomen und membrangebundene, apikale, sekretorische Vesikel. Diese sezernieren vor allem Proteine und sekretorisches IgA ins Darmlumen (MOON 1983).
Zell-Zell-Verbindungen
In allen Geweben sind Zellen miteinander verbunden, zum einen um die Struktur des Organs zu erhalten, zum anderen, um einen Informationsaustausch zwischen den einzelnen Zellen zu ermöglichen. Insbesondere bei Epithelzellen an der Oberfläche sind feste Verknüpfungen der lateralen Seitenflächen wichtig, um zu verhindern, dass Stoffe aus dem Darmlumen durch den Interzellularspalt gelangen.
Die Verbindung von Epithelzellen im Darm besteht aus verschiedenen Komponenten (siehe auch Abb. 4): Am apikalen Abschnitt der lateralen Seite der Zellen verschließen sogenannte tight junctions oder Zonulae occludentes den Interzellularspalt vollständig. Integrale Membranproteine in Form schmaler Bänder verschmelzen die beiden Plasmamembranen der benachbarten Zellen. Tight junctions schirmen das Epithel nach außen ab und verhindern so den Weg von Ionen und Flüssigkeit durch den Interzellularspalt.
Die Zonula adhaerens, das sogenannte Gürteldesmosom, liegt direkt unterhalb der tight junction. Es formt einen Gürtel aus Filamenten, in dem sogenannte Ankerproteine die beiden benachbarten Zellen miteinander verbinden. Die mit den Proteinen verbundenen Filamente beinhalten Actin und erlauben daher eine geringgradige Kontraktion (CHEVILLE 1983).
Punktförmige Desmosomen (Macula adhaerens) sind runde Verdichtungen, die sich an den lateralen Seiten der Epithelzellen befinden. Die Desmosomen von zwei benachbarten Zellen fügen sich druckknopfartig ineinander. Hemidesmosomen stellen eine Verbindung zwischen einer Zelle und der darunter liegenden Basalmembran her.
Gap junctions erlauben eine direkte Kommunikation zwischen zwei Zellen, sowie den Austausch von Ionen und kleinen Molekülen. Sie bilden einen verbindenden Kanal zwischen zwei Zellen (WEHNER 1995).
Abb. 4: Schematische Darstellung interzellulärer Verbindungen (aus WEHNER u. GEHRING (1995), S. 23, modifiziert)
2.2 Schweinedysenterie (SD) 2.2.1 Bedeutung der Erkrankung
Die SD ist eine bedeutsame Erkrankung in allen Ländern mit intensiver Schweinehaltung (POHLENZ et al. 1983). Sie verursacht hohe wirtschaftliche Verluste und stellt in fast allen Ländern Europas nach wie vor ein großes Problem dar; in den USA dagegen ist ihr Vorkommen rückläufig (HERBST 2008). In Deutschland waren Anfang des 21. Jahrhunderts 27,1% (HERBST et al. 2004) bzw. 21,1% (WENDT et al. 2006) der jeweils wegen Durchfallproblematik untersuchten Betriebe positiv für B. hyodysenteriae. Verluste für die Landwirte begründen sich vor allem durch Todesfälle einzelner Tiere, verminderte Gewichtszunahmen sowie hohe Behandlungskosten und Kosten für prophylaktische Maßnahmen (POHLENZ et al. 1983).
Während die Krankheit bereits 1921 in den USA beschrieben wurde (WHITING 1921), konnte der Erreger 1971 isoliert werden (TAYLOR u. ALEXANDER 1971) und aufgrund
1: tight junction 2: zonula adhaerens 3: Punktdesmosom 4: gap junction Pm: Plasmamembran Vk: Verschlusskontakt AF: Aktinfilamente Gd: Gürteldesmosom IF: intermediäres Filament Pd: Punktdesmosom
Kk: Kommunikationskontakt
}
1} } }
2
3
4
}
1} } }
2
3
4
phänotypischer Eigenschaften als Treponema hyodysenteriae eingeordnet werden (GLOCK u.
HARRIS 1972). In den neunziger Jahren wurde der Erreger aufgrund molekularer Unterschiede zur Gattung Treponema zuerst in die Gattung Serpula (STANTON et al. 1991), später aufgrund einer Doppelbenennung in die Gattung Serpulina umstrukturiert (Stanton, 1992). Im Jahre 1997 konnte das Bakterium schließlich durch eine 16S-rRNA- Sequenzanalyse der Gattung Brachyspira zugeordnet werden (OCHIAI et al. 1997).
2.2.2 Brachyspira hyodysenteriae, Erreger der SD 2.2.2.1 Taxonomische Einordnung
Brachyspira (B.) hyodysenterie gehört zur Klasse der Spirochäten und der Ordnung der Spirochaetales. Diese Ordnung wird in drei Familien unterteilt und zwar Spirochaetaceae, Leptospiraceae und Brachyspiraceae. Innerhalb der Familie der Brachyspiraceae ist die Gattung Brachyspira zu finden. Diese beinhaltet neben B. hyodysenteriae noch zahlreiche andere Brachyspira-Arten, die bekanntesten sind B. pilosicoli, B. murdochii, B. innocens und B. intermedia (PASTER u. DEWHIRST 2000). In der Gattung B. hyodysenteriae sind derzeit 9 verschiedene Serotypen bekannt, die sich aufgrund des Lipooligosaccharids der Zellwand unterscheiden (LAU u. HAMPSON 1992).
2.2.2.2 Morphologie
Bei dem Erreger handelt es sich um ein gramnegatives, schraubenförmiges, 6 bis 9 µm langes Bakterium mit einem Durchmesser von 320 bis 380 nm (AMTSBERG u. MERKT 1986). Es besitzt 7 bis 13 periplasmatische Endoflagellen, die an beiden Enden des Bakteriums ansetzen und sich um den Bakterienleib winden. Um die periplasmatischen Endoflagellen schließt sich eine lockere äußere Membran (HAMPSON 2006).
2.2.2.3 Kulturelle Eigenschaften
B. hyodysenteriae ist obligat anaerob, jedoch geringgradig aerotolerant (HERBST 2008). Er wächst auf bluthaltigen festen Nährböden (z.B. Trypticase-Soja-Agar mit 5% Schaf- oder Kälberblut; DÜNSER et. al. 1997) bei 38° C langsam und schwärmend und verursacht eine vollständige Hämolyse (OCHIAI et al. 1997). Die Kolonien selbst sind kaum sichtbar, lediglich ein zarter, transparenter Film kann im Bereich der Hämolyse gefunden werden (HERBST 2008).
Zur Unterdrückung der Begleitflora kann dem Agar eine Mischung aus verschiedenen Antibiotika zugesetzt werden (Spectinomycin, Colistin, Vancomyzin, Spiramycin, Rifampicin; KUNKLE u. KINYON 1988; ACHACHA u. MESSIER 1992). Mittels biochemischer Differenzierung lässt sich B. hyodysenteriae eindeutig von anderen Spirochäten unterscheiden (VERSPOHL et al. 2001). Dies erfolgt durch die Beurteilung der Indolbildung, der Aktivität von α-Galaktosidase, α- und β-Glucosidase, sowie der Hippuratspaltung (FELLSTRÖM et al. 1997; STANTON et al. 1997).
