Dekontamination von Oberflächen durch UV-Licht

Aus dem Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene im Zentrum für Laboratoriumsmedizin der Medizinischen Hochschule Hannover

Dekontamination von Oberflächen durch UV-Licht

Dissertation zur Erlangung des Doktorgrades der Medizin in der Medizinischen Hochschule Hannover

vorgelegt von Lasse Per Petersson aus Hannover

Hannover 2017

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Angenommen vom Senat der Medizinischen Hochschule Hannover am 12.02.2018

Gedruckt mit Genehmigung der Medizinischen Hochschule Hannover Präsident: Professor Dr. Christopher Baum

Wissenschaftliche Betreuung: Professor Dr. Ralf-Peter Vonberg

1. Refrent: Prof. Dr. med. Nils Schneider

2. Referent: PD Dr. med. Hans-Gert Heuft

Tag der mündlichen Prüfung: 12.02.2018

Prüfungsausschuss:

Vorsitz: Prof. Dr. med. Hans-Heinrich Kreipe 1. Prüfer: PD Dr. med. Albert Heim

2. Prüfer: Prof. Dr. med. Reinhard Brunkhorst

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Inhaltsverzeichnis

1. Einleitung 4

1.1. Nosokomiale Infektionen 4

1.2. Smartphone und Tablet-PC in Krankenhäusern 11

2. Material 14

2.1. Allgemeine Geräte 14

2.2. Verbrauchsmaterialien 14

2.3. UV Lichtquelle 15

2.3.1. Leistung der UV Lichtquelle 16

2.3.2. Ein- und Ausschaltverhalten 17

2.4. Blende 17

2.5. Agar-Platten und Bouillon 18

2.5.1. Columbia-5%-Schaf-Blut-Agar 18

2.5.2. Clostridien-Agar 19

2.5.3. Trypticase-Soja-Bouillon 20

2.6. Bakterienstämme 21

3. Methoden 22

3.1. Aufbewahrung der Testorganismen 22

3.2. Erstellen von Bakteriensuspensionen 23

3.2.1. Suspension für E. coli, A. baumanii, S. aureus,

E. feacium, B. subtilis 23

3.2.2. Sporensuspensionen für B. athropheus, B. pumilus 24 3.2.3. Sporensuspension für G. stearothermophilus 24 3.2.4. Sporensuspension für C. difficile 24

3.3. Ausplatieren 25

3.4. Bestrahlung 25

3.5. Dauer der Bestrahlung 26

3.6. Bebrütung 26

3.7. Auszählung 26

4. Ergebnisse 27

4.1. Vitale Bakterienformen 28

4.1.1. S. aureus 28

4.1.2. E. faecium 29

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4.1.3. A. baumannii 30

4.1.4. E. coli 31

4.1.5. B. subtilis 32

4.2. Sporenformen 33

4.2.1. B. atrophaeus 33

4.2.2. B. pumilus 34

4.2.3. G. stearothermophilus 35

4.2.4. C. difficile 36

5. Diskussion 37

5.1. Desinfektion elektronischer Geräte 37 5.1.1 Thermische und chemische Desinfektionsverfahren 42 5.1.2. UV-Strahlung zur Desinfektion 42 5.1.3. UV-C-Strahlung zur Desinfektion von

Alltagsoberflächen im stationären Einsatz 44 5.1.4. UV-C-Strahlung zur Desinfektion von

Alltagsoberflächen im mobilen Einsatz 47

5.2. Limitierungen 49

5.2.1. Übertragbarkeit der Ergebnisse 49 5.2.2. Schäden am bestrahlten Material 49

5.2.3. Eindringtiefe 50

5.2.4. Umweltbedingungen 50

5.2.5. Distanz und Intensität 51

5.2.6. Arbeitssicherheit 52

5.3. Schlussfolgerung 53

6. Zusammenfassung 55

7. Anhang 56

7.1. Literaturverzeichnis 57

7.2. Abbildungsverzeichnis 67

7.3. Tabellenverzeichnis 68

7.4. Lebenslauf 69

7.5. Publikationsverzeichnis 70

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1. Einleitung

1.1. Nosokomiale Infektionen

Die Verhinderung von nosokomialen Infektionen (NI) ist weltweit eine der größten Herausforderungen der modernen Medizin. Die vorliegende Arbeit beschäftigt sich daher mit einer Methodik, die zur Reduktion von NI beitragen kann.

Von einer NI wird dann gesprochen, wenn diese Infektion zum Zeitpunkt der Aufnahme in ein Krankenhaus noch nicht bestand oder sich in der Inkubation befand. Die Inkubationszeit beträgt für die meisten Infektionen 48 Stunden.

Es wird auch dann von einer NI gesprochen, wenn binnen dieser Zeit nach Entfernung eines zentralen vaskulären Katheters (ZVK) eine Blutstrominfek- tion festgestellt und die entsprechenden Erreger am ZVK nachgewiesen werden können. Entsprechendes gilt auch für Harnblasenkatheter-assoziierte Harnwegsinfektionen oder Beatmungs-assoziierte Pneumonien.(1) Von einer nosokomialen Clostridium difficile Infektion (CDI) wird zusätzlich zur oben genannten Definition auch dann gesprochen, wenn Zeichen einer CDI bereits bei Aufnahme vorhanden waren oder sich diese innerhalb der ersten drei Tage manifestieren, sofern der Patient innerhalb der letzten 28 Tage vor neuerlicher Aufnahme in einem (anderen) Krankenhaus stationär behandelt worden war.(2)

Im Rahmen einer Studie des European Centre for Disease Prevention and Control (ECDC) aus dem Jahre 2012 konnte eine NI-Prävalenz in deutschen Krankenhäusern von 5% ermittelt werden.(3) Auch das Nationale Referenz- zentrum (NRZ) für die Surveillance von NI und das Robert-Koch-Institut (RKI) beschreiben für das Jahr 2012 eine Punktprävalenz für NI von 5,1%.(4) Bei jährlich 17,8 Millionen stationären Patienten entspricht dies ca. 500.000 Pati- enten, die an einer NI erkrankt waren(5); bei 10.000 bis 15.000 Patienten konnte im Jahre 2006 die NI als Todesursache identifiziert werden.(6)

Im Epidemiologischen Bulletin aus dem September 2010 des RKI wurden für 2008 Schätzungen der Häufigkeit und Verteilung verschiedener NI veröffent-

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licht: ca. 28.000 primäre ZVK-assoziierte nosokomiale Septikämien, ca.

126.000 Blasenkatheter-assoziierte Harnwegsinfektionen und ca. 225.000 postoperative Wundinfektionen.(7) Im Jahre 2006 wurden zudem rund 14.000 NI mit einem Methicillin-resistenten Staphylococcus aureus (MRSA) beobachtet.(6)

Nach Untersuchungen des RKI zeigte sich, dass die häufigste NI in Deutsch- land im Jahre 2011 die postoperative Wundinfektion mit einem Anteil von 24,3% war. Für Harnwegsinfektionen (23,3%) und untere Atemwegsinfektio- nen (21,7%) konnte eine ähnlich hohe Häufigkeit festgestellt werden. Erst- malig wurden dabei auch NI durch eine einzelne Erregerspezies, C. difficile, mit einem Anteil von 6,4% in diese Listung aufgenommen. Damit treten CDI inzwischen häufiger auf als alle primären nosokomialen Septikämien (5,7%) kumuliert.(8)

Durch das Auftreten von NI verlängert sich die Aufenthaltsdauer von Patien- ten in Krankenhäusern deutlich. Im Vergleich zu Patienten ohne NI wurden Patienten mit NI im Mittel 5,3 Tage länger auf Intensivstationen behandelt.

Bei Vorliegen einer NI verlängerte sich der Krankenhausaufenthalt insgesamt sogar um 11,4 Tage.(9)

NI stellen nicht nur ein Problem der Patientensicherheit dar, sondern spielen auch zunehmend bei ökonomischen Erwägungen im Krankenhausmanage- ment eine Rolle. Durch die Vermeidung von NI können die Kosten eines Krankenhausaufenthaltes aufgrund der deutlich kürzeren Verweildauer redu- ziert werden. Dies ist insbesondere vor dem Hintergrund eines chronisch unterfinanzierten Gesundheitssystems und der Vergütung nach Fallpauscha- len (DRGs) von hoher Relevanz. (10,11)

Die zentrale Rolle für die Übertragung von nosokomialen Infektionserregern spielen die Hände des Personals. Die Hände des Personals werden auf ver- schiedene Weisen kontaminiert. Schon nach alltäglichen Routinetätigkeiten wie dem Messen von Puls, Blutdruck oder der Körpertemperatur konnte eine

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Kontamination der Hände des Personals z.B. mit Klebsiella spp., P. mirabilis, C. difficile, S. aureus oder Enterokokken festgestellt werden.(12)

Bei der direkten Versorgung und Pflege von Patienten auf Intensivstationen sind die Oberflächen des Wäschewagens und die Computer an den Betten häufig berührte Oberflächen (Wäschewagen 211 Kontakte in 90 min, Com- puter 170 Kontakte in 90 min).(13) Die Compliance in Bezug auf die Hände- desinfektion ist jedoch sehr gering. In einer Einzelfallbeschreibung wurden nur 11% aller Desinfektionsmöglichkeiten genutzt, bevor nach Patientenkon- takt der Wäschewagen berührt wurde. Nach der Nutzung der Computer und dem anschließenden Arbeiten am Patienten erfolgte nur in 14% eine nach- folgende Desinfektion.(13) Diese Daten werden unterstützt von einer Review der Weltgesundheitsorganisation (WHO) bezüglich der Compliance der Hän- dehygiene, die bei medizinischem Fachpersonal eine durchschnittliche Com- pliance von 38,7% festgestellt hatte.(14) Auch die deutschen Referenzdaten des (NRZ) mit 6 bis 9 Händedesinfektionen pro Patiententag zeigen, dass ein großes Defizit zwischen notwendiger und tatsächlich erfolgter Händedes- infektion besteht.(15)

Khodavaisy et. al. haben die Hände des medizinischen Fachpersonals einer Klinik untersucht. Es zeigte sich bei insgesamt 73,1% eine Kontamination sowohl mit Gram positiven, als auch mit Gram negativen Keimen. Hiervon waren 23% Staphylokokken, 4,7% Enterokokken, 3,9% E. coli und 3,1% Aci- netobacter spp.(16)

Die WHO hat in diesem Zusammenhang in ihrer Announce Action on Patient Safety die Händedesinfektion als eine Schlüsselmaßnahme zur besseren Patientensicherheit erklärt: Sie ist maßgeblicher Bestandteil der „high fives“ zur Verbesserung des hygienischen Arbeitens am Patienten.(17) In der Fol- ge wurden verschiedene Programme zur Förderung der Händehygiene auf- gelegt.

