Bevor intracytoplasmatische Membranen (ICM) in Gluconobacter oxydans von BATZING und CLAUS (1973) zum ersten Mal beschrieben wurden, waren solche Strukturen bereits für photosynthetische sowie nitrifizierende Bakterien bekannt (VATTER und WOLFE, 1958; MURRAY und WATSON, 1965). Die ersten beschriebenen heterotrophen Mikroorganismen mit ICM waren Pseudomonaden und Methan-oxidierende Bakterien (WYSS et al., 1961; DAVIES und WHITTENBURRY, 1970). Den in Escherichia coli beschriebenen ICM wurde zunächst eine Rolle in der Zellteilung zugeschrieben (COTA-ROBLES, 1966; PONTEFRACT, 1969). Dabei schien es sich aber um Artefakte der chemischen Fixierung der Zellen, den sog.
„Mesosomen“ zu handeln. Diese boten einige Zeit Grund für die Annahme, dass auch Gram-positive Bakterien ICM enthalten können (SILVA et al. 1976; DUBOCHET, 1983).
Es gibt Grund zu der Annahme, dass ICM aus der Cytoplasmamembran durch deren Invagination hervorgehen. Dies wird für nitrifizierende Bakterien so vermutet (MURRAY und WATSON, 1965) und im Falle von Methan-oxidierenden Bakterien konnte es wiederholt gezeigt werden (DAVIES und WHITTENBURRY, 1970; SCOTT et al., 1981). Ferner wurde für Mikroorganismen die zur Photosynthese befähigt sind auch eine unabhängige Synthese diskutiert, die teilweise an der Cytoplasmamembran stattfindet (OELZE und DREWS, 1971). Im Falle der Pseudomonadaceae Azotobacter vinelandii geht aus elektronenmikroskopischen Untersuchungen hervor, dass dessen
ICM cytoplasmatischen Ursprungs sind (OPPENHEIM und MARCUS, 1970). Eine Ähnlichkeit der Stoffwechsel von Azotobacter spp. und G. oxydans wird in der Arbeit von WHITE und CLAUS (1982) festgestellt. Somit können die ICM von G. oxydans zumindest zeitweise als eine Erweiterung der Cytoplasmamembran angesehen werden, die zum einen die Membran-Oberfläche und zum anderen den periplasmatischen Raum vergrößern.
In Zellen von G. oxydans wurden zunächst Feinstrukturen unter dem Licht- und Elektonenmikroskop beobachtet, die sich an den Zellpolen aus der frühen stat.
Wachstumsphase befanden (BATZING und CLAUS, 1973). Es wurden Hinweise gefunden, dass diese ICM-Vesikel mit der Zellhülle in Kontakt stehen. Zeitgleich mit den in der stat. Wachstumsphase auftretenden ICM-Vesikeln oxidieren Zellen fast doppelt so viel Glycerol, verglichen mit Zellen aus der exp. Wachstumsphase. Darüber hinaus konnten große Mengen an Ribosomen an den Zellpolen lokalisiert werden (CLAUS et al., 1975). Die gleichen Beobachtungen wurden später auch bei Wachstum mit Sorbitol als Substrat gemacht. Außerdem oxidieren Zellen aus der frühen stat.
Wachstumsphase in gesteigertem Maße auch andere Substrate als die zur Anzucht benutzten, darunter Mannitol, Glycerol und Glucose (WHITE und CLAUS, 1982).
Gemessen wurde allerdings in allen Fällen die Respirationsrate, der Sauerstoffverbrauch, der in G. oxydans generell sehr hoch ist und nur noch von Azotobacter spp. übertroffen wird. Die Menge an Lipiden steigt in Zellen aus der stat.
im Vergleich zur exp. Wachstumsphase um ca. 60 % an, wobei die Tatsache berücksichtigt wurde, dass Zellen aus der stat. Wachstumsphase ein größeres Volumen haben (HEEFNER und CLAUS, 1976). Diese Zunahme wurde der Entwicklung von ICM zugeschrieben. Des Weiteren wurde herausgefunden, dass sich in der Zusammensetzung der Membranlipide der Anteil von Phosphatidylethanolamin zu Phosphatidylcholin verschiebt. Dies scheint jedoch eher ein Reifeprozess der Membranen während des Übergangs zur stat. Wachstumsphase zu sein. Gleichzeitig ändert sich jedoch der Anteil der veresterten Fettsäuren von der unverzweigten Hexadecansäure zur Anteiso-Palmitinsäure, die als eine an der drittletzten Position verzweigte Fettsäure einen niedrigeren Schmelzpunkt aufweist und somit die Fluidität der Membranen steigert. Dies könnte mit der Entwicklung von ICM zusammenhängen (HEEFNER und CLAUS, 1978).
