Bestimmung des L-Carnitingehaltes in rohen und zubereiteten
pflanzlichen und tierischen Lebensmitteln
INAUGURAL-DISSERTATION
zur Erlangung des Grades eines
DOCTOR MEDICINAE VETERINARIAE
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von
Hanne Seline Marie Gustavsen
aus Halden, Norwegen
Hannover 2000
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. J. Harmeyer
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. J. Harmeyer 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. H. Nau
Tag der mündlichen Prüfung: 24.10.2000
Für meine Eltern und Torsten in Liebe und Dankbarkeit
(Til mine foreldre og Torsten i kjærlighet og
takknemlighet)
1. Einleitung ...11
2. Literaturübersicht ...13
2.1. Entdeckung, Nomenklatur und Eigenschaften von L-Carnitin ... 13
2.2. Biosynthese ... 14
2.3. Funktionen von Carnitin im Intermediärstoffwechsel...16
2.4. Absorption von Carnitin ...19
2.5. Verteilung und Transport von Carnitin im Organismus... 20
2.6. Renale Ausscheidung und tubuläre Resorption von Carnitin ... 22
2.7. Der Umsatz von L-Carnitin im Körper ... 23
2.8. Der Carnitinbedarf... 26
2.8.1. Menschen (gesunde Erwachsene)... 26
2.8.2. Bei Schwangerschaft und Laktation ... 28
2.8.3. Säuglinge ... 31
2.8.4. Vegetarier ... 32
2.8.5. Bei parenteraler Ernährung... 33
2.8.6. Tiere... 34
2.9. Carnitinmangel ... 36
2.9.1. Primärer Carnitinmangel ... 37
2.9.2. Sekundärer Carnitinmangel ... 39
2.10. Bestimmungsmethoden von L-Carnitin ...40
2.11. Gehalt an L-Carnitin in Lebensmitteln ...44
2.12. Handelsformen für L-Carnitin... 47
3. Material und Methoden ...49
3.1. Probenmaterial ...49
3.2. Lebensmittelzubereitung... 51
3.2.1. Lebensmittel mit Carnitinzusätzen ... 54
3.3. Aufbereitung der Lebensmittel für die Carnitinbestimmung ...55
3.4. Radioenzymatische Bestimmung von Carnitin...56
3.4.1. Freies Carnitin ... 57
3.4.2. Gesamtcarnitin... 57
3.4.3. Reagenzien und Materialien ... 58
3.4.4. Durchführung des enzymatischen Tests (schematisch) ... 60
3.5. Berechnung der Carnitinkonzentration ... 61
3.6. Darstellung der Ergebnisse... 63
3.7. Evaluierung der Analytik ... 63
3.8. Statistik ... 67
3.9. Optimierung des Analysenverfahrens ... 69
3.9.1. Freisetzung von Carnitin aus verschiedenen Zellkompartimenten ... 70
3.9.2. Der Einfluß von Enzymen im Muskelgewebe ... 70
3.9.3. Gehalte an mittel- und langkettigen Carnitinestern im tierischen Gewebe 73
3.9.4. Einfluß der Hydrolysedauer... 75
3.9.5. Meßbare Signale ohne CAT ... 76
3.9.6. Einfluß der Menge Anionenaustauscherharz... 80
4. Ergebnisse ...82
4.1. Übersicht... 82
4.2. Hauswiederkäuer... 83
4.2.1. Rind ... 84
4.2.1.1. Zubereitete Produkte vom Rind... 85
4.2.2. Kalbfleisch... 88
4.2.2.1. Zubereitete Produkte vom Kalb... 88
4.2.3. Schaf- und Ziegenfleisch ... 88
4.2.3.1. Zubereitetes Schaflammfleisch... 89
4.3. Hausschwein... 90
4.3.1. Ferkel ... 91
4.3.2. Zubereitetes Schweinefleisch ... 92
4.4. Andere Fleischerzeugnisse ... 94
4.5. Brühen und Suppen aus fleischhaltigen und pflanzlichen Ausgangsprodukten ...96
4.6.4. Kaninchen und Hase ... 102
4.7. Zusammengefaßte Ergebnisse von Haus- und Wildtieren ... 103
4.8. Geflügel... 104
4.8.1. Zubereitetes Geflügelfleisch ... 104
4.9. Wildvögel... 106
4.9.1. Zubereitetes Straußenfleisch... 108
4.10. Meerestiere ... 109
4.10.1. Zubereitete Meerestiere ... 111
4.11. Zusammengefaßte Ergebnisse von Geflügel, Wildvögel und Fische ... 112
4.11.1. Überblick über den Gehalt an Gesamtcarnitin und an freiem Carnitin in tierischen Lebensmitteln... 113
4.12. Molkereiprodukte... 115
4.13. Pilze, Nüsse, Obst und Gemüse ... 118
4.14. Getreide ... 121
4.14.1. L-Carnitin in Nudeln und Reis... 121
4.14.2. L- Carnitin im Brot ... 122
4.15. Tierfutter ... 123
4.16. Zusammenfassung der Ergebnisse aller Proben...125
4.16.1. Rangordnung der pfanzlichen und tierischen Rohprodukte nach ihrem Gehalt an Carnitin ... 125
4.16.2. Freisetzung von Carnitin aus Muskelfleisch durch Zubereitung ... 127
4.16.3. Anteil an freiem Carnitin in Muskulatur bei verschiedenen Tierarten ... 128
5.0. Diskussion ...129
5.1.Überblick über die L-Carnitinverteilung in Lebensmitteln ... 129
5.1.1. Unterschiede im Carnitingehalt zwischen Lebensmitteln tierischer Herkunft ... 130
5.1.2. Pilze und Lebensmittel pflanzlicher Herkunft ... 133
5.2. Einflüsse der Zubereitung auf den Gehalt an Carnitin in tierischen Lebensmitteln...133
5.3. Stellenwert des L-Carnitins in der Ernährung von Menschen und Tieren ...139
5.4. Kritik und Validierung des Analysenverfahrens... 142
5.4.1. Gewinnung repräsentativer Stichproben... 142
5.4.2. Probenvorbereitung... 143
5.4.3. Kurz, mittel und langkettige Carnitinester... 144
5.4.4. Spezifische und unspezifische Signale ... 144
6. Zusammenfassung ...146
7. Summary...148
8. Literaturverzeichnis ...150
9. Tabellenanhang ...173
ACBP = Acyl-CoA Bindungsprotein ADP = Adenosindiphosphat AMP = Adenosinmomophosphat ATP = Adenosintriphosphat
CAT = Carnitinacylransferase CE = Carnitinester
CoA = Coenzym A
CPT = Carnitinpalmitoyltransferase cpm = counts per minute
dpm = decay per minute DM = dry matter
DTNB = 5,5´-Dithiobis-2-nitrobenzoesäure EDTA = Ethylendiamintetraessigsäure Emp. = Empfindlichkeit
FC = freies Carnitin FS = Fleischsaft
g = Zentrifugalbeschleunigung (g = 9,81 m·s-2) GC = Gesamtcarnitin
GV = Garverlust
HEPES = 4-(2-Hydoxyethyl)-1-piperazinethansulfonsäure KGW = Körpergewicht
Kochwasser = ausgetretenes Carnitin aus dem Fleisch in das gekochte Wasser Leerwert = Rest Radioaktivität (dmp) in Assaygemisch ohne Carnitin
n = Anzahl Messungen N = Anzahl Produkte
NADH = Nicotinamid-adenin-dinucleotid NEM = N-ethylmaleinimid
PS = Perchlorsäure Ref. = Referenzen
SD = Standardabweichung
Abkürzungsverzeichnis
TS = Tockensubstanz uS = ursprüngliche Substanz x = arithmetischer Mittelwert
1. Einleitung
L-Carnitin (ß-Hydroxy-γ-trimethylaminobutyrat) ist eine teils vom Körper selbst gebildete und teils mit der Nahrung aufgenommene lebenswichtige Substanz, die u. a. im Energiewechsel der Zellen als Carrier beim Transport aktivierter Fettsäuren aus dem Zytosol in die Mitochondrien eine wichtige Rolle spielt. Das Vorkommen von L-Carnitin ist hauptsächlich auf den tierischen Organismus beschränkt. In Pflanzen ist die Carnitinkonzentration sehr gering (GÖTZ 1989). Etwa 80 % des im Körper vorhandenen Carnitins befindet sich in der Muskulatur, 5 % bis 10 % im Magen-Darm-Trakt, 3 % in der Leber und 0,3 % im Blut (FLORES et al. 1979).
L-Carnitin im Lebensmittel
L-Carnitin in Lebensmitteln
1900 mg/kg
0 mg/kg
Abb. 1.1. Übersicht über Lebensmittelprodukte, die in dieser Studie auf ihren Gehalt an L-Carnitin untersucht wurden. Der Gehalt an L-Carnitin ersteckte sich über einen Bereich von 1.900 mg/kg im Schaffleisch bis etwa null mg/kg in verschiedenen Früchten
Bei vielen verschiedenen Krankheitszuständen, angefangen von reiner Unterernährung, aber z.B. auch bei Dialysepatienten oder bei parenteral ernährten Tieren und Menschen sinkt die
Einleitung 12
Carnitinkonzentration im Plasma auf subnormale Werte. Eine gleiche Tendenz sieht man auch bei Menschen die sich überwiegend fleischfrei und dadurch carnitinarm ernähren. Bei starker körperlicher Belastung kann die Carnitinsynthese ebenfalls eingeschränkt sein. Bei Menschen und Tieren sind Säuglinge in besonderer Weise auf eine Zufuhr von Carnitin mit der Muttermilch angewiesen, da bei ihnen die endogene Synthese von Carnitin zunächst nur in sehr beschränktem Umfang möglich ist. Vieles spricht dafür, daß Fleischfresser ihren Carnitinbedarf langfristig nicht durch körpereigene Synthese allein decken können. Es scheint, daß sich ihr Körper im Laufe der Evolution auf eine carnitinreiche Kost eingestellt hat.
In der Wachstumsphase brauchen Menschen und Tiere nicht zuletzt für die neuentstehende Muskulatur mehr Carnitin als im Erwachsenenalter.
Trotz des wachsenden Interesses an den biologischen Funktionen von Carnitin und an seiner ernährungsphysiologischen Bedeutung erscheint es heute schwierig, genau abzuschätzen, welche Bedeutung der körpereigenen Synthese und der alimentären Zufuhr von Carnitin unter den verschiedenen Bedingungen zukommt. Für eine ausgewogene und gesunde Ernährung auch unter den oben genannten Bedingungen ist es daher wünschenswert und hilfreich, den Gehalt an Carnitin in den verschiedenen Lebensmitteln (und Futtermitteln) zu kennen.