2.2.2.4 Virulenzfaktoren
Die Virulenz von B.-hyodysenteriae-Stämmen hängt neben besonderen, begünstigenden Faktoren der Umwelt stark von ihren individuellen Virulenzfaktoren ab.
Beweglichkeit und Chemotaxis
Der Erreger besitzt eine hohe Beweglichkeit in viskösem Material, wie zum Beispiel in intestinalem Mukus. Diese Beweglichkeit wird durch den Besitz von periplasmatischen Fibrillen ermöglicht (CANALE-PAROLA 1978). Es konnte in vitro demonstriert werden, dass sich bewegliche Brachyspiren an die Oberfläche unterschiedlicher Zelltypen anheften, während bei nicht motilen Brachyspiren keine Adhäsion stattfindet (WILCOCK u.
OLANDER 1979b).
Durch die Chemotaxis zu intestinalem Mukus kann die Beweglichkeit noch verstärkt werden (LUX et al. 2000). Insbesondere L-Serin und L-Fucose, bestimmte Glykoproteine des intestinalen Mukus, gelten als starke Chemoattraktoren für intestinale Spirochäten (KENNEDY u. YANCEY 1996). Bei virulenteren Stämmen von B. hyodysenteriae wurde eine stärkere Chemotaxis zu Muzin nachgewiesen als bei weniger virulenten Stämmen (MILNER u. SELLWOOD 1994).
Hämolysin
Bislang wurden 4 verschiedene Hämolysine isoliert, tlyA, tlyB, tlyC und hlyA ( MUIR et al.
1992; HYATT et al. 1994; HSU et al. 2001). Bei der Entschlüsselung der Gensequenz des B.-hyodysenteriae-Stammes WA1, wurden noch drei weitere mögliche Hämolysin-Gene gefunden (BELLGARD et al. 2009). Es ist möglicherweise ein Hauptvirulenzfaktor, der für die Zerstörung des Oberflächenepithels verantwortlich ist. Sowohl in vitro als auch in vivo konnte die Zytotoxizität des Hämolysins bei Enterozyten demonstriert werden (LYSONS et
al. 1991; MUIR et al. 1992). Die Injektion von Hämolysin in abgebundene Kolonschlingen führte zu einer Ablösung und Verformung der Epithelzellen (MOESER u. BLIKSLAGER 2007). Eine B.-hyodysenteriae-Mutante ohne tlyA-Gen zeigte im Tierversuch eine verminderte Pathogenität (HYATT et al. 1994).
Lipooligosaccharid
Ein Endotoxin konnte aus der Zellwand von B. hyodysenteriae isoliert werden. Dieses entspricht nicht dem typischen Aufbau der Lipopolysaccharide von E. coli und Salmonella spp. Daher wird es als Lipooligosaccharid (LOS) bezeichnet (HALTER u. JOENS 1988). Die Applikation dieses LOS in Därme von Mäusen erzeugte eine erhebliche Darmschädigung (NUESSEN et al. 1983). Deshalb wird angenommen, dass das LOS eine Rolle in der Pathogenese der SD spielt (GREER u. WANNEMUEHLER 1989).
NADH-Oxidase
Die NADH-Oxidase ist ein Enzym, das es B. hyodysenteriae ermöglicht, geringe Mengen an Sauerstoff zu tolerieren, da mit Hilfe dieses Enzyms Sauerstoff zu Wasser reduziert wird.
Dies ist sehr wichtig für die Tenazität des Erregers in der Umwelt, aber auch für das Überleben im Dickdarm bei geringen Sauerstoffkonzentrationen (HERBST 2008).
B. hyodysenteriae zeigte sich für Schweine weniger pathogen, wenn zuvor das nox-Gen (codiert die NADH-Oxidase) inaktiviert wurde (STANTON et al. 1999).
Adhärenz
Es ist bislang nicht geklärt, ob B. hyodysenteriae natürlicherweise an Epithelzellen adhäriert und eine solche Interaktion bedeutend für die Pathogenese der SD ist (HYATT et al. 1994).
Verschiedene Arbeitsgruppen konnten in vitro eine Adhäsion von B. hyodysenteriae an verschiedene humane und Schweinezelllinien ( WILCOCK u. OLANDER 1979b; BOWDEN et al. 1989) , sowie an Schweineepithelzellen (KNOOP et al. 1979) nachweisen. Diese Adhäsion erfolgte nur mit lebenden, beweglichen Bakterien (KNOOP et al. 1979). Die Adhäsion von B. hyodysenteriae an Schweinedarmepithelzellen beruht vermutlich auf einer Beteiligung der äußeren Membranproteine, da nach einer Blockierung dieser Proteine keine Adhäsion mehr stattfand (RICHTER 2009).
In vivo konnte bislang keine Adhäsion an die Darmschleimhaut belegt werden.
Untersuchungen der Interaktionen des B.-hyodysenteriae-Stammes B204 mit der
Darmschleimhaut im Transmissionselektronenmikroskop und Rasterelektronenmikroskop, konnten keine Anheftung der Erreger am Oberflächenepithel nachweisen (KENNEDY et al.
1988).
Enzyme
(BELLGARD et al. 2009) konnten bei der Entschlüsselung der Gensequenzen für den B.-hyodysenteriae-Stamm WA1 noch weitere potentielle Virulenzgene identifizieren. Es wurden 15 Proteasen identifiziert, die beispielsweise am Eindringen des Erregers ins Gewebe und dessen Zerstörung beteiligt sein könnten. Weiterhin wurden Gene für zahlreiche Phospholipasen und Peptidasen gefunden, deren Pathogenität bei anderen gramnegativen Bakterien nachgewiesen werden konnte.
2.2.2.5 Molekularbiologische Eigenschaften
B. hyodysenteriae verfügt über ein Genom, das ungefähr 3,2 Mbp groß ist. Es besteht aus einem einzelnen ringförmigen Chromosom und besitzt keine extrachromosomale DNA (ZÜRNER u. STANTON 1994). Bislang wurden unterschiedliche Virulenzgene (ZÜRNER u.
STANTON 1994; BELLGARD et al. 2009; siehe 2.2.2.4) sowie Membranproteingene (SmpA, SmpB, blpGFEA) lokalisiert (THOMAS u. SELLWOOD 1993; LEE et al. 2000;
CULLEN et al. 2003; HOLDEN et al. 2006).
B. hyodysenteriae ist im Besitz eines Prophagen (VSH-1). Dieser Bakteriophage ist in der Lage zwischen B.-hyodysenteriae-Zellen zu transferieren und so genetisches Material zu übertragen (HUMPHREY et al. 1997; MOTRO et al. 2009).
