Einsatz von Möhrentrester in der Legehennenfütterung im Vergleich zu konventionellen Alleinfuttermitteln mit beziehungsweise ohne künstlichem [beta]-Carotin

Einsatz von Möhrentrester in der Legehennenfütterung im Vergleich zu konventionellen Alleinfuttermitteln

mit beziehungsweise ohne künstlichem ββββ -Carotin

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin

der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)

durch die Tierärztliche Hochschule Hannover

Vorgelegt von CHRISTINA PÖTTER

aus Gütersloh

Hannover 2003

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Coenen 2. Gutachter: PD Dr. H. Salisch

Tag der mündlichen Prüfung: 10. Juni 2003

1. EINLEITUNG 11

2. SCHRIFTTUM 12

2.1 Möhrentrester 12

2.1.1 Begriffsdefinition 12

2.1.2 Herstellung 12

2.1.3 Inhaltsstoffe 16

2.1.4 Einsatzmöglichkeiten von Möhrentrester 19

2.2 Physiologie der Verdauung beim Geflügel 21

2.2.1 Funktion des Verdauungssystems 21

2.2.2 Stoffwechsel und physiologische Bedeutung der Rohfaser 24

2.2.3 Gehalte im Futter 26

2.3 Carotinoide 27

2.3.1 Begriffsdefinition 27

2.3.2 Struktur und chemische Eigenschaften 28

2.3.3 Stoffwechsel und physiologische Bedeutung 30 2.3.4 Bedeutung der Carotinoide für den Konsumenten 33 2.3.5 Gehalte im Futter, im Dotter und natürliches Vorkommen

von Carotinoiden 35

2.3.6 Analytik 36

3. EIGENE UNTERSUCHUNGEN 39

3.1 Material und Methode 39

3.1.1 Versuchsziel 39

3.1.2 Versuchstiere 39

3.1.3 Haltung der Tiere 39

3.1.4 Versuchsfutter 40

3.1.5.2 Wasseraufnahme 47

3.1.5.3 Exkremente 47

3.1.5.4 Körpermassenentwicklung 48

3.1.5.5 Legeleistung 48

3.1.5.6 Blutentnahme 49

3.1.6 Vorbereitung der Proben für die Analysen 49

3.1.6.1 Versuchsfutter 49

3.1.6.2 Blutproben 49

3.1.6.3 Exkremente 50

3.1.6.4 Dotterproben 50

3.1.7 Methoden der Laboruntersuchungen 51

3.1.7.1 Rohnährstoffgehalte 51

3.1.7.2 Harnsäure in den Exkrementen 54

3.1.7.3 Bestimmung des β-Carotingehaltes 55

3.1.8 Berechnung der Ergebnisse 56

3.1.9 Umsetzbare Energie 57

3.1.10 Statistische Auswertung 57

3.2 Ergebnisse 59

3.2.1 Körpermassenentwicklung 59

3.2.2 Futteraufnahme 60

3.2.3 Wasseraufnahme 62

3.2.4 Legeleistung 64

3.2.5 Eigewicht 66

3.2.6 β-Carotingehalt im Blut und im Dotter 67

3.2.7 Dotterfarbe 69

3.2.8 Exkremente 71

3.2.9 Scheinbare Verdaulichkeit der Rohnährstoffe 73

3.2.10 Versuch 2 76

4.2 Akzeptanz 81

4.3 Verdaulichkeit und Futterwert 82

4.4 Wasseraufnahme und Konsistenz der Exkremente 91

4.4 Eibeschaffenheit 97

4.6 Schlussfolgerungen 100

5. ZUSAMMENFASSUNG 102

6. SUMMARY 104

7. LITERATURVERZEICHNIS 106

8. ANHANG 123

Abbildungsverzeichnis 123

Tabellenverzeichnis 126

Tabellenanhang 128

Er werden die offiziellen Abkürzungen für Einheiten sowie für chemische Elemente und Verbindungen verwendet, darüber hinaus die nachstehend aufgeführten:

AC artifical carotene

ADF acid detergent fibre

C Carotinfutter

CCM Corn Cob Mix

CIE Commission International de l`Èclairage

CR Carrot residue

CSB Chemischer Sauerstoffbedarf

DM Dry matter

E. coli Escherichia coli

Eauf Energieaufnahme

Ebed Energiebedarf

Fa. Firma

HDL High density lipoprotein

HPLC Hochflüssigkeits-Chromatographie

IUPAC International Union of Pure and Applied Chemistry

K Kontrollfutter

k.A. keine Angaben

KM Körpermasse

LDL Low density lipoprotein

ME umsetzbare Energie

NDF neutral detergent fibre

NEL Nettoenergie Laktation

NfE N-freie Extraktstoffe

NP Normal Phase

nRp nutzbares Rohprotein

RNB ruminale Stickstoffbilanz Rp Rohprotein

RP Reverse Phase

sV scheinbare Verdaulichkeit

T Tresterfutter

TS Trockensubstanz

uS ursprüngliche Substanz

UV Ultraviolett

V Versuchsgruppe

1. Einleitung

Bei der Möhrensaftherstellung und bei der Verarbeitung von Möhren fällt eine hohe Menge an Möhrentrester an. Dadurch entsteht für die Herstellerbetriebe – besonders für kleinere Betriebe – ein Entsorgungsproblem. Dieses gilt besonders, seitdem das Kreislaufwirtschafts- und Abfallgesetz (KrW-/AbfG) von 1992 neue Maßstäbe gesetzt hat. Mit der Absicht, die natürlichen Ressourcen zu schützen, wird von den Gewerbebetrieben die Übernahme der Produktverantwortung verlangt. Nach einem abgestuften Vorgehen sind Abfälle vorrangig zu vermeiden. Sofern dieses nicht möglich ist, sind sie stofflich oder energetisch zu verwerten. Die letzte Alternative ist die umweltverträgliche Beseitigung der Abfälle, die nach hohen Sicherheitsstandards erfolgen muss und überwacht wird (BUNDESMINISTERIUM für UMWELT, NATURSCHUTZ und REAKTORSICHERHEIT 2001).

Die bei der Obst- und Gemüseverarbeitung anfallenden Trester bieten eine Reihe von Möglichkeiten, sie weiter im Sinne dieses Gesetzes zu nutzen. So werden die Trester im Lebensmittelbereich als geeignete Rohstoffressourcen für die Herstellung von Ballaststoffen genutzt (SCHULZ und BOCK 1993). Sie können aber auch zur ernährungsphysiologischen Aufwertung von anderen Lebensmitteln verwendet werden, wie zum Beispiel bei der Herstellung von Weizenbrot. Hierbei werden die Inhaltsstoffe β-Carotin und Ballaststoffe mit ihren funktionellen Eigenschaften wie Farbgebung und Wasserbindungsvermögen (Frischhaltung) genutzt (FILIPINI 2001).

Auch in der Tierernährung wird der Trester schon erfolgreich in der Rinder-, Pferde- und Hundefütterung eingesetzt. Hier sind der Vitamin- und β-Carotingehalt sowie die gute Aufnahme und Verdaulichkeit von besonderer Bedeutung. In der Rinder- und Pferdefütterung wird der Trester aufgrund der besseren Verfügbarkeit des β-Carotins eingesetzt. Nach POOR et al. (1993) sind die β-Carotine aus gedämpften Möhren besser verfügbar als aus rohen Möhren. In der Hundeernährung wird der diätetische Effekt der im Trester enthaltenden Fasern genutzt (HEBELER 2001, SWANSON et al. 2001). Unsicherheiten bestehen in der Wertung von Möhrentrester für Geflügel, speziell für Legehennen. In den Vorkommen natürlicher Carotinoide könnte ein besonderer Anreiz bestehen, Möhrentrester in der Eiproduktion zu berücksichtigen.

In der vorliegenden Arbeit sollte Möhrentrester als Rationsbestandteil für Legehennen überprüft werden.