Ziel dieser Studie war es, mit Hilfe eines ausreichend empfindlichen und spezifischen radioenzymatischen Assays den Gehalt an L-Carnitin stichprobenartig in einem breiten Spektrum von vorwiegend handelsüblichen Lebensmitteln tierischer und pflanzlicher Herkunft zu bestimmen (Abb. 1.1.). Des weiteren sollte festgestellt werden, welche Änderungen Lebensmittelprodukte in ihrem Carnitingehalt erfahren, wenn sie verschiedenen Zubereitungsmethoden, wie Kochen, Braten oder einer Mikrowellenbehandlung, unterworfen werden oder wenn Ausgangsprodukte wie z.B Milch zu anderen Produkten (Käse, Joghurt) weiter verarbeitet werden.
2. Literaturübersicht
2.1. Entdeckung, Nomenklatur und Eigenschaften von L-Carnitin
Carnitin wurde 1905 von GULEWITCH und KRIMBERG aus Muskelgewebe isoliert.
TOMITA und SENDJU (1927) gelang es zwei Jahrzehnte später, die chemische Struktur von L-Carnitin aufzuklären. Sie stellten fest, daß es sich bei dieser Substanz um ein Aminosäurenderivat handelte. Chemisch ist Carnitin eine ß-Hydroxy-γ-Trimethyl- Aminobuttersäure. Es besitzt ein Molekulargewicht von 161,2 (Abb.2.1.). Aufgrund seiner großen Polarität, hervorgerufen durch die Anwesenheit von zwei dissoziierbaren Gruppen (Carboxyl-, quartäre Ammoniogruppe), ist Carnitin gut wasserlöslich und besitzt hygroskopische Eigenschaften. Durch Anwesenheit eines optisch aktiven C–Atoms in C 3- Position kommt Carnitin in zwei enantiomeren Formen vor. In der Natur ist nur das L-Isomer verbreitet.
CH3 N+ CH 2 COO
CH3 OH CH3
CH CH2 -
Abb.2.1. Strukturformel von L-Carnitin (ß-Hydroxy-γ-Trimethyl-Aminobuttersäure)
Bei Experimenten und Stoffwechseluntersuchungen mit den Larven des Mehlkäfers (Tenebrio molitor) stellten FRAENKEL et al. (1948) zufällig fest, daß diese Larve für ihr Wachstum eine Substanz benötigt, die sie Vitamin BT nannten (T für Tenebrio). Weitergehende Forschungen ergaben, daß die Larven ohne Vitamin BT im Zustand einer hochgradigen Verfettung verstarben. Sie waren offensichtlich nicht in der Lage, die aufgenommenen und gespeicherten Fette zu metabolisieren. Im Jahr 1952 gelang es CARTER und seinen Mitarbeitern, das Vitamin BT als Carnitin zu identifizieren.
Literaturübersicht 14
2.2. Biosynthese
L-Carnitin kommt bei gesunden Tieren und Menschen in annähernd allen Geweben und Körperflüssigkeiten vor. Es wird gewöhnlich vom Körper in ausreichender Menge synthetisiert. Aufgrund seiner weiten Verbreitung in tierischem Gewebe wird es auch besonders mit tierischer Nahrung aufgenommen. Die körpereigene Biosynthese ist bei Neugeborenen vieler Säugetiere noch relativ schwach entwickelt. Sie nimmt z.B. bei Ratten erst nach acht Tagen deutlich zu (HAHN 1981). Dafür ist Carnitin aber in der Milch von Säugetieren in relativ hoher Konzentration vorhanden (ERFLE et al. 1974; SNOSWELL et al.
1975; KERNER et al. 1984; ROOS 1992).
L-Carnitin entsteht im Körper aus zwei essentiellen Aminosäuren, dem L-Methionin als Methylgruppendonator (BREMER 1961; WOLF u. BERGER 1961) und dem L-Lysin als Lieferant des übrigen Kohlenstoffskeletts (HORNE et al. 1971; COX u. HOPPEL 1973;
HORNE u. BROQUIST 1973; TANPHAICHITR u. BROQUIST 1973). Während in dem Ascomyceten, Neurospora crassa, frei im Zytosol vorhandenes Lysin zu ε-N-Trimethyllysin methyliert wird, können Mammalier nur proteingebundenes Lysin durch eine Lysin- Methyltransferase zu Trimethyllysin umsetzen (COX u. HOPPEL 1973). Das proteingebundene ε-N-Trimethyllysin ist als Vorläufer für die sich daran anschließende Carnitinsynthese anzusehen (REBOUCHE u. BROQUIST 1976; REBOUCHE et al. 1986;
OLSON u. REBOUCHE 1987). Das proteingebundene ε-N-Trimethyllysin wird im Säugetierorganismus durch Proteolyse verfügbar. Es entsteht teilweise bereits bei der intestinalen Verdauung und beim zellulären Proteinabbau im Organismus (LaBADIE et al.
1976).
Das durch Proteolyse freigesetzte ε-N-Trimethyllysin wird von einer mitochondrialen Hydroxylase zu β-Hydroxy-ε-N-Trimethyllysin hydroxyliert (Abb.2.2.). Diese Substanz wird durch Vermittlung einer Aldolase in Glycin und in γ-Butyrobetain-Aldehyd gespalten. Der Aldehyd wird anschließend zu γ-Butyrobetain oxidiert und durch eine weitere zytosolische Hydroxylase zu L-Carnitin umgesetzt. Beide, die mitochondrialen und die zytosolischen Hydroxylasen, die an diesem Syntheseweg beteiligt sind, benötigen α-Ketoglutarat und Sauerstoff als Co-Substrate. Ferner ist ihre Funktion abhängig von der Anwesenheit von Fe2+
und Ascorbat. Bei der Aldolasereaktion wird Pyridoxalphosphat als Co-Faktor benötigt (HULSE et al. 1978). Der Biosyntheseweg für Carnitin ist in Abbildung 2.2. veranschaulicht.
Proteingebundenes Lysin
3 S-Adenosyl-
Methionin 3 S-Adenosyl- Homocystein
ε- N-Trimethyllysin
α-Oxoglutarat + O 2 Lysin-Methylase
Succinat + CO 2 Ascorbat, Fe 2+
β-Hydroxy- ε-N-Trimethyllysin Glycin
Pyridoxalphosphat γ-Hydroxy-ε-N-
Trimethyllysin-Aldolase γ-Butyrobetain-Aldehyd
NAD +
NADH + H + Aldehyd-
Dehydrogenase
γ-Butyrobetain
Succinat + CO 2 α-Oxoglutarat
+ O2 Ascorbat, Fe2+
γ-Butyrobetain-Hydroxylase L-Carnitin ε-N-Trimethyllysin-Hydroxylase
γ-Butyrobetain-
Abb. 2.2. Biosynthese von L-Carnitin (HAECKEL et al. 1990)
Die Biosynthese von L-Carnitin im Körper ist abhängig vom Carnitingehalt der Nahrung, dem Lebensalter und auch vom Hormonstatus des Organismus (BÖHLES 1985).
Untersuchungen von REBOUCHE et al. (1986) und OLSON u. REBOUCHE (1987) deuten
darauf hin, daß die Verfügbarkeit von ε-Trimethyllysin im Körper den Umfang der L-Carnitinbiosynthese bestimmt. Die an der Umwandlung von ε-N-Trimetyllysin in γ-Butyrobetain beteiligten Enzyme wurden in vielen menschlichen und auch tierischen
Geweben, wie Skelettmuskel, Herz, Leber, Niere und Gehirn, gefunden (COX u. HOPPEL 1974; ENGLARD u. CARNICERO 1978; REBOUCHE u. ENGEL 1980 a). Das für den
letzten Umwandlungsschritt von γ-Butyrobetain zu L-Carnitin benötigte Enzym
Literaturübersicht 16
γ-Butyrobetain-Hydroxylase kommt in der Skelettmuskulatur und im Herzen nicht vor, so daß das Carnitin in diesen Geweben, welche besonders viel Carnitin enthalten, vom Blut aus transportiert werden muß (REBOUCHE u. ENGEL 1980 a) (Kap. 2.5.). Bei vielen Tierarten ist die γ-Butyrobetain-Hydroxylase nur in der Leber vorhanden (BØHMER 1974; COX u.
HOPPEL 1974; TANPHAICHITR u. BROQUIST 1974; CEDERBLAD et al. 1979), während es beim Menschen auch in den Nieren und im Gehirn zu finden ist (ENGLARD 1979). Bei Kaninchen, Hamstern, Rhesusaffen und Katzen konnte es ebenfalls in den Nieren nachgewiesen werden (ENGLARD u. CARNICERO 1978). Für Menschen eignen sich Tiere, bei denen Enzym γ-Butyrobetain-Hydroxylase in der Niere gefunden wurde, besonders gut als Tiermodelle zur Erforschung des Carnitinstoffwechsels in pathologischen Situationen mit Nierenbeteiligung, wie z.B bei Urämie.
2.3. Funktionen von Carnitin im Intermediärstoffwechsel
L-Carnitin besitzt mehrere Funktionen im Intermediärstoffwechsel. Eine besonders wichtige und gleichzeitig die am längsten bekannte ist seine katalytische Funktion als Carrier für den Transport langkettiger Fettsäuren aus dem Zytosol in die Mitochondrien, dem Ort der β-Oxidation (BREMER 1962; FRITZ 1955, 1963). Dieser intramitochondriale Transport aus dem Zytosol erfolgt in Form aktivierter Fettsäure-Carnitinester. Die Aktivierung der freien zytosolischen Fettsäuren findet an der Außenseite der Mitochondrienmembran (DE JONG u.
HÜLSMANN 1970; KRISANS et al. 1980), im endoplasmatischen Reticulum (DE JONG u.