2.2.3 Symptome der SD 2.2.3.1 Klinische Befunde
Die durchschnittliche Inkubationszeit der SD beträgt 10 bis 14 Tage, kann aber von zwei Tagen bis zu drei Monaten variieren (AMTSBERG u. MERKT 1986). Die Schwere der Erkrankung ist häufig abhängig von bestimmten Umweltbedingungen sowie von der Fütterung (HEINRITZI 2006). Die Erkrankung kann beim einzelnen Tier akut bis chronisch verlaufen. Häufig treten klinische Symptome in einem betroffenen Schweinebestand zyklisch in einem Abstand von 3 – 4 Wochen bei den Tieren auf (HAMPSON 2006).
Erste Anzeichen einer Erkrankung sind zumeist eine moderate Temperaturerhöhung auf 40,0° C bis 40,5° C (HEINRITZI 2002). Im weiteren Verlauf tritt breiiger Kot auf, der eine typische zementgraue Farbe sowie einen charakteristischen Geruch aufweist. Innerhalb von 24 Stunden wird der Kot zunehmend wässriger und enthält vermehrt Schleim. Im weiteren Verlauf wird der Durchfall teilweise sehr blutig und enthält Fibrinfetzen. Die Tiere zeigen Inappetenz bei gesteigerter Wasseraufnahme sowie ein gestörtes Allgemeinbefinden (POHLENZ et al. 1983). Durch die schnelle Entleerung des gesamten Dickdarmkonvoluts erscheinen die Flanken bei den Schweinen eingefallen (HEINRITZI 2002), der Analbereich und die Hinterbeine sind kotverschmiert. Die Erkrankung dauert im Schnitt 7 bis 11 Tage (HERBST 2008). Bei längerer unbehandelter Erkrankung magern die Tiere zunehmend ab und können aufgrund von Dehydrierung, Azidose und Hyperkaliämie verenden (HARRIS u.
LYSONS 1992). Sehr selten kommt es auch zu perakuten Todesfällen, wahrscheinlich aufgrund eines Endotoxinschocks. Die Tiere verenden innerhalb weniger Stunden, ohne dass es zu Durchfallsymptomatik kommt (HAMPSON 2006). Todesfälle treten häufiger bei Absatzferkeln als bei Mastschweinen auf. Die Mortalität schwankt in Abhängigkeit vom Alter zwischen 9 und 30 Prozent (AMTSBERG u. MERKT 1986).
2.2.3.2 Makroskopische Befunde
Läsionen der SD sind ausschließlich im Dickdarm zu finden.Vor allem das Kolon und gelegentlich das Zäkum sind betroffen (GLOCK u. HARRIS 1972). Die frühesten und auch schwerwiegendsten Veränderungen findet man entweder im Bereich der Ansa centralis oder im Zäkum (KENNEDY u. STRAFUSS 1976). Der Dünndarm bleibt immer unverändert (HUGHES et al. 1975). Der Übergang zwischen betroffenem und nicht betroffenem Gewebe ist meistens abrupt (HARRIS u. LYSONS 1992). Das Kolon erscheint von außen ödematös, hyperämisch, mit geschwollener Submukosa (GLOCK u. HARRIS 1972; POHLENZ et al.
1983) und ödematösem Mesenterium (HUGHES et al. 1975). Nach Eröffnen des Dickdarmes findet man ein mukohämorrhagisches Exsudat an der Oberfläche, welches häufig Fibrinflocken enthält (HUGHES et al. 1975). Die Veränderungen an der Schleimhaut beginnen meist mit einer katarrhalischen Enteritis und steigern sich zu einer mukohämorrhagischen, fibrinösen, diphtheroid bis nekrotisierenden Typhlokolitis (GLOCK et al. 1974). Die Lymphknoten des Kolons können ödematös geschwollen sein und in der
Bauchhöhle wird gelegentlich Aszites gefunden (GLOCK u. HARRIS 1972; HUGHES et al.
1975; HARRIS u. LYSONS 1992) 2.2.3.3 Histologische Befunde
Bei erkrankten Schweinen kann eine fibrinöse, meist erosive Kolitis festgestellt werden;
Nekrosen sind auf das Oberflächenepithel beschränkt ( OLSON 1974b; HUGHES et al. 1975;
HUGHES et al. 1977; WILCOCK u. OLANDER 1979a; JOENS et al. 1981; ALBASSAM et al. 1985). An der Oberfläche präsentiert sich Exsudat mit Schleim, Erythrozyten, Fibrin, Zelltrümmern und Bakterien (HUGHES et al. 1975). Die Krypten sind in den erkrankten Dickdarmabschnitten regelmäßig verlängert. Dies tritt besonders deutlich hervor, wenn die Tiere erst nach einigen Durchfalltagen seziert werden (JACOBSON et al. 2007). Bei fortschreitender Erkrankung kann ein Verlust an Mukus in den Becherzellen festgestellt werden (OLSON 1974b; JACOBSON et al. 2007). Die Mitoserate der Kryptepithelzellen ist in diesem fortgeschrittenen Stadium erhöht (POHLENZ et al. 1983).
Lymphozyten infiltrieren vermehrt die Lamina propria, sie befinden sich diffus im Gewebe (WILCOCK u. OLANDER 1979a). Polymorphkernige Leukozyten sind dagegen vor allem unter nekrotischem Epithel zu finden (HUGHES et al. 1975; JACOBSON et al. 2007).
Bereits zwei Tage nach der Infektion können Spirochäten im Dickdarm mittels Versilberung nach Warthin-Starry (GLOCK et al. 1974) oder Immunhistochemie (HARLIZIUS 1993) nachgewiesen werden. Die Erreger befinden sich hauptsächlich an der Oberfläche des Epithels sowie in den Krypten, sowohl in den oberen als auch in den tieferen Bereichen (HUGHES et al. 1975; WILCOCK u. OLANDER 1979a).
B. hyodysenteriae kann auch in der Lamina propria gefunden werden, wenn das Oberflächenepithel noch intakt ist. Deshalb vermuten GLOCK und HARRIS (1972) dass eine Ulzeration für die Invasion des Erregers nicht unbedingt notwendig ist. Eine weitere Möglichkeit für die Erreger, durch das Epithel einzudringen, wird in der Zerstörung der tight junctions vermutet (TER HUURNE u. GAASTRA 1995).
Latent infizierte Schweine ohne klinische Symptomatik zeigen keine pathologischen Veränderungen am Dickdarm. Histologisch ist aber eine vereinzelte Persistenz des Erregers in der Schleimhaut erkennbar (HARRIS et al. 1978; POHLENZ et al. 1983).
2.2.3.4 Elektronenmikroskopische Befunde
B. hyodysenteriae stellen sich elektronenmikroskopisch geschlängelt und mit einem Durchmesser bis zur 380 nm dar. Die äußere Membran ist eine lockere dreilagige Hülle.
