Versuche zur Etablierung eines Dekontaminationstests an Eiern von Ascaris suum

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Versuche zur Etablierung eines Dekontaminationstests an Eiern von Ascaris suum

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines

DOCTOR MEDICINAE VETERINARIAE durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von Sabine Sander aus Lippstadt

Hannover 2000

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Wissenschaftliche Betreuung: Apl. Prof. Dr. A. Daugschies

1. Gutachter : Apl. Prof. Dr. A. Daugschies

2. Gutachter : PD Dr. A. Pfeiffer

Tag der mündlichen Prüfung : 21.11.2000

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Meiner Familie

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INHALTSVERZEICHNIS

1. EINLEITUNG 11

2. LITERATUR 12

2.1. Ascaris suum 12

2.1.1. Biologie 12

2.1.2. Vorkommen und Bedeutung 13

2.1.3. Pathogenese 14

2.2. Die Hüllen der Eier von Askariden 15

2.2.1. Bau der Eiwand 15

2.2.2. Entwicklung der Eiwand 16

2.3. Tenazität von Ascaris-Eiern 17 2.3.1. Tenazität gegenüber physikalischen Einflüssen 17 2.3.2. Tenazität gegenüber chemischen Einflüssen 19

2.4. Bekämpfung 19

2.4.1. Anthelminthika 20

2.4.2. Reinigung 21

2.4.3. Desinfektion 22

2.4.3.1. Definition der Desinfektion 22

2.4.3.2. Grundlagen der Desinfektion 22

2.4.3.3. Desinfektion der Askarideneier 23

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3. EIGENE UNTERSUCHUNGEN 25

3.1. Material und Methode 25

3.1.1. Ascaris suum-Eier als Testparasiten 25

3.1.1.1. Gewinnung der Ascaris suum-Eier 25

3.1.1.1.1. Gewinnung der Ascaris suum-Eier aus dem Uterus der 25 Spulwurmweibchen

3.1.1.1.2. Gewinnung der Ascaris suum-Eier aus dem Kot 26 3.1.1.2. Vorbereitung der Ascaris suum-Testeisuspension 27

3.1.2. Testpräparate 28

3.1.3. Prüfungsmethoden 30

3.1.3.1. Desinfektionsmittel 30

3.1.3.1.1. Durchführung des Keimträgerversuchs nach den DVG-Richtlinien 30 3.1.3.1.2. Durchführung des Desinfektionsversuchs in vitro an Schweinehaut 31

3.1.3.2. Hautwaschmittel 34

3.1.3.2.1. Durchführung des Wiederfindungsversuchs an Kacheln 34 3.1.3.2.2. Durchführung des Wiederfindungsversuchs an präparierter 41 Schweinehaut

3.1.3.2.3. Durchführung des Keimträgerversuchs nach den DVG-Richtlinien 47 3.1.3.2.4. Wirkung von Venno oxygen auf die äußere Eihülle der 47 Ascaris suum-Eier

3.1.3.3. Kombination von Hautwaschmittel und Desinfektionsmittel 48

3.1.4. Auswertungsmethoden 51

3.1.4.1. Embryonierungshemmtest (EHT) 51

3.1.4.2. Statistische Auswertung 52

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4. ERGEBNISSE 53

4.1. Desinfektionsmittel 53

4.1.1. Keimträgerversuch nach den DVG-Richtlinien 53 4.1.2. Einfluß von Kotverschmutzung auf die Desinfektionswirkung bei 54 Durchführung des Keimträgerversuchs nach den DVG-Richtlinien

4.1.3. Desinfektionsversuch in vitro an Schweinehaut 57 4.1.4. Einfluß von Kotverschmutzung auf die Desinfektionswirkung bei 61

Durchführung des Keimträgerversuchs in vitro an Schweinehaut

4.2. Hautwaschmittel 64

4.2.1. Versuche zur Wiederfindung an Kacheln 64 4.2.1.1. Einfluß verschiedener Medien und Einwirkzeiten auf die 64 Wiederfindungsrate im Keimträgerversuch

4.2.1.2. Einfluß von mechanischer Einwirkung auf die Wiederfindungsrate im 67 Keimträgerversuch

4.2.1.3. Wirkung von Detergenzien auf die Wiederfindungsrate im 69 Keimträgerversuch

4.2.1.4. Einfluß von Spüldruck und Lage des Keimträgers auf die 71 Wiederfindungsrate im Keimträgerversuch

4.2.1.5. Wiederfindungsrate bei Verwendung von Glas als Keimträger 74 4.2.1.6. Einfluß einer fettigen Keimträgeroberfläche auf die 78 Wiederfindungsrate

4.2.2. Versuche zur Wiederfindung an Schweinehaut 81 4.2.2.1. Einfluß verschiedener Medien und Einwirkzeiten auf die 81 Wiederfindungsrate

4.2.2.2. Wiederfindungsrate bei Verwendung unterschiedlicher Eizahlen 83 und -dichten

4.2.2.3. Einfluß verschiedener Detergenzien auf die Wiederfindungsrate 85 vom Keimträger Schweinehaut

4.2.2.4. Untersuchung der Haut nach dem Spülvorgang auf anhaftende Eier 87

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4.2.2.5. Wiederfindungsrate an silikonisierten Oberflächen 89 4.2.3. Keimträgerversuch nach den DVG-Richtlinien 91

4.2.4. Wirkung von Venno oxygen auf die Eihülle 92 4.3. Kombination von Hautwaschmittel und Desinfektionsmittel 94 4.3.1. Keimträgerversuch nach den DVG-Richtlinien bei Kombination von 94

Venno oxygen und Neopredisan

4.3.2. Einfluß verschiedener Inkubationszeiten und 96 Anwendungskonzentrationen auf die Wirksamkeit

4.3.3. Wirksamkeit von Neopredisan in Verbindung mit Venno oxygen bei 98 Kotkontamination

5. DISKUSSION 100

5.1. Desinfektionsmittel 100

5.1.1. Prüfung anhand der DVG-Richtlinien und Auswertung der 100 Embryonierungshemmung

5.1.2. Anforderung an die Ascaris suum-Testeier 101 5.1.3. Wirkung an verschiedenen Keimträgern 102

5.1.4. Reproduzierbarkeit der Ergebnisse 104

5.1.5. Kombination von Hautwasch- und Desinfektionsmittel 104

5.1.6. Kontamination 105

5.2. Hautwaschmittel 106

5.2.1. Verfahren zur Wiederfindung 106

5.3. Wirkung von Venno oxygen auf Ascaris suum-Eier 109

5.4. Schlußfolgerung 110

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6. ZUSAMMENFASSUNG 111

7. SUMMARY 113

8. LITERATURVERZEICHNIS 115

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Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen

Abb. Abbildung abs. absolut

bzw. beziehungsweise

° C Grad Celsius

ca. circa

cm Zentimeter

dest. destillata d.h. das heißt

DVG Deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft ER Embryonierungsrate

EHT Embryonierungshemmtest

g Gramm

min Minuten

ml Milliliter µl Microliter NaCl Natriumchlorid NaOCl Natriumhypochlorit

Nr. Nummer

p.i. post infectionem p.p.b. parts per billion rel. relativ

SD Standardabweichung

Tab. Tabelle

z.B zum Beispiel

! Mittelwert

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1. Einleitung

Die Askariose gehört heute immer noch zu den bedeutendsten Parasitosen des Schweines. Wegen der wirtschaftlichen Verluste und der aufgrund der hohen Tenazität der exogenen Dauerstadien schwierigen Tilgung des Erregers haben integrierte Bekämpfungsprogramme an Bedeutung gewonnen. Diese umfassen neben dem Einsatz von Anthelminthika, sorgfältiger Reinigung und gutem Management auch eine wirkungsvolle Desinfektion. Die Desinfektion erfaßt nur den Stall und die Einrichtung. Aufgrund des Anhaftens der Eier von Ascaris suum an der Haut und des Gesäuges der Sauen und der damit verbundenen Übertragungswege auf die Ferkel, wie z. B. beim Saugakt, besteht darüber hinaus die Notwendigkeit einer wirkungsvollen Dekontamination der Sauen. Die Einführung der sogenannten

„Sauendusche“ ist als ein Schritt in diese Richtung zu werten.

In der vorliegenden Studie wurden Dekontaminationsmaßnahmen im Labor auf ihre potentielle Eignung in der Bekämpfung der Ascaris suum-Infektion des Schweines getestet.

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2. Literatur

2.1. Ascaris suum

Der Schweinespulwurm ist ein gelblich-weißer bis blaßrötlicher Rundwurm mit 3 kräftigen Lippen am Vorderende (ECKERT 1992). Die Weibchen sind etwa 20-30 cm lang und haben einen Durchmesser von 5-6 mm. Am Ende des 1. Körperviertels befindet sich die Genitalöffnung (ECKERT 1992). Die Männchen haben eine Länge von 15-25 cm und eine Dicke von 3-4 mm und weisen an dem leicht eingerollten Hinterende 2 stäbchenförmige Spikula auf (ECKERT 1992).

2.1.1. Biologie

Die Infektion erfolgt beim Schwein nur oral durch die Aufnahme embryonierter Eier, welche die 2. Larven enthalten, über kotkontaminierte Tröge, Futter und Stalleinrichtungen. Die Infektion der Ferkel beim Saugen am Gesäuge und Kontakt zu anderen Hautpartien, welche mit Eiern behaftet sind, stellt hierbei einen Übertragungsweg dar. Die Larven schlüpfen im Darm aus und durchdringen das Schleimhautepithel, die Submukosa und wandern über die Mesenterialvenen innerhalb weniger Stunden p.i. in die Leber, wo sie sich zur 3. Larve häuten und im Parenchym wandern (ECKERT 1992). Einige der Larven erreichen über den Blutstrom die Lunge, wo sie sich 7 bis 8 Tage p.i. in die Alveolen bohren und über den Respirationstrakt bis zum Pharynx hinaufwandern. Durch Abschlucken gelangen sie in den Dünndarm und häuten sich dort ab dem 9. Tag p.i. zur vierten Larve (DOUVRES et al. 1969). Die 4. Häutung zum 5. präadulten Stadium findet zwischen dem 25. und 29. Tag p.i. statt. Es erfolgt die Weiterentwicklung zu adulten Stadien.