HÜLSMANN 1970; KRISANS et al. 1980) und in den Peroxisomen (KRISANS et al. 1980) statt. An dem Transfer der aktivierten Fettsäuren vom CoA an Carnitin, dem anschließenden Transport der Carnitinester in die Mitochondrien und der Rückübertragung der Fettsäuren von Carnitin an CoA in den Mitochondrien sind mindestens drei Enzyme beteiligt, die Carnitin- Palmitoyl-Transferase I (CPT I), eine Translokase und in den Mitochondrien eine Carnitin- Palmitoyl-Transferase II (CPT II). Die verschiedenen an der Transacylierung beteiligten Carnitinacyltransferasen sind von der Kettenlänge der Fettsäuren abhängig, die von C 2 bis C 20 reichen kann. Somit bildet die Bezeichnung Carnitin-Acyl-Transferase (CAT) den Oberbegriff für die verschiedenen Fettsäuren übertragenden Enzyme (NORUM u. BREMER 1967; SOLBERG 1974). FRITZ u. YUE vermuteten aufgrund ihrer experimentellen Befunde schon 1963, daß es zwei unterschiedliche Formen von CPT mit unterschiedlicher Lokalisation
geben müsse. Spätere Forschungen ergaben Hinweise, daß sich die CPT I von der CPT II durch biochemische Merkmale unterscheidet. Die CPT I befindet sich nach diesen Untersuchungen an der zytosolischen und die CPT II an der Matrixseite der inneren Mitochondrienmembran (SKREDE u. BREMER 1970; HOPPEL u. TOMEC 1972). Zwanzig Jahre später stellten andere Forscher, teilweise mit Hilfe neuer Techniken, wie molekularbiologischen Methoden, jedoch eindeutig fest, daß CPT I sich an der äußeren Membran der Mitochondrien und CPT II an der inneren Membran der Mitochondrien befindet und daß diese beiden Enzyme sich in ihrer Aminosäurensequenz unterscheiden (MURTHY u.
PANDE 1987; GHADIMINEJAD u. SAGGERSON 1991; ESSER et al. 1993; WOELTJE et al. 1990). Mit Hilfe dieser Methoden wurden zwei Isoformen von CPT I beschrieben, ein Leber-α-Typ, der in allen Geweben außer der Skelettmuskulatur vorkommt, und ein β-Typ, der in Muskeln lokalisiert ist (ESSER et al. 1993; WEIS et al. 1994 a, 1994 b). Die verschiedenen Isoformen und ihre Funktionen werden in der Übersichtsarbeit von COOK und PARK (1999) eingehender besprochen.
Die durch Lipolyse freigesetzten oder aus der Nahrung stammenden langkettigen Fettsäuren werden im Zytosol durch membranständige Acyl-CoA-Synthasen in einer energieabhängigen Reaktion aktiviert. Acyl-CoA gelangt aus dem Zytosol in den Membranzwischenraum der Mitochondrienperipherie und wird dort durch CAT I mit Carnitin als Cosubstrat transacyliert.
Die Acylcarnitin-Translokase transportiert die Carnitinester im Austausch gegen freies intramitochondriales L-Carnitin durch die innere Mitochondrienmembran (NORUM u.
BREMER 1967; PANDE 1975; RAMSAY u. TUBBS 1975). In der Mitochondrienmatrix findet unter Mitwirkung von CPT II eine reversible Transacylierung statt, bei der wieder Acyl-CoA und freies L-Carnitin entstehen. Während das Carnitin erneut für den Transport von Fettsäuren zur Verfügung steht (BREMER 1962), werden die aktivierten Fettsäuren durch β-Oxidation zu Acetyl-Gruppen abgebaut. Im Zitratzyklus und der angeschlossenen Atmungskette wird Acetyl-CoA unter Bildung von energiereichen Phosphaten (ATP) bis zu CO2 und Wasser oxidiert. Diese Prozesse laufen normalerweise so ab, daß immer ausreichend CoA in den Mitochondrien für die β-Oxidation und für die Funktion des Zitratzyklusses zu Verfügung steht. Alternativ zu diesem Abbauweg können die Acetylgruppen in der Leber auch zur Synthese von Ketonkörpern herangezogen werden. Die β-Oxidation kann auf
Literaturübersicht 18
verschiedene Weise gesteuert werden kurzfristig dadurch, daß z.B. nach Mahlzeiten das Verhältnis von Glukagon : Insulin abfällt (McGARRY u. FOSTER 1980). Dies führt dazu, daß im Zuge einer verstärkten Lipogenese die Acetyl-CoA-Carboxylase stimuliert wird.
Dieses Enzym synthetisiert aus Acetyl-CoA Malonyl-CoA, das die hepatische CPT I stark hemmt (McGARRY et al. 1978; McGARRY u. FOSTER 1979; DE VRIES et al. 1997).
Langfristig kann die Enzymsynthese der hepatischen CPT I durch Transskription von CPT I beeinflußt werden. Thyroxin (MYNATT et al. 1994), Hunger (BRADY et al. 1989) und Diabetes (BRADY u. BRADY 1989) fördern, Sepsis dagegen (BARKE et al. 1992) hemmt die Transkription von CPT I.
Ein Acyl-CoA Bindungsprotein (ACBP) wurde erstmals von MOGENSEN et al. (1987) aus Rinderleber isoliert und gereinigt. Die Arbeitsgruppe von BHUIYAN et al. (1995) zeigte, daß das ACBP einen regulatorischen Effekt auf CPT I hat und möglicherweise als Regulator der β-Oxidation fungiert. In in-vitro Versuchen mit Rattenlebern wurde nachgewiesen, daß die Aktivität von CPT I in dem Assay nach Zugabe von ACBP anstieg. Ferner zeigte sich, daß die Konzentration von ACBP in der Leber von der Nahrungsaufnahme abhängig war. Ratten, denen in den letzten 24 Stunden keine Nahrung zugeführt wurde, zeigten im Vergleich zu Kontrolltieren signifikant erniedrigte ACBP-Werte in der Leber (46,7 ± 5 vs. 69 ± 7,2 pg/ng DNS). Dagegen ergab sich bei Ratten, denen 48 Stunden vor ihrem Tod eine fettreiche Nahrung (22 % Fett) verabreicht wurde, eine Erhöhung der ACBP-Werte im Vergleich zu den Kontrolltieren (103,9 ± 18 vs.69 ± 7,2 pg/ng DNS).
Im Gegensatz zu den langkettigen Fettsäuren können kurz - und mittelkettige Fettsäuren die innere Mitochondrienmembran ohne Carnitin als Vehikel passieren und in der Mitochondrienmatrix aktiviert werden (SCHOLTE u. GROOT 1975). Dies hat zur Folge, daß der intramitochondriale Transport von kurz- und mittelkettigen Fettsäuren carnitinunabhängig ist. Der Transport von kurz- und mittelkettigen Fettsäuren in die Mitochondrien wird vorwiegend von spezifischen Acyltransferasen katalysiert (SOLBERG 1974; BIEBER et al.
1982).
Eine wichtige metabolische Funktion von L-Carnitin bei Säugetieren besteht in der Kontrolle und Aufrechterhaltung eines für den Energiestoffwechsel erforderlichen Konzentrationverhältnisses zwischen Acyl-CoA und freiem Coenzym A. Dieses Konzentrationsverhältnis kann sich z.B in Richtung hoher Konzentrationen von Acetyl-CoA
verschieben, wenn die β-Oxidaton der Fettsäuren überproportional ansteigt oder wenn unter Vermittlung der Pyruvat-Dehydrogenase viel Pyruvat zu Acetyl-CoA umgesetzt wird. Freies CoA wird im Zitratzyklus bei der Umsetzung von α-Ketoglutarat zu Succinyl-CoA benötigt und eine niedrige Konzentration an freiem CoA beeinträchtigt die Funktion des Zitratzyklus.
Eine hohe Konzentration von Acetyl-CoA in der Zelle hemmt jedoch die Aktivität der Pyruvat-Dehydrogenase und wirkt dadurch stabilisierend auf das Acetyl-CoA/CoA-Verhältnis (PAULSON u. SHUG 1984). Die metabolische Funktion von L-Carnitin besteht darin, daß bei gesteigerter Synthese von Acetyl-CoA der aktivierte Acetylrest vom CoA auf Carnitin übertragen werden kann. L-Carnitin fungiert dabei als Acetylpuffer und regeneriert freies CoA (IDEELL –WEGNER et al. 1982). Das Acetyl-CoA : CoA Verhältnis in Mitochondrien eines ruhenden Skelettmuskels beträgt bei Menschen etwa 1 : 4 (20 : 80 µmol/kg Feuchtgewicht) (HARMEYER u. SCHLUMBOHM 1997). Durch Übertragung auf Carnitin können auch hohe Konzentrationen von Propionyl-CoA und von anderen an CoA gebundenen Abbauprodukten, z.B. von verzweigtkettigen Fettsäuren, die bei bestimmten Stoffwechsel- erkrankungen auftreten, aus den Mitochondrien entfernt und als Carnitinester mit den Urin ausgeschieden werden (SNOSWELL u. KOUNDAKJIAN 1972; BIEBER et al. 1982).
Peroxisomen enthalten ebenfalls Carnitin-Acyltransferasen und ein Enzymsystem zur β- Oxidation von Fettsäuren (BIEBER et al. 1981). Dieses wird vor allem zur Verkürzung sehr langkettiger Fettsäuren in Anspruch genommen (CHRISTIANSEN et al. 1979;
OSMUNDSEN et al. 1979). Die peroxisomale Acyltransferase stellt vermutlich verkürzte Acyl-CoA- Verbindungen und Acetyl-CoA zum Weitertransport in die Mitochondrien bereit, wo sie dann vollständig oxidiert werden. Ferner stimuliert Carnitin den Abbau und die Oxidation von verzweigtkettigen Aminosäuren (MAY et al. 1980).
2.4. Absorption von Carnitin
Die Bioverfügbarkeit von Carnitin aus der Nahrung beträgt 54 bis 87 %. Die intestinale Absorption hängt stark vom Carnitingehalt der Nahrung aber auch von deren Zusammensetzung ab (REBOUCHE u. CHENARD 1991). Carnitin wird im gesamten Dünndarm absorbiert. Neben einem aktiven Transportmechanismus, der es erlaubt, Carnitin auch entgegen einem Konzentrationsgradienten zu absorbieren, kann der Darm Carnitin auch
Literaturübersicht 20
auf passivem Wege durch Diffusion aufnehmen. Dieser Mechanismus dürfte vor allem bei hohen L-Carnitinkonzentrationen im Darmchymus eine Rolle spielen (GROSS u.
HENDERSON 1984; HAMILTON et al. 1986; MARCIANI et al. 1991; BUK et al.1992).
Eine Stunde nach der Nahrungsaufnahme befinden sich bei Ratten etwa 90 % des aus dem Darm absorbierten Carnitins in der Darmschleimhaut und werden von dort langsam in die Zirkulation abgegeben (GROSS u. HENDERSON 1984; BUK et al. 1992). Dadurch ist bei Ratten noch zwei Stunden nach der Nahrungsaufnahme ein Anstieg des Carnitingehaltes im Blut messbar (GUDJONSSON et al. 1985). Untersuchungen von Menschen und Ratten haben gezeigt, daß ein Teil des in der Nahrung enthaltenen Carnitins im Gastro-Intestinal-Trakt von Enterobakterien metabolisiert wird (REBOUCHE et al. 1984 a; SEIM et al. 1980; JUNG et al.
1987; REBOUCHE u. CHENARD 1991).