Direkt unter der äußeren Hülle schlingen sich die periplasmatischen Endoflagellen als Fibrillenbündel um den Bakterienleib. Man erkennt keine Organellen innerhalb der Bakterien sondern nur amorphe Granula (GLOCK et al. 1974). Die Spirochäten befinden sich hauptsächlich an der Oberfläche und in den Kryptlumina (SCHLEICHER 1977). Sie sitzen auch in den Becherzellen, sowohl in den Schleimkelchen, als auch im Zytoplasma (GLOCK et al. 1974). Auch zwischen und unterhalb von sich ablösenden Epithelzellen sind Erreger nachweisbar (ALBASSAM et al. 1985). An der Oberfläche der Dickdarmschleimhaut sind nicht nur Spirochäten, sondern eine Vielzahl anderer Bakterien zu sehen. Diese Begleitflora gelangt sekundär auch in die Läsionen, die durch B. hyodysenteriae verursacht wurden (SCHLEICHER 1977).
Dass die Bakterien in enteroabsorptive Epithelzellen eindringen, wurde von mehreren Autoren beschrieben (GLOCK et al. 1974; KENNEDY u. STRAFUSS 1976; ALBASSAM et al. 1985), kontrovers ist aber, wie das erfolgt. Bei elektronenmikroskopischen Untersuchungen von Geweben erkrankter Schweine, konnte ein Eindringen über die laterale Seite der enteroabsorptiven Zellen beobachtet werden (ALBASSAM et al. 1985). Andere Arbeitsgruppen berichten von einer lumenseitigen Invasion in Enterozyten (GLOCK et al.
1974). Sie sind häufiger in nekrotischen, als in intakten Epithelzellen zu finden (ALBASSAM et al. 1985). Alle Autoren konnten bestätigen, dass sie sich frei im Zytoplasma befinden und nicht von einer Membran umschlossen sind.
Die betroffenen Epithelzellen zeigen deutliche morphologische Veränderungen:
Sie besitzen nur noch vereinzelte, verkürzte und unregelmäßige Mikrovilli. Das Zytoplasma ist stark vakuolisiert, das endoplasmatische Retikulum dilatiert und die Mitochondrien geschwollen. Die Zellkerne sind kondensiert und das Chromatin an der inneren Membran des Kernes angeheftet (SUEYOSHI u. ADACHI 1990; JANSSON et al. 2009). Die Epithelzellen verlieren ihre Anheftung an der Basalmembran, teilweise auch ihre interzelluläre Befestigung (ALBASSAM et al. 1985).
2.2.3.5 Mikrobiologische Befunde
Die Ausscheidung von B. hyodysenteriae mit dem Kot kann bereits 2 Tage nach einer Infektion mit SD beginnen ( JANETSCHKE u. KIELSTEIN 1976; AMTSBERG u. MERKT 1986) und bis 70 Tage nach Abheilen der Läsionen andauern (HARRIS u. LYSONS 1992).
Mit ansteigendem Schweregrad des Durchfalls von anfangs zementgrau und breiig bis blutig, erhöht sich auch die Erregerausscheidung im Kot (MECHOW 1975). Latent infizierte Tiere können den Erreger unregelmäßig und in geringer Menge ausscheiden (AMTSBERG u.
MERKT 1986). Deshalb spielen sie als Überträger der Erkrankung eine wichtige Rolle.
2.2.4 Immunität
Tiere, die nach einer Erkrankung mit SD wieder genesen sind, können bis zu 17 Wochen vor einer Reinfektion geschützt sein (OLSON 1974a; JOENS et al. 1979). Diese Immunität ist allerdings serotypspezifisch und gegen das Lipooligosaccharid der äußeren Membran gerichtet (JOENS et al. 1983). Einige Autoren berichten von einem geringgradigen Schutz nach einer Impfung mit inaktivierten Bakterien und nachfolgender Reinfektion mit einem anderen Serotyp von B. hyodysenteriae (NUESSEN u. JOENS 1982; PARIZEK et al. 1985).
Ein solider Immunschutz tritt nur nach einer unbehandelten Ausheilung der SD auf, nach einer antibiotischen Therapie der Erkrankung kommt es zu keinem Schutz vor einer Reinfektion (OLSON u. RODABAUGH 1978). Es wird vermutet, dass der Antigen-Kontakt mit dem Immunsystem zu kurz ist, um eine Immunität zu entwickeln (LEE et al. 1976). Zum Zeitpunkt der klinischen Symptome der SD steigen IgG-, IgA- und IgM-Antikörper im Serum an und in der Mukosa des Dickdarmes wird IgA sezerniert (ELAZHARY et al. 1973; REES et al. 1989).
Die zelluläre Immunantwort reagiert ebenfalls bei einer Erkrankung mit SD: Die Gesamtleukozytenzahl steigt nach Beginn der Erkrankung an und eine deutliche Kernlinksverschiebung zeigt einen hohen Anteil an stabkernigen neutrophilen Granulozyten (HAMPSON 2006). Auch Monozyten und CD4+CD8+-T-Zellen stellen eine wichtige Antwort nach Auftreten klinischer Symptome dar (JONASSON et al. 2004; LAKOMY et al. 2009).
Eine erhöhte Anzahl an CD4+ - T - Zellen im Blut ist nach einer Infektion feststellbar (HONTECILLAS u. BASSAGANYA-RIERA 2003). WATERS et al. (1999) konnten zusätzlich zu den angestiegenen CD4+CD8+-T-Zellen einen erhöhten Wert an zirkulierenden
CD8+-T-Zellen nach intramuskulärer Applikation von inaktivierten B. hyodysenteriae feststellen.
Es wird vermutet, dass die zirkulierenden Lymphozyten-Subpopulationen die Empfänglichkeit für eine Erkrankung an SD beeinflussen. Bei experimenteller Infektion zeigte sich, dass Tiere, die nicht empfänglich für SD waren, vor der Infektion einen höheren Wert an zirkulierenden CD8+- und CD4+CD8--T-Zellen, sowie weniger γδ-T-Zellen aufwiesen, als Schweine, die empfänglich für SD waren (JONASSON et al. 2004; 2006).
Über die Veränderung der Lymphozytensubpopulation an der Mukosa des Dickdarms während einer Infektion mit B. hyodysenteriae ist bislang wenig bekannt. Ein Verlust der γδ-T-Zellen im Epithel, sowie eine multifokale Anhäufung von CD4+-T-Zellen in der Lamina propria wurden nachgewiesen (HONTECILLAS et al. 2005).
2.2.5 Pathogenese der SD
Unter der Pathogenese versteht man ein Zusammenspiel des Erregers, der Wirtsreaktion und des Immunsystems.