2. Schrifttum 2.1 Möhrentrester

2.1.1 Begriffsdefinition

Karotten- bzw. Möhrentrester fallen als Dekanterrückstände bei der Herstellung von Möhrensaft an. Dieser Rückstand wird als Möhrennasstrester bezeichnet. Der Anteil der Pressrückstände am Gesamtvolumen beträgt 25 - 30 % (SULC 1987). Der Möhrennasstrester unterliegt Wechselwirkungen mit der Umwelt, wodurch es zu starken inhaltlichen Schwankungen kommt. Solche umweltbedingten Faktoren sind zum Beispiel sorten- und anbauspezifische Faktoren sowie nachgeschaltete Bedingungen wie Nacherntebehandlung, Lagerungsbedingungen und Lagerungs- dauer (BÖTTCHER 1996). Durch diese Einflüsse variieren auch die Qualitäts- und die Verarbeitungseigenschaften. Der Trester weist dadurch eine geringe Haltbarkeit auf und unterliegt einem schnellen Qualitätsverlust. Diese Beeinträchtigungen und das zeitlich begrenzte Rohstoffaufkommen erfordern ein geeignetes Konservierungs- und Lagerungsverfahren, um eine optimale biologische Aktivität der Inhaltsstoffe zu erhalten.

2.1.2 Herstellung Saftgewinnung

Bei der Möhrensaftgewinnung werden nur frische oder durch Kälte haltbar gemachte Möhren dem Verarbeitungsprozess zugeführt. Sie werden nach der Anlieferung zuerst der groben Trockenenterdung über Rüttel- und Rollensiebe zugeführt. Danach erfolgt eine intensive Wäsche in den Vorwaschmaschinen, wie zum Beispiel Trommelmaschinen und Bürstenmaschinen. Nach Bedarf kann dieses unter Zusatz von Laugen stattfinden. Es folgt das Verlesen der Möhren, wobei angefaulte, unreife und verdorbene Möhren aussortiert werden. Darauf folgt die Endwaschphase, an die sich der Schälprozess anschließt (OTTO und SULC 2001). Hierzu stehen mehrere Verfahrenstechniken zur Verfügung: das Laugen- und Dampfschälen sowie das

mechanische und das enzymatische Schälen. Die beim Schälen auftretenden Verluste variieren (5 - 20 %) und hängen unter anderem vom Frische- und Lagerzustand der Rohware ab (KAGELMACHER 1980). Weiterhin kann es auch zu Verlusten an Aroma-, Geschmacks- und Inhaltsstoffen kommen, da die Stoffe nicht gleichmäßig über die ganze Frucht verteilt, sondern zumeist in der äußersten Schicht zu finden sind (BÖHM et al. 1997, HABEGGER und SCHNITZLER 1997). Zur Steigerung der Saftausbeute werden die Möhren vor der Zerkleinerung blanchiert.

Hierbei wird eine Temperatur von mindestens 60 °C erreicht bei einer Verweildauer von wenigen Minuten. Es können Salze oder Laugen zur pH-Wert-Korrektur zugegeben werden. Zur Herstellung von Presssäften wird die entstandene Möhrenmaische kalt, warm (40 – 50 °C) oder heiß abgepresst. Beim Pressen bleiben, je nach Verfahrensbedingungen, größere Mengen an ernährungs- physiologisch wertvollen Bestandteilen in den Trestern (COLESAN und JÖHRER 1993, HARTMANN 1996, BÖHM et al. 1997). Anstelle der Presse kann auch ein Dekanter zur Phasentrennung verwendet werden (PECORONI und GÜNNEWIG 1997). Während der Saftgewinnung kann es bei der Anwendung des Dekanters zu einer verstärkten Extraktion des Tresters durch die Saftphase kommen, was zu intensiver gefärbten Säften führt. Die gewonnenen Rohsäfte werden entgast, sterilisiert und sind dann fertig für die Abfüllung.

Trester

Aufgrund der großen Oberfläche sowie des hohen Wasser- und Zuckergehaltes bietet der Trester ein gutes Nährsubstrat für Mikroorganismen (ANDERSSON et al.