2.5. Verteilung und Transport von Carnitin im Organismus
Carnitin ist im Körper sehr ungleich auf die einzelnen Gewebe verteilt. Das Herz und die Skelettmuskeln benötigen bei Belastung besonders viel Energie, die sie bei körperlicher Beanspruchung überwiegend durch β-Oxidation von Fettsäuren gewinnen. Bei Säugern befinden sich wohl aus diesem Grunde 95 bis 98 % des Körpercarnitins in diesen Organen.
Auf die restlichen Gewebe, einschließlich Niere, Leber und die extrazelluläre Flüssigkeit, entfallen somit weniger als 5 % des Körpercarnitins. Bei Menschen beträgt nach RUDMAN et al. (1977) der Gehalt an Gesamtcarnitin (in µmol/g Feuchtmasse, x ± SEM) im Herzmuskel 4,8 ± 0,4, im M. pectoralis 3,2 ± 0,3, in der Leber 2,9 ± 0,2, in der Niere 1,0 ± 0,1 und im Gehirn 0,3. Die von BROOKS u. McINTOSCH (1975) bei Ratten ermittelten Konzentrationen liegen in einem ähnlichen Bereich (µmol/g Feuchtmasse bzw. Liter, x ± SD) mit einem Gesamtcarnitingehalt im Herzen von 1,42 ± 0,16, im M. quadriceps von 1,03 ± 0,14, und im Fettgewebe und Blutplasma von < 0,087. FLORES und Mitarbeiter (1996) zeigten bei neugeborenen Ratten, daß die Organkonzentration von Carnitin von der Nahrungsaufnahme abhing. Ferner scheint der Dünndarm eine Funktion als Carnitinspeicher zu besitzen. Neugeborene Ratten wurden gleich nach der Geburt in vier Gruppen eingeteilt.
1. Eine Gruppe, die nach der Geburt nicht gefüttert und gleich getötet wurde. 2. Eine Gruppe, die von der Mutter vier Tage lang gesäugt und dann getötet wurde. 3. Eine Gruppe, die durch eine Magensonde mit einem Milchaustauscher, die kein Carnitin enthielt (< 7 µmol
Carnitin/l), vier Tage lang ernährt und dann getötet wurde. 4. Eine Gruppe, die vier Tage lang durch eine Magensonde mit einem Milchaustauscher mit 300 µmol Carnitin pro Liter gefüttert und dann getötet wurde. Alle Tiere wurden vier Stunden nach der letzten Fütterung getötet.
Danach wurden Abschnitte des proximalen, mittleren und distalen Dünndarms, von Leber, Herz und M. quadriceps auf ihren Gehalt an Gesamtcarnitin untersucht. Die Carnitinkonzentration in den Skelett- und Herzmuskeln lag am niedrigsten bei den Tieren der ersten Gruppe (nie gefüttert) und am höchsten in der vierten Gruppe (300 µmol/l Milchaustauscher). Die Carnitinkonzentration in der Leber war bei den Welpen der zweiten Gruppe (Muttermilch) signifikant niedriger als bei denen der dritten Gruppe (< 7 µmol/l) und der vierten Gruppe (300 µmol/l). Dies ist mit Vorsicht zu beurteilen, da wahrscheinlich die Narkose die Carnitinkonzentration beeinflußt und zu falschen Ergebnissen führen kann. Die sich aus dem Carnitingehalt der Skelett-und Herzmukulatur ergebende Reihung der Gruppen Nummer 1, 3, 2 und 4 war auch in den einzelnen Darmabschnitten zu beobachten. Darüber hinaus war der Carnitingehalt in den einzelnen Darmabschnitten verschieden, Gruppe 4 (300 µmol/l) und 1 (nie gefüttert) besaßen die höchste Carnitinkonzentration im proximalen Dünndarm, Gruppe 2 (gesäugt) im mittleren Darmabschnitt und die Gruppe 3 (< 7 µmol/l) im distalen Dünndarm.
Der große Konzentrationsunterschied an Carnitin zwischen dem Blutplasma und dem Muskelgewebe von etwa 1 : 100 (REBOUCHE u. ENGEL 1980 b, 1983 a) hat zur Folge, daß Carnitin nur mit Hilfe eines aktiven Transportmechanismus vom Blut in die Muskelzellen gelangen und sich dort anreichern kann (WILLNER et al. 1978). Der Transportmechanismus für die Aufnahme von L-Carnitin aus dem Blut in das Gewebe ist gewebespezifisch. Er wurde in Leberzellen (CHRISTIANSEN u. BREMER 1976), in Herzzellen (MØLSTAD 1980;
MØLSTAD et al. 1977, 1978) und in Muskelzellen (REBOUCHE 1977) näher untersucht.
Die Untersuchungen zeigten unter anderem, daß Muskelzellen Carnitin viel langsamer aufnehmen als Leberzellen. Dieser Unterschied scheint mit der höheren Umsatzrate von Carnitin in der Leber im Vergleich zur Muskulatur in Beziehung zu stehen (BROOKS u.
McINTOSCH 1975; REBOUCHE u. ENGEL 1983 a).
Aus Rattenherzen wurde ein Protein isoliert, das Carnitin mit hoher Affinität bindet. Es wird vermutet, daß es am Transport von Carnitin aus dem Blutplasma in die Muskelzellen beteiligt ist (CANTRELL u. BORUM 1982). Neben den ausgeprägten Unterschieden in der
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Konzentration von Carnitin zwischen den einzelnen Körpergeweben, die, Spezies übergreifend, zu beobachten sind, gibt es im Gehalt an Carnitin in vielen Geweben zwischen einzelnen Tierarten ebenfalls erhebliche Unterschiede (Kap. 2.10.).
2.6. Renale Ausscheidung und tubuläre Resorption von Carnitin
Carnitin wird bei Säugetieren im Körper, soweit bekannt, nicht abgebaut, sondern nur über die Nieren ausgeschieden (CEDERBLAD et al. 1982; REBOUCHE u. CHENARD 1991).
Menschen scheiden täglich mit dem Urin etwa 100 bis 300 µmol (entsprechen 16,12 – 48,4 mg) und Ratten 1 bis 2 µmol/100 g KGW (entsprechend 0,1612 – 0,32 mg) Carnitin aus. Im Urin befinden sich freies und Acyl-Carnitine (FROHLICH et al. 1978; HOKLAND u.
BREMER 1986; VALKNER u. BIEBER 1982). Weniger als 2 % des insgesamt vom Körper ausgeschiedenen Carnitins befindet sich in den Faeces (REBOUCHE u. CHENARD 1991).
Die Menge ist jedoch zur Beurteilung der Carnitinbilanz von geringer Bedeutung, da die Mikroorganismen, besonders im Dickdarm, vermutlich viel Carnitin abbauen können.
Carnitin einschließlich seiner Ester, ist glomerulär frei filtrierbar und wird tubulär zu 90 bis 98 % resorbiert (FROHLICH et al. 1978; REBOUCHE u. MACK 1984; REBOUCHE et al.
1993; STADLER et al. 1993). Die tubuläre Resorption von freiem Carnitin ist effektiver als die von Acylcarnitinen (HOKLAND u. BREMER 1986). Die tubuläre Resorption von Carnitin scheint jedoch bereits bei normaler Carnitinversorgung in der Nähe des tubulären Transportmaximums zu liegen. Mit steigendem Carnitinspiegel im Plasma steigt die Carnitinausscheidung rasch an (REBOUCHE et al. 1993). Die ausgeschiedene Menge ist jedoch darüber hinaus von vielen weiteren Faktoren abhängig, wie z.B. vom Geschlecht (MAEBASHI et al. 1976), vom Alter (MAEBASHI et al. 1982), der körperlichen Aktivität (SUZUKI et al. 1976) und der Nahrungszusammensetzung. STADLER und Mitarbeiter (1993) haben zehn Erwachsene (6 Männer (27 ± 2 Jahre) und 4 Frauen (29 ± 1 Jahre)) jeweils vier Diäten über sechs Tage verabreicht. Die Diäten waren isoenergetisch aber im Protein-, Kohlenhydrat- und Fettgehalt verschieden. Sie enthielten alle gleich viel Carnitin. Im einzelnen handelte es sich um Diäten mit niedrigem Proteingehalt (NP), mit hohem Proteingehalt (HP), hohem Fett- (HF) und hohem Kohlenhydratgehalt (HK). Die ausgeschiedenen Carnitinmengen waren bei NP niedriger als bei HP. Dieser Unterschied ging parallel mit einer niedrigeren glomulären Filtrationsrate (GFR) bei der NP-Diät. Es ist
bekannt, daß die GFR beim Verzehr von viel Protein im Vergleich zu weniger Protein ansteigt (PULLMAN et al. 1954). Ferner war die ausgeschiedene Menge Carnitin nach Aufnahme einer HF-Diät im Vergleich zu einer HK-Diät erhöht. Dieser Effekt war unabhängig von der GFR. Die Carnitinkonzentration im Plasma war bei HF mit 40,3 ± 6,8 µmol/l jedoch um 13 % höher als bei HK. Entsprechend war die glomerulär filtrierte Menge an Carnitin angestiegen. Ähnliche Ergebnisse wurden von CEDERBLAD 1987 gefunden (Kap. 2.8.1.). FROHLICH und Mitarbeiter (1978) haben sechs Erwachsene (5 Männer und 1 Frau im Alter von 21 bis 54 Jahren) jeweils 12, 24 und 36 Stunden hungern lassen. Der Hunger reduzierte den Carnitinplasmaspiegel und die Ausscheidung von Carnitin im Harn.
Nach 36 Stunden betrug die Serumkonzentration nur noch 72 % und die Harnkonzentration nur noch 23 % der Konzentration vor dem Hungern (FROHLICH et al. 1978).
Aus in-vitro Versuchen mit Rattennieren konnte abgeleitet werden, daß es sich bei der tubulären Resorption von Carnitin um einen sekundär aktiven Na+-abhängigen Transportmechanismus handelt (HUTH et al. 1978; REBOUCH u. MACK 1984; HOKLAND u. BREMER 1986).
Außerdem wird Carnitin in relativ großer Menge in der Milch ausgeschieden (Kap. 2.8.2. u.
2.8.6.). Vegetarier nehmen weniger Carnitin mit der Nahrung auf und scheiden im Urin weniger Carnitin aus als Gemischtköstler (REBOUCHE et al. 1993).
2.7. Der Umsatz von L-Carnitin im Körper
Mit Hilfe von radioaktiv markiertem Carnitin ist es möglich, den Carnitinstoffwechsel in-vivo näher zu untersuchen. Solche Versuche vermitteln Kenntnisse über den Carnitinumsatz im ganzen Organismus, über die Verteilung von Carnitin in einzelnen Körperkompartimenten und über die Größe der Carnitinströme (Fluxe) zwischen diesen Kompartimenten. Dadurch liefern diese Versuche auch wertvolle Anhaltspunkte über den Bedarf an Carnitin und zu der Frage, welche Mengen an Carnitin der Körper ständig neu durch eigene Biosynthese oder intestinale Absorption bereitstellen muß.