Die Pathogenese der B.-hyodysenteriae-Infektion ist nur teilweise bekannt. Die Erreger werden durch infizierten Kot, der sich auf dem Stallboden befindet, oral aufgenommen. Nach oraler Aufnahme können die Erreger durch die schleimigen Anteile des Kotes geschützt den Magen passagieren (HAMPSON 2006; HEINRITZI 2006). Sie wandern bis ins Kolon und dringen hier aktiv in die Becherzellen ein (POHLENZ et al. 1983). Dies wird durch unterschiedliche Virulenzfaktoren, wie ihre geringe Sauerstofftoleranz, die Beweglichkeit und die Chemotaxis für Muzine begünstigt (HERBST 2008). Bestimmte Glykoproteine des Schleims gelten als starke Chemoattraktoren für B. hyodysenteriae (KENNEDY et al. 1988).
Ob eine Adhäsion ans Oberflächenepithel, wie es in vitro gezeigt werden konnte ( KNOOP et al. 1979; BOWDEN et al. 1989; HOFMANN 1991), auch in vivo stattfindet, ist nicht nachgewiesen.
Das Eindringen in die Becherzellen führt zu einer übermäßigen Schleimproduktion (POHLENZ et al. 1983). Zudem kommt es zu einer lokalen Entzündungsreaktion mit Ödem, Hämorrhagien und Leukozyteninfiltration. GLOCK et al. (1974) stellten fest, dass eine Invasion des Erregers für die Entstehung von Läsionen nicht notwendig ist. Vielmehr wird dies durch die Abgabe von toxinartigen Substanzen, wie zum Beispiel das bakterielle LOS
und Hämolysin induziert (BARKER et al. 1993). Diese Toxine können das Oberflächenepithel beschädigen, was zu einer Ablösung der Enterozyten an der Oberfläche führt (HAMPSON 2006). Nach der Zerstörung der Oberfläche wird der Erreger häufig in der Lamina propria gefunden; er dringt jedoch nicht in tiefere Gewebe des Darmes, z.B. in die Submukosa ein (HARRIS u. LYSONS 1992). Um die beschädigte Schleimhaut zu erneuern, erhöht sich die Mitoserate in den basalen Kryptbereichen. Hierdurch ist die Zeit zu kurz, um eine Differenzierung der Becherzellen in den Krypten zu ermöglichen. Deshalb werden im fortgeschritteneren Krankheitsstadium nur noch Becherzellen im oberen Kryptdrittel gefunden (POHLENZ et al. 1983).
Die Durchfallsymptome sind nicht nur durch einen Verlust von Proteinen und extrazellulärer Flüssigkeit aus Läsionen am Dickdarm bedingt (ARGENZIO et al. 1980; SCHMALL et al.
1983). Vielmehr kommt es infolge der Zerstörung des Oberflächenepithels zur Malabsorption, da der NaCl - Transportmechanismus gestört ist (HARRIS u. LYSONS 1992; MOESER u.
BLIKSLAGER 2007).
2.2.6 Epidemiologie der SD
Die SD tritt meist bei Tieren zwischen 15 und 70 kg auf. Eine Ansteckung mit dem Erreger erfolgt durch die orale Aufnahme von infiziertem Kot (HARRIS u. LYSONS 1992). Nicht nur akut erkrankte Tiere, sondern auch Tiere in der Rekonvaleszenzphase scheiden den Erreger unregelmäßig aus (OLSON 1974a).
Die Übertragung in bisher Dysenterie freie Bestände erfolgt in erster Linie durch Zukauf latent infizierter Schweine. Vor allem latent infizierte Sauen können den Erreger auf ihre Ferkel übertragen. Durch Stress wird die Vermehrung des Erregers provoziert, so dass es während und nach der Geburt zur vermehrten Ausscheidung der Brachyspiren kommen kann.
Die Ferkel erkranken noch nicht an SD, da sie durch maternale Antikörper geschützt sind. Sie können allerdings latent infiziert werden und so den Erreger mit in den Mastbetrieb einschleppen. Der Transportstress und die Umstallung führen möglicherweise zur Reaktivierung des Erregers und zur Ausscheidung (HEINRITZI 2006).
Ein weiterer wichtiger epidemiologischer Aspekt ist die Anwesenheit von Schadnagern in Schweinebeständen. Bei Ratten wurde B. hyodysenteriae als kommensaler Bewohner des Darmes nachgewiesen (BLAHA 1983). Weitere Vektoren wie Fahrzeuge, Stiefel, andere
kotverschmutzte Gegenstände, sowie möglicherweise auch Fliegen oder Kakerlaken (BLUNT 2009) können ebenfalls eine Rolle in der Erregerübertragung spielen (HARRIS u. LYSONS 1992). Während B. hyodysenteriae in der schwedischen Wildschweinpopulation nicht nachgewiesen werden konnte (JACOBSON et al. 2005), wurde der Erreger vor kurzem erstmals bei australischen Wildschweinen gefunden (PHILLIPS et al. 2009). Dieser Nachweis erfolgte durch ein besonders sensitives PCR-Verfahren. Es kann daher nicht ausgeschlossen werden, dass Wildschweine auch in Europa latent mit B. hyodysenteriae infiziert sein könnten und als Krankheitsüberträger eine Rolle spielen könnten.
Der Erreger überlebt in Schweinekot bei Temperaturen von 22° C ca. 8 Tage (CHIA u.
TAYLOR 1978). Bei Temperaturen von 10° C wird von unterschiedlichen Überlebenszeiten berichtet, die bei 30 (CHIA u. TAYLOR 1978) und 112 Tagen (BOYE et al. 2001) liegen können.
2.2.7 Rolle der Mikroflora bei der Pathogenese der SD
Im Dickdarm des Schweines befinden sich bis zu 1012 WBE Mikroorganismen je Gramm Ingesta. Sie bilden eine Funktionsgemeinschaft untereinander und leben synergistisch mit dem Wirt zusammen (MACPHERSON et al. 2009). Diese Mikroben sind hauptsächlich anaerob (DURMIC et al. 1998). Bei gesunden Absetzferkeln befinden sich mehrheitlich gramnegative Bakterien im Dickdarm, während bei ausgewachsenen Schweinen diese durch grampositive Anaerobier ersetzt werden (ROBINSON et al. 1981). Eine der wichtigsten Funktionen der Mikroorganismen im Dickdarm ist die Verdauung von komplexen Kohlenhydraten, zum Beispiel aus Pflanzen, die im Dünndarm nicht verdaut werden können (SALYERS 1979).
Bereits frühe Untersuchungen zeigten, dass B. hyodysenteriae sich nicht in gnotobiotischen Schweinen ansiedeln lässt und bei diesen keine Erkrankung verursacht (MEYER et al.
1974a). In Anwesenheit von anderen gramnegativen Anaerobiern gelingt jedoch die Erzeugung eines Krankheitsbildes (MEYER et al. 1975). B. hyodysenteriae muss allerdings in ausreichender Anzahl vorhanden sein, damit eine Infektion erfolgreich angehen kann (WHIPP et al. 1979).