Nach einer Präpatenzzeit von 6-8 Wochen legen die Weibchen täglich etwa 1,0 bis 2,0 Millionen Eier ab (OLSEN et al. 1958), die mit dem Kot ausgeschieden werden (MURELL 1986, ECKERT 1992) und in denen sich temperatur- und

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sauerstoffabhängig infektiöse 2. Larve entwickelt. In der Außenwelt weisen die Eier eine extrem hohe Widerstandsfähigkeit auf (MURELL 1986).

Voraussetzung für die Embryonierung zur 2. Larve ist eine Temperatur von mindestens 15 °C, eine relative Luftfeuchtigkeit von mindestens 78,5% und Sauerstoffzutritt (CONNAN 1977, NILSSON 1982). Unter optimalen Temperaturbedingung verkürzt sich die Entwicklung auf zwei Wochen (SEAMSTER 1950).

2.1.2. Vorkommen und Bedeutung

Ascaris suum ist weltweit verbreitet. In zahlreichen Untersuchungen wurde auf das Vorkommen von Askariden hingewiesen (PFISTER und WOLFF 1975, NILSSON 1982). DÜLMER (1998) fand in 10,5 % der von ihm untersuchten Schweinekotproben Eier von Ascaris suum. Allgemeingültige Grundsätze des Ausmaßes der Verbreitung sind aufgrund des unterschiedlichen Managements von Schweinehaltungen und der variablen Art der Haltung jedoch nicht aufzustellen (CONNAN 1985). Die bestimmenden Faktoren der Epidemiologie setzen sich aus mehreren Punkten zusammen. Neben der Dynamik und Intensität der Ausscheidung von Ascaris-Eiern von Trägertieren und der Persistenz und Entwicklung der Eier in der Außenwelt, sind die Übertragungsmöglichkeiten für die Ausbreitung maßgebend.

Ebenfalls bedeutend ist der Immunstatus des Bestandes. Indikator für die Häufigkeit des Befalls mit Askariden in Schweinebeständen ist der Anteil der durch Wanderlarven (“milk spots”) geschädigten Lebern, der in der Bundesrepublik Deutschland 1980 bei 8-40 % lag (MEHL et al. 1983).

Die veränderten Lebern werden bei der Fleischuntersuchung gefunden und verworfen. Das Verwerfen der Schweinelebern, eine mögliche Leistungsminderung durch mangelnde Gewichtszunahmen und die daraus resultierende geringere Schlachtkörpermasse und beeinträchtigte Schlachtkörperqualität sind von großer

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wirtschaftlicher Bedeutung. Die jährlichen Verluste durch „Ausputzen“ (64%) oder Verwerfen (8,6 %) der Lebern beliefen sich in der BRD auf ca. 15 Millionen DM (MARKWARDT 1978). Nach HAUPT et al. (1978) werden bis zu 20 % der Lebern infolge Askaridenbefalls verworfen.

Weitere Verluste entstehen durch Lungenbeanstandungen. HOY (1994) stellte eine signifikante Korrelation zwischen pathologischen Leber- und Lungenveränderungen fest. Die Leistungsminderungen wurden von verschiedenen Autoren untersucht.

Nach JOHNSON et al. (1972) weisen anthelmintisch behandelte Schweine eine um 11 % höhere Gewichtszunahme pro Tag auf als unbehandelte Tiere. Außerdem war die Futterverwertung bei ersteren um 13-15 % günstiger. Eine um 20 % verminderte Wachstumsintensität zeigten Mastschweine bis zum 128. Lebenstag, die am 28.

Lebenstag mit 3.000 oder 10.000 infektiösen Ascaris-Larven infiziert wurden (ANDERSON 1977). Auch FORSUM et al. (1981) fanden Unterschiede im Wachstum zwischen infizierten und nicht infizierten Ferkeln. Die wurmbelasteten Schweine zeigten geringere Zunahmen als wurmfreie Schweine. Zu diesen Ergebnissen kamen auch NILSSON (1982) und HALE et al. (1985). Sie fanden geringere tägliche Zunahmen sowie eine verlängerte Mastdauer. NILSSON (1982) und HALE et al.

(1985) stellten ebenfalls ein aufgrund Spulwurminfektion niedriges Schlachtgewicht fest. Nach PROSL et al. (1980) kommt es durch Spulwürmer zu Beeinträchtigungen der Schlachtkörperqualität durch eine Verschiebung des Fett-Fleischverhältnisses.

Dies führt zu einer schlechteren Handelsklasseneinstufung. Demgegenüber messen andere Autoren (HÖRCHNER et al. 1980, PICHLER 1980) dem Helminthenbefall bei Schweinen keine wesentliche wirtschaftliche Bedeutung bei.

2.1.3. Pathogenese

Nach der Infektion verursachen die Larven bei der Wanderung durch die Schleimhaut petechiale Blutungen, die gefolgt werden von leukozytären Infiltrationen und ödematöser Schwellung in der Submukosa (WETZEL 1967a). Zu diesem

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Zeitpunkt beginnen auch immunologische Vorgänge. Bei der Wanderung der Larven zur Lunge und in die Leber entstehen ebenfalls Blutungen, gefolgt von einer Infiltration mit Eosinophilen und Entzündungszellen. Das betroffene Gewebe wird nekrotisch. Es kommt zu einer Bindegewebsproliferation, wodurch die Parenchymdefekte allmählich bindegewebig organisiert werden (CONNAN 1985, WETZEL 1967b). Diese grau-weißen Herde in der Leber werden als „milk spots“

bezeichnet. Im Dünndarm kommt es zu einer Verdickung und Verkürzung von Dünndarmzotten und Vertiefung der Krypten. Die Tunica muscularis ist verdickt, die Lamina propria wird mit Mastzellen und Eosinophilen infiltriert, und es kommt zu Becherzellhyperplasie. Hierdurch wird eine Reduktion der Futteraufnahme, der Futterverwertung und der Gewichtszunahme verursacht (STEPHENSON et al. 1980).

2.2. Die Hüllen der Eier von Askariden

2.2.1. Bau der Eiwand

Die rundovalen bis ellipsenförmigen braunen Eier von Ascaris suum haben eine dicke, gewellte Eischale (ENIGK und DEY-HAZRA 1976, ECKERT 1992). An den Eipolen ist die Schale hingegen abgeflacht (ENIGK und DEY-HAZRA 1976).

Während SCHLAAFF (1959) drei Hüllschichten beschreibt, fanden KREUZER (1953 a und b) und FRENZEN (1954) bei ihren Untersuchungen vier Schichten. Dieses wurde auch von WHARTON (1980) und FOOR (1967) beschrieben. Die innerste Schicht ist eine permeable Schicht, welche zu 25 % aus Protein und zu 75 % aus Lipiden besteht. Der Lipidanteil enthält α-Glykoside, die sogenannten Askaroside.

Daher wird diese lipidhaltige Schicht („lipid-layer“) häufig auch als „ascaroside-layer“

bezeichnet (FOOR 1967, ANYA 1976). Sie verleiht dem Ei eine hohe Resistenz gegenüber chemischen Einflüssen (WHARTON und JENKINS 1978). Erst wenn diese Schicht zerstört ist, ist eine Abtötung möglich (ENIGK 1936, SCHREIER und SPECK 1966). Nach außen hin folgt dann eine Chitinschicht, die den dicksten Anteil der Eischale darstellt und durch ihren lamellenartigen Aufbau dem Ei eine hohe

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mechanische Widerstandsfähigkeit verleiht. Sie enthält neben Chitin auch einen Proteinanteil (WHARTON 1980). Auf der Chitinschicht liegt eine Vitellinschicht auf.

Diese ist sehr dünn und besteht aus Lipoproteinen (WHARTON 1980). Ähnlich wie die innerste Lipidschicht schützt sie vor allem vor chemischen Agenzien. Die vierte und äußere Schicht wird durch Sekrete der Uterindrüsen der Askariden gebildet. Sie wird als „uterine-layer“ bezeichnet und besteht aus Mucopolysacchariden und Proteinen. Die Proteine werden auch als Sklerotin bezeichnet, nachdem sie im Darm einen Gerbprozeß durchlaufen haben, der die äußere Schicht verdichtet (KREUZER 1953 a, FAIRBAIRN 1957, FOOR 1967, ENIGK 1979).

Die äußere Hülle schützt im wesentlichen gegen mechanische Einwirkung und zeichnet sich durch ein hohes Maß an Klebrigkeit aus, was das Haften der Eier an Unterlagen begünstigt (ENIGK 1979). In geringem Maße bietet die äußere Schicht außerdem Schutz gegen Austrocknung (WHARTON 1980). Das für die Resistenz besonders verantwortliche Sklerotin wird nach ENIGK (1979) nur durch höher konzentrierte Natriumhypochloritlösungen aufgelöst.

2.2.2. Entwicklung der Eiwand

Die drei inneren Hüllen werden von der Eizelle nach erfolgter Befruchtung gebildet.

Diese primären Hüllen sind durch feine Membranen gegeneinander abgegrenzt (ENIGK 1979). Die Entstehung der sekundären Eihüllen beginnt durch die Verschmelzung und Modifikation dieser Primärhüllen, aus der im weiteren Verlauf die Vitellinschicht entsteht (SROMOVA 1986). Diese wird von ENIGK (1936) als Membrana vitellina bezeichnet. Während der weiteren Entwicklung wird diese Schicht dicker und erhält einen membranösen Charakter. Nach SROMOVA (1986) entsteht in dem Zwischenraum zwischen Eihülle und Kern im Zytoplasma die Chitin- Protein-Schicht, die N-acetylglucosamine enthält. Das Chitin wird aus Glucose, Ammoniak und Acetat gebildet. Die Askarosidschicht besteht aus Körnchen, die an ihrer Oberfläche Einkerbungen enthalten und sich hiermit an Fettröpfchen anhaften.

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Diese Körnchen sind bereits in der juvenilen Eizelle enthalten und bilden später eine Membran, welche mit dem Endoplasmatischen Retikulum in Verbindung steht (FOOR 1967, SROMOVA 1986).