Eines dieser Händehygiene-Programme ist die Aktion Saubere Hände des NRZ. An dieser Maßnahme nehmen inzwischen mehr als 500 Krankenhäu-

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ser in Deutschland teil. Ziel ist es, das Händedesinfektionsverhalten und da- mit die Patientenversorgung durch die Reduktion von NI zu verbessern.(18) Die ACCOMPLISH (Actively Creating COMPLIance Saving Health) Studie zeigte die positive Auswirkung von solchen Händedesinfektions-Kampagnen auf die NI Rate, die auf chirurgischen Stationen von 12% auf 10% und auf Intensivstationen von 25% auf 22% zurückging. Auch konnte eine sehr posi- tive Kosten-Nutzen-Relation von Händehygiene-Programmen festgestellt werden.(19) Als Beispiel in diesem Zusammenhang sei eine Studie von Chen et. al. erwähnt, die die Kostenersparnis durch eine Händehygiene- Kampagne über den Zeitraum eines Jahres auf 940.000 Dollar bezifferte.(20) Allerdings finden sich nicht nur auf den Händen nosokomiale Erreger. Die Erreger lassen sich auch auf unbelebten Oberflächen wie Bettgittern, Tür- klinken oder Tischen nachweisen. Kontaminationen inklusive der normalen Hautflora wurden auf praktisch allen der untersuchten Objekten nachgewie- sen. Potentiell pathogene Erreger zeigten sich auf bis zu 86% der untersuch- ten Oberflächen. Unter anderem Pseudomonas spp. und Enterobacteri- aceae.(21) Alle Hand- und Hautkontaktflächen stellen in Krankenhäusern ein wichtiges Erregerreservoir dar. So sind beispielsweise Stethoskope, als Bei- spiel für ein häufig verwendetes Instrument im Klinikalltag, bis zu 80% mit Bakterien kontaminiert.(22) Dies ist insbesondere wichtig, da manche häufig genutzten Kontaktflächen nur eingeschränkt desinfiziert werden (können).

Zum Beispiel ergab eine Untersuchung von Levin et. al., dass Röntgentische nur in 1% der Fälle adäquat desinfiziert werden.(23) Auch andere, häufig berührte, künstliche Oberflächen sind oft stark kontaminiert. Auf 85,2% der Patientenakten einer Intensivstation wurden Keime nachgewiesen. Etwas geringer war diese Besiedelung auf einer chirurgischen Normalstation. Dort lag die Kontaminationsrate von Patientenakten jedoch immer noch bei 24,7%.(24)

Aufgrund der beschriebenen Kontaminationen von Oberflächen und der lan- gen Überlebenszeit von verschiedenen Bakterien auf diesen Oberflächen müssen diese Handkontaktflächen desinfiziert werden. Hierfür stehen sowohl verschiedene thermische (z.B. Dampf-Strömungsverfahren, Fraktioniertes Vakuumverfahren), als auch chemische Desinfektionsverfahren (z.B. Alkoho-

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le, Biguanide, Formaldehyd, organisches oder anorganisches Chlor) zur Ver- fügung.(25)

Ein besonderes Problem stellt in diesem Zusammenhang C. difficile dar. C.

difficile ist ein weit verbreiteter Erreger und wird im Stuhl und in der Darmflo- ra von 1-5% aller Menschen nachgewiesen, ohne dass dies grundsätzlich einen Krankheitswert hätte.

C. difficile produziert verschiedene Toxine, z. B. das Toxin A (TcdA) und To- xin B (TcdB).(26) Insbesondere TcdB-positive Stämme spielen bei der CDI eine wichtige Rolle und stellen einen entscheidenden Pathogenitätsfaktor dar. Risikofaktoren für eine manifeste CDI sind u. a. eine kurz voraus gegan- gene oder aktuell bestehende antibiotische Therapie und ein hohes Lebens- alter.(27,28)

Im Jahre 2008 konnte bei C. difficile-Ausbrüchen erstmalig der besonders virulente Ribotyp 027 in neun europäischen Ländern identifiziert werden, da- runter auch Deutschland.(29) Dieser Stamm hat die Epidemiologie der CDI entscheidend beeinflusst. Innerhalb der letzten Jahre hat die Inzidenz und die Mortalität der CDI deutlich zugenommen. In Europa variiert die Zahl der Neuerkrankungen über die verschiedenen Länder und Krankenhäuser erheb- lich. Für das Jahr 2005 wurde eine Inzidenz von CDI im Mittel von 2,45 Fäl- len pro 10.000 Patiententagen angegeben. Im Vergleich dazu wird im Mittel für das Jahr 2008 bereits eine Inzidenz von 5,5 Fällen pro 10.000 Patienten- tagen berichtet.(26) Zudem stiegen zum Beispiel in Quebec, Kanada, im Jahr 2003 die Anzahl der Neuerkrankungen innerhalb eines Jahres von 3,52 auf 15,63 Neuerkrankungen pro 10.000 Patienten.(28) Verschiedene Untersu- chungen und Studien brachten die deutlich gestiegene Inzidenz mit dem Ri- botyp 027 in Verbindung. Als eine mögliche Erklärung hierfür wird eine 16- mal höhere Toxin-A Produktion und insbesondere eine 23-mal höhere Toxin- B Produktion des Ribotypen 027 im Vergleich zu 12 weiteren untersuchten Ribotypen diskutiert.(30,31) Inzwischen sind – auch in Deutschland – weitere hypervirulente Ribotypen bekannt. So wird von einer ähnlichen Virulenz des Ribotypen 078 ausgegangen und auch schwere CDI mit dem Ribotypen 001 in Verbindung gebracht.(32)

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Die Clostridien gehören zu den Sporenbildnern. Für die Desinfektion sind bakterielle Sporen aufgrund ihrer hohen Umweltstabilität (Tenazität) eine be- sonders große Herausforderung. Bei den Sporen handelt es sich um eine Entwicklungsform eines Bakteriums, die das Überleben unter schwierigen äußeren Umständen ermöglicht. C. difficile Sporen sind für einen sehr langen Zeitraum überlebensfähig. Sie sind metabolisch inaktiv und werden, solange sie sich nicht wieder in die vegetative Form umwandeln, durch eine antibioti- sche Therapie auch nicht abgetötet.(27,30) Sporen von C. difficile sind grundsätzlich resistent gegen alkoholische Desinfektionsmittel.(33) Dies be- günstigt die Übertragung des Erregers erheblich. In diesem Zusammenhang stellen Kontaminationen mit bakteriellen Sporen von C. difficile eine beson- ders große Herausforderung dar.

Hygienemaßnahmen sind immer ein Zusammenspiel verschiedener Schritte.

Durch eine Kombination von Aufklärungskampagnen, Isolationsmaßnahmen, Händehygiene und Flächendesinfektion konnte auf einer medizinischen In- tensivstation eine Reduktion der Inzidenz von CDI um 67% erreicht werden (47 auf 15,3 Fälle auf 10.000 Patiententage), während im gleichen Zeitraum in Krankenhäusern ohne explizite Interventionen die Inzidenz von CDI von 9,3 auf 11,7 Fälle pro 10.000 Patiententage weiter anstieg.(34)

Für die Häufigkeit der Übertragung von C. difficile wurde bereits in einigen Studien ein direkt proportionaler Zusammenhang mit der Umweltkontamina- tion durch diesen Erreger hergestellt.(35) Aufgrund dessen wurden bereits einige Verfahren überprüft, um eine Reduktion der Infektionsraten zu errei- chen. So konnte durch den Verzicht auf quartäre Ammoniumverbindungen in Desinfektionsmitteln und die Verwendung von Natriumhypochlorit mit einer Konzentration von 5.000 ppm eine Reduktion von 48% der CDI-Häufigkeit erreicht werden. Die übliche Zimmerreinigung blieb hierbei unverändert.(36) In einer weiteren Studie wurde der Zusatznutzen untersucht, den Wasser- stoffperoxid auf die Desinfektionsqualität hatte. Unter Beibehaltung der aus- giebigen Reinigungsmaßnahmen, der Nutzung von Bleichungsmitteln sowie der zusätzlichen Verwendung von Wasserstoffperoxid konnte die Rate der

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CDI von 8,8 Fällen auf 5,5 Fälle pro 10.000 Patiententage reduziert wer- den.(37)

Eine alkoholbasierte Desinfektion der Hände, die bei vitalen Bakterien eine Reduktion der Keimlast auf den Händen zwischen 60% und 80% erreicht, ist gegen Sporen wirkungslos.(38) Daher wird zur Reduktion der Sporen von C.

difficile auf Händen aktuell das Händewaschen empfohlen.(39) Das Hände- waschen mit warmen Wasser und Seife reduziert die Keimlast von C. difficile auf Händen um etwa 2,1-log-Stufen.(40)

Viele Desinfektionsmaßnahmen haben jedoch nur einen kurzfristigen Erfolg.