Der Stoffwechsel von G. oxydans und die kurze Elektronentransportkette über eine membranständige oder im Periplasma lokalisierte Dehydrogenase, den Ubichinon-Pool
auf eine Quinol-Oxidase wurde in Kap. 1.2 bereits vorgestellt. Die Abb. 1.1. zeigt schematisch die Verwertung von Mannitol, wie sie von DEPPENMEIER und EHRENREICH (2009) bzw. PETERS et al. (2013) vorgeschlagen wird. Mannitol wird zunächst von der membrangebundenen PQQ-abhängigen Polyol-Dehydrogenase GOX0854/0855 zu Fructose oxidiert (1), die über eine Permease in die Zelle aufgenommen wird (2). Dort wird die Fructose über den Pentose-Phosphatweg in den Stoffwechsel der Zelle eingeschleust, bis zum Acetat katabolisiert und in das umgebende Medium abgegeben (PETERS et al., 2013).
Die bei der Oxidation erhaltenen Elektronen gelangen via PQQ in den Ubichinon-Pool und von dort auf eine Quinol-Oxidase (3).
In diesem Fall handelt es sich um eine Quinol-Oxidase des bo3-Typs (GOX1911-GOX1914), die bei der Reduktion von Sauerstoff zu
Wasser einen
Protonengradienten generiert, der mittels der FoF1-ATPase
zur ATP-Bildung genutzt wird (4). Das Substratspektrum der Polyol-Dehydrogenase ist breit, es werden neben D-Mannitol noch Glycerol und weitere Polyole, sekundäre und cyclische Alkohole, Gluconat und einige Zucker umgesetzt (PETERS et al., 2013).
Glycerol wird z. B. zu Dihydroxyaceton oxidiert, Substrat und Produkt können jeweils über ein Facilitator-Protein, resp. ABC-Transporter in die Zelle aufgenommen und in den Stoffwechsel eingeschleust werden (PRUST et al., 2005; DEPPENMEIER und EHRENREICH, 2009). Die Verwertung von Glucose wurde bereits in Kap. 1.2 behandelt, die Umsetzung von Glucose zu Gluconat im Periplasma erfolgt durch die membranständige, PQQ-abhängige Glucosedehydrogenase GOX0265. Ethanol wird entsprechend zu den hier vorgestellten unvollständigen Oxidationen durch die membranständige, PQQ-abhängige Dehydrogenase GOX1067/GOX1068 zu Acetaldehyd oxidiert. Acetaldehyd wird in analoger Weise zu Acetat umgesetzt. Die Oxidation von Ethanol zu Acetat kann aber auch intrazellulär stattfinden (PETERS et
Abb. 1.1.: Mannitol-Verwertung in G. oxydans
ÄM: Äussere Membran, PP: Periplasma, CM: Cytoplasma-Membran, UQ: Ubichinon-Pool.
(1): Polyol-Dehydrogenase, (2): Fructose-Permease, (3): Quinol-Oxidase bo3-Typ (4): FoF1-ATPase. Erläuterung im Text.
al., 2013; DEPPENMEIER und EHRENREICH, 2009). Die vollständige Sequenzierung des Genoms von G. oxydans ATCC 621H (PRUST et al., 2005) enthüllte, neben den acht bisher bekannten, zwei weitere membranständige, PQQ-abhängige Dehydrogenasen, mit bisher unbekannter Funktion (PETERS et al., 2013). Darunter befindet sich GOX1441, die PQQ-abhängige Dehydrogenase 3, welche mit 87,8 kDa relativ klein ist und im Gegensatz zu vergleichbaren Enzymen in G. oxydans nur aus einer Untereinheit besteht. GOX1441 bildet neben den bereits erwähnten membranständigen, PQQ-abhängigen Dehydrogenasen GOX1067/GOX1068, GOX0265, und GOX0854/0855 sowie der Quinol-Oxidase des bo3-Typs GOX1911-GOX1914 den Schwerpunkt der hier vorliegenden Arbeit.