Die äußere Eischicht wird durch das Sekret der Uterindrüsen der weiblichen Spulwürmer gebildet und legt sich zunächst als schwacher Saum um die Eier. Dies geschieht in dem 15-16 cm von der Genitalöffnung entfernten Uterusabschnitt. Im Endabschnitt des Uterus nimmt die Proteinschicht ein höckriges Aussehen an (ENIGK und DEY-HAZRA 1976). In den letzten 10 cm vor der Genitalöffnung quillt die Proteinhülle erheblich. An den Polen bildet die Proteinhülle nur eine dünne Schicht und es entstehen durch die Quellung der übrigen Hülle hier trichterförmige Einziehungen (ROGERS 1956, UBELAKER und ALLISON 1975).

Nach dem Absetzen der Eier duch die Spulwürmer geht die Quellung der Proteinhülle während der Passage durch den Dünndarm des Wirtes infolge eines Gerbprozesses zurück (FAIRBAIRN 1957, FOOR 1967). Hierbei wird auch die Braunfärbung der Eier hervorgerufen. Die Gerbung erfolgt durch o-Chinon, das aus o-Dihydroxyphenol durch Oxydation vermittels einer Phenolase entsteht.

2.3. Tenazität von Ascaris-Eiern

2.3.1. Tenazität gegenüber physikalischen Einflüssen

Bei der Beurteilung der Widerstandsfähigkeit von Spulwurmeiern ist zu beachten, daß die Eier zur Entwicklung und zur Erhaltung der Lebensfunktion Feuchtigkeit, Sauerstoff und eine gewisse Temperatur benötigen. Eine aktive Entwicklung der Ascaris suum-Eier ist nur möglich innerhalb einer gewissen Temperaturspanne.

Nach PLÖSSL (1950) liegt die Mindesttemperatur für eine Embryonierung bei 8 °C.

Diese Angabe wurde von GERMANS (1954) und RUF (1955) bestätigt. Hinsichtlich der kritischen Höchsttemperatur gibt es unterschiedliche Aussagen. Während

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PLÖSSL (1950) erst bei 39°C eine ausbleibende Embryonierung der Eier feststellte, sahen GERMANS (1954) und RUF (1955) bereits bei 37°C eine schädigende Wirkung auf die Eier. GERMANS (1954) fand ebenfalls heraus, daß embryonierte Spulwurmeier hitzeempfindlicher sind als unentwickelte; bei einer Temperatur von +35 °C überleben einige Eier mehr als 25 Tage; ab einer Temperatur von 40 °C tritt eine irreversible Schädigung der Eier auf. Bei einer weiteren Temperaturerhöhung auf 50 °C sind nach 1,5 -2 Stunden fast alle Eier zerstört (JETTMAR und EXNER 1951, GERMANS 1954, BARNARD et al. 1987). Über die Zeitdauer bis zu einer letalen Schädigung der Eier bei einer Temperatur von 55 °C gibt es unterschiedliche Angaben. Während BARNARD et al. (1987) von 6,5 Minuten ausgehen, sehen JETTMAR und EXNER (1951) bereits nach 2 bis 4 Minuten alle Eier als abgetötet an. OGATA (1925) fand bei dieser Temperatur schon nach 50 Sekunden nur noch abgestorbene Eier. GERMANS (1954) stellte fest, daß durch Austrocknung eine schnelle Schädigung und Degeneration der Spulwurmeier hervorgerufen wird. Der Wassergehalt für eine längere Lebensfähigkeit der Eier muß nach GERMANS (1954) mindestens bei 6 % liegen. In Verbindung mit Trockenheit kommt es bei einer Temperatur von 40 °C bereits nach 8 Stunden zu einer 91 %igen Abtötung (LÜNSMANN1972).

Während es bei höheren Temperaturen in Verbindung mit Trockenheit zu einer Abtötung der Eier kommt, hat das Fehlen von Sauerstoff keinen Einfluß auf die Lebensfähigkeit (PLÖSSL 1950, LÜNSMANN 1972), es unterbleibt allerdings die Embryonierung.

Die Resistenz der Eier von Ascaris suum gegen Kälte ist variabel. So werden Askarideneier durch die üblichen Tiefgefriertemperaturen von -18 bis -20 °C nicht abgetötet. Während bei -10 °C nach 56 Tagen noch 95 % der Eier überlebten (GERMANS 1954), sind es bei -25 °C nach vier Wochen nur noch 9,2 % (JONAS 1970). Mit abnehmender Temperatur sinkt die Überlebensdauer und beträgt nach JONAS (1970) bei - 79 °C noch etwa 1 Stunde.

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2.3.2. Tenazität gegenüber chemischen Einflüssen

Aufgrund des komplexen Aufbaus der Eihülle ist die chemische Resistenz von Ascaris suum-Eiern außerordentlich hoch. Die meisten anorganischen Verbindungen sind auch in hohen Konzentrationen nicht in der Lage Askarideneier abzutöten.

Ascaris suum-Eier entwickeln sich selbst in 50 %igen Lösungen der Salz-, Salpeter- oder Essigsäure in der normalen Entwicklungszeit von 3 bis 4 Wochen zur Infektionsreife (ENIGK 1979). Nach GERMANS (1954) entwickeln sich Spulwurmeier in 1 % Formalin sogar besser als in Wasser. Die Lebensdauer der Eier in 10 %igem bzw. 20 %igem Formalin wird nach übereinstimmenden Angaben mit mehreren Monaten angegeben (GERMANS 1954, ENIGK 1979). Grundsätzlich überwinden chemische Verbindungen mit einem kleinen Molekülvolumen und geringer Polarität am ehesten die äußeren Hüllen der Schalenwand. Die innerste Hülle, die Vitellinschicht, wird selbst von Verbindungen, die sich in Fetten lösen, auch in hohen Konzentrationen nur langsam überwunden. Die lipidhaltige Vitellinmembran ist nur für gasförmige Verbindungen leicht passierbar. Von den organischen Verbindungen schädigen nur Kresol, Phenol und Schwefelkohlenstoff in geringen Konzentrationen die Dauerformen innerhalb kurzer Zeit (ENIGK 1936, EL-MOUKDAD 1977, LANGNER 1989, MIELKE und HIEPE 1998).

2.4. Bekämpfung

Neben der medikamentellen Therapie ist die Hygiene und dabei besonders die Entfernung und Zerstörung von mit dem Kot ausgeschiedenen Dauerformen als wesentliche Bekämpfungsmaßnahme zu sehen. Nach SCHULTZE-PETZOLD (1965) ist eine Kompensierung der Hygiene durch Arzneimittel nicht möglich. Auch SUPPERER (1973) ist der Meinung, daß eine Stallreinigung mit anschließender Desinfektion genau so wichtig ist wie die Therapie. Gerade im Bereich der Massentierhaltung sollte der hygienische Aufwand besonders groß sein

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(SCHULTZE-PETZOLD 1965, SCHLIESSER 1974a). Nach CONNAN (1977) ist ein Bekämpfungsprogramm sinnvoll, welches die Applikation eines Anthelminthikums beinhaltet und die Kontamination der Umgebung mit Wurmeiern verhindert.

2.4.1. Anthelminthika

Der Einsatz von Medikamenten sollte immer planmäßig erfolgen. Hierbei spielen neben der Verträglichkeit und der Wirkung der Präparate auch die Behandlungszeitpunkte eine wesentliche Rolle. Die heute eingesetzten Anthelminthika sind Breitbandpräparate, die sich von dem früher eingesetzten Piperazin in ihrem Wirkungsspektrum unterscheiden. Während Piperazin nur auf die Darmstadien der Askariden eine Wirkung hat, ist durch Breitbandanthelminthika bei entsprechender Dosierung und Anwendungsdauer auch bei wandernden Askaridenlarven eine ausreichende Wirkung zu erzielen. BOTH (1983) fand bei Einsatz eines Breitbandanthelminthikums weniger Leberveränderungen als in einer unbehandelten Kontrollgruppe. Zu den Breitbandanthelminthika zählen die Benzimidazole, die Tetrahydropyrimidine, die Imidazothiazole und die Avermectine.

Hinsichtlich der planmäßigen Bekämpfung werden unterschiedliche Vorschläge gemacht. STANKIEWICZ und DREYFUS (1993) halten eine kontinuierliche Behandlung von Ferkeln über das Futter für 3 bis 6 Wochen für sinnvoll. Hierbei soll eine Stallreinigung unterbleiben, damit sich die Ferkel, zur Ausbildung einer ausreichenden Immunität, mit Eiern aus der Umgebung infizieren.

Ein umfassenderes Vorgehen hinsichtlich Zucht- und Mastbeständen wird von ECKERT (1992) vorgeschlagen. Hiernach wird eine Behandlung tragender Sauen vor dem Abferkeltermin und eine gründliche Waschung der Tiere durchgeführt. Nach dem Absetzen der Ferkel sind die Sauen erneut zu entwurmen. Den Jungtieren wird vor Umstallung in den Mastbetrieb für zehn Tage ein Medikament verabreicht. Auch die Eber sind mehrmals jährlich zu therapieren. In den Mastbetrieben ist die Behandlung dann nach sechs Wochen zu wiederholen. Die Entwurmung einige Tage vor Verbringen der Sauen in den Abferkelstall wird auch von BUSSE (1991)

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angeraten. Zur Vermeidung einer Kontamination des Stalles empfiehlt BAUMHÜTER (1999) eine Entwurmung der Ferkel vor der 6. Lebenswoche.

2.4.2. Reinigung

Vor der Reinigung sollte regelmäßig alle Einstreu, vor allem an den Futterstellen, entfernt werden, sofern die Tiere nicht einstreulos gehalten werden. In den Betrieben sollten vor, während und nach dem Abferkeln die Buchten gereinigt werden. In der Waschung des Gesäuges sehen SUPPERER et al. (1968) eine wichtige Maßnahme zur Verhinderung oder Verminderung der Infektion der Ferkel. Die mechanische Reinigung oder Waschung kann mehr oder weniger große Partikel entfernen und daduch einen gewissen desinfizierenden Effekt haben. Im allgemeinen wird als Vorstufe zur Desinfektion bzw. in Kombination mit chemischen Desinfektionsmitteln gewaschen (SCHLIESSER 1975). Nach SPECK (1965) und SUPPERER et al.