Derartige Untersuchungen wurden bei Ratten (CEDERBLAD u. LINDSTEDT 1976), Hunden und Menschen (REBOUCHE u. ENGEL 1983 a, 1984) durchgeführt. Dazu wurde [14C- Methyl]- (CEDERBLAD u. LINDSTEDT 1976) und [3H-Methyl]-Carnitin (REBOUCHE u.
ENGEL 1983 a, 1984) eingesetzt. Alle diese Versuche erbrachten zunächst die Erkenntnis,
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daß L-Carnitin im Körper praktisch nicht abgebaut wird. Nach Verabreichung des radioaktiv markierten Carnitins waren in den folgenden Wochen im Plasma keine markierten Abbauprodukte von Carnitin nachweisbar. Diese Beobachtungen lassen darauf schließen, daß der irreversible Abstrom von Carnitin aus dem Plasma ausschließlich durch renale Ausscheidung und möglicherweise durch Ausscheidung in den Darm erfolgt.
CEDERBLAD u. LINDSTEDT (1976) haben Ratten eine einmalige Dosis von 14C- markierten L- und DL-Carnitin intraperitoneal verabreicht und den Verlauf der spezifischen Radioaktivität von Carnitin im Plasma bis zu 16 Tage nach Verabreichung der Dosis gemessen. Da sich der Verlauf dieser Kurven mit Hilfe einer zweiexponentiellen Funktion gut beschreiben ließ, wurde der Carnitinstoffwechsel auf der Grundlage dieser Daten mit Hilfe eines Zweikompartimentmodells berechnet. Nach Auffassung der Autoren repräsentierte das erste Kompartiment im wesentlichen die extrazelluläre Flüssigkeit und das zweite Kompartiment das übrige Gewebe und hier hauptsächlich die Muskulatur. Die Autoren berechneten für das erste Kompartiment pro Tier eine Carnitinmenge (Pool) von 14 µmol und für das zweite Kompartiment einen Carnitin-Pool von 39 bis 47 µmol, der entsprechend mit 7 und 2 % pro Stunde umschlugen (Turnover). Diese Zahlen können jedoch keinen im Körper tatsächlich ablaufenden physiologischen Vorgängen zugeordnet werden. Zum einen ist der Carnitinpool des ersten Kompartiments mit 25 % des Gesamtcarnitinpools des Körpers viel zu groß, um die extrazelluläre Flüssigkeit zu repräsentieren. Die extrazelluläre Flüssigkeit einschließlich Blutplasma enthält nach heutiger Kenntnis weniger als 1 % des Gesamtcarnitinpools des Körpers. Zum anderen dürfte die für eine Kompartimentsanalyse notwendige Voraussetzung einer punktuellen Einmalinjektion des radioaktiven Markers in das erste Kompartiment (sampling pool) nicht erfüllt sein, da die Autoren das radioaktiv markierte Carnitin intraperitoneal verabreicht haben. Der Verlauf der Radioaktivitäts- Zeitkurve des Plasmas, der die Grundlage für die Berechnungen bildete, wurde vermutlich durch einen sich über längere Zeit hinziehenden und sich zeitlich ändernden Einstrom von radioaktiv markiertem Carnitin und einen gleichzeitigen Abstrom von Carnitinradioaktivität geprägt. Hinzu kommt noch, daß die intraperitoneal verabreichte, markierte Carnitindosis in einer Carnitinmenge von etwa 6 µmol vorlag. Diese Dosis entsprach über 40 % des Carnitinpools im Kompartiment eins. Diese versuchsbedingte Vergrößerung des Carnitinpools im Kompartiment eins kann einen zusätzlichen Einfluß auf den Carnitinumsatz
ausüben. Dennoch geben diese Untersuchungen einen deutlichen Hinweis darauf, daß das Carnitin in dem Kompartiment eins, dem auch das Blutplasma zuzurechnen ist, relativ rasch umgesetzt wird.
Einen wesentlich genaueren Einblick in den Carnitinstoffwechsel bieten die Versuche von REBOUCHE u. ENGEL bei Hunden und Menschen. Diese Autoren haben radioaktiv markiertes Carnitin „trägerfrei“ Hunden und Menschen in Form einer einmaligen Dosis intravenös verabreicht und den Verlauf der spezifischen Carnitinradioaktivität im Blutplasma über einen Zeitraum von bis über 28 Tagen gemessen. Die auf diese Weise gewonnenen Radioaktivitäts-Zeitkurven ließen sich gut durch eine dreiexponentielle Funktion beschreiben.
Sie bildete damit die Grundlage für eine Berechnung des Carnitinstoffwechsels im Rahmen eines parallel angeordneten Dreikompartimentmodells. Die Autoren glauben, daß Kompartiment (A) etwa die extrazelluläre Flüssigkeit einschließlich des Blutplasmas, das zweite Kompartiment (B) die Muskulatur und das dritte Kompartiment (C) das übrige Gewebe (u.a. Leber,Niere, Darm) repräsentiert.
Die folgenden bei Hunden und Menschen sehr ähnlichen Befunde gehen aus dieser Studie hervor. Die im Körper insgesamt vorhandene Carnitinmenge (Körpergesamtpool) betrug beim Hund 1,4 und bei Menschen 1,1 mmol/kg Körpergewicht. Davon befinden sich beim Hund und Mensch entsprechend 0,3 und 0,9 % im Kompartiment A, 97,8 und 95,5 % im Kompartiment B und 1,9 und 3,5% im Kompartiment C. Die relativ geringe Menge Carnitin im Kompartiment A (Blutplasma und interstitielle Flüssigkeit) wird beim Hund alle 26 und beim Menschen alle 66 Minuten einmal umgeschlagen (turnovertime). In absoluten Zahlen entspricht das einem ständigen Abstrom (disappearence rate) von Carnitin aus diesem Kompartiment beim Hund (11 kg KGW) von 98 und beim Menschen (80 kg KGW) von 716 µmol pro Stunde.
Dem entsprechend gelangen beim Hund und Menschen von diesem abströmenden Carnitin 59,9 bzw. 59,6 % in die Muskulatur (Kompartiment B), 34,6 bzw. 34,5 % in die anderen Gewebe (Kompartiment C) und 5,5 bzw. 5,9 % werden ausgeschieden. Diese Teilabströme (Fluxkomponenten) weisen prozentual zwischen Hunden und Menschen große Ähnlichkeiten auf. Absolut gibt es sowohl bei Hunden als auch bei Menschen große individuelle Unterschiede bei diesen Fluxkomponenten (>100%).
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Bei normalen Erwachsenen (Mensch bzw. Hund) mit konstanter Muskelmasse und gleichbleibender Ernährung ist der Carnitineinstrom aus dem Kompartiment A in die Muskulatur (Kompartimen B) ebenso zu groß wie der Abstrom von Carnitin aus dem Kompartiment B in die extrazelluläre Flüssigkeit (Kompartiment A). Von dieser Annahme gingen die Autoren REBOUCHE u. ENGEL aus. Man muß aber annehmen, daß beim Wachstum, bei erhöhter Carnitinaufnahme mit der Nahrung oder bei Beginn eines körperlichen Trainings der Einstrom von Carnitin in die Muskulatur größer ist als der Abstrom aus der Muskulatur. Umgekehrt dürften die Verhältnisse bei Hunger, einer Detrainingsperiode oder bei Krankheiten sein. Ferner ist anzumerken, daß in den hier zitierten Untersuchungen der Carnitineinstrom (Influx) aus dem Kompartiment C (Leber, Niere, Darm u.a.) in das Kompartiment A (Blutplasma und interstitielle Flüssigkeit) beim Hund um 12 % und bei Menschen um 20 % größer war als der Abstrom (Efflux) von Carnitin. In dieser Differenz manifestiert sich sowohl die hepatische Carnitinbiosynthese als auch die intestinale Absorption von Carnitin. Leider erlauben die Untersuchungen von REBOUCHE u. ENGEL nicht, diese beiden Anteile getrennt zu erfassen.
Ein grober Anhaltspunkt dafür, wie viel Carnitin Hunde bzw. Menschen dem Körper täglich (durch eigene Biosynthese und intestinale Absorption) neu zuführen, kann man aus den renalen und fäcalen Ausscheidungen von Carnitin in diesen Versuchen gewinnen. Diese Menge betrug beim Hund 21 und beim Menschen 77 mg pro Tag. Dies entspricht 5,5 % (Hund) und 2,8 % (Mensch) des Carnitinumsatzes des Kompartiments A (Blutplasma und interstitielle Flüssigkeit). Dieser Schätzwert dürfte jedoch in der unteren Grenze der tatsächlichen Menge liegen. Dazu ist zu vermuten, daß Carnitin in größeren Mengen im Darm sezerniert wird, als von der fäcalen Ausscheidung abgeleitet werden kann. Es ist wahrscheinlich, daß das Carnitin des Darmchymus des Dickdarms weitgehend abgebaut und daher nicht mit den Faeces ausgeschieden wird.
2.8. Der Carnitinbedarf
2.8.1. Menschen (gesunde Erwachsene)
Bei gemischter Kost nehmen Menschen täglich etwa 10 bis 100 mg Carnitin mit der Nahrung auf (MITCHELL 1978). Pflanzliche Nahrung enthält fast immer wenig Carnitin. In fleischhaltigen Lebensmitteln ist der Carnitingehalt dagegen sehr viel höher (Kap.2.10.). Es
überrascht daher vielleicht, daß die Konzentrationen an Gesamtcarnitin im Plasma bei reinen Vegetariern im Mittel zwar signifikant, aber nur geringfügig niedriger (47 und 37 µmol/l, entsprechend bei Männern und Frauen) als bei Gemischtköstlern sind (49 und 43 µmol/l) (LOMBARD et al. 1989). Allerdings geht die renale Carnitinausscheidung durch den Wechsel auf rein pflanzliche Kost von 5,8 und 4,7 µmol/(kg·d), entsprechend bei Männern und Frauen, auf weniger als ein Viertel zurück (LOMBARD et al. 1989). Nach Untersuchungen an Ratten entfallen mehr als 90 % der Carnitinausscheidung auf die renale Ausscheidung (CAMPBELL et al. 1973; BROOKS u. McINTOCH 1975). Wenn man annimmt, daß dieses auch für Menschen zutrifft, ließe sich die endogene Carnitinsynthese bei reinen Vegetariern, welche praktisch kein Carnitin mit der Nahrung aufnehmen, aus der renalen Carnitinausscheidung abschätzen. Diese beträgt nach Untersuchungen von RUDMAN et al. (1977) etwa 100 µmol/d (16 mg/d). Personen mit gemischter Kost nehmen täglich im Mittel etwa 400 µmol Carnitin mit der Nahrung auf. Bei diesem Personenkreis beträgt die renale Carnitinausscheidung ebenfalls etwa 400 µmol/d. RUDMAN und Mitarbeiter schließen daraus, daß unter diesen Bedingungen endogen praktisch kein Carnitin mehr synthetisiert wird. Dieser Schluß muß jedoch als unsicher angesehen werden, da es unwahrscheinlich ist, daß das oral aufgenommene Carnitin zu 100 % absorbiert wird.