Nach ausgiebigem, konventionellen Reinigen einer Stroke-Unit und der Ver- wendung von H2O2 als Desinfektionsmittel konnte nur auf 3 von 342 (0,9%) der überprüften Oberflächen C. difficile nachgewiesen werden. Auf den überprüften Oberflächen waren zu Beginn der Untersuchung fünf verschie- dene Ribotypen nachgewiesen worden (001/072, 014, 078, 002 und 046).

Bei erneuter Überprüfung derselben Oberflächen nach einem Zeitraum von 20 Wochen konnte jedoch auf 12 (3,6%) der Oberflächen wieder C. difficile nachgewiesen werden. Auf zehn Oberflächen wurde der Ribotyp 002, auf zwei Oberflächen der Ribotyp 087 nachgewiesen.(41)

Es werden derzeit verschiedene chemische Desinfektionsmittel gegen Sporen eingesetzt. Die Überprüfung von 32 Präparaten ergab jedoch nur eine eingeschränkte Wirksamkeit. Von den 32 chemischen Desinfektionsmit- teln, die im Alltag gegen Sporen von C. difficile verwendet werden, erreichten 16 Produkte erst nach einer Stunde Einwirkzeit eine Reduktion der Bakte- rienlast um 3 log-Stufen. Nur mit Produkten, die Chlordioxid enthielten, ge- lang es, diese Reduktion bereits nach einer Minute zu erreichen. Diese eine Minute wird im Alltag als realistisches Zeitintervall für eine Desinfektions- maßnahme angesehen.(42)

Beim Testen der Effizienz von sporoziden Lösungen konnte nur ein Mittel identifiziert werden, das in der Lage war, auch auf verschmutzten Oberflä- chen, eine Reduktion um wenigstens 3 log-Stufen zu erreichen. Für diese

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Reduktion benötigte das Produkt Natriumdichlorisocyanurat in einer Konzent- ration von 1.000 ppm, jedoch eine Expositionszeit von mindestens 10 min.

Die anderen getesteten Lösungen erreichten in einer Expositionszeit von mindestens 10 min keine adäquate Reduktion auf stark verschmutzten Ober- flächen.(43)

1.2. Smartphone und Tablet-PC in Krankenhäusern

Der Einsatz mobiler, elektronischer Hilfsmittel nimmt auch in Krankenhäu- sern zu und bringt eine ganz neue Art der Oberfläche mit sich. Elektronische Geräte ermöglichen es alle Patienteninformationen jederzeit direkt abrufen zu können, wodurch eine größere Flexibilität bei der Versorgung von Patien- ten möglich wird. Insbesondere junge Ärzte, es wird bereits von „new age app doctors“ gesprochen, sind bereits mit verschiedensten elektronischen Geräten aufgewachsen und daher mit ihrem Gebrauch vertraut.(44)

Applikationen (Apps) zur Pharmakotherapie und Differentialdiagnose erfreu- en sich im klinischen Alltag großer Beliebtheit.(45) Neu entwickelte Apps sol- len im klinischen Alltag bei der Versorgung der Patienten schnelle Hilfestel- lung geben. Insbesondere in Kommunikationssituationen mit Patienten kön- nen einige Apps helfen; beispielsweise bei Sprachbarrieren, die eine Anam- nese unmöglich gemacht hätten. Die Nutzungsfrequenz dieser neuen Apps wird durch verbesserte Speicherkapazitäten, W -LAN und höhere Bildschirm- auflösungen vermutlich sogar noch weiter steigen.(46-48)

Folgerichtig müssen Smartphones und auch Tablets als „neue Oberflächen“ in Krankenhäusern betrachtet werden. Diese neuen Oberflächen werden na- türlich auch mit Erregern kontaminiert. Eine Studie zur Kontamination von Mobiltelefonen beschreibt verschiedene Erreger unter anderem MRSA und anderer Staphylokokken.(49) Durch die Auswertung von 39 Studien aus den Jahren 2005 bis 2013 gelang es Ulger et. al eine Übersicht zu schaffen: So ist mit 22,8% S. aureus der am häufigsten nachgewiesene Erreger. Auf 6,1%

der Mobiltelefone wurde sogar ein MRSA detektiert. Koagulase-negative Staphylokokken waren auf 16,6% der Mobiltelefone zu finden, Bacillus spp.

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auf 7,9% der Geräte.(50) Die Zahlen zur Kontamination von Mobiltelefonen variieren zwischen verschiedenen Studien. In einer japanischen Untersu- chung von Mobiltelefonen von Krankenhausmitarbeitern wurden auf 79,1%

der Mobiltelefone vitale Bakterien nachgewiesen, davon wiederum 68,6% S.

aureus.(51) Andere Untersuchungen zeigten eine bakterielle Kontamination auf 94,5% der Mobiltelefone in Krankenhäusern, davon waren 31,3% Gram negative Bakterien. Im Durchschnitt fanden sich auf 9 bis 25% der Mobiltele- fone eine Besiedelung mit potentiell pathogenen und zum Teil multiresisten- ten Keimen, unter anderem Acinetobacter spp., Vancomycin-resistente Enterokokken (VRE) und S. aureus.(52)

Die Erregerlast auf Smartphones ist dabei tendenziell höher als auf her- kömmlichen Mobiltelefonen (34,5% vs. 20,5%).(53) Die verschiedenen Be- siedelungen von Mobiltelefonen wurden bereits mit der Transmission von Bakterien in Verbindung gebracht.(50) Besonders problematisch für die Krankenhaushygiene ist dabei, dass nur 21,9% der Mobiltelefonnutzer in ei- ner Studie angaben, ihr Mobiltelefon regelmäßig zu reinigen.(49) In einer weiteren Untersuchung zu Reinigungsgewohnheiten der Mobiltelefonnutzer wurde festgestellt, dass nur 36% ihr Telefon jemals sic! gereinigt hat- ten.(54) Dabei kann eine Reinigung des Mobiltelefons die Kontamination um 79% verringern.(55) Eine zusätzliche, standardisierte Desinfektion von Tab- lett-PC mit Isopropanol konnte sogar eine Reduktion von bis zu 99% bezüg- lich Gram positiver Besiedelung erreichen.(56) Jedoch ist weder eine routi- nemäßige Reinigung noch eine Desinfektion eines Telefons oder eines Tab- lett-PC im Alltag in aller Regel vorgesehen.

Bei der Überprüfung von sechs verschiedenen Desinfektionsmitteln für Tab- lets (iPads^®) konnte für Clorox^® 2%, ein auf Alkohol und Alkyldimethylbenzyl- Ammoniumchlorid basierendes Produkt, für Sani-Cloth CHG^® 2%, bestehend aus Chlorhexidin 2% und Ethanol 70%, und für Trigene^®, bestehend aus quatären Ammoniumverbindungen, ein antibakterieller Effekt für über sechs Stunden nachgewiesen werden. Es gelang dabei, das Ausmaß der Kontami- nation von MRSA und VRE jeweils unter die Nachweisgrenze zu drücken.

Diese antiseptische Wirkung konnte aber insbesondere für C. difficile nicht gezeigt werden.(57) Um die Reinigungsgewohnheiten von Nutzern von

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Smartphones und Tablet-PC zu verbessern, wurde bereits eine Applikation entwickelt, die einen standardisierten, täglichen Desinfektionsablauf emp- fiehlt. Die Anwendung dieser Applikation konnte die Kontamination mit hauptsächlich Gram-positiven Erregern der elektronischen Geräte im klini- schen Alltag bereits um etwa 98% reduzieren.(56)

Die Verwendung von Flüssigkeiten zur Desinfektion von elektronischen Ge- räten birgt jedoch immer das Risiko eines Geräteschadens.(58) Daher stellt sich die Frage nach alternativen Desinfektionsmethoden. UV-C Licht ist eine bekannte und regelmäßig genutzte Möglichkeit Erreger abzutöten. So konnte die Reinigungsqualiät von Patientenzimmern durch die Verwendung von UV- Licht sowohl bezüglich nicht-sporenbildender Bakterien, als auch bezüglich sporenbildender Bakterien, inklusive C. difficile, deutlich verbessert wer- den.(59,60) In der Praxis konnte die Wirksamkeit von mobilen UV-Lampen zur Desinfektion von Oberflächen ebenfalls bereits gezeigt werden.(61,62) Zudem ist die Wirksamkeit von mobilen UV-C auf eine C. difficile Kontamina- tion von Oberflächen beschrieben.(63)

In der vorliegenden Arbeit soll nun untersucht werden, ob mit einer tragba- ren, kommerziell erhältlichen UV-C Lampe die Dekontamination glatter Ober- flächen in einer praktikablen Zeit möglich ist.