Während gramnegative Anaerobier das Ansiedeln von B. hyodysenteriae begünstigen, scheinen grampositive Bakterien eher das Gegenteil zu bewirken. Durch Fütterung einer
hochverdaulichen Diät kann das Wachstum grampositiver Bakterien gefördert und eine Erkrankung an SD verhindert werden (DURMIC et al. 1998; ROBERFROID et al. 1998;
MOLBAK et al. 2007). Verschiedene probiotische Bakterien können das kulturelle Wachstum von B. hyodysenteriae hemmen (KLOSE et al. 2009). Lactobacillus sp. ist in der Lage sich in vitro an B. hyodysenteriae anzuheften und dessen Tod zu verursachen (BERNARDEAU et al.
2009).
Bei an Dysenterie erkrankten Schweinen verschiebt sich die Mikroflora von grampositiv nach gramnegativ (ROBINSON et al. 1984). Vor allem Bacteroides vulgatus und Selenomonas spp., die bei gesunden Schweinen selten nachweisbar sind, sind während einer Infektion mit B. hyodysenteriae in hohen Keimzahlen vorhanden (BINDER et al. 1984). Aber auch anderen Erregern wie Fusobacterium necrophorum, Clostridium spp. und Listeria denitrificans wird eine Bedeutung zugeschrieben ( WHIPP et al. 1979; JOENS et al. 1981).
Bei einer Infektion mit SD werden im Darm deutlich mehr Balantidium coli gefunden als bei gesunden Schweinen ( HUGHES et al. 1977; FERGUSON et al. 1980). Balantidium coli ist der größte Protozoe, der den Darm von Schweinen besiedelt. Er ist hauptsächlich im Zäkum und Kolon zu finden und vermehrt sich dort asymptomatisch (SCHUSTER u. RAMIREZ- AVILA 2008). Dennoch kann der Erreger beim Vorhandensein einer intestinalen Vorerkrankung opportunistisch wirksam werden, ins geschädigte Gewebe eindringen und sich möglicherweise über das Lymphgewebe im gesamten Körper ausbreiten (NILLES-BIJE u.
RIVERA 2009). Ob eine Interaktion zwischen Balantidium coli und B. hyodysenteriae stattfindet, wurde bislang noch nicht untersucht.
2.2.8 Rolle der Fütterung bei der Pathogenese der SD
Die Zusammensetzung des Futters ist ein wesentlicher Faktor für die Entwicklung der SD, da sie direkt die intestinale Mikroflora beeinflusst (DURMIC et al. 1998; LESER et al. 2000) und diese ein wichtiger Einflussfaktor für das Angehen einer Infektion ist (WHIPP et al.
1979).
Insbesondere Futtermittel mit einem hohen Gehalt an löslichen und unlöslichen Nicht-Stärke- Polysacchariden (NSP) sowie resistenter Stärke (RS), wie zum Beispiel Soja, beeinflussen die Mikroorganismen im Dickdarm, da diese Substrate der Verdauung im Dünndarm entgehen (DURMIC et al. 1998). Ein hoher Gehalt an NSP und RS im Futter erhöht die Menge an
Mikroorganismen im Dickdarm, insbesondere RS fördert ein Wachstum an gramnegativen Bakterien im Dickdarm ( DURMIC et al. 1998; 2000).
Im Gegensatz dazu schützt eine leicht verdauliche Diät basierend auf gekochtem Reis und tierischem Protein vor einer Infektion mit B. hyodysenteriae (PLUSKE et al. 1996; SIBA et al. 1996). Ebenfalls protektiv ist eine Diät basierend auf einem hohen Gehalt an Fructanen.
Dadurch wird das Wachstum probiotischer Bakterien im Dickdarm gefördert (ROBERFROID et al. 1998) und das Ansiedeln von B. hyodysenteriae verhindert (MOLBAK et al. 2007).
Die Rolle kurzkettiger Fettsäuren, die vor allem beim Abbau von Rohfaser entstehen, in Bezug auf die Empfänglichkeit der SD, ist unklar. Es wird angenommen, dass kurzkettige Fettsäuren den pH-Wert im Dickdarm reduzieren und so eine verminderte Beweglichkeit der Brachyspiren bewirken (PROHASZKA u. LUKACS 1984). In anderen Untersuchungen zeigten aber Tiere, die nicht empfänglich für SD waren, einen höheren pH-Wert und geringere Anteile an kurzkettigen Fettsäuren, als Tiere, die an SD erkrankt waren (SIBA et al. 1996).
Eine weitere mögliche Beeinflussung für die Erzeugung des Krankheitsbildes durch die Fütterung besteht in der Induktion einer nutritiven Diarrhöe. Eine nutritive Diarrhöe kann die Ansiedlungschancen von B. hyodysenteriae verbessern (BINDER et al. 1984). Sie kann besonders bei Absetzferkeln durch die Fütterung von konzentriertem Soja induziert werden (NEEF et al. 1994). Der Durchfall entsteht durch im Dünndarm nicht verdauliche Oligosaccharide wie Raffinose, Stachyose und Verbacose. Sie gelangen unverdaut ins Kolon und erhöhen somit den osmotischen Druck im Dickdarm, was zu einer osmotischen Diarrhö führt (MAKINDE et al. 1996).
2.2.9 Experimentelle Tiermodelle für SD
Da die erfolgreiche Ansiedlung von B. hyodysenteriae im Dickdarm und damit die Entwicklung der SD von unterschiedlichsten Faktoren abhängig ist, gibt es einige Schwierigkeiten bei der Etablierung eines zuverlässigen Tiermodells.
Bereits Anfang der 70er Jahre, bevor überhaupt eindeutig geklärt war, welcher Erreger die SD verursacht, konnte durch das Verfüttern von Kulturmaterial an 8 und 12 Wochen alte Schweine, eine Erkrankung der Tiere hervorgerufen werden (TAYLOR u. ALEXANDER 1971; HARRIS et al. 1972). Dies gelang auch durch das Verfüttern von frischem,
zerkleinertem Kolonmaterial (OLSON 1974b) bzw. Schleimhautgeschabseln (GLOCK et al.
1974) von erkrankten Schweinen.
Es folgten weitere Infektionsmodelle, in denen Schweine mit einer filtrierten Bakteriensuspension intravenös inokuliert wurden (OLSON 1981), die Bakterien in abgebundene Kolonschlingen gegeben wurden (HUGHES et al. 1972; WHIPP et al. 1978) oder die Tiere mittels Zäkumfistel inokuliert wurden (JACOBSON et al. 2007).
Dabei stellte sich aber heraus, dass außer der Art und Verabreichung des Inokulums noch weitaus mehr Faktoren für eine erfolgreiche Reproduktion erforderlich sind. MEYER et al.