Die körpereigene Synthese von Carnitin kann durch reichliche alimentäre Zufuhr von Aminosäuren, die für die Synthese nötig sind, verbessert werden. REBOUCHE u. Mitarbeiter (1989) haben drei Gruppen (a bis c) von 6 bzw. 5 Erwachsenen beiderlei Geschlechts im Alter zwischen 19 und 42 Jahren 10 Tage lang eine relativ carnitinarme Diät (0,8 –1,5 µmol/(kg·d) verabreicht. Direkt anschließend wurden die Mahlzeiten über zehn Tage mit je 75 mg/(kg·d) mit a) L-Methionin und L-Lysin, b) ε-N-Trimethyllysin und c) γ-Butyrobetain supplementiert.
Die Carnitinkonzentrationen im Plasma blieben dabei in Gruppe a unverändert, stiegen in Gruppe b um 13 bis 33 % und in Gruppe c um 60 bis 78 % an. Deutlicher war der Effekt der Supplementierung auf die renale Carnitinausscheidung, die während der Zulageperiode in den Gruppen a bis c entsprechend um das 2.4-, 3.9- und das 40-fache anstieg. Auf den Carnitingehalt des Muskels hatte die 10-tägige Zulage keinen Effekt (3.8 bis 4.7 µmol/kg Feuchtmasse). Der Anteil an Kohlenhydraten bzw. an Fett in der Nahrung beeinflußt beim Menschen möglicherweise den Carnitinstatus. Dafür sprechen Untersuchungen von CEDERBLAD (1987), in denen ein solcher Effekt einer kohlenhydratreichen- und einer
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fettreichen Diät miteinander verglichen wurden. Der Autor hat sieben Männern im Alter von 22 bis 44 Jahren nacheinander jeweils für vier Tage (mit drei Tagen Pause dazwischen) eine Diät verabreicht, bei der die Anteile an verdaulicher Energie aus Kohlenhydraten und Fetten entweder 51 und 30 bzw. 29 und 54 % ausmachten. Die Diäten waren isocalorisch sowie im Proteingehalt und in der täglichen Carnitinaufnahme etwa gleich. Bei Aufnahme der fettreichen Mahlzeiten stieg die Konzentration an Gesamt-carnitin im Plasma gegenüber der kohlenhydratreichen Diät signifikant um 6 % und die renale Carnitinauscheidung signifikant um 50 % an. Die Arbeitsgruppe von LENNON (1986) wollte feststellen, ob es eine Beziehung zwischen der Carnitinaufnahme und dem Carnitingehalt im Blut bzw. Muskel gibt.
Sie führten eine vollständige Rekonstruktion der Nahrungsaufnahme der letzten 24 Stunden von 14 Frauen und 14 Männern (mit unbekannten Alter) durch. Die Carnitinaufnahme der einzelnen Probanden wurde auf der Grundlage des Carnitingehaltes in verschiedenen Nahrungsmitteln und der aufgenommenen Menge durch die einzelnen Personen ausgerechnet.
Ca. 8 ½ Stunden nach der letzten Mahlzeit wurden eine Muskelbiopsie von M. vastus lateralis und Blutproben entnommen. Zwischen der Carnitin-aufnahme und dem Carnitingehalt im Plasma bestand in dieser Studie eine signifikante (p < 0,01) positive Beziehung, nicht aber zum Carnitingehalt im Muskel.
2.8.2. Bei Schwangerschaft und Laktation
Während der Schwangerschaft nimmt bei der Mutter die Carnitinkonzentration im Plasma ab.
In einem Versuch von CEDERBLAD et al. (1986) betrug der Gesamtcarnitinspiegel im Plasma bei 19 Frauen vor der Konzeption 39 ± 6,3 µmol/l. Acht Wochen nach der Konzeption war die Plasmakonzentration auf 32,8 ± 4,6 µmol/l und nach 36 Wochen auf weniger als die Hälfte des Ausgangswertes (17,3 µmol/l) gefallen. Der größte Abfall fand zwischen der achten und zwanzigsten Woche statt. Die Acylcarnitinkonzentration im Plasma blieb im Laufe der Schwangerschaft unverändert. Acht Wochen nach der Geburt hatte die maternale Carnitinkonzentration im Plasma wieder den präkonzeptionellen Wert erreicht. In einem weiteren, von den gleichen Autoren durchgeführten Versuch wurde die renale Clearance von Carnitin bei 12 Frauen ab der 28. Schwangerschaftswoche bis zur Geburt untersucht. Im Vergleich zu nicht-schwangeren Frauen lag in dieser Periode die Acylcarnitinclearance viermal höher, während die Clearance von freiem Carnitin bei Schwangeren nicht von der bei
Nicht-Schwangeren verschieden war (AC: 53,9 ± 29,4 vs. 13,3 ± 3,0 ml/min, FC: 3,5 ± 2,8 vs.
2,8 ± 1,9 ml/min). Der Gehalt an Gesamtcarnitin im Plasma entsprach in dieser Periode dem des ersten Versuchs von CEDERBLAD et al. (1986). SCHODERBECK et al. (1995) haben einen ähnlichen Abfall von Carnitin im Blut bei 88 schwangeren Frauen festgestellt. In diesem Versuch wurde die Carnitinkonzentration im Gesamtblut, im Plasma und in den Erythrozyten von der 12. Schwangerschaftswoche bis zur Geburt gemessen. Bereits in der 12.
Schwangerschaftswoche wurde eine signifikante (p < 0,01) Verminderung des Gesamtcarnitins im Gesamtblut und im Plasma, verglichen mit Werten von nicht- schwangeren Frauen, gefunden (Gesamtblut: 24 ± 6,6 vs. 41 ± 8,4 µmol/l, Plasma: 21 ± 3,4 vs. 40 ± 14,3 µmol/l). Ferner sank auch bei diesen Schwangeren das Gesamtcarnitin im Plasma im Laufe der Schwangerschaft von der 12. Woche bis zum Geburtszeitpunkt von 21 ± 3,4, auf 15 ± 6,0 µmol/l. Parallel zur Abnahme des Gesamtcarnitins kam es auch bei diesen Personen zu einer signifikanten (p < 0,01) Verminderung des freien Carnitins, während sich die Spiegel der kurzkettigen Acylcarnitinester während der Schwangerschaft kaum änderten.
Der Gehalt an Carnitin in den Erythrozyten lag bei Schwangeren (12. Woche) ebenfalls niedriger als bei nicht-schwangeren Frauen (96 ± 33 vs. 164 ± 68 µmol/g Hb). In diesen Zellen nahm die Carnitinkonzentration im Laufe der Schwangerschaft jedoch bis zur Geburt wieder bis auf 155 ± 93 µmol/g Hb zu. In den Erythrozyten befinden sich nach diesen Untersuchungen bei nicht-schwangeren Frauen etwa 39 % des gesamten Carnitins des Blutes.
Der Anteil des Carnitins in den Erythrozyten an Gesamtcarnitin des Blutes stieg in der Schwangerschaft von 45 % (12. Woche) auf 61 % bei der Geburt.
Während der Schwangerschaft scheint der Fötus auf die Zufuhr von Carnitin von der Mutter angewiesen zu sein. Dafür spricht, daß bei normal Geborenen und frühgeborenen Babies die Konzentration an freiem Carnitin im mütterlichen Plasma höher ist als im venösen Umbilicalplasma (NOVAK et al. 1981). Andererseits ist die Konzentration an Gesamtcarnitin im venösen Umbilicalplasma signifikant (p<0,05) höher als im maternalen Plasma. Daraus resultiert, daß fetales venöses Plasma bedeutend mehr Carnitinester (p<0,01) enthält als mütterliches Plasma. Bei frühgeborenen Babies ist dieser Trend in Richtung Carnitinester noch ausgeprägter als bei termingerecht geborenen Kindern (NOVAK et al. 1981). Es ist noch nicht geklärt, ob der Fötus oder die Plazenta für diese Konzentrationsunterschiede von Acylcarnitin verantwortlich sind. SCHODERBECK et al. (1995) haben die
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Carnitinkonzentration in Erythrozyten während der Geburt im Nabelschnurblut (venös, arteriell ?) und im Blut der Mutter gemessen. Die Konzentration an Gesamtcarnitin in Erythrozyten war im Nabelschnurblut höher als im mütterlichen Blut (199 ± 89 vs. 155 ± 93 µmol/g Hb). Der Carnitingehalt in der fötalen Muskulatur nahm während der Schwangerschaft allmählich zu. Er korrelierte positiv mit dem Gestationsalter. In der 25.
Woche betrug die Konzentration etwa 0,82 mmol/kg FM, in der 42. Woche 2,17 mmol/kg FM. Diese schwangerschaftsabhängige Zunahme deutet bereits darauf hin, daß der Gehalt an Muskelcarnitin bei frühgeborenen Kindern erheblich niedriger ist als bei termingerecht geborenen Kindern (0,82 vs. 2,17 mmol/kg FM) (SHENAI u. BORUM 1984).
In Versuchen von SANDOR und Mitarbeitern (1982) wurde Muttermilch von Tag 1, 2, 3, 4, 5, 6, 21, 40 bis 50 und > 60 post partum von 27 Müttern, die termingerechte Geburten hatten, untersucht. Die Carnitinaufnahme mit der Nahrung wurde nicht erfaßt. Die mittlere Konzentration an Gesamtcarnitin war die ersten 21 Tage post partum mit 62,9 µmol pro Liter etwa konstant (56 bis 69,8 µmol/l). Nach 40 bis 50 Tagen war die Konzentration mit 35,2 ± 1,26 µmol/l auf ca. die Hälfte der während der ersten 21 Laktationstage nachweisbaren Konzentration gefallen. Danach wurde kein weiterer Abfall der Carnitinkonzentration in der Muttermilch festgestellt. Obwohl sich das Milchvolumen zwischen dem 1. und 5.