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2. Material

2.1. Allgemeine Geräte

Die folgenden Geräte wurden genutzt:

Geräte (Tabelle 1)

Gerät Hersteller Produkt

Densimat 7-8 V Biomérieux sa France SN: IDN011797

Vortex Omnilab, Bremen Reax 2000

Brutschrank (37 °C) Heraeus/Thermo scienti- fic, Hanau

Kühlschrank (4 °C) Liebherr Profiline

Brutschrank (56 °C) Heraeus, Instruments, Hanau

Funktionline

Kamerastativ

TheVerilux^® Clean- Wave^®

Verilux Inc., Waitsfield, USA

Produkt Nr.:

VH01WW4,

Blende Aluminium-Blech selbst hergestellt

2.2. Verbrauchsmaterialien

Die benötigten, allgemein üblichen, mikrobiologischen Verbrauchsmaterialien wie Pipettenspitzen, Einmalspachtel, Glasspatel, Einmaltupfer, Reagenzglä- ser wurden bezogen von folgenden Firmen:

Verbrauchsmaterialien (Tabelle 2)

Hersteller Produkt

Eppendorf, Wesseling-Brenzdorf Pipettenspitzen, Pipetten, Becton Dickinson, Heidelberg,

Deutschland

Columbia-5% Scharfblut-Agar

Oxoid Ltd. Hampshire, UK Brazier’s Clostridium difficile Selective Agar

Institut für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene, Medizini- sche Hochschule Hannover, Hannover

Sterile Trypticase-Soja-Bouillon, her- gestellt nach akkreditierter Methode vom Hersteller.

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2.3. UV Lichtquelle

Als UV Lichtquelle diente The Verilux^® CleanWave^® (Produkt Nr.:

VH01WW4, Verilux Inc., Waitsfield, USA). Es handelt sich um ein 53 cm mal 7 cm mal 5 cm großes Gerät, das laut Hersteller zur Desinfektion von häusli- chen Oberflächen Verwendung finden soll. Diese Lichtquelle gibt überwie- gend UV-C Strahlung ab. Die Lampe besteht aus einem Plastikgehäuse mit einem Griff. Dieser wurde benutzt, um die Lampe am Stativ zu befestigen.

Die Lichtquelle befindet sich auf der Unterseite der Lampe. Die eigentliche Strahlunugsquelle ist 16 cm lang. Der Bereich der Hauptstrahlenemission ist vom Hersteller auf dem oberen Teil des Gehäuses gekennzeichnet. Die Energieversorgung erfolgt ausschließlich durch Netzbetrieb. Um eine kon- stante Energieversorgung zu sichern, wurde die Lichtquelle während der Versuche konstant mit Netzstrom betrieben.

The Verilux^® CleanWave^® (Abbildung 1)

16 2.3.1. Leistung der UV Lichtquelle

Die Leistung der Lichtquelle wurde von unseren Kooperationspartnern vom Laserzentrum Hannover e.V. bestimmt. Die größte gemessene Intensität der Lichtquelle konnte bei einer Wellenlänge von 256 nm detektiert werden. Dies entspricht UV-C Licht.(64)

Überblick Lichtspektrum The Verilux^® CleanWave^® (Abbildung 2)

Die Leistung der Lichtquelle in Abhängigkeit zum Abstand des bestrahlten Objektes wurde mit einem thermischen Leistungsmessgerät bestimmt. Die gemessene Leistung gilt für das Gesamtspektrum der Lampe. In einer Ent- fernung von 12,5 mm entwickelt diese Lampe eine Leistung von 6.253,3 µW und eine Bestrahlungsstärke von 5.529,2 µW/cm². Bei einem Abstand von 30 mm wurde eine Leistung von 4.256,7 µW bei einer Bestrahlungsstärke von 3.763,7 µW/cm² gemessen. In einer Entfernung von 10 cm wird noch eine Leistung von 1.342 µW bei einer Bestrahlungsstärke von 1.186,6 µW/cm² erreicht.

Leistung der Lichtquelle in Abhängigkeit zum Abstand (Tabelle 3)

Abstand (mm) Leistung (µW) Bestrahlungsstärke (µW/cm²)

12,5 6.253,3 5.529,2

30 4.256,7 3.763,7

100 1.342,0 1.186,6

17 2.3.2. Ein- und Ausschaltverhalten

Nach dem Einschalten gibt die Lichtquelle bereits nach zwei Sekunden UV-C Strahlung ab. In den ersten 400 µs konnte zusätzlich eine Überhöhung fest- gestellt werden, also eine kurze deutlich stärke Bestrahlungsstärke. Nach weiteren 84 ms wurde ein gleichmäßiges Leistungsplateau erreicht, das nach weiteren fünf Sekunden auf eine konstante Lichtintensität von 5.500 µW ab- fällt.

Das Ausschalten der Lampe erfolgt prompt. So konnte nach Drücken des Ausschaltknopfes eine Verzögerung von etwa 30 µs gemessen werden, bis die Leistung der Lichtquelle wieder auf ihren Ausgangswert abgefallen war.

Ein- und Ausschaltvorgang The Verilux^® CleanWave^® (Abbildung 3)

2.4. Blende

Die Blende wurde speziell für diese Versuche aus einem Aluminiumblech hergestellt. Die Blende verhinderte die Bestrahlung der Außenflächen der Agar und hat eine Blendenöffnung von 5,7 cm². Das Material reflektiert UV-C Strahlung vollständig, sodass ausschließlich im definierten Bereich Strahlung auf den Agar gelangen konnte.(65) Verwendung fand die Blende sowohl bei der Bestrahlung der Agarplatten, als auch bei der Auszählung der Kolonie bildenden Einheiten (KBE).

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2.5. Agar-Platten und Bouillons

2.5.1. Columbia-5%-Schafblut-Agar

Der Columbia-5% Schafblut-Agar wurde von der Firma Becton Dickinson aus Heidelberg, Deutschland bezogen und unverändert für die Bebrütung von E.

coli, E. feacium, A. baumanii, B. subtilis, G. steratothermophilus, B.

athropheus und B. pumilus genutzt.

Laut Herstellerangaben ist dieser Agar wie folgt zusammengesetzt:

Inhaltsstoffe BD Columbia III Agar mit 5% Schafblut (Tabelle 4)

Inhaltsstoffe g/pro Liter destilliertem H2O pankreatisch abgebautes Casein 12,0

peptisch abgebautes Tiergewebe 5,0

Hefeextrakt 3,0

Rindfleischextrakt 3,0

Maisstärke 1,0

Natriumchlorid 5,0

Agar 13.5

Wachstumsfaktoren 4,0

pH 7,3 ± 0,2

19 2.5.2. Clostridien-Agar

Das Brazier’s Clostridium difficile Selektivmedium wurde für die Bebrütung von C. difficile von der Firma Oxoid bezogen und zu diesem Zeck unverän- dert genutzt. Auf diesem Agar wandeln sich C. difficile Sporen besonders gut in ihre vitale Form um.(66) Laut Herstellerangaben ist dieser Agar wie folgt zusammengesetzt:

Inhaltsstoffe des Brazier’s Clostridium difficile Selektivmediums (Tabelle 5)

Inhaltsstoff g/l

Peptonmischung 23.0

Natriumchlorid 5.0

lösliche Stärke 1.0

Agar Agar 12.0

Natriumbicarbonat 0.4

Glukose 1.0

Natriumpyuvat 1.0

Cysteinhydrochlorid 0.5

Hämin 0.01

Vitamin K 0.001

L-Arginin 1.0

lösliches Pyrophosphat 0.25

Natriumsuccinat 0.5

Cholsäure 1.0

p-Hydroxyphenylessigsäure 1.0

D-Cycloserin 0.250

Cefoxitin 0.008

Eigelbemulsion 40.0ml

lysiertes Pferdeblut 10.0ml

pH: 7.0 ± 0.2 bei 25°C

20 2.5.3. Trypticase-Soja-Bouillon

Die verwendete Trypticase-Soja-Bouillon zur Herstellung der Sporensuspen- sionen ist nach Herstellerangaben wie folgt zusammengesetzt:

Inhaltsstoffe Trypticase-Soja-Bouillon (Tabelle 6)

Inhaltsstoff g/l destilliertem Wasser

Bacto Trypton (pankreatisch abgebau- tes Casein)

17,0

Bacto Soyton (peptisch abgebautes Sojabohnenmehl)

3,0

Glucose (=Dextrose) 2,5

Natriumchlorid 5,0

Dikaliumhydrogenphosphat 2,5 pH 7,3 ± 0,2

21

2.6. Bakterienstämme

Folgende Bakterienstämme und Sporenstreifen wurden verwendet:

Verwendete Bakterienstämme und Sporenstreifen (Tabelle 7)

Stämme Bezugsquelle

E. coli ATCC 25922 American Type

Culture Collection

E. feacium ATCC 19434

S. aureus ATCC 29213

A. baumanii ATCC 19606

B. subtilis ATCC 6051

G. stearothermophilus BAG BioStrips Ch.-B. 3160811

BAG Healthcare GmbH, Lich, Ger- many

B. athropheus BAG BioStrips Ch.-B. 1162921

B. pumilus BAG BioStrips

Ch.-B. 716701

C. difficile Ribotyp 027

(NCTC 13366) Charge:

E06032013

National Collection of Type Cultures sporuliert in die dormante Form überführt von Dr.

Stefanie Gemein / Dr. Jürgen Gebel, Universität Bonn, Institut für Hygiene und Öffentliche Gesundheit

22

3. Methoden

3.1. Aufbewahrung der Testorganismen

E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium, B. subtilis

Diese Stämme sind Bestandteil der Stammsammlung des akkreditierten In- stitutes für Medizinische Mikrobiologie und Krankenhaushygiene der Medizi- nischen Hochschule Hannover und wurden bis zur Verwendung in Aliquots bei -80 °C gelagert. Grundsätzlich erfolgte der Einsatz frischer Kulturen nach 18-stündiger Bebrütung („über Nacht“).