(1968) ist eine Desinfektion nur nach vorhergegangener gründlicher Reinigung sinnvoll. Hierzu werden heute aufgrund der Arbeitszeiteinsparung Hochdruckreiniger verwendet. Hierbei ist jedoch zur gründlichen Reinigung zu beachten, daß der Stallboden bereits mit Besen und Schaufel von Kotkrusten befreit worden ist, da sonst die Kotteile nur hochgeschleudert werden und wieder herunterfallen (PFEIFFER 1965). Nach SCHLIESSER (1974b) hat ein Heißwasserreiniger eine bessere Wirkung, als die Reinigung mit kaltem Wasser. Hierbei haben Dampfstrahlreiniger den Vorteil, daß man mit ihnen gleichzeitig waschen und desinfizieren kann (PFEIFFER 1965). Durch Zugabe von Waschmitteln wird ein noch größerer Reinigungseffekt erreicht (KURZWEG und FRITZSCH 1970).

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2.4.3. Desinfektion

2.4.3.1. Definition der Desinfektion

Unter einer Desinfektion versteht man die gezielte Eliminierung von Krankheitserregern oder bestimmter unerwünschter Mikroorganismen mit dem Ziel, deren Übertragung durch Eingriffe in Struktur oder Stoffwechsel unabhängig von ihrem Funktionszustand zu verhindern (REBER 1973). Nach HABS (1970) und SCHLIESSER (1975) verhindert die Desinfektion eine Übertragung von Infektionen, entzieht einem Stoff seine infektiösen Eigenschaften und macht ihn zur Krankheitsübertragung unfähig.

2.4.3.2. Grundlagen der Desinfektion

Bei der Desinfektion bedient man sich im wesenlichen drei Methoden. An erster Stelle steht die Einwirkung von Hitze. Desweiteren haben elektromagnetische und ionisierende Strahlen eine desinfizierende Wirkung. Die chemische Desinfektion stellt derzeit für viele Bereiche die Methode der Wahl dar. Sie hat wegen der leichten Durchführbarkeit auf großen Flächen und in großen Räumen breiteste Anwendung gefunden. Die keimtötende Wirkung chemischer Substanzen ist nicht so umfassend wie die der Hitze. Nach SCHLIESSER (1974b) und SCHLIESSER und STRAUCH (1981) müssen an ein Desinfektionsmittel folgende Anforderungen gestellt werden:

-möglichst breites Wirkungssspektrum -schnelle und sichere Wirkung

-keine Toxizität in der Gebrauchsverdünnung

-niedriger Eiweißfehler, fettlösend, oberflächenaktiv, hohes Schmutztragevermögen -gute Materialverträglichkeit

-Fehlen von unangenehmem Geruch -Wirtschaftlichkeit.

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Bei der Anwendung eines Desinfektionsmittels muß auch berücksichtigt werden, daß es Faktoren gibt, die die Wirksamkeit beeinflußen. Hierbei spielen keimumhüllende Substanzen wie Schmutz, Kot und Fett genauso eine Rolle wie ungünstige Keimunterlagen wie rissiger, rauher Untergrund, Ecken, Spalten und Löcher (NICKEL 1960). Poröse, saugfähige Materialien brauchen mehr Desinfektionsmittel und eine intensivere Desinfektion (SCHLIESSER 1974c). Auch niedrige Raumtemperatur und zu hohe Luftfeuchtigkeit können die Desinfektionswirkung beeinträchtigen. Bei den Desinfektionsmitteln unterscheidet man zwei Substanzgruppen. Die erste Gruppe umfasst die Aldehyde, Alkohole, Phenole, amphotere und quarternäre Ammoniumsalze. Sie unterscheiden sich von der zweiten Gruppe hinsichtlich ihrer spezifisch adsorptiv membranaktiven Wirkungsweise. Der Wirkungsmechanismus dieser Substanzen beginnt mit der Adsorption des Wirkstoffs an die milieutrennende Oberfläche. Nachfolgend kommt es zur Beeinflussung lebenswichtiger Strukturen oder der Veränderung der Oberfläche selbst. Die Folge sind irreversible Permeabilitätsstörungen, die das Eindringen anderer Agenzien ermöglichen (KIRCHHOFF 1974, EDELMEYER 1982). Die zweite Gruppe enthält Säuren, Alkali- und Calciumhydroxid, Oxidantien und metallorganische Verbindungen. Sie zählen zu den spezifischen oder unspezifischen Reagenzien (EDELMEYER 1982).

2.4.3.3. Desinfektion der Askarideneier

Die Desinfektion parasitärer Dauerformen beschränkt sich auf eine Erregerverdünnung, um massive Erstinfektionen zu verhindern (HIEPE 1981). Nach dem von EDELMEYER (1982) untersuchten Wirkungsmechanismus stellen die Hüllen der Askarideneier die milieubegrenzende Oberfläche dar. In mehrjährigen Versuchen wurde festgestellt, daß nur solche Desinfektionsmittel wirksam sind, die die Wachse und Lipoide der Vitellinmembran der Helmintheneier lösen (ENIGK und HILBRICH 1968). Am geeignetsten erwies sich hierfür eine schwefelkohlenstoffhaltige Emulsion (ENIGK 1936, GERMANS 1954, SCHREIER

(24)

und SPECK 1966). ENIGK (1936) erreichte durch Mischung von 1 %- bzw. 2 %igem Schwefelkohlenstoff mit Phenol eine Abtötung in 30-55 Sekunden. Nach CONNAN (1985) sind Desinfektionsmittel darüberhinaus im heißen Zustand effektiver als im kalten Zustand. So tötet 1-2 %iges Kresol bei 55 °C infektiöse Larven in Eiern von Ascaris suum in weniger als 10 Sekunden.

Die Desinfektionsmittel, die nachweislich gegen Askarideneier wirken, sind in der Desinfektionsmittelliste der Deutschen Veterinärmedizinischen Gesellschaft (DVG 2000) enthalten.

(25)

3. Eigene Untersuchungen

3.1. Material und Methode

3.1.1. Ascaris suum-Eier als Testparasiten

3.1.1.1. Gewinnung der Ascaris suum-Eier

Als Testobjekte (Modell) für die Prüfung an Spulwurmeiern dienten unentwickelte und entwickelte Eier des Schweinespulwurms Ascaris suum. Die unentwickelten Eier wurden aus ausgewachsenen Spulwurmweibchen gewonnen, die aus den Därmen geschlachteter Schweine isoliert wurden. Außerdem wurden für die Wiederfindungsversuche Eier verwendet, die aus dem Kot infizierter Schweine gewonnen wurden. Bis zur Gewinnung der Eier wurden die Spulwürmer in Leitungswasser bei Raumtemperatur (ca. 20 °C) aufbewahrt.

3.1.1.1.1. Gewinnung der Ascaris suum-Eier aus dem Uterus der Spulwurmweibchen

Material:

-Deckglaspinzette -Petrischale -Aqua fontis -Objektträger -Mikroskop

-Sieb mit Maschenweite 200 µm -silikonisierter Standzylinder -Trichter

-50 ml sterilisierte Schraubdeckelgefäße.

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Die Eier wurden aus den distalen Abschnitten (ca. 2 cm lang) der beiden Uterusschläuche der Spulwurmweibchen gewonnen. Mit einer gebogenen Deckglaspinzette wurden die Eier aus den herausgeschnittenen Uterusschläuchen ausgestreift. Ein Teil der Eier aus jedem Uterusschlauch wurde zunächst direkt auf einem Objektträger ausgedrückt und zur Feststellung des Entwicklungsgrades mikroskopisch untersucht. Aus Uteri mit reifen Eiern wurden die übrigen Eier in ein mit Leitungswasser gefülltes Gefäß ausgestreift. Die Eisuspension wurde über ein Sieb von 200 µm Maschenweite in einen silikonisierten Standzylinder überführt, und nach 24stündiger Sedimentation wurde der Überstand abgesaugt. Die Eisuspension wurde mittels eines Trichters in 50 ml Schraubgefäße überführt und im Kühlschrank bei +4° C für maximal 3 Wochen aufbewahrt.

3.1.1.1.2. Gewinnung der Ascaris suum-Eier aus dem Kot

Material:

-Plastikeimer -Küchenmixer -Aqua fontis

-Sieb mit Maschenweite 200 µm -silikonisierter Standzylinder -Trichter

-Wasserstrahlpumpe -100 ml Zentrifugengefäße -Öse

-Objektträger -Deckglas -Mikroskop -Pasteurpipette -Saugball

-Schraubdeckelgefäße

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-Zentrifuge (Labofuge 6000, Heraeus Instruments GmbH, Hanau)

-gesättigte Kochsalzlösung (400 g NaCl ad 1000 ml Aqua dest. ; Dichte 1,18 g/ml) -50 ml sterilisierte Schraubdeckelgefäße.

Die Sammelkotprobe wurde in einen Plastikeimer gegeben und nach Zugabe von Aqua fontis mit dem Küchenmixer suspendiert. Diese Suspension wurde durch ein Sieb in einen weiteren Eimer gegeben und 24 Stunden zur Sedimentation aufgestellt.

Nach Beendigung der Sedimentation wurde der Überstand mit der Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Der Inhalt des Eimers wurde mit einem Trichter in die Zentrifugengefäße gefüllt und für 5 Minuten bei 1500 x g zentrifugiert. Der Überstand wurde wiederum mit der Wasserstrahlpumpe abgesaugt und die Zentrifugengefäße mit gesättigter Kochsalzlösung aufgefüllt. Nach erneuter Zentrifugation bei 1500 x g für 5 Minuten wurde die Oberfläche der Suspension mittels Öse auf einen Objekträger übertragen und ein Deckglas aufgelegt.

Anschließend wurde der Bereich des Deckglases bei 63facher Vergrößerung auf das Vorhandensein von Ascaris suum-Eiern untersucht. Falls die untersuchte Probe Askarideneier enthielt, wurde die Oberfläche der Flotationslösung mehrmals mit der Pasteurpipette mit aufgesetztem Saugball abgesaugt und in 1 Liter Aqua fontis überführt. Das die Ascaris suum-Eier enthaltende Aqua fontis wurde sodann auf weitere Zentrifugengefäße aufgeteilt und für 5 Minuten bei 1500 x g zentrifugiert. Der Überstand wurde bis auf wenige Milliliter abgesaugt und mit einem Trichter in Schraubdeckelgefäße überführt. Die Eisuspension wurde bei +4° C für maximal 3 Wochen im Kühlschrank aufbewahrt.