Laktationstag vervierfachte (118 vs. 404 ml/d), beeinflußte dies nicht den Carnitingehalt der Milch. MITCHELL u. SNYDER (1991) fanden in Muttermilch von 14 Frauen (zwischen 1. und 10. Laktationsmonat) eine mittlere Carnitinkonzentration von 45 ± 3 µmol pro Liter.
Davon waren 81 % frei. Der Carnitingehalt der Milch lag in dieser Studie um 10 mmol/l höher als bei SANDOR et al. (1982), der Milchproben zwischen dem 40. und 50.
Laktationstag gemessen hatte. Die Frage nach einem möglichen Zusammenhang zwischen dem Carnitingehalt der Nahrung und der Carnitinkonzentration der Muttermilch wurde ebenfalls untersucht. Dazu wurden Mütter nach Nahrungszusammensetzung und Verzehrsmenge während der letzen drei Tage befragt und der Carnitingehalt wurde danach ausgerechnet. Auf dieser Basis konnte kein Zusammenhang zwischen Carnitinaufnahme und der Carnitinkonzentration in der Milch festgestellt werden (SANDOR et al. 1982).
KERNER et al. (1984) haben in Sauenkolostrum, die am Tag der Geburt gewonnen wurde, einen Gehalt an Gesamtcarnitin von 369 ± 125 µmol pro Liter festgestellt. Dieser Gehalt lag
etwa sechsfach höher als im Muttermilchkolostrum. Die Konzentration nahm bei Sauen jedoch schon zwischen 24 und 48 Stunden auf 269 ± 100 µmol/l ab. In Muttermilch ist der Gehalt dagegen in den ersten sechs Tagen nahezu konstant. Darüber hinaus betrug der Anteil an Acylcarnitin in Sauenmilch 95 % und in Muttermilch nur 15 %.
ROOS et al. (1992) untersuchten den Verlauf der Carnitinkonzentration und seiner Ester in der Milch von fünf Paar Zwillingskühen vom 2. bis 200. Laktationstag. Ähnlich wie beim Menschen sank der Gehalt an Gesamtcarnitin innerhalb von sechs Wochen von 537 µmol/l auf ein konstantes Niveau von 183 µmol/l. Allerdings besitzt Kuhmilch eine 8,5-fach höhere Carnitinkonzentration als Muttermilch. Der Anteil an freiem Carnitin lag mit 70 % des Gesamtcarnitins wie bei Muttermilch. Die Untersuchungen von ROOS und Mitarbeitern zeigten ferner, daß der Carnitingehalt mit der Höhe der Milchleistung und mit der Anzahl an Laktationen negativ korrelierte (ROOS et al.1992).
Der Effekt einer Carnitinsupplementierung auf die Carnitinkonzentration der Milch wurde u.a. bei Tieren untersucht (Kap.2.8.6.).
2.8.3. Säuglinge
SCHOLTE u. DE JOUNG (1987) haben darauf hingewiesen, daß die Carnitinkonzentrationen in der Muskulatur und im Plasma bei neugeborenen Kindern deutlich geringer sind als bei Erwachsenen (Muskel: 1,98 vs. 3,96 mmol/kg) (Plasma: 30 vs. 50 µmol/l).
Die Fähigkeit zur Biosynthese von L-Carnitin ist bei Neugeborenen noch wenig entwickelt und nimmt postnatal in den ersten Tagen fortlaufend zu (HAHN 1981). Dieses dokumentiert sich bei Ratten in einer Zunahme der Aktivität der hepatischen CPT I und in einer vierzehnfachen Abnahme der Hemmbarkeit dieses Enzyms durch Malonyl-CoA während des ersten Lebenstages (SAGGESON u. CARPENTER 1982). Die Aktivität der γ-Butyrobetain- Hydroxylase, das Enzyms das Carnitin synthetisiert, beträgt bei neugeborenen Kindern nur 12 % der Aktivität einer Fünfzehnjährigen, die die gleiche Aktivität wie Erwachsene besitzt.
Mit zweieinhalb Jahren war die Aktivität der γ-Butyrobetain-Hydroxylase auf 30 % der Aktivität einer Fünfzehnjährigen angestiegen (REBOUCHE u. ENGEL 1980 b). Die altersabhängige Zunahme der Carnitinbiosynthesekapazität erscheint sinnvoll, da sich der
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Körper nach der Geburt mehr und mehr von Glucoseverbrennung auf Fettverbrennung umstellt.
Bei Säuglingen, die mit Milchaustauschern auf Sojaproteinbasis ohne Carnitinsupplement ernährt wurden, blieb der Carnitinspiegel im Plasma nach der Geburt deutlich hinter dem zurück, der sich bei muttermilchernährten Säuglingen einstellte (BORUM et al. 1979;
NOVAK et al.1979). SHORTLAND et al. (1998) gingen der Frage nach, ob bei frühgeborenen Babies eine Supplementierung von Muttermilch und Muttermilchersatz mit 25 mg L-Carnitin pro kg pro Tag das Längenwachstum und die Gewichtszunahme der Kinder verbessert und das Auftreten von Hypoglykämie dadurch vermindert wird. Das Carnitinsupplement erhöhte zwar signifikant die Carnitinkonzentration des Plasmas und die renale Ausscheidung von Carnitin, positive Effekte auf Längenwachstum und Gewichtsentwicklung sowie auf Reduktion hypoglykämischer Zustände wurden durch die Carnitinsupplementation jedoch nicht beobachtet. L-Carnitin aus Muttermilch ist für Säuglinge besser verfügbar als Carnitin aus Kuhmilch. Gestillte Säuglinge wiesen im Plasma eine höhere L-Carnitinkonzentration auf als Säuglinge mit Fomulaernährung auf Kuhmilchbasis, obwohl der Carnitingehalt in der Muttermilch niedriger war als der im Muttermilchersatz (CURRY u. WARSHAW 1978). Andere Untersuchungen zeigen ferner, daß Säuglinge, die mit der Nahrung wenig oder kein Carnitin aufnehmen, niedrigere Plasmakonzentrationen an Carnitin und höhere Konzentrationen an freien Fettsäuren aufweisen als Säuglinge, die ausreichend mit Carnitin versorgt wurden (SCHIFF et al. 1979;
OLSON et al. 1989).
Auch bei Ferkeln und Kälbern ist damit zu rechnen, daß die Carnitinkonzentrationen des Plasmas nach Absetzen, besonders nach Frühabsetzen, abfällt.
2.8.4. Vegetarier
Vegetarier weisen geringere Konzentrationen an Carnitin im Plasma auf und scheiden weniger Carnitin mit dem Urin aus als Gemischtköstler LOMBARD (1989). In einer Untersuchung mit 22 Vegetariern (9 Erwachsene, 13 Kinder) und 30 Gemischtköstlern (15 Erwachsene, 15 Kinder) wurde im Plasma der Vegetarier eine Carnitinkonzentration von 41,7 µmol/l und bei den Gemischtköstlern eine Konzentration von 46,4 µmol/l festgestellt.
Die Carnitinausscheidung belief sich entsprechend auf 1,22 und 2,5 µmol/(kg·d). Die
Unterschiede fielen bei Kindern jedoch größer aus (Plasma: 33,0 vs. 46,4 µmol/l, Urin: 1,2 vs.
7,14 µmol/(kg·d). DE LANGHE et al. (1989) stellten ebenfalls fest, daß die Carnitinkonzentration im Plasma bei Vegetariern signifikant niedriger ist als bei Gemischtköstlern (Plasma 44,9 vs. 63,5 µmol/l). Vermutlich ist auch der Carnitingehalt im Plasma bei stillenden Müttern die sich vegetarisch ernähren, gegenüber Personen, die gemischte Kost essen, signifikant erniedrigt. Der Carnitingehalt einer rein vegetarischen Diät beträgt im Durchschnitt weniger als 10 % und der einer ovo-lacto-vegetarischen Diät weniger als 20 % des Gehaltes normaler gemischter Kost (FELLER u. RUDMAN 1988). Die Nahrungszusammensetzung spielt dabei noch zusätzlich eine Rolle. Vegetarische Diäten enthalten in der Regel etwa 29 % Fett, 10 % Protein und 61 % Kohlenhydrate. Eine gemischte Diät enthält dagegen etwa 40 % Fett, 12,5 % Protein und 47,5 % Kohlenhydrate (ABDULLA et al. 1981). CEDERBLAD (1987) stellte in seinen Untersuchungen fest, daß Probanden, die wenig Fett und viel Kohlenhydrate verzehrten, eine um 6 % niedrigere Carnitinkonzentration im Plasma aufwiesen als Probanden, die viel Fett und wenig Kohlenhydrate verzehrten (Kap.
2.8.1.). Ob man bei streng lebenden Vegetariern, besonders bei sich vegetarisch ernährenden stillenden Müttern, von einem latenten Carnitinmangel sprechen kann, ist bisher noch nicht eindeutig geklärt.
2.8.5. Bei parenteraler Ernährung
Bei Patienten, die auf eine parenterale Ernährung angewiesen sind, entwickelt sich regelmäßig ein Carnitinmangel, der sich in niedrigeren Plasmacarnitinkonzentrationen dokumentiert (HAHN et al. 1982; SCHMIDT - SOMMERFELD et al. 1983; BOWYER 1986). Bis vor zehn Jahren enthielten die meisten zur parenteralen Ernährung verwendeten Infusionlösungen kein Carnitin. Erwachsene können, wenn sie parenteral ernährt werden, etwa 20 Tage eine normale Carnitin-Konzentration im Plasma aufrecht erhalten (HAHN et al. 1982). Bei Frühgeborenen sinkt unter den gleichen Bedingungen der ohnehin schon sehr niedrige Carnitinspiegel im Plasma und auch die renale Ausscheidung von Carnitin bereits nach 5 Tagen weiter ab (PENN et al. 1980). Im Gewebe von Neugeborenen ist nach etwa 10 Tagen parenteraler Ernährung ein Abfall der Carnitinkonzentration messbar (PENN et al. 1985). Bei Neugeborenen mit einem Gestationsalter unter 34 Wochen sinkt während parenteraler Ernährung die Fettoxidation und die Ketogenese wird eingeschränkt. Dies ist vermutlich auf
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einen Carnitinmangel zurückzuführen, da durch Zusatz von L-Carnitin zu den Infusionslösungen der Fettsäurenabbau deutlich verbessert wird (SCHMIDT-SOMMERFELD et al. 1983).