B. athropheus, B. pumilus und G. stearothermophilus

Die Sporenstreifen, die für die Sterilitätstestung von Autoklaven käuflich zu erwerbenden sind, wurden bis zur Verwendung originalverpackt bei Zimmer- temperatur UV-geschützt in einem trockenen Raum gelagert.

Clostridium difficile

Die Sporen wurden bereits vom Kooperationspartner (Universitätsklinik Bonn) in gebrauchsfertiger Suspension zur Verfügung gestellt und bei 4 °C bis zur Verwendung gelagert. Die weitere Nutzung erfolgte unverändert.

23

3.2. Erstellen von Bakteriensuspensionen

Die Bakteriensuspensionen wurden mit dem Ziel erstellt, nach dem Auspla- tieren und Bebrüten, einzelne und damit zählbare Kolonien auf den Nährme- dien zu erhalten. Durch Vorversuche konnten die dafür notwendigen optima- len Kulturbedingungen ermittelt werden. Für jeden Stamm wurden jeweils unterschiedliche Methoden für eine optimale Keimausbeute getestet. Die verschiedene Verdünnungsstufen und unterschiedliche Volumina für die Bak- teriensuspensionen geprüft und auch unterschiedliche Zahlen von Sporen- streifen überprüft, sowie die Dauer des Ausschüttelns variiert. Zudem wurde mit verschiedenen Bebrütungszeiten und Bebrütungstemperaturen experi- mentiert.

3.2.1. Suspension für E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium, B. sub- tilis

Für diese Bakteriensuspensionen wurden jeweils die entsprechenden Ali- quots aufgetaut, frische Übernachtkulturen bei 37 °C bebrütet und am nächs- ten Tag verwendet. Es wurden jeweils Verdünnungsreihen hergestellt. Dafür wurden von der Übernachtkultur auf einem Columbia-Blood-Agar mit Hilfe eines Einmaltupfers Kolonien abgeerntet und in eine 3 ml NaCl Suspension gegeben. Mit Hilfe des Densimeters erfolgte die Bestimmung des Trübungs- grades nach McFarland. Zum Einsatz kam eine Lösung mit McFarland ≈ 1.

Dichte der Bakteriensuspensionen (Tabelle 8)

Spezies McF Mittelwert

E. coli 1,12

A. baumanii 1,04

S. aureus 1,24

E. feacium 1,40

B. subtilis 1,02

Im Anschluss erfolgte das Herstellen einer dekadischen Verdünnungsreihe.

Dazu wurden 300 µl der Bakteriensuspension in 3 ml 0,9% NaCl Lösung ge-

24

geben. Vor jedem weiteren Verdünnungsschritt erfolgte die Vermischung mittels Vortex auf maximaler Stufe. Die weiteren Verdünnungsschritte erfolg- ten durch das erneute Abpipettieren von 300 µl der Suspension und Umfüllen in eine weitere 3 ml 0,9% NaCl Lösung. Dies wurde drei Mal wiederholt, s o- dass schließlich eine Verdünnung von 10³ erreicht wurde. Die Verwendung der Suspensionen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.

3.2.2. Sporensuspensionen für B. athropheus, B. pumilus

Zur Herstellung der Sporensuspension erfolgte zunächst das Ausschütteln der Sporen von den Sporenstreifen. Hierzu wurde mittels einer Pinzette ein Sporenstreifen in 10 ml sterile Trypticase-Soja-Bouillon gegeben und an- schließend 1 min mit dem Vortex auf maximaler Kraft ausgeschüttelt, sodass eine optimale Konzentration in der Suspension erreicht wurde. Die Verwen- dung der Suspensionen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.

3.2.3. Sporensuspension für G. stearothermophilus

Zur Herstellung dieser Sporensuspension wurde erneut ein Sporenstreifen in 10 ml sterile Trypticase-Soja-Bouillon gegeben. Zusätzlich wurden in diese Lösung sterile Kügelchen gegeben, um für die Keimausbeute eine bessere Lösung der Sporen vom Streifen zu gewährleisten. Hierauf wurde die Lösung mit dem Vortex auf maximaler Stufe 1 min ausgeschüttelt, sodass eine opti- male Konzentration erreicht werden konnte. Die Verwendung der Suspensi- onen erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.

3.2.4. Sporensuspension für C. difficile

Zur Herstellung dieser Bakteriensuspension wurden aus der bereitgestellten Suspension (Ribotyp 027 (NCTC 13366) Charge: E06032013) jeweils 20 µl abpipettiert und in eine 2 ml 0,9% NaCl Lösung gegeben, so dass eine 1:100 Verdünnung entstand. Die Verwendung der Suspension erfolgte unmittelbar nach deren Herstellung.

25

3.3. Ausplatieren

Von den hergestellten Bakterien- und Sporensuspensionen wurden nun je- weils unmittelbar im Anschluss an deren Herstellung 100 µl auf Agarplatten pipettiert. Im Anschluss wurden die 100 µl mittels eines sterilen Glasspatels gleichmäßig auf dem Agar verteilt.

3.4. Bestrahlung

Nach Abtrocknung der Supsension erfolgte im Abstand von 10 cm die Be- strahlung mit der UV-C Lichtquelle. Um eine konstante Strahlungsintensität zu gewährleisten, wurde die UV-Lampe erst nach einer Vorlaufzeit von 10 min zur Bestrahlung eingesetzt. Auf die zu bestrahlenden Agar-Platten wurde die oben bereits beschriebene Blende auf eine zuvor markierte Stelle gelegt.

Danach erfolgte die Bestrahlung der Agar-Platten in unterschiedlichen Zeit- abständen. Von jeder Bestrahlungsreihe wurde eine Agarplatte als Negativ- kontrolle zurückgestellt und nicht bestrahlt. Diese diente zur Überprüfung der Lebensfähigkeit der eingesetzten Bakterien und zur Bestimmung der exakten Ausgangseinsaat.

Bestrahlungsvorgang 1 (Abbildung 4) Bestrahlungsvorgang 2 (Abbildung 5)

26

3.5. Dauer der Bestrahlung

Die zur Inaktivierung der verschiedenen Spezies erforderliche Dauer der Be- strahlung konnte durch die Erfahrungen aus Vorversuchen bereits abge- schätzt werden. Bei E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium und B. subti- lis wurden die Platten 3 s, 6 s, 9 s und 12 s bestrahlt. Die Agar-Platten mit B. athropheus, B. pumilus, G. stearothermophilus und C. difficile wurden 3 s, 6 s, 9 s, 12 s, 15 s, 18 s, 21 s, 24 s, 27 s, 30 s, 33 s, 36 s, 40 s, 50 s, 60 s und 90 s bestrahlt.

3.6. Bebrütung

E. coli, A. baumanii, S. aureus, E. feacium und B. subtilis, B. athropheus, B.

pumilus:

Die Bebrütung der bearbeiteten Nährböden erfolgte nun in einem Thermos- chrank bei 37 °C für 24 Stunden.

G. stearothermophilus:

Die Bebrührung erfolgte für 24 Stunden bei 56 °C.

C. difficile:

Die Bebrütung von C. difficile erfolgte bei 37 °C für 48 Stunden.

3.7. Auszählung

Nach der erfolgten Bebrütung wurden die Nährböden aus den jeweiligen Thermoschränken genommen und die Kolonien einzeln ausgezählt. Dafür wurde die Blende erneut auf die markierte Stelle der Agar-Platte gelegt. Im Anschluss erfolgte die Auszählung aller KBE auf der definierten Fläche. Alle Experimente wurden in fünf voneinander unabhängigen Versuchswiederho- lungen durchgeführt.

27

4. Ergebnisse

Im Folgenden werden die verschiedenen Abtötungskinetiken der unter- schiedlichen Bakterien und Sporen dargestellt. Jeder Keim wurde in fünf voneinander unabhängigen Versuchswiederholungen getestet. Bei allen Sporen konnte eine Reduktion der Ausgangskeimlast um 90% innerhalb von 40 s Bestrahlungsdauer erzielt werden. Im Gegensatz hierzu zeigt sich für die nicht-sporenbildenden Bakterien bereits eine vollständige Reduktion der Ausgangskeimlast (100%) nach weniger als 6 s. Im Folgenden werden die Absterbekinetiken der einzelnen Spezies dargestellt.

Die Abbildungen 6 und 7 zeigen exemplarisch für S. aureus den Vergleich einer unbestrahlten Platte (Negativkontrolle) mit einer Agarplatte nach einer UV-Bestrahlung über 3 s. Im Bereich der UV-C Bestrahlung ist kein Kolonie- wachstum zu erkennen. Der Erfolg der Erregerinaktivierung wurde im Ver- gleich zwischen der zu erwartenden Kolonieanzahl (Negativkontrolle) und der nach Bestrahlung im Bestrahlungsfeld verbleibenden Koloniezahl ermit- telt.

S.aureus Negativkontrolle (Abbildung 6) S.aureus nach 3 s Bestrahlung (Abbildung 7)

32 4.1.5. Bacillus subtilis

Die folgende Abbildung zeigt das mittlere Abtötungsverhalten über die Zeit bei einem konstanten Abstand von 10 cm und konstanter Bestrahlungsstärke für vegetative Formen von B. subtilis.

Abtötungsverhalten B.subtilis (absolute Koloniezahl) (Abbildung 16)

Die folgende Abbildung zeigt die gemittelte Abtötungskinetik im Bezug auf die prozentuale Ausgangskeimlast im Verlauf der Bestrahlung.