3.1.1.2. Vorbereitung der Ascaris suum-Testeisuspension

Material:

-McMaster-Kammer -100 ml Meßzylinder

-100 µl Pipette mit Pipettenspitzen

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-Pasteurpipetten

-1,5 ml Eppendorfhütchen

-gesättigte Kochsalzlösung (400 g NaCl ad 1000 ml Aqua dest.; Dichte 1,18 g/ml ) -Mikroskop.

Die Konzentration der Eisuspension wurde durch acht Zählungen in einer McMaster- Kammer nach Flotation in gesättiger NaCl-Lösung (Dichte=1,18 g/cm³) bestimmt und durch entsprechende Verdünnung auf etwa 100.000 Eier /ml eingestellt. Hierbei wurde zuerst das Volumen des Schraubdeckelgefäßes mit dem Meßzylinder abgemessen. Aus dem 50 ml Schraubdeckelgefäß wurden 100 µl der Eisuspension mit einer Pipette mit steriler Pipettenspitze entnommen und in die mit 900 µl gesättigter Kochsalzlösung (10fache Verdünnung) gefüllten Eppendorfhütchen gegeben. Das Eppendorfhütchen wurden verschlossen und der Inhalt durch Schwenkbewegungen mehrere Male vermischt. Der gesamte Inhalt wurde dann in die Pasteurpipette aufgezogen und in die McMaster-Zählkammer gefüllt. Die in der markierten Fläche der Kammer liegenden Eier wurden bei 63facher Vergrößerung ausgezählt. Das ausgezählte Volumen (150 µl ) wurde mit dem Verdünnungsfaktor (10fach) multipliziert und auf das vorher abgemessene Gesamtvolumen hochgerechnet. Bei einer Konzentration von über 100.000 Eiern pro Milliliter wurde die Suspension durch Zugabe von Aqua fontis in dem Verhältnis verdünnt, daß ein Milliliter eine Eizahl von etwa 100.000 Eiern enthielt.

3.1.2. Testpräparate

Desinfektionsmittel

Es handelte sich um das von der Firma Menno Chemie-Vertrieb GmbH unter dem Handelsnamen „Neopredisan E 135-1“ geführte Präparat. Das Mittel setzte sich aus folgenden Bestandteilen zusammen:

25 % p-Chlor-m-kresol

(29)

25 % 1-Propanol 15 % 2-Propanol

anionenaktives Tensid in wäßriger Lösung.

Es war in den geprüften Konzentrationen gut wasserlöslich, homogen, ohne sichtbare Ausfällung. Die Lösung war klar mit einem pH von 2,3-2,4 und hatte einen leicht stechenden Geruch.

Hautwaschmittel

Das Präparat „Venno oxygen“ wurde von der Firma Menno Chemie-Vertrieb GmbH zur Verfügung gestellt. Es bestand aus einer flüssigen und einer festen Komponente.

Es war in den geprüften Konzentrationen gut wasserlöslich, homogen und ohne sichtbare Ausfällungen. Die Lösung war leicht trüb mit einem pH von 1,92. Die Gebrauchslösung war 2 %ig und wurde hergestellt aus 98 Teilen Aqua fontis, 1 Teil der Komponente 1 und 1 Teil der Komponente 2.

Gallseife

Bei der im Vergleich untersuchten Gallseife wurde ein handelsübliches, flüssiges Produkt, bestehend aus nichtionischen Tensiden, Gallenkonzentrat und Konservierungsmittel verwendet. Hierbei handelte es sich um eine leicht visköse, farblose Lösung. Sie war gut wasserlöslich und homogen.

Natriumhypochlorit

Das verwendete Natriumhypochlorit war eine farblose, wässrige Verbindung aus Natrium, Sauerstoff und 13 % aktivem Chlor in der Stammlösung. Sie war gut wasserlöslich und wurde in Verbindung mit Wasser zu einer weiß-trüben Lösung.

(30)

3.1.3. Prüfungsmethoden

3.1.3.1. Desinfektionsmittel

3.1.3.1.1. Durchführung des Keimträgerversuchs nach den DVG-Richtlinien

Die Prüfung der Wirksamkeit des Präparates „Neopredisan“ wurde nach den DVG- Richtlinien durch Keimträgerversuch durchgeführt. Hierzu wurden folgende Materialien benötigt:

-Wandfliesen (Villeroy & Boch, Artikel-Nr. 1121 von 15 x 15 cm Größe) -Harte Bürste

-Plastikschale ∅ 30 cm -Wasserwaage

-Pasteurpipette -Einmalzahnbürste

-Schraubdeckelgläser (1500 ml) oder Bechergläser (2000 ml) -Glasstab

-Zellkulturplatten (Makroplatten mit sechs Vertiefungen , z.B. Greiner Nr. 657160) -Brutschrank

-Untertischmikroskop -Aqua bidestillata -Aqua fontis

-Testpräparat „Neopredisan 135-1 2%“

-Eisuspension (100.000 Eier pro ml).

Der Keimträger war die Wandfliese. Die unglasierte Fläche der Fliesen wurde mit einer harten Bürste und Aqua bidestillata abgewaschen und im Wärmeschrank getrocknet. Die Fliesen wurden mit der unglasierten Seite nach oben in die Plastikschalen eingelegt und mit einer Wasserwaage ausgerichtet. 5 ml der Eisuspension mit 100.000 Eiern pro ml wurden auf die Rückseite der Fliese gleichmäßig aufgetragen und bei Raumtemperatur eine Stunde antrocknen gelassen.

(31)

Das Testpräparat wurde in einfacher Anwendungskonzentration mit Aqua bidestillata angesetzt und die Rückseite der Fliese mit der Desinfektionslösung überschichtet bis ein zusammenhängender Flüssigkeitsfilm die gesamte Fläche bedeckte, ohne das die Lösung über die Fliesenkanten ablief. Nach 10 Minuten wurde Desinfektionslösung nachgegeben, um den Flüssigkeitsfilm zu erhalten. Nach Ablauf der Einwirkzeit wurde die Desinfektionsmittellösung mit Hilfe von Aqua fontis abgespült, mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet und nochmals mit einem scharfen Strahl Aqua fontis nachgespült. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in der Plastikschale aufgefangen, in 1500 ml oder 2000 ml Schraub- oder Bechergläser überführt und der Inhalt bis auf 1500 ml aufgefüllt. Der Inhalt der Gläser wurde durch Schütteln oder Umrühren mittels Glasstab gemischt und die Gläser dann 24 Stunden bei Raumtemperatur zur Sedimentation aufgestellt. Der Überstand wurde bis auf 30 ml abgesaugt, daß Sediment resuspendiert und in die Zellkulturplatten überführt. Die Platten wurden 20 Tage lang bei + 25 °C im Brutschrank gehalten und jeden 2. Tag wenigstens 10 Minuten durch Einblasen von Luft mit Hilfe einer Pasteurpipette belüftet. Mit einem Untertischmikroskop wurde bei ca. 160facher Vergrößerung der Boden der Zellkulturplatten durchmustert, 3 x 100 Eier ausgezählt und der Anteil der embryonierten und nicht embryonierten Eier ermittelt. Der Prozentsatz der embryonierten Spulwurmeier wurde errechnet und der Mittelwert aus beiden Ansätzen gebildet.

3.1.3.1.2. Durchführung des Desinfektionsversuchs in vitro an Schweinehaut

Versuch I:

Material:

-präparierte Schweinehaut von Schulter, Oberschenkel und Rumpf (Größe 7 x 7 cm) -Bürste

-Plastikschale ∅ 30 cm -Pasteurpipette

-Einmalzahnbürste

(32)

-Testpräparat „Neopredisan 135-1“ (0,5 %, 1 %, 2 %) -Eisuspension (100.000 Eier pro ml).

Die Schweinehaut wurde mit der Bürste gereinigt und getrocknet. Die Haut wurde in die Plastikschalen gelegt und mit 5 ml der Eisuspension (100.000 Eier/ml) betropft.

Nach 24 Stunden bei Raumtemperatur wurde jeweils 0,5 %, 1 %, und 2 % Neopredisan 135-1, welches zuvor mit Aqua bidestillata in der jeweiligen Konzentration angesetzt wurde, auf das Hautstück aufgetragen bis ein gleichmäßiger Flüssigkeitsfilm entstanden war. Nach Ablauf der verschiedenen Einwirkzeiten wurde das Hautstück mit Aqua fontis abgespült und jeweils mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt und zuletzt mit einem scharfen Strahl Aqua fontis nachgespült. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in 1500 ml Schraubgläser gefüllt und mit Aqua fontis aufgefüllt. Nach 24 Stunden Sedimentation wurde der Überstand mit einer Wasserstrahlpumpe bis auf 30 ml abgesaugt und nach Resuspension in Zellkulturplatten überführt. Diese wurden bei +25 °C im Wärmeschrank bebrütet und jeden 2. Tag durch Einblasen von Luft mittels einer Pasteurpipette belüftet. Nach 20 Tagen wurden die Platten bei 160facher Vergrößerung mit einem Untertischmikroskop betrachtet und 3 x 100 Eier ausgezählt. Der Anteil der embryonierten und nicht embryonierten Eier wurde ermittelt und der Mittelwert beider Ansätze wurde errechnet. Der Prozentsatz der embryonierten Eier wurde bestimmt.

(33)

Versuch II:

Material:

-präparierte Schweinehaut von Schulter, Oberschenkel und Rumpf (Größe 7 x 7 cm) -Bürste

-Plastikschale ∅ 30 cm -Pasteurpipette

-Einmalzahnbürste

-Holzspatel

-50 ml sterilisierte Zentrifugenröhrchen

-Untertischmikroskop -Waage

-Aqua bidestillata -Aqua fontis

-Testpräparat „Neopredisan 135-1 2%“

-Eisuspension (100.000 Eier pro ml) -Schweinekot.