(1974b) inokulierten gnotobiotische Ferkel mit Kulturmaterial und keines der Tiere zeigte klinische Symptome von SD. Inokulierte man gnotobiotische Schweine aber mit B. hyodysenteriae und zusätzlich mit anderen gramnegativen Anaerobiern wie zum Beispiel Fusobacterium necrophorum oder Bacteroides vulgatus, zeigten die Tiere typische klinische Symptome, sowie pathologische Läsionen ( MEYER et al. 1975; HARRIS et al. 1978). Mit der Erkenntnis, dass die intestinale Mikroflora wahrscheinlich das Ansiedeln des Erregers beeinflusst, wurde die Fütterung, die ja direkt auf die Mikroflora wirkt, in das Versuchmodell mit einbezogen. So konnte gezeigt werden, dass spezielle Diäten basierend auf einem hohen Anteil an NSP und RS das Angehen einer Infektion begünstigen ( LINDECRONA et al. 2003;
JACOBSON et al. 2004; THOMSEN et al. 2007).
Stress kann die Provokation klinischer Symptome eindeutig begünstigen (MORENG et al.
1980). Ob die Applikation von Kortikosteroiden zum Zeitpunkt der Inokulation das Angehen der Infektion unterstützt, ist allerdings umstritten (JACOBSON et al. 2004; NGUYEN THI 2007). Eine weitere Möglichkeit, Stress zu induzieren, ist die Tiere vor der Inokulation hungern zu lassen (HEINRITZI 2002; KINYON et al. 1977). Gruppenhaltung der Schweine hat sich als förderlich für ein Infektionsmodell erwiesen, da die Tiere einerseits erhöhtem Stress ausgesetzt sind, andererseits die Bakterien im Stall länger passagieren können (MORENG et al. 1980).
Weitere wichtige Einflussfaktoren für die Etablierung eines Tiermodells sind die Inokulationsdosis und die Wahl des Stammes (JACOBSON et al. 2004).
Nicht zu unterschätzen ist auch die Wachstumsphase in der sich die Bakterien zum Zeitpunkt der Inokulation befinden. Am virulentesten zeigten sich Bakterien, die in der mittleren log- Phase zur Inokulation verwendet wurden (HAMPSON 2006).
Die SD tritt natürlicherweise bei Absetzferkeln und Läuferschweinen, seltener bei Zuchttieren auf. Für ein Infektionsmodell eignen sich deshalb Absetzferkel ab einem Alter von 6 Wochen am Besten (JACOBSON et al. 2004).
Außer an Schweinen wurde das Infektionsmodell auch an anderen Tierarten getestet.
Während eine Infektion von Hundewelpen kein Krankheitsbild erzeugen konnte (KINYON et al. 1977), war das Infektionsmodell bei Meerschweinchen erfolgreich (JOENS et al. 1978) und auch bei Hühnerküken konnte blutig-schleimiger Durchfall und eine erosive Typhlitis nach einer Infektion mit B. hyodysenteriae erzeugt werden (SUEYOSHI u. ADACHI 1990).
2.2.10 Erkrankungen durch weitere Brachyspira-Arten
B. pilosicoli ist der Erreger der porzinen intestinalen Spirochätose (PIS), die vor allem bei Ferkeln kurz nach dem Absetzen auftritt (TAYLOR 1992). Mittels Kultur lässt er sich deutlich von B. hyodysenteriae unterscheiden, da er auf Blutagar nur eine schwache ß-Hämolyse verursacht. Die klinischen Erscheinungen sowie pathologische Läsionen machen es schwierig zwischen PIS und milder SD zu unterscheiden (HAMPSON 2006). Betroffene Tiere zeichnen sich meist nur durch zu geringe Gewichtszunahmen aus. Gelegentlich tritt auch breiiger bis wässriger, zementgrauer Durchfall auf, der sogar Schleim enthalten kann (STEVENSON 1999). Bei der Sektion findet man nur Veränderungen im Dickdarm. Der Kolonkegel ist hyperämisch und ödematisiert. Histologisch kann eine oberflächliche, erosive Kolitis mit fibrinösem Material an der Oberfläche festgestellt werden, zusammen mit einer Krypthyperplasie und Becherzellhyperplasie (STEVENSON 1999). Die Bakterien adhärieren an den Enterozyten des Oberflächenepithels und bilden so einen charakteristischen „falschen Bürstensaum“ (HAMPSON 2006). Sie weisen ähnliche Chemotaxis zu Muzin auf wie B. hyodysenteriae (NARESH u. HAMPSON 2010). B. pilosicoli besitzt zoonotisches Potenzial und löst zusammen mit B. aalborgii die humane intestinale Spirochätose (HIS), eine Durchfallerkrankung beim Menschen aus (ADACHI 2009; CALDERARO 2009).
Ein weiterer Spirochäte, der ebenfalls schwach hämolysierend ist, ist B. innocens. Obwohl er häufig aus dem Kot von Schweinen isoliert wird (LEE et al. 1993; WENDT et al. 2006), zeigte er sich in experimentellen Versuchen bei Schweinen bisher apathogen (KINYON u.
HARRIS 1979; NGUYEN THI 2007). Nur nach einer Vorinfektion mit Bacteroides vulgatus konnte Durchfall bei einigen gnotobiotischen Ferkeln erzeugt werden (NEEF et al. 1994).
B. intermedia und B. murdochii sind ebenfalls schwach hämolysierende Spirochäten, deren Pathogenität bei Schweinen noch nicht vollständig geklärt ist (STANTON et al. 1997).
B. intermedia kann experimentell bei Geflügel eine katarrhalische Kolitis auslösen (MCLAREN et al. 1997); beim Schwein konnte experimentell noch kein Krankheitsbild erzeugt werden (NEEF et al. 1994; NGUYEN THI 2007). Dennoch wurde B. intermedia häufig bei an Durchfall erkrankten Schweinen isoliert (HUDSON et al. 1976; FELLSTRÖM et al. 1995; STANTON et al. 1997; WENDT et al. 2006).
Die Pathogenität von B. murdochii ist ebenfalls noch nicht eindeutig nachgewiesen. Während der Erreger bei Schweinen mit Durchfallsymptomatik isoliert wurde, konnte er experimentell keine klinischen Veränderungen bei Schweinen auslösen. Jedoch wurden bei experimentell infizierten Schweinen milde pathologische Veränderungen nachgewiesen (NGUYEN THI 2007). JENSEN (2005) konnte ein Eindringen der Bakterien in die Kryptepithelien beobachten, und folgerte daraus, dass der Erreger eine Kolitis bei Schweinen auslösen kann.
Schwach hämolysierende Brachyspira-Arten lassen sich experimentell im Dickdarm ansiedeln und werden auch mit dem Kot ausgeschieden. Sie lösen aber keine Durchfallsymptomatik aus (NGUYEN THI 2007). Allerdings wurden in Schweinebetrieben mit chronischen Durchfallproblemen häufiger schwach hämolysierende Brachyspiren vorgefunden als in Herden ohne Gesundheitsprobleme (KOMAREK et al. 2009).