Abtötungskinetik B. subtilis (relative Verminderung) (Abbildung 17)

Die vollständige Inaktivierung von B. subtilis zeigte sich bereits am ersten Messpunkt nach einer Bestrahlung von 3 s.

37

5. Diskussion

5.1. Desinfektion elektronischer Geräte

Der wissenschaftlich überprüfte Wirksamkeitsnachweis von Desinfektions- verfahren oder Geräten zur Desinfektion ist eine grundsätzliche Vorausset- zung, um diese im klinischen Alltag verwenden zu dürfen. Die Leitlinien und Empfehlungen zur Desinfektion im Allgemeinen, wie auch zur Flächendesin- fektion im Besonderen, werden in Deutschland von der Kommission für Krankenhaushygiene und Infektionsprävention (KRINKO) des RKI erstellt und regelmäßig aktualisiert.(67) Das Ziel einer Desinfektion ist demzufolge die verlässliche Abtötung oder die Reduktion um 5 log-Stufen von pathoge- nen bzw. fakultativ pathogenen Mikroorganismen. Das RKI unterscheidet dabei in seinen Hygiene-Richtlinien zur Reinigung und Desinfektion von Flä- chen verschiedene Aufbereitungsqualitäten: Zum einen wird die Reinigung als ein „Prozess zur Entfernung von Verunreinigungen unter Verwendung von Wasser mit reinigungsverstärkenden Zusätzen“ definiert.(67) Zum ande- ren gilt die Desinfektion als „ein Prozess, durch den die Anzahl vermehrungs- fähiger Mikroorganismen infolge Abtötung/Inaktivierung unter Angabe eines standardisierten, quantifizierbaren Wirkungsnachweises reduziert wird“. Ziel sei es, einen Gegenstand/Bereich in einen Zustand zu versetzen, in dem von ihm „keine Infektionsgefährdung mehr ausgehen kann.“(67) Von einer Desin- fektion wird dann gesprochen, wenn eine Reduktion um 5 log-Stufen (=

99,999%) im Vergleich zur Ausgangskeimlast vorliegt. Im Gegensatz zu der oben beschriebenen Desinfektion wird unter einer Reinigung eine 50%- bis 80%-ige Reduktion der Keimlast verstanden.(67,68)

Zur Festlegung der notwendigen Desinfektionsmaßnahmen empfiehlt das RKI in der aktuell gültigen Leitlinie die Unterscheidung von Risikobereichen.

Für Bereiche der unmittelbaren Umgebung des Patienten sowie für Flächen mit häufigem Hand- oder Hautkontakt wie Bettgestelle, Verbandswagen, Toi- lettenstühle, Monitore oder Computertastaturen empfiehlt die Leitlinie eine routinemäßige Desinfektion. Für kleine Flächen kann dies auch mit alkoholi- schen Desinfektionsmitteln erfolgen. Im Gegensatz hierzu wird in der Leitlinie

38

auf eine routinemäßige Desinfektionsempfehlung für Oberflächen ohne häu- figen Hand- oder Hautkontakt verzichtet.(69) Für Hygienemaßnahmen ist dabei von besonderer Relevanz, dass auf fast der Hälfte der Oberflächen in Patientenzimmern dieselben Bakterien nachgewiesen werden können, mit denen auch der Patient besiedelt ist.(70)

Es stellt sich nun die Frage, mit welchen Methoden die weitere Verbreitung solcher Erreger unterbunden werden kann. Dafür ist das Absterbeverhalten von Erregern auf unbelebten Oberflächen zu beachten. Auf nicht belebten Oberflächen überleben Bakterien, sowohl Gram positive, als auch Gram ne- gative, mitunter einige Monate.(71) Hier muss zwischen Biofilm- produzierenden und nicht Biofilm-produzierenden Erregerstämmen unter- schieden werden. Acinetobacter-Stämme, die einen Biofilm produzieren, können im Durchschnitt 36 Tage auf trockenen Oberflächen überleben, wo- bei ein Stamm ohne Biofilm-Produktion im Durchschnitt nur 15 Tage über- lebt.(72)

Die langen Überlebenszeiten der verschiedenen pathogenen Erreger auf unbelebten Oberflächen (siehe Tabelle 9) und damit auch auf den Oberflä- chen elektronischer Geräte wie Smartphones und Tablets bedeuten in der Konsequenz ein potentiell hohes Übertragungsrisiko auf Patienten.

Überleben von Bakterien auf trockenen, unbelebten Flächen(71): (Tabelle 9)

Bakterium Überlebenszeit

Acinetobacter spp. 3 Tage bis 5 Monate

C. difficile (Sporen) 5 Monate

E. coli 1,5 Stunden bis 16 Monate

Enteroccocus spp. (inkl. VRE) 5 Tage bis 6 Monate S. aureus (inkl. MRSA) 7 Tage bis 7 Monate

Oberflächenkontaminationen mit C. difficile und Acinetobacter spp., S. au- reus (inklusive MRSA,), Enterokokken (inklusive VRE) und E. coli konnten bereits direkt als Ursache nosokomialer Ausbrüche ermittelt werden.(35,73) War ein Patientenzimmer belegt mit einem Enterokokken-(74,75), S. au-

39

reus-(74), C. difficile-(76) oder A. baumannii-(77) Träger, steigt das Risiko für nachfolgende Patienten, in diesem Zimmer an denselben Keimen zu erkran- ken. Bis zu 9% aller Patienten sind von einer MRSA Infektion betroffen, wenn sie in Patientenzimmern versorgt werden, in denen zuvor mit MRSA infizierte Patienten lagen. Demgegenüber steht eine Transmissionshäufigkeit von 2,9%, wenn Patienten in ein bis dahin MRSA-freies Zimmer gelegt werden.

Ähnlich verhält es sich in Bezug auf VRE. In einem zuvor VRE freiem Zim- mer liegt die Infektionsrate bei 2,8%, im Vergleich zu einer Infektionsrate von 4,5%, wenn zuvor ein VRE-Träger das Zimmer belegt hatte.(74) Etwa 11%

aller Patienten entwickelten eine CDI nach vorheriger Belegung des Zimmers mit einem entsprechend infizierten Patienten, wogegen es nur in 4,6% der Fälle zu einer Infektion kommt, wenn das Zimmer vorher nicht mit einem infi- zierten Patienten belegt wurde.(76) Bei A. baumannii zeigte sich ebenfalls ein deutlicher Zusammenhang zwischen der vorherigen Besiedelung eines Patientenzimmers und der Folgeinfektion mit A. baumannii mit einer Odds Ratio von 4,2.(77) Deswegen konnte eine Wechselbeziehung zwischen der Oberflächendesinfektion und der Übertragung von Keimen auf Patienten hergestellt werden.(78) Häufig berührte Kontaktflächen wie Bettgitter, Nacht- tische, Infusionspumpen, Essenwagen oder Bettoberflächen stellen ein ho- hes Kontaminationsrisiko für die Hände bzw. Handschuhe des Kranken- hauspersonals dar.(79) Diese Beobachtung wird insbesondere dadurch er- härtet, dass ein Zusammenhang zwischen der Kontamination von Händen von Krankenhauspersonal mit MRSA und dem Kontakt mit verunreinigten Oberflächen durch infizierte Patienten gefunden wurde.(80) Der größte Risi- kofaktor für die Kontamination von Händen mit multiresistenten Keimen ist die Kontamination von Oberflächen.(81) Es konnte zusätzlich gezeigt wer- den, dass Handkontaminationen und die Stärke der Oberflächenkontaminati- onen korrelieren.(82)

In den letzten Jahren hat der Gebrauch von Smartphones und Tablets in Krankenhäusern erheblich zugenommen. In den Jahren Mai 2011 und Juli 2015 ist der Besitz von Smartphones in den USA von 35% auf 68% gestie- gen.(83) Diese Daten schließen zwar selbstverständlich auch privat genutzte Smartphones mit ein, doch werden erfahrungsgemäß private Smartphones

40

auch in Kliniken genutzt. Noch deutlicher ist der Anstieg der Tablet-Nutzung:

Im Zeitraum von 2010 bis 2014 stieg der Gebrauch bei Mitarbeitern im Kran- kenhaus von 3% auf 42% an.(83) Einer Umfrage aus den USA zufolge be- saßen im Jahre 2011 75% aller befragten Ärzte ein Apple^® Mobiltelefon.(84) Aus einer Umfrage der Online-Platform doc-check aus dem Jahre 2012 geht hervor, dass im Jahr 2016 europaweit 75% aller Befragten des medizini- schen Fachpersonals ein mobiles Endgerät besitzen; über 60% dieser Be- fragten nutzen regelmäßig Apps aus dem Gesundheitsbereich.(85) Aus einer Studie von Illiger et. al. aus dem Jahre 2014 ergab sich, dass knapp 80% der befragten Ärztinnen und Ärzte ein Smartphone besitzen. Etwa ein Drittel de- rer, die ein Smartphone besitzen gaben in dieser Studie an, das Telefon auch beruflich zu nutzen. Ein weiteres Drittel konnte es sich grundsätzlich vorstellen.(86) Diese Offenheit zeigt auch eine Studie aus den USA, die ergab, dass etwa 90% aller US-amerikanischen Ärzte ihre Medikamentenin- formation über diverse Smartphone Apps beziehen.(87)