Die Eisuspension wurde für diesen Versuch mit einer definierten Menge Schweinekot vermischt. Die verwendete Menge Kot lag zwischen 0,1 und 3 g Kot pro 15 ml Eisuspension. Die Kotmenge wurde auf der Waage abgewogen und mit jeweils 15 ml der Eisuspension mit Hilfe des Holzspatels in den Plastikgefäßen vermischt. Die Schweinehaut wurde mit der Bürste gereinigt und getrocknet. Die Haut wurde in die Plastikschalen gelegt und mit 5 ml der Kot-Eisuspension betropft. Nach 24 Stunden bei Raumtemperatur wurde jeweils 0,5 %, 1 %, und 2 % Neopredisan 135-1, welches zuvor mit Aqua bidestillata in der jeweiligen Konzentration angesetzt wurde, auf das Hautstück aufgetragen bis ein gleichmäßiger Flüssigkeitsfilm entstanden war. Nach Ablauf der verschiedenen Einwirkzeiten wurde das Hautstück mit Aqua fontis

(34)

abgespült und jeweils mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt und zuletzt mit einem scharfen Strahl Aqua fontis nachgespült. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in 1500 ml Schraubgläser gefüllt und mit Aqua fontis aufgefüllt. Nach 24 Stunden Sedimentation wurde der Überstand mit einer Wasserstrahlpumpe bis auf 30 ml abgesaugt und nach Resuspension in Zellkulturplatten überführt. Diese wurden im Wärmeschrank bei +25 °C bebrütet und jeden 2. Tag durch Einblasen von Luft mittels einer Pasteurpipette belüftet. Nach 20 Tagen wurden die Platten bei 160facher Vergrößerung mit einem Untertischmikroskop betrachtet und 3 x 100 Eier ausgezählt. Der Anteil der embryonierten und nicht embryonierten Eier wurde ermittelt und der Mittelwert beider Ansätze wurde errechnet. Der Prozentsatz der embryonierten Eier wurde bestimmt.

3.1.3.2. Hautwaschmittel

3.1.3.2.1. Durchführung des Wiederfindungsversuchs an Kacheln

Versuch III:

Material:

-Wandfliesen (Villeroy & Boch, Artikel-Nr. 1121; Größe :15 x 15 cm) -Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit Pipettenspitze -Wasserstrahlflasche

-500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-gesättigte Kochsalzlösung (400 g NaCl ad 1000 ml Aqua dest.; Dichte 1,18g/ml) -Aqua fontis

(35)

-Flüssigseife -Gallseife 1%

-70 % Alkohol

-NaOCl 0,5%, 1%, 50%, 100%

Von der Eisuspension wurden mittels einer 1000 µl Pipette 1 ml auf die Rückseite der Wandfliese aufgetragen, die zuvor mit der Bürste und Wasser gereinigt und getrocknet wurde. Die Fliese wurde dann eine Stunde bei Raumtemperatur zum Trocknen ausgelegt. Die verschiedenen Detergentien wurden in den Anwendungskonzentrationen auf die Fliesen aufgetragen, bis ein Flüssigkeitsfilm entstand und nach einer Einwirkzeit von 10, 30, 60, 90, 120 und 180 Minuten mit Hilfe der Wasserstrahlflasche mit Aqua fontis abgespült. Hierbei wurde die Fliese senkrecht gehalten und die gesamte Fläche mit Aqua fontis abgespült. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde im Becherglas aufgefangen und aus jedem Becherglas wurde 8 mal eine Teilmenge von 1 ml entnommen und mittels McMaster-Kammer die enthaltene Eizahl bestimmt. Der Mittelwert wurde errechnet. Das Spülvolumen in jedem Becherglas wurde mit Hilfe des Meßzylinders abgemessen und der Mittelwert auf das Gesamtvolumen hochgerechnet.

Versuch IV:

Material:

-Wandfliese (Villeroy & Boch, Artikel-Nr. 1121) -Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit steriler Pipettenspitze -Wasserstrahlflasche

-Einmalzahnbürste -500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder

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-McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-gesättigte Kochsalzlösung (Dichte 1,18 g/ml) -Aqua fontis

-Gallseife 1%

-NaOCl 5%, 3%, 1%, 0,5%

Der Versuchsablauf war wie unter Versuch III beschrieben. Zusätzlich wurde vor jedem Spülvorgang die Fliesenrückseite noch mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet.

Versuch V:

Material:

-Wandfliese -Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit Pipettenspitze

-Sprühflasche (Volumen 1 Liter; mit Zerstäuberdüse) -Einmalzahnbürste

-500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-Gallseife 1%

-NaOCl 3%,

-Testpräparat “Venno oxygen“ 2%

(37)

1 ml der Eisuspension wurde mit der 1000 µl Pipette auf die Rückseite der gereinigten Wandfliese aufgetragen und eine Stunde bei Raumtemperatur getrocknet. Die verschiedenen Detergentien wurden in den Anwendungskonzentrationen auf die Fliesen aufgetragen, bis ein Flüssigkeitsfilm entstand und nach einer Einwirkzeit von 5 Minuten mit Hilfe der Sprühflasche, die entweder Aqua fontis, Gallseife, 3 % NaOCl oder 2 % Venno oxygen enthielt, abgespült. Hierbei wurde die Fliese senkrecht gehalten und die gesamte Fläche abgespült. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt. Parallel hierzu wurde in einem weiteren Versuch vor jedem Spülgang die Fliese noch mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde im Becherglas aufgefangen. Aus jedem Becherglas wurde 8 mal eine Teilmenge von 1 ml entnommen und mittels McMaster-Kammer die enthaltene Eizahl bestimmt. Der Mittelwert wurde errechnet.

Das Spülvolumen in jedem Becherglas wurde mit Hilfe des Meßzylinders abgemessen und der Mittelwert auf das Gesamtvolumen hochgerechnet.

Versuch VI:

Material:

-Einmalzahnbürste -Plastikeimer 5 Liter

-Wandfliese (Villeroy & Boch, Artikel-Nr. 1121) -Wasserstrahlpumpe

-Pasteurpipette -Saugball

-1000 µl Pipette mit steriler Pipettenspitzen -McMaster-Kammer

-Mikroskop

-gesättigte Kochsalzlösung (Dichte 1,18 g/ml) -100 ml Meßzyliner

(38)

-Testpräparat „Venno oxygen 2 %“

-Aqua fontis -Gallseife 1%

Von der Eisuspension wurden mittels einer 1000 µl Pipette mit Einmalpipettenspitze 1 ml auf die Rückseite der Wandfliese aufgetragen und eine Stunde lang trocknen gelassen. Das Testpräparat wurde in 2 %iger Konzentration angesetzt, indem 98 Teile Aqua fontis, 1 Teil der Komponente 1 und 1 Teil der Komponente 2 des Testpräparates gemischt und jeweils in einer Menge von 4 Litern in die Plastikeimer gefüllt wurden. Als Kontrolle wurden Wasser und Gallseife in entsprechenden Volumina verwendet. Hierfür wurden jeweils 4 Liter der Kontrollsubstanz in die Plastikeimer gefüllt. Jeder Ansatz wurde 5fach durchgeführt. Nach Ablauf der Einwirkzeit wurden die Fliesen jeweils 5 Minuten senkrecht in die Eimer eingestellt.

Nach 5 Minuten wurden die Fliesen entfernt. Die Fliesen wurden sodann 5 mal mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet und zwischen den Abbürstvorgängen jeweils in 4 Liter des Testpräparat bzw. der Kontrollsubstanz in einen weiteren Eimer eingetaucht. Die Eimer wurden 24 h zur Sedimentation aufgestellt und am nächsten Tag wurde mittels der Wasserstrahlpumpe die Spülflüssigkeit jeweils bis auf ca. 200 ml abgesaugt. Der Inhalt der Eimer wurde in Bechergläser überführt und wiederum 24 h sedimentiert. Der Überstand wurde abgesaugt und die verbliebene Spülflüssigkeit auf Askarideneier untersucht, indem 1 ml der Spülflüssigkeit mit gesättigter Kochsalzlösung im Verhältnis 1:1 im Eppendorfhütchen gemischt und mit der McMaster-Kammer ausgezählt wurde. Das Zählergebnis wurde sodann auf die Gesamtspülflüssigkeit hochgerechnet, nachdem das Volumen im Meßzylinder abgemessen worden war.

(39)

Versuch VII:

Material:

-Fliesenstreifen in 2 cm Breite (Villeroy & Boch, Artikel-Nr. 1121) -Autoklavierfolie

-Holzbrettchen in 2 cm Breite -Pumpaufsatz mit 50 ml Volumen -Glasflasche 2 Liter

-Vorrichtung mit schiefer Ebene und einstellbarem Winkel -Plastikbecher 500 ml

-Wasserstrahlpumpe

-10 µl Pipette mit Pipettenspitze -Pasteurpipetten

-Saugball

-McMaster-Kammer -Mikroskop

-gesättigte Kochsalzlösung (Dichte 1,18 g/ml) -100 ml Meßzylinder

-Testpräparat „Venno oxygen 2%“

-Aqua fontis

Auf die Rückseite der in 2 cm Breite geschnittenen Wandfliesenstreifen wurde ein definiertes Volumen der Eisuspension gegeben und eine Stunde zum Trocknen ausgelegt. Zum Vergleich wurde die gleiche Menge Eisuspension auf die Vorderseite der Fliesenstreifen, auf Autoklavierfolie und auf Holzbrettchen aufgebracht. Die Fliesenstreifen wurden auf die schiefe Ebene gelegt und auf einen definierten Winkel zwischen 45° bis 60° eingestellt. Der Pumpaufsatz wurde mit Venno oxygen bzw.

Wasser gefüllt und das Volumen innerhalb 10 Sekunden gleichmäßig mittels Herunterdrücken des Kolbens über die Fliesenstreifen ablaufen gelassen. In einem weiteren Versuchsansatz wurde der Kolbeninhalt innerhalb von 5 Sekunden entleert.

(40)

Die ablaufende Flüssigkeit wurde in den am unteren Ende der Ebene aufgestellten Plastikbechern aufgefangen. Die Becher wurden 24 Stunden zum Sedimentieren aufgestellt und der Überstand mit der Wasserstrahlpumpe abgesaugt. Ein Milliliter der Spülflüssigkeit wurde mit 1 ml gesättigte Kochsalzlösung in ein Eppendorfhütchen überführt und gemischt. Mit einer Pasteurpipette mit aufgesetztem Saugball wurde aus dem Eppendorfhütchen der Inhalt in eine McMaster-Kammer überführt und die Eier wurden ausgezählt. Der Inhalt der Bechergläser wurde in den Meßzyliner überführt und abgemessen und die Gesamteizahl wurde errechnet.