BÖHLES und Mitarbeiter (1983) haben die Konzentration an Gesamtcarnitin, an freiem Carnitin und Carnitinestern in Niere, Leber, Herz, Gehirn und in den Skelettmuskeln von Minischweinen, die sieben Tage parenteral ernährt wurden, gemessen. Die Konzentrationen an Gesamtcarnitin blieben in den Organen (Leber und Niere) unverändert, nahmen aber in den Muskeln auch bei dieser Spezies von 5,8 ± 0,7 auf 3,6 ± 0,8 µmol/g TS ab. Die Konzentrationsabnahme in der Muskulatur betraf besonders Acylcarnitin. Die Konzentration an Geamtcarnitin sank um 38 %, während der Acylcarnitingehalt um 48 % sank. Dagegen stieg der Gehalt an freiem Carnitin um 18 %. PENN und Mitarbeiter (1997) haben den Gehalt an Gesamtcarnitin in Blut, Leber, Herz- und Skelettmuskel (M. quadriceps) bei 45 neugeborenen Ferkeln untersucht, die nach der Geburt zwei bis drei Wochen lang parenteral mit 100 bis 400 mg Carnitin pro Liter Perfusionslösung oder ohne Carnitinzusatz ernährt wurden. Ferner wurden Blut- und Muskelproben von einer Kontrollgruppe von 2 bis 3 Wochen alten Ferkeln, die von der Sau gestillt wurden, mit untersucht. Die ohne Carnitinzusatz parenteralernährten Ferkel besaßen im Plasma, in den Organen und in der Muskulatur weniger Carnitin als die Tiere mit Carnitinzusatz in der Perfusionslösung. Im Plasma lag die Konzentration an Gesamtcarnitin bei den Tieren ohne Carnitinzusatz bei 19 %, im Muskel bei 45 %, im Herzen bei 46 % und in der Leber bei 24 % der Konzentration, die bei den zusätzlich mit Carnitin versorgten Ferkeln gemessen wurde. Ferner betrugen die Konzentrationen an Gesamtcarnitin bei den nicht mit Carnitin versorgten Tieren im Plasma 34
% und in den Muskeln 43 % der Konzentrationen der gesäugten Kontrolltiere.
2.8.6. Tiere
Katzen und Hunde können ihren Carnitinbedarf vermutlich langfristig nicht allein durch körpereigene Synthese decken. Dies muß nicht überraschen, da sich diese Tiere als Carnivoren im Laufe der Evolution an eine fleischreiche und damit carntinreiche Kost gewöhnt haben. Vermutlich hat die Leber die Fähigkeit zu ausreichender Eigensynthese von Carnitin eingebüßt.
Die Frage nach möglichen Effekten von Carnitinzulagen auf die Produktionsleistung von Nutztieren wird zur Zeit in verschiedenen Ländern untersucht. Fest steht bisher, daß solche Zulagen bei allen Haustieren, einschließlich Vögeln, Fischen und Labornagern, zu einer deutlich meßbaren Zunahme der Plasmacarnitinspiegel führen. KAISER (1997) zeigte in Untersuchungen mit tragenden und laktierenden Sauen, daß eine Carnitinzulage von 120 mg pro kg Futter vom 85. Trächtigkeitstag bis zum Absetzen der Ferkel die Konzentration an Gesamtcarnitin im Plasma ante partum signifikant von 16,1 ± 5,5 auf 19,9 ± 9,7 µmol/l und post partum von 12,0 ± 5,5 auf 20,7 ± 5,5 µmol/l erhöhte. Auch im Kolostrum (436 vs. 273 µmol/l) und in der Milch nahm der Carnitingehalt in den folgenden zwei Wochen durch die Zulage von 170 auf 236 µmol/l signifikant zu. Aus dem höheren Carnitingehalt im Blut der Sauen und in der Milch resultierte eine signifikant höhere Konzentration an freiem Carnitin im Blut der Saugferkel bereits am ersten Tag (30,7 vs. 18,2 µmol/l) und noch deutlicher am 21. Lebenstag (40,4 vs. 18,2 µmol/l) jeweils im Vergleich zu Ferkeln von nicht- supplementierten Sauen. Bei der Aufzuchtleistung konnte kein Effekt der Carnitinzulage beobachtet werden.
MUSSER et al. (1999) zeigten, daß Sauen, die eine Carnitinzulage von 100 mg Carnitin pro Tag vom 5. bis 112. Tag der Trächtigkeit erhielten, eine um ca. 19 % bessere Körpergewicht- zunahme (55,3 vs. 46,3 kg) und eine um ca. 62 % dickere Fettschicht im Bereich der letzten Rippe (2,6 vs. 1,6 mm) als die Kontrolltiere aufwiesen. Wahrscheinlich war das auf eine bessere Futterverwertung zurückzuführen. Die Würfe der mit Carnitin supplementierten Sauen hatten ein höheres Gesamtwurfgewicht (15,5 vs. 14,6 kg) und auch ein höheres Einzelgewicht der Ferkel (1,53 vs. 1,49 kg) als die Würfe der Kontrolltiere. Bezüglich der Wurfgroße bestand kein Unterschied. In einem 35-tägigen Fütterungsversuch haben BERK et al. (1999) bei Absetzferkeln den Effekt einer Carnitinzulage von etwa 50 mg/kg Futter auf Futteraufnahme und Gewichtszunahme untersucht. Das Carnitin wurde in zwei von drei isoenergetisch zusammengesetzten Rationen entweder in Form von Magermilchpulver oder in reiner Form zugemischt. Die Carnitinzulagen zeigten beim Futterverzehr und bei der täglichen Gewichtszunahme gegenüber den carnitinärmer ernährten Kontrolltieren keinen positiven Effekt. Bei Mastrindern konnten HILL et al. (1995) durch eine Carnitinzulage von 600 mg pro Tag und HAUSENBLASZ et al. (1996) bei Fohlen mit Zulagen von 10 g L-Carnitin pro Tag verbesserte Tageszunahmen beobachten. In Versuchen von LaCOUNT et
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al. (1995, 1996) wurde bei Hochleistungskühen nach 21-tägiger Verabreichung von 6 g L-Carnitin pro Tag über eine Fistel direkt in den Pansen bzw. direkt in den Labmagen keine gesteigerte Milchleistung oder ein Einfluß auf die Milchzusammensetzung festgestellt. Die Carnitinzulagen führten in diesen Versuchen zu einer höheren Carnitinkonzentration im Plasma und in der Leber, nicht aber in der Muskulatur. Bei Geflügel setzte LEIBETSEDER (1995) einem mit 5 % Fett angereichten Kükenfutter 200 mg Carnitin pro kg zu und verabreichte dies anschließend ad lib. sieben Tage alten Masthybrid-Küken bis zur siebten Lebenswoche. Im Vergleich zu den nicht supplementierten Tieren nahm die Lebendmasse der supplementierten Tiere um 2,5 % stärker zu bei gleich bleibender Menge an Abdominalfett.
In einem weiteren Versuch des gleichen Autors wurde bei 26 Wochen alten Legehybriden der Effekt einer Carnitinzulage von 0, 20, 50 und 100 mg pro kg Futter auf die Schlupfrate untersucht. Diese verbesserte sich bei allen drei Zulagengruppen im Verlauf des dreiwöchigen Versuchs um etwa 4 % gegenüber der Kontrollgruppe. Ab einer Zulage von 50 mg Carnitin pro kg Futter nahm die Carnitinkonzentration im Dotter zu.
Jungen Forellen wurde Futter mit einer Carnitinzulage von 450 mg pro kg 84 Tage lang verabreicht. Dies führte zu einer vermehrten Lebendmassezunahme gegenüber den Kontrolltieren um 3 % (SCHUHMACHER et al. 1993).
2.9. Carnitinmangel
Carnitinmangel wird in der Humanklinik relativ häufig beobachtet (REBOUCHE u. ENGEL 1983 b; BÖHLES 1985; REBOUCHE u. PAULSON 1986). Dieses biochemische Merkmal kann isoliert, ohne andere klinische Krankheitssymptome (latenter Carnitinmangel) auftreten oder mit sehr schweren und letalen Krankheitssymptomen verbunden sein. Hinsichtlich der Ätiologie dieser Krankheiten wird biochemisch zwischen primärem und sekundärem Carnitinmangel unterschieden. Beim primären Carnitinmangel sieht man in dem Mangel an Carnitin die primäre Krankheitsursache. Beim sekundären Carnitinmangel ist der Mangel an Carnitin Folge anderer primärer, biochemischer oder organischer Störungen. Beide Erkrankungen können angeboren, erblich oder erworben sein.
2.9.1. Primärer Carnitinmangel
Beim primären Carnitinmangel unterscheidet man zwischen der systemischen und der myopathischen Form (ENGEL 1986; SCHOLTE et al. 1990). Die systemische Form ist durch niedrige Carnitinkonzentrationen im Plasma und in Geweben (Muskulatur, Leber) gekennzeichnet (KARPATI et al. 1975). Bei der myopathischen Form ist die Carnitinkonzentration nur in der Muskulatur (Skelett- und Herzmuskel) erniedrigt, im Plasma und in der Leber jedoch ungestört (ENGEL u. ANGELINI 1973).
Primärer systemischer Carnitinmangel
Ein primärer systemischer Carnitinmangel kann theoretisch vier verschiedene Ursachen haben, die einzeln oder kombiniert vorliegen können. Dies sind:
a) eine gestörte Carnitin-Biosynthese
b) ein verstärkter intermediärer Abbau von Carnitin
c) eine vermehrte renale Ausscheidung infolge eines renalen Transporteffektes oder möglicherweise
d) eine gestörte intestinale Absorption von Carnitin
Das Krankheitsbild eines primären systemischen Carnitinmangels ist klinisch von milder bis sehr ausgeprägter Skelett- und Herzmuskelschwäche (HART et al. 1978; WABER et al.
1982), unterschiedlich starker Lipidspeicherung in der Skelett- und Herzmuskulatur geprägt (KARPATI et al. 1975) sowie von Herzversagen, Leberverfettung, Hypoglykämie (KARPATI et al. 1975 ), Hyperammonämie (MATSUISHI et al. 1985) und zentral nervösen Störungen (Enzephalopathien), die zum Tod führen können. Eine Reihe dieser Symptome werden in Übersichtsarbeiten von, ENGEL 1986, SCHMIDT-SOMMERFELD und PENN 1986, SCHOLTE et al. 1990 und von NEZU et al. 1999 näher beschrieben. Klinische Symptome treten häufig nach Hungerperioden, Schwangerschaften und milden körperlichen Belastungen auf und können dann durchaus einen tödlichen Ausgang nehmen, besonders zwischen dem 7. und 28. Lebensjahr (ENGEL 1986). Erste Symptome einer solchen Krankheit können bereits im frühen Kindesalter (2. bis 8. Monat), im Jugendalter oder erst im Erwachsenenalter (36 Jahre) auftreten (ENGEL 1986; SCHOLTE et al. 1990). Dies zeigt, daß