Der Trend zur Verwendung von Produkten wie Smartphones oder Tablets im medizinischen Kontext macht die Beschäftigung mit wirksamen Desinfekti- onsverfahren für diese neuen Oberflächen erforderlich. Grundsätzlich ist von Herstellern von Medizinprodukten die hygenische Aufbereitung für den Nut- zer vorzugeben. Die Anforderungen für die notwendige Aufbereitung von Medizinprodukten werden in verschiedenen europäischen Richtlinien gere- gelt.(88-90) Auch das RKI veröffentlichte im Jahr 2012 Anforderungen an die Hygiene bei der Aufbereitung von Medizinprodukten.(69)

Smartphones und Tablets sind keine Medizinprodukte oder Zubehör im Sin- ne der Richtlinie 93/42/EWG des europäischen Rates.(90) Der Hersteller hat den Geräten keine medizinische Zweckbestimmung zugeschrieben, womit sie nicht der staatlichen Regulation unterworfen werden. Ein Medizinprodukt wird nach der EWG-Richtlinie 93/42 als Instrument, Apparat oder auch Soft- ware bezeichnet, die vom Hersteller speziell für medizinische Zwecke be- stimmt worden sind. Medizinische Applikationen für Smartphones können Medizinprodukte im Sinne dieser Richtlinie darstellen (sofern es der Herstel- ler so vorsieht), Smartphones und Tablets sind es jedoch nicht.(90) Das be- deutet, dass die Hersteller nicht verpflichtet sind, wirksame Aufbereitungs-

41

möglichkeiten für die Produkte zur Verfügung zu stellen, bzw. entsprechende zu empfehlen.

Bis jetzt fehlen für elektronische Geräte, die nicht primär zum Einsatz im me- dizinischen Bereich konzipiert wurden, in der Regel verlässliche und prakti- kable Herstellerangaben zu deren Desinfektion, damit diese auch im klini- schen Alltag sicher genutzt werden können.(56,57) Eine offizielle kranken- haushygienische Leitlinie zur Aufbereitung solcher Geräte nach deren An- wendung am Patienten ist bislang ebenfalls nicht verfügbar.

Diese Aufbereitung ist jedoch unerlässlich, da Smartphones und auch T ab- lets häufig von pathogenen Erregern besiedelt sind. So konnten Skakir et. al.

auf 83% der überprüften Smartphones, die in einem Operationsbereich ge- nutzt wurden, pathogene Erreger nachweisen.(91) In anderen Untersuchun- gen konnten auf 89% aller Mobiltelefone der Krankenhausbeschäftigten Bak- terien nachgewiesen werden. Davon waren 11,5% pathogene Erreger, u.a.

S. aureus, Acinetobacter spp. und Pseudomonaden.(92) Ein relevanter Ana- logieschluss, da die Kolonisation von Oberflächen ein erhebliches Übertra- gungsrisiko pathogener Keime auf Patienten darstellt.(73)

Smartphones und Tablets stellen neue Oberflächen in Krankenhäusern dar, für die eine adäquate und bestmögliche Desinfektion von Nöten ist. In der Vergangenheit wurden dafür bereits einige Reinigungsverfahren vorgeschla- gen und empfohlen. Zum einen werden von Seiten der Hersteller in den Ge- brauchsanweisungen regelmäßige Reinigungen mit Hilfe weicher, fusselfrei- er Tücher empfohlen.(58) Dies hat allerdings keine desinfizierende Wirkung.

Wie gut die damit erzielte Reinigungsleistung tatsächlich ist, wurde bislang noch nicht untersucht. Zum anderen sind bereits diverse Apps für diese Ge- räte verfügbar, die eine regelmäßige Reinigung und Desinfektion unterstüt- zen sollen.(84) An der Medizinischen Hochschule Hannover wurde bei- spielsweise eine solche App entwickelt. Sie erinnert den Nutzer täglich an eine Wischdesinfektion und registriert, ob diese Desinfektion tatsächlich gründlich und ausreichend durchgeführt wurde.(56) Nichtsdestotrotz können solche Wischdesinfektionen mit ausschließlich alkoholhaltigen Lösungen

42

bakterielle Sporen nicht sicher abtöten. Somit bieten sie keine verlässliche, alle relevanten Erreger einschließende Desinfektionsleistung.(93,94)

5.1.1. Thermische und chemische Desinfektionsverfahren

Für eine Desinfektion stehen thermische und chemische Verfahren zur Ver- fügung. Unter thermischen Desinfektionsverfahren werden beispielsweise das Verbrennen oder das Kochen in Wasser verstanden.(25) Aus nahe lie- genden Gründen sind beide thermische Verfahren für ein elektronisches Ge- rät, das erneut benutzt werden soll, nicht zu empfehlen. Auch die Dampfdes- infektion als weiteres thermisches Desinfektionsverfahren ist bei elektroni- schen Geräten aus den gleichen Gründen nicht sinnvoll.(58)

Eine chemische Desinfektion mit Flüssigkeiten (inkl. Sprühdesinfektionen) wird in der Regel mit einem in Wasser oder Alkohol gelösten Wirkstoff durchgeführt.(25) Solche Verfahren sind bei elektronischen Geräten auf- grund von möglichen Schäden am Gerät grundsätzlich nur eingeschränkt einsetzbar und werden auch von Seiten der Hersteller nicht zur Anwendung empfohlen.(58)

5.1.2. UV-Strahlung zur Desinfektion

UV-Strahlung könnte bei besonderen Oberflächen eine durchaus sinnvolle Alternative darstellen.(95) Grundsätzlich lässt sich das UV-Spektrum in drei Bereiche unterteilen: UV-A, UV-B und UV-C.(96)

Lichtspektrum (Abbildung 26)

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Das UV-C Licht stellt mit einer Wellenlänge zwischen 100 nm bis 280 nm die energiereichste UV Strahlung außerhalb eines Vakuums dar. UV-C Licht wird häufig auch als „germinozides Licht“ bezeichnet, um es von UV-B und UV-A Licht abzugrenzen, denen die bakterizide Eigenschaft nicht inne- wohnt.(95,97)

Die bakterizide Wirkung von UV-C Licht auf Organismen beruht darauf, dass nicht vollständig mit Wasserstoffatomen gesättigte Bindungen oder konju- gierte Bindungen, wie sie in der DNA vorkommen, UV-C Licht stark absorbie- ren. Hierbei werden die konjugierten Bindungen destabilisiert, weil eines der Elektronen auf ein energetisch höheres Orbital gehoben wird. Wenn UV-C Strahlung beispielsweise Pyrimidin, Purin oder auch aromatische Aminosäu- ren berührt, kommt es durch die Energie der UV-C Strahlung zwischen den Pyrimidin-Basen der DNA zu kovalenten Dimerbildungen, eine Konformitäts- änderung der DNA ist die Folge.(98,99) Dieser Effekt von UV-C Licht wurde in der Vergangenheit bereits auf verschiedene Weise genutzt. Der bislang am weitesten verbreitete Gebrauch von germinozidem UV Licht ist in Sicher- heitslaboren zu finden. Nach Abschluss der Tätigkeiten in einem solchen Labor wird ein UV-C Licht oberhalb der Arbeitsfläche angeschaltet, um die Desinfektion der genutzten Arbeitsfläche zu ergänzen.(100) Hierbei ist je- doch zu beachten, dass die Centers for Disease Control and Prevention (CDC) insbesondere für Biosicherheitslabore keine eindeutige Empfehlung zugunsten UV-Licht-gestützter Desinfektionsverfahren herausgegeben hat- ten, da die UV Lampen wöchentlich auf ihre Strahlungsintensität zu überprü- fen wären und ein Betreten des Labors bei Betrieb der Lampe nicht möglich ist.(101)

Eine weitere Anwendung von UV-C Licht stellt die Desinfektion der Luftströ- mung in Risikobereichen wie Operationsräumen oder Intensivstationen dar.(102) Auch in Klimaanlagen in Büroräumen wurde UV-C Licht zur Aufbe- reitung von Luftströmen bereits erfolgreich angewendet und eine 99%-ige Reduktion von Mikroorganismen auf den Oberflächen der Klimaanlagen er- reicht. Hierfür war eine UV-C Lampe mit einer Bestrahlungsstärke von 450 mW/cm² (= 450.000 µW/cm²) mit einer Wellenlänge zwischen 245 nm und

44

266 nm bei einem Abstand von 1 m notwendig.(103) Die UV-C Lampe dieser Arbeit hatte im Vergleich dazu eine deutlich geringere Bestrahlungsstärke von 1.186 µW/cm². Bei einem erheblich geringeren Abstand der Lichtquelle zur Oberfläche von 10 cm konnten jedoch ähnliche Resultate erzielt werden.