Versuch VIII:

Material:

-Objekträger

-präparierte Schweinehaut

-Pumpaufsatz mit 50 ml Volumen -Glasflasche 2 Liter

-Vorrichtung mit schiefer Ebene mit einstellbarem Winkel -Plastikbecher 500 ml

-Wasserstrahlpumpe

-10 µl Pipette mit Pipettenspitze -Pasteurpipetten

-Saugball

-McMaster-Kammer -Mikroskop

-gesättigte Kochsalzlösung (Dichte 1,18 g/ml) -100 ml Meßzylinder

-Testpräparat „Venno oxygen 2%

-Aqua fontis

- Eisuspension (10.000 Eier pro ml).

(41)

Zehn Mikroliter einer Suspension mit einer Dichte von 10.000 Eiern/ml wurden auf einen Objektträger gegeben. Parallel dazu wurde ein Objektträger mit der an der Unterseite des präparierten Hautstücks anhaftenden Talgschicht abgerieben und ebenfalls mit 10 µl Eisuspension benetzt. Die Objektträger wurden zum Trocknen ausgelegt. Nach 24 Stunden wurden die Objektträger auf die schiefe Ebene gelegt und in verschiedenen Versuchsdurchgängen unter Drücken mit unterschiedlichen Volumina und Winkeln mit Aqua fontis, Gallseife, 3% NaOCl und 2% Venno oxygen abgespült. Das Spülvolumen beträgt jeweils 150 ml bei einem konstanten Winkel von 45° und gleichbleibendem Spüldruck, indem das Kolbenvolumen binnen 30 Sekunden entleert wurde.

3.1.3.2.2. Durchführung des Wiederfindunsversuchs an präparierter Schweinehaut

Versuch IX:

Material:

-präparierte Schweinehaut aus Schulter-,Oberschenkel- und Rumpfpartie in der Größe von etwa 7x7 cm

-Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit steriler Pipettenspitze -Wasserstrahlflasche

-Einmalzahnbürste -500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

(42)

-Gallseife 1%

-NaOCl 5%, 3%, 1%,

Von der Eisuspension wurden mittels einer 1000 µl Pipette 1 ml auf die mit der Bürste gereinigte und getrockneten Schweinehaut aufgetragen. Nach 24 Stunden bei Raumtemperatur wurden die verschiedenen Detergentien in den Anwendungskonzentrationen auf die Haut aufgetragen, bis ein Flüssigkeitsfilm entstand und nach einer Einwirkzeit von 10, 30, 60, 90, 120 und 180 Minuten mit Aqua fontis abgespült. Hierbei wurde ein möglichst konstanter Druck mit der Wasserstrahlflasche erzeugt und die Haut senkrecht gehalten. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt. Zwischen den Spülgängen wurde die Haut mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde im Becherglas aufgefangen. Aus jedem Becherglas wurden 8 Teilmengen von 1 ml entnommen und mittels McMaster-Kammer die enthaltende Eizahl bestimmt. Der Mittelwert wurde errechnet. Das Spülvolumen in jedem Becherglas wurde mit Hilfe des Meßzylinders abgemessen und der Mittelwert auf das Gesamtvolumen hochgerechnet.

Versuch X:

Material:

-Bürste

-Wärmeschrank

-10 µl, 50 µl, 100 µl, 1000 µl Pipette mit steriler Pipettenspitze -Autoklavierfolie (Größe: 4x4 cm)

-Gewebeklebeband -Wasserstrahlflasche -Einmalzahnbürste -500 ml Bechergläser

(43)

-100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-Lupe

-Eisuspension (10.000, 100.000 und 200.000 Eier pro ml).

Die Eisuspensionen wurden mit den Pipetten in unterschiedlichen Volumina auf die mit der Bürste gereinigte und getrocknete Schweinehaut aufgetragen. Über den entsprechenden Bereich wurde ein Stück Autoklavierfolie gelegt, an den Rändern mit Gewebeklebeband fixiert und das Präparat 24 Stunden bei Raumtemperatur getrocknet. Anschließend wurde die Folie abgenommen und mit der Lupe auf anhaftende Eier hin untersucht. Die Haut wurde wie in Versuch I 5 mal mit Aqua fontis abgespült und mit einer Zahnbürste abgebürstet. Hierbei wurde ein möglichst konstanter Druck mit der Wasserstrahlflasche erzeugt und die Haut senkrecht gehalten. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in Bechergläsern aufgefangen. Aus jedem Becherglas wurden 8 mal 1 ml entnommen und in eine Flotationslösung überführt. Mit der McMaster-Kammer wurde die enthaltene Eizahl bestimmt und der Mittelwert errechnet. Der Mittelwert wurde auf das abgemessene Gesamtspülvolumen in jedem Becherglas hochgerechnet.

Versuch XI:

Material:

-präparierte Schweinehaut aus Schulter-,Oberschenkel- und Rumpfpartie in der Größe von jeweils etwa 7x7 cm

-Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit Pipettenspitze

-Sprühflasche (Volumen 1 Liter; mit Zerstäuberdüse)

(44)

-Einmalzahnbürste -500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-Gallseife 1%

-NaOCl 3%,

-Testpräparat “Venno oxygen“ 2%

Ein Milliliter der Eisuspension wurde mit der 1000 µl Pipette auf die Rückseite der gereinigten Schweinehaut aufgetragen und 24 Stunden bei Raumtemperatur getrocknet. Die verschiedenen Detergentien wurden in den Anwendungskonzentrationen auf die Hautstücke aufgetragen, bis ein Flüssigkeitsfilm entsteht. Nach einer Einwirkzeit von 5 Minuten wurde mit Hilfe der Sprühflasche, die entweder Aqua fontis, Gallseife, 3 % NaOCl oder 2 % Venno oxygen enthält, abgespült. Hierbei wurde die Haut senkrecht gehalten und die gesamte Fläche abgespült. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt. Parallel hierzu wurde in einem weiteren Versuchsdurchgang vor jedem Spülgang das Hautstück noch mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in Bechergläsern aufgefangen und aus jedem Becherglas wurde 8 mal eine Teilmenge von 1 ml entnommen, in eine Flotationslösung gegeben und mittels McMaster-Kammer die enthaltende Eizahl bestimmt. Der Mittelwert wurde errechnet. Das Spülvolumen in jedem Becherglas wurde mit Hilfe des Meßzylinders abgemessen und der Mittelwert auf das Gesamtvolumen hochgerechnet.

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Versuch XII:

Material:

-Bürste

-Wärmeschrank

-1000 µl Pipette mit Pipettenspitze -Pasteurpipette

-Saugball

-Wasserstrahlflasche -500 ml Bechergläser -100 ml Meßzylinder -McMaster-Zählkammer -Mikroskop

-Lupe

-gesättigte Kochsalzlösung (400 g NaCl ad 1000 ml Aqua dest.;Dichte 1,18 g/ml) -Aqua fontis

-Einmalskalpell -Porzellanmörser

-10 ml Glaszentrifugenröhrchen -Wasserstrahlpumpe

-Zentrifuge (Labofuge 6000; Heraeus Instruments GmbH, Hanau) -Eisuspension (100.000 Eier pro ml).

Ein Milliliter der Eisuspension wurde auf die gereinigte und getrocknete Schweinehaut aufgetragen und diese 24 Stunden bei Raumtemperatur zum Antrocknen stehen gelassen. Die Schweinehaut wurde in 5 Durchgängen mit Aqua fontis abgespült, indem mit Hilfe der Wasserstrahlflasche ein gleichbleibender Druck erzeugt wurde. Die Haut wurde dabei senkrecht gehalten. Die Spülflüssigkeit wurde in 500 ml Bechergläsern aufgefangen und die hierin enthaltene Eizahl mit der

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McMaster-Zählkammer bestimmt und auf das abgemessene Gesamtspülvolumen hochgerechnet. Die Haut wurde unter der Lupe auf verbleibende Eier untersucht. Mit einem Einmalskalpell wurde von dem Hautstück die gesamte äußere Hautschicht abgekratzt und in den Porzellanmörser gegeben. Mit dem Stößel wurde die Haut zermust und mit Aqua fontis vermischt. Die Masse wurde in ein Glaszentrifugenröhrchen gefüllt und 5 Minuten bei 1500 x g zentrifugiert. Der Überstand wurde abgesaugt und das Röhrchen mit gesättigter Kochsalzlösung aufgefüllt. Nach erneuter Zentrifugation bei 1500 x g für 5 Minuten wurde 1 ml von der Oberfläche abgenommen und auf Eier untersucht.

Versuch XIII:

Material:

-10 ml Glaszentrifugenröhrchen -Pasteurpipetten

-McMaster-Zählkammer

-1000 µl und 100 µl Pipette mit steriler Pipettenspitze -100 ml Meßzylinder

-Aqua fontis

-gesättigte Kochsalzlösung (400 g NaCl ad 1000 ml Aqua dest.; Dichte 1,18 g/ml) -Silikonlösung

Die Glaszentrifugenröhrchen und die Pasteurpipetten wurden an ihrer Innenfläche mit Silikonlösung benetzt und für eine Stunde bei 150 °C im Wärmeschrank gelagert.

Jeweils 1 ml der Eisuspension wurden in je 2 silikonisierte und nicht silikonisierte Glasröhrchen gegeben und mit Aqua fontis aufgefüllt. Aus der Lösung wurden 100 µl entnommen und in 900 µl gesättigte Kochsalzlösung gegeben. Mittels der silikonisierten bzw. nicht silikonisierten Pasteurpipette wurde die Verdünnung in die McMaster-Zählkammer überführt und ausgezählt und auf das mit dem Meßzylinder abgemessene Gesamtvolumen hochgerechnet.

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3.1.3.2.3. Durchführung des Keimträgerversuchs nach den DVG-Richtlinien

Zur Überprüfung einer eigenen Desinfektionswirkung von Venno oxygen wurde ein Keimträgerversuch nach den DVG-Richtlinien durchgeführt. Die verwendeten Materialien und die Durchführung waren wie unter 3.1.3.1.1. beschrieben. Das Präparat „Venno oxygen“ wurde in 2 %iger Anwendungskonzentration getestet.