In neueren Untersuchungen (RASBÄCK et al. 2007) wurde von einem atypischen Brachyspira-Isolat berichtet, welches eine starke Hämolyse aufwies, molekularbiologisch aber keine Übereinstimmung mit B. hyodysenteriae zeigte. Dieses Bakterium konnte sowohl aus an Durchfall erkrankten Schweinen, als auch aus Wildenten isoliert werden. In Infektionsversuchen an Absetzferkeln konnte mit diesem Erreger Durchfall und sogar Dysenterie erzeugt werden. Es wird vermutet, dass es sich bei diesem Isolat um eine neue Brachyspira Art, mit dem Namen Brachyspira suanatina sp. nov. handelt.
2.2.11 Diagnostik der SD
Die klinische Untersuchung sowie die pathologisch-anatomische Diagnostik geben Anhaltspunkte für eine akute Infektion mit SD. Ein Nachweis von Spirochäten gelingt mit nativen mikroskopischen Verfahren, wie Phasenkontrast-, sowie Hell- und Dunkelfeldmikroskopie. Eine genauere Differenzierung der Brachyspiren-Art kann durch
diese Methoden allerdings nicht erfolgen (KINYON u. HARRIS 1979; STANTON et al.
1997). Daher wird routinemäßig in der Diagnostik die kulturelle Anzucht und anschließende biochemische Differenzierung angewendet (FELTRUP et al. 1999). Mittels kultureller Anzucht können bereits 140 Bakterien pro Gramm Kot nachgewiesen werden (FELLSTRÖM et al. 2001). Ein Nachteil der kulturellen Anzucht sind die häufigen falsch negativen Ergebnisse, die auf eine niedrige Sauerstofftoleranz des Erregers sowie auf einer unzureichenden Versandpraxis des Probenmaterials zurückzuführen sind (WALDMANN et al. 2000). Der Nachweis erweist sich auch bei latent infizierten Tieren und Tieren, die mit Antibiotikum vorbehandelt sind, als schwierig, da diese Tiere den Erreger nur unregelmäßig oder in zu geringer Menge ausscheiden (HAMPSON 2006).
Ein weiterer wichtiger diagnostischer Nachweis gelingt mit Hilfe der PCR-Analyse. Diese Methode bietet einen sensitiveren, spezifischeren Nachweis als die kulturelle Anzucht und biochemische Differenzierung und ist zudem deutlich schneller durchzuführen ( ELDER et al.
1994; ATYEO et al. 1998). Zum Nachweis werden vor allem ribosomale RNA – Gene (16S, 23S rRNA; STANTON et al. 1997; BARCELLOS et al. 2000) oder das nox – Gen verwendet (ROHDE et al. 2002; AKASE et al. 2009). B. hyodysenteriae lässt sich mittels PCR direkt aus Schweinekot detektieren (HUE 2005). Es kann sogar mittels Multiplex-PCR zwischen B. hyodysenteriae, B. pilosicoli und Lawsonia intracellularis direkt aus Schweinekot differenziert werden (LA et al. 2006).
Sowohl mit Hilfe von Kultur, als auch mit PCR können akut an SD erkrankte Tiere eindeutig identifiziert werden. Es werden mit dieser Methode subklinisch infizierte Schweine nicht sicher erfasst, da diese den Erreger möglicherweise nur intermittierend ausscheiden (PRASEK 2009). Das Ziel, einen B.-hyodysenteriae-freien Bestand zu erhalten, erfordert aber eine Detektion und Elimination von subklinisch infizierten Tieren (HEINRITZI 2002). Dies gelingt am besten mittels serologischer Nachweisverfahren. Bei der Etablierung dieser Verfahren war es schwierig, ein geeignetes Antigen zu finden. Das LOS-Antigen eignete sich nicht, da es serotypspezifisch ist (JOENS et al. 1982). Sonifizierte Bakterien (WRIGHT et al.
1989) oder Flagellarproteine zeigten Kreuzreaktivität mit B. innocens und B. pilosicoli ( LI et al. 1993; FISHER et al. 1997). Neuere Studien verwendeten ein Lipoprotein der äußeren Membran (Bhlp29.7) als Antigen für einen ELISA bzw. Immunoblotting (LA et al. 2009;
PRASEK 2009). Mit diesen Verfahren konnte eine Sensitivität von 100% bei der Detektion
von infizierten Herden nachgewiesen werden. Dennoch ist auch hier eine Kreuzreaktivität mit anderen Brachyspira-Arten nicht auszuschließen (LA et al. 2009).
Serologische Verfahren eignen sich zwar gut, um infizierte Herden zu detektieren, zur Einzeltierdiagnostik sollten aber andere Methoden verwendet werden (LA u. HAMPSON 2001).
2.2.12 Therapie und Bekämpfung der SD
Die Erregerfreiheit in einem Stall zu erreichen ist mit Schwierigkeiten verbunden, da häufig latent infizierte Tiere vorhanden sind, ebenso wie andere Vektoren, die eine Erregereinschleppung begünstigen. Verschiedene Stressoren wie Transport, Futterwechsel, andere Erkrankungen, etc. begünstigen einen klinischen Ausbruch der latent infizierten Tiere (WALDMANN 2001). Da derzeit kein geeigneter Impfstoff zur Verfügung steht (SONG et al.
2009), bleibt als Mittel der Wahl nur eine antibiotische Behandlung der Tiere. Für die Therapie stehen Tiamulin, Tylosin, Lincomycin, Tylvalosin und Valnemulin zur Verfügung (RITZMANN et al. 2009). Während vor allem gegen Tylosin und Lincomycin seit längerem Resistenzen bestehen ( KESSLER 2001; HAMPSON u. THOMSON 2004; LOBOVA u.
CIZEK 2004), werden zunehmend auch gegen Tiamulin Resistenzen festgestellt ( LOBOVA et al. 2004; DUINHOF et al. 2008; RITZMANN et al. 2009). Als Gründe für die Resistenzentwicklung verschiedener B- hyodysenteriae-Stämme werden fehlerhafte Anwendung von Antibiotika, wie Unterdosierung, zu kurze Behandlungsdauer oder inadäquate Applikation genannt (WALDMANN et al. 2000). Nach überstandener Infektion sind die Tiere durch eine kurzzeitige serotypspezifische Infektionsimmunität vor einer Neuinfektion geschützt. Dies findet nach einer Behandlung mit Chemotherapeutika nicht statt, da sich möglicherweise durch fehlenden Antigenkontakt keine Immunität entwickeln kann (LEE et al. 1976). Diese Tiere sind somit für eine erneute Reinfektion voll empfänglich.
Deshalb sollten zusätzlich zur Therapie Maßnahmen zur Reduzierung des Infektionsdruckes vorgenommen werden. Dazu zählen vor allem ein möglichst geringer Kotkontakt der Tiere, wirksame Reinigung und Desinfektion, Schadnagerbekämpfung, sowie kein Vermischen der Tiergruppen oder Zustellen von Tieren aus Betrieben mit unbekanntem Infektionsstatus (WALDMANN 1992; HEINRITZI 2002).