Eine weitere Studie überprüfte den zusätzlichen Nutzen einer UV-C Bestrah- lung bei der Dekontamination von Luftströmungskanälen. Durch die Bestrah- lung mit UV-C Licht gelang es hier, die Konzentration von artifiziell eingesetz- ten Sporen von B. atropheaus um 8 bis 12 log-Stufen zu reduzieren. Die mitt- lere Bestrahlungsstärke betrug dabei 2.000 µW/cm², die UV-C Lampe wurde zentral in einer 51 mal 51 mal 112 cm großen Einheit angebracht und der Luftstrom hindurchgeleitete. Genauere Angaben über die Bestrahlungsab- stände werden in der Studie nicht gemacht.(102)

5.1.3. UV-C-Licht zur Desinfektion von Alltagsoberflächen im stationä- ren Einsatz

Zum Nachweis der Desinfektionswirksamkeit von UV-C Lampen in Patien- tenzimmern führten bereits andere Arbeitsgruppen Versuche durch. Hierbei wurden stationäre UV-C Lampen aber auch tragbare UV-C Lampen verwen- det. Katara et. al. konnten zeigen, dass eine UV-C Lampe mit einer Bestrah- lungsstärke von 40 W, die zentral in einem Patientenzimmer in 2,44 m Höhe angebracht worden war, erheblich zur Keimreduktion des Zimmers beitragen konnte. Durch die Anwendung dieser Lampe konnte nach einer 30 minütigen Bestrahlungszeit eine Reduktion von E. coli, B. subtilis und C. perfringens um 4 log-Stufen erreicht werden. Aufgrund dieser Ergebnisse empfahlen die Autoren eine Zeitspanne von 30 min für eine Desinfektion mit dieser UV-C Lampe. Längere Zeitintervalle wurden nicht untersucht.(104)

Stibich et. al. nutzten für die Desinfektion von häufig berührten Oberflächen eines Patientenzimmers eine UV-C Lampe (PX-UV, Xenex Healthcare Ser- vice), die bei pulsierendem UV-C Licht von 2 Hz eine Mindestbestrahlungs- leistung von 24 W erreichte. Die UV-C Lampe wurde in diesen Versuchen an drei verschiedenen Orten im Patientenzimmer platziert, sodass eine genaue

45

Abstandsangabe zur Oberfläche nicht möglich war. Es wurde in diesem Fall auf die desinfizierende Wirkung von UV-C Strahlung auf VRE fokussiert. Die Oberflächen wurden dem UV-C Licht nach standardisierter Reinigung für 30 s ausgesetzt. Vor der Bestrahlung konnte auf 27 Oberflächen eine Kontami- nation mit VRE festgestellt werden. Nach standardisierter Reinigung redu- zierte sich die Anzahl verunreinigter Oberflächen bereits auf 4. Nachdem die Oberflächen auch noch mit der UV Lampe bestrahlt wurden, konnte auf kei- ner Oberfläche mehr VRE nachgewiesen werden. Insgesamt bezifferten die Autoren die erforderliche Zeit, um ein gesamtes Patientenzimmer zu dekon- taminieren, auf 18 min. Die für diese Untersuchungen genutzte Lampe hatte jedoch die Maße von 48 x 40 x 100 cm, sodass eine flexible und mobile An- wendung dieser UV-C Lichtquelle nicht realistisch ist und ihr Einsatz deswe- gen nur stationär für die Desinfektion eines gesamten Patientenzimmers sinnvoll erscheint.(105)

In der Folge wurde die UV-C Lampe, die Stibich et. al.(105) für ihre Versuche nutzten (PX-UV, Xenex Healthcare Service), an verschiedenen Punkten op- timiert. Insbesondere erhielt das Gerät eine UV-C Lampe mit einer Leistung von mindestens 48 W, sodass das Gerät bei den Folgeversuchen von Jina- datha et. al. eine doppelt so große Leistung aufwies.(106) Die Lichtquelle wurde an drei verschiedenen Stellen des Zimmers für jeweils 2 bzw. 3 min verwendet. Bei der Anwendung von nichtpulsierendem UV-C Licht ergab sich im Vergleich zu einer standardisierten manuellen Reinigung eine Reduktion von MRSA um 76%. Bei zusätzlicher Verwendung der UV-C Lampe mit pul- sierendem UV-C Licht konnte die Reduktion sogar auf 98% (ca. 2 log-Stufen) im Vergleich zur manuellen Reinigung gesteigert werden.(106)

Bei Verwendung einer Bestrahlungsstärke von 12.000 µW/cm² zur Bestrah- lung von A. baumannii und VRE bzw. 22.000 µW/cm² für die Inaktivierung von C. difficile Sporen konnten Anderson at el.(107) innerhalb eines Zeitin- tervalls von 25 min eine Reduktion von A. baumannii um 1,07 log-Stufen, von VRE um 1,68 log Stufen erreichen. Zur Reduktion von C. difficile um 1,16 log Stufen war hingegen eine Bestrahlungsdauer von 45 min erforderlich. Anga- ben zu Abständen zwischen der Lampe und den bestrahlten Oberflächen

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sind jedoch nicht verfügbar, sodass deren Ergebnisse nur eingeschränkt mit den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit verglichen werden können. Die von Anderson et. al.(107) genutzte Bestrahlungsstärke von 12.000 µW/cm² über- steigt zwar die in der vorliegenden Arbeit genutzte Bestrahlungsstärke von 1.186 µW/cm². Es ist jedoch davon auszugehen, dass die bei Anderson et al.

verwendeten Abstände zur Dekontamination ganzer Patientenzimmer erheb- lich größer als der hier in vitro gewählte Abstand von 10 cm waren. Zudem wurden keine Daten zu Zeitpunkten <25 min erhoben, sodass die tatsächli- che Eliminationskinetik in den ersten Minuten der Bestrahlung nicht bekannt ist.

In einer Studie von Nerandzic et. al.(63) wurden bei der Verwendung dersel- ben stationären UV-C Lichtquelle wie bei Anderson et. al.(107) (Tru-D Smar- tUVC; Lumalier) die Auswirkungen des Abstandes auf die Eliminationskineti- ken von C. difficile Sporen und MRSA untersucht. Hierbei wurde im Vergleich zwischen 50 cm und 15 cm Abstand kein erheblicher Unterschied festgestellt (P ≥ 0,52), und innerhalb des großzügig gewählten Zeitfensters von 45 min eine Reduktion von VRE von über 3 bis 4 log-Stufen von MRSA und C. diffi- cile Sporen von 2 bis 3 log-Stufen beobachtet.(63)

Eine Arbeit von Nhung et. al. verdeutlicht, dass UV-C Licht auch für die Des- infektion von mit B. athropheaus Sporen kontaminierten Oberflächen Ver- wendung finden kann. So gelang nach einer Bestrahlung von 10 min mit ei- ner Bestrahlungsstärke von 0,06 mW/cm² (= 60 µW/cm²) eine Reduktion um 4 log-Stufen bei einem Abstand von 46,5 cm der Lichtquelle zur Oberflä- che.(108) Verglichen mit den Ergebnissen der vorliegenden Arbeit wird die Bedeutung des Abstandes der Lichtquelle zur Oberfläche im Besonderen deutlich: Bereits nach 27 s war in den vorliegenden Versuchen bei einem Viertel des Abstandes (10 cm vs. 46,5 cm) mit 19-fach höherer Bestrah- lungsstärke (1.186 vs. 60 µW/cm²) eine Reduktion um 1 log-Stufe (= auf 10%

der Ausgangskeimlast) erreicht worden. Mit entsprechend hoher Bestrah- lungsstärke und Verminderung des Abstandes kann – bei vergleichbaren Ergebnissen – die Bestrahlungsdauer möglicherweise stark verkürzt werden.

Messergebnisse über den Zeitraum von 90 s hinaus wurden jedoch in der vorliegenden Arbeit nicht erhoben. Sowohl für die Arbeit von Stibich et.

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al.(105) als auch für die Arbeit von Jinadatha et. al.(106) gilt die Einschrän- kung, keine Abstandswerte erhoben und stattdessen die Bestrahlungsdauer verlängert zu haben, sodass ein Vergleich ihrer Ergebnisse mit denen dieser Arbeit nur eingeschränkt möglich ist.

Levin et. al. stellten fest, dass sich UV-Licht zur Oberflächendesinfektion positiv auf die Infektionsraten mit C. difficile auswirken kann. Bei regelmäßi- ger Anwendung von UV-C Licht zur Desinfektion von Oberflächen konnte die Infektionsrate mit C. difficile von 9,4/10.000 Patiententagen auf 4,4/10.000 Patiententage (53% Reduktion; P = 0.01; 95% Konfidenzintervall: 6.40-12.4) innerhalb eines Jahres in einem Krankenhaus reduziert werden.(109)

5.1.4. UV-C-Licht zur Desinfektion von Alltagsoberflächen im mobilen Einsatz

Der Versuchsaufbau einer weiteren Studie von Nerandzic et. al.(110) ähnelt der vorliegenden Arbeit, da für diese Untersuchung ebenfalls ein tragbares UV-C Gerät genutzt wurde. Mit diesem Gerät wurden Oberflächen in einem Abstand von 10 cm für 5 s bei einer Bestrahlungsstärke von 100 mJ/cm² (=

100 mW/cm²s) bestrahlt. Innerhalb dieses Zeitraumes gelang für C. difficile Sporen eine Reduktion um 4,4 log-Stufen KBE. Die Ergebnisse der hier vor- liegenden Versuche ergaben erst nach etwa 40 s eine Reduktion um 4 log Stufen bei einer deutlich geringeren Bestrahlungsstärke von nur 1.186 µW/cm². Für MRSA beschrieben Nerandzic et. al. eine Reduktion um 5,4 log- Stufen und für VRE eine Reduktion um 6,9 log-Stufen.(110) In den Versu- chen der vorliegenden Arbeit zeigte sich bei vergleichbarem Abstand bezüg- lich S. aureus bereits nach 3 s und bzgl. Enterokokken nach 6 s eine voll- ständige Inaktivierung aller Bakterien.

Die Ergebnisse dieser Arbeit zeigen zum einen, dass eine wirksame Oberflä- chendesinfektion mit einem tragbaren UV-C Gerät mit einer Bestrahlungs- stärke von mindestens 1.000 µW/cm² grundsätzlich gelingen kann. Auch der hierfür notwendige Abstand von etwa 10 cm erscheint für Alltagsanwendun- gen praktikabel. Aus den Ergebnissen kann zudem geschlussfolgert werden,