3.1.3.2.4. Wirkung von Venno oxygen auf die äußere Eihülle der Ascaris suum- Eier

In diesem Versuch wurde die Wirkung von Venno oxygen auf die äußere Eihülle der Askarideneier im Vergleich zu Natriumhypochlorit (NaOCl) getestet.

Material:

-Venno oxygen 4 % -NaOCl 6% bzw. 10 %

-Ascaris suum-Koteisuspension (Eier aus Kot gewonnen)

-Ascaris suum-Uteruseisuspension (Eier aus dem Uterus gewonnen) -10 ml Glaszentrifugenröhrchen

-10 ml Plastikeinmalpipette

-Zellkulturplatten (Makroplatten mit sechs Vertiefungen , z.B. Greiner Nr. 657160) -Untertischmikroskop.

1 ml der Koteisuspension oder der Uteruseisuspension wurden mit der Pipette zu 1 ml einer 4%igen Venno oxygen-Lösung pipettiert und in den Glaszentrifugenröhrchen gemischt, so daß eine Endkonzentration von 2 %igem Venno oxygen vorlag. Ebenso wurden 1 ml der jeweiligen Eisuspension mit je 1 ml 6 %igem NaOCl oder 10 %igem NaOCl gemischt, um eine Endkonzentration von 3igem % bzw. 5 %igem NaOCl zu erhalten. Die erhaltenen Suspensionen wurden jeweils in die Zellkulturplatten

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überführt und nach 5, 10, 30, 60, 120 und 180 Minuten mit dem Untertischmikroskop auf Veränderungen der äußeren Eihülle untersucht.

3.1.3.3. Kombination von Hautwaschmittel und Desinfektionsmittel

Versuch XIV:

Material:

-Pasteurpipette

-10 ml Plastikeinmalpipette -10 ml Einmalplastikpipette -Einmalzahnbürste

-Testpräparat „Neopredisan 135-1“ 0,1 %, 0,3 %, 0,5 %, 1% bzw. 2 % -Testpräparat „Venno oxygen“ 2 %

Zu je 15 ml der Eisuspension wurden 15 ml einer 4 %igen Venno oxygen-Lösung (Endkonzentration 2 %) pipettiert, das Produkt gemischt und für 5, 15, 30, 60, 120 und 180 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Die Fliesen wurden mit der Bürste

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gereinigt, getrocknet und mit der unglasierten Seite nach oben in die Plastikschalen gelegt. Die Fliesen wurden mit der Wasserwaage ausgerichtet und nach Ablauf der jeweiligen Inkubationszeit mit je 5 ml der Venno oxygen-Eisuspension betropft. Alle Ansätze wurden doppelt angelegt. Zusätzlich wurde zu jedem Ansatz noch eine Kontrolle durchgeführt, wobei die Eier jeweils in Aqua fontis inkubiert wurden. Jede der Fliesen wurde bei Raumtemperatur für eine Stunde getrocknet und nach Ablauf der Trocknungsphase mit 0,1 %, 0,3 %, 0,5 %, 1 % bzw. 2 % Neopredisan 135-1, welches zuvor mit Aqua bidestillata angesetzt wurde, benetzt. Nach 10 Minuten wurde nochmals Neopredisan in der jeweiligen Konzentration nachgegeben bis ein gleichmäßiger Flüssigkeitsfilm entstanden war. Auf die Kontrollfliesen wurde Aqua fontis aufgetragen und ebenfalls nach 10 Minuten nachgegeben. Nach Ablauf der Einwirkzeit von 10, 20 und 30 Minuten wurde die Fliese mit Aqua fontis abgespült und jeweils mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt und zuletzt wurde mit einem scharfen Strahl Aqua fontis nachgespült. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in 1500 ml Schraubgläser gefüllt und mit Aqua fontis aufgefüllt. Nach 24 Stunden Sedimentation wurde der Überstand mit einer Wasserstrahlpumpe bis auf 30 ml abgesaugt und nach Resuspension in Zellkulturplatten überführt. Diese wurden im Wärmeschrank bei +25 °C bebrütet und jeden 2. Tag durch Einblasen von Luft mittels einer Pasteurpipette belüftet. Nach 20 Tagen wurden die Platten bei 160facher Vergrößerung mit einem Untertischmikroskop betrachtet und 3 x 100 Eier ausgezählt. Der Anteil der embryonierten und nicht embryonierten Eier wurde ermittelt, und der Mittelwert beider Ansätze wurde errechnet. Der Prozentsatz der embryonierten Eier wurde bestimmt.

Versuch XV:

Material:

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-Pasteurpipette

-10 ml Einmalplastikpipette -Einmalzahnbürste

-Holzstab

-Testpräparat „Neopredisan 135-1“ 2%

-Testpräparat „Venno oxygen“ 2 % -Eisuspension (100.000 Eier pro ml) -Schweinekot.

15 ml der Eisuspension wurde für diesen Versuch mit einer Menge von 1 g Schweinekot mit Hilfe des Holzspatels vermischt. Zu dieser Suspension wurden dann 15 ml einer 4 %igen Venno oxygen Lösung pipettiert und 180 Minuten bei Raumtemperatur inkubiert. Die Fliesen wurden mit der Bürste gereinigt, getrocknet und mit der unglasierten Seite nach oben in die Plastikschalen gelegt. Die Fliesen wurden mit der Wasserwaage ausgerichtet und mit 5 ml der Kot-Venno oxygen- Eisuspension betropft. Als Kontrolle wurde zu jedem Ansatz parallel auf eine Fliese nur die Kot-Eisuspension gegeben. Nach einer Stunde bei Raumtemperatur wurde 2

% Neopredisan 135-1, welches zuvor mit Aqua bidestillata angesetzt wurde, auf die Fliesen aufgetragen und nach 10 Minuten nachdosiert, bis ein gleichmäßiger Flüssigkeitsfilm entstanden war. Auf die Kontrollfliesen wurde Aqua fontis aufgebracht. Nach Ablauf der verschiedenen Einwirkzeiten wurde die Fliese mit Aqua fontis abgespült und jeweils mit einer Einmalzahnbürste abgebürstet. Dieser Vorgang wurde 5 mal wiederholt und zuletzt wurde mit einem scharfen Strahl Aqua fontis nachgespült. Die gesamte Spülflüssigkeit wurde in 1500 ml Schraubgläser gefüllt und

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mit Aqua fontis aufgefüllt. Nach 24 Stunden Sedimentation wurde der Überstand mit einer Wasserstrahlpumpe bis auf 30 ml abgesaugt und nach Resuspension in Zellkulturplatten überführt. Diese wurden bei +25 °C im Wärmeschrank bebrütet und jeden 2. Tag durch Einblasen von Luft mittels einer Pasteurpipette belüftet. Nach 20 Tagen wurden die Platten bei 160facher Vergrößerung mit einem Untertischmikroskop betrachtet und 3 x 100 Eier ausgezählt. Der Anteil der embryonierten und nicht embryonierten Eier wurde ermittelt, und der Mittelwert beider Ansätze wurde errechnet. Der Prozentsatz der embryonierten Eier wurde bestimmt.

3.1.4. Auswertungsmethoden

3.1.4.1. Embryonierungshemmtest (EHT)

In der „Liste geprüfter Desinfektionsmittel für die Tierhaltung“ (DVG, 2000) war für den Keimträgerversuch eine genaue Versuchsanordnung vorgegeben, die eine Auswertung der erhaltenen Ergebnisse einschließt. Hiernach müssen nach 120 Minuten Einwirkzeit im Keimträgerversuch wenigstens 95 % der Ascaris suum-Eier in ihrer Entwicklung gehemmt sein.

Zur Berechnung der Wirksamkeit des Desinfektionsmittels wurde die relative Embryonierungsrate ermittelt und ausgehend hiervon die Differenz zu 100 errechnet.

Es ergab sich daher folgende Formel:

Wirksamkeit (%) = 100 - rel. ER (%)

Zur Berechnung der relativen Embryonierungsrate ermittelt man die absolute Embryonierungsrate. Diese errechnet sich aus dem Prozentsatz der embryonierten

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Eier. Außerdem wurde der Prozentsatz der embryonierten Eier der nicht desinfizierten Kontrolle berechnet. Dieser sollte mindestens 90 % betragen.

Die relative Embryonierungsrate wurde errechnet aus der folgenden Formel:

rel.ER(%) =abs. ER X (%) x 100 abs. ER Kontrolle (%)

3.1.4.2. Statistische Auswertung

Die statistische Auswertung der Untersuchungsergebnisse erfolgte im Institut für Parasitologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover mit dem Programm SPSS (SPSS Inc., Chicago, USA). Zur Beurteilung der Wirksamkeit der Testpräparate Venno oxygen und Neopredisan E 135-1 kam der Mann-Whitney-U-Test zur Anwendung. Eine Irrtumswahrscheinlichkeit von p < 0,05 wurde als signifikant und von p < 0,001 als hoch signifikant eingestuft.

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4.Ergebnisse

4.1. Desinfektionsmittel

4.1.1. Keimträgerversuch nach den DVG-Richtlinien

Standardansatz

Zur Überprüfung der Desinfektionswirkung von Neopredisan 135-1 wurde der Keimträgerversuch nach DVG-Richtlinie an Kacheln durchgeführt. Neopredisan 135- 1 wurde in einer Konzentration von 2 % mit destilliertem Wasser hergestellt. Für die Kontrollen wurde Aqua bidestillata verwendet. Neben den in den DVG-Richtlinien angegebenen Einwirkzeiten wurden zusätzlich noch die Einwirkzeiten von 2, 5, und 10 Minuten untersucht (n = 2). Die Wirksamkeit lag zwischen 39,6 % bei einer 2minütigen Einwirkzeit und 99,4 % bei der längsten Einwirkdauer von 180 Minuten (Tab.1).

Zur Eintragung in die „Liste geprüfter Desinfektionsmittel für die Tierhaltung“ müssen im Keimträgerversuch wenigstens 95 % der Ascaris suum-Eier nach 120 min Einwirkzeit in ihrer Entwicklung gehemmt sein. Im Versuchsergebnis ist bereits nach einer Einwirkzeit von 60 Minuten eine Wirksamkeit von 96,0% erreicht. Nach 120 Minuten liegt der Wert bei 99,0 %.