1990). Da ein beträchtlicher Teil der Proteine unlöslich ist, verbleiben diese im Trester und stellen für die Mikroorganismen eine gute Stickstoffquelle dar (siehe Tabelle 1). Wegen des relativ hohen pH-Wertes von Gemüse bewirken Bakterien in der Regel zusätzlich noch einen Verderb (KRÄMER 1992). Deshalb sollte der Trester direkt nach dem Austritt aus der Presse weiterverarbeitet werden.

Tabelle 1: Materialbilanz bei der Möhrenentsaftung auf Basis von 100 kg Möhren nach NASTITI SISWI INDRASTI (1995; Angaben in kg/100 kg Möhren)

Material Möhren Trester Saft

Wasser 90,65 25,24 65,41

Trockensubstanz 9,35 4,18 5,17

lösliche Ballaststoffe 1,18 0,67 0,51

unlösliche Ballaststoffe 1,44 0,82 0,62

D-Glukose 0,44 0,15 0,29

D-Fruktose 0,36 0,13 0,23

Saccharose 1,59 0,33 1,26

Asche 0,76 0,25 0,51

Protein 1,10 0,20 0,90

β-Carotin 0,03 3,64 •10^-5 0,03

Schwermetalle: Cd Cu

3,27 •10^-6 3,41 •10^-5

1,67 •10^-6 1,90 •10^-5

1,60 •10^-6 1,51 •10^-5

Die Weiterverarbeitung richtet sich nach dem Verwendungszweck. Hierzu werden von HENN und KUNZ (1996) die Schritte Hygienisieren, Trocknen und Vermahlen vorgeschlagen (siehe Abbildung 1).

Zur Hygienisierung kann man den Trester 24 Stunden lang zum Beispiel mit Zitronen-, Essig-, Milch- oder Ascorbinsäure behandeln. Dabei muss gewährleistet werden, dass der pH-Wert absinkt und die Laktobakterien schnell die exponentielle Wachstumsphase erlangen (MUCHE 1997). Diese Fermentation bringt aber keine dauerhafte Haltbarkeit. Deshalb wird der Trester anschließend der Trocknung zugeführt, wie zum Beispiel durch eine Ofen-, Wirbelschicht- oder Sublimationstrocknung. Je nach Bedarf kann der Trester im Anschluss noch mit einem Schlagrotor oder einer Zentrifugenmühle zerkleinert werden.

Rohmaterial

"Möhren"

Anliefern Lagern Transportieren

Waschen Sortieren

Abwasser Sand

CSB

Schälen

Abwasser Kondensat Festabfälle

Passieren Pressen

Festabfälle Gutteile

Saft behandeln Hygienisieren?

Konservieren

Sterilisieren Abwasser Behandeln?

Trocknen

Abfüllen

Verpacken Mahlen

Verpacken

Endprodukt

"Möhrensaft"

Endprodukt Tresterpräparat

"LM-Zutat"

Abbildung 1: Erweitertes Prozessschema mit den parallel verlaufenden Produktlinien Möhrensaft und Tresterpräparat nach HENN und KUNZ (1996)

Die Schritte zur Aufarbeitung, Vorbehandlung (Hygienisierung), Trocknung, Zerkleinerung und Fraktionierung können nur als ein grundlegendes Konzept angesehen werden, da jeder Verfahrensschritt prozess- und anlagentechnisch vielfältig ausführbar ist. Deswegen wird die Tresterspezifikation vom jeweiligen Anwendungsziel bestimmt (HENN 1998).

2.1.3 Inhaltsstoffe

Die Inhaltsstoffe und die physikalisch-chemischen Eigenschaften des Möhrentresters werden von verschiedenen Einflussgrößen und Parametern bestimmt. In Abbildung 2 sind diese schematisch dargestellt.

Erntezeit

Klima Trockenmasse

Obst

Standort + Gewebestruktur

Gemüse

Erntejahr Sorte

Trester

Lagerungs-

bedingungen Temperatur

TRESTERQUALITÄT pH-Wert

Maischebehandlung

Vermahlungsgrad

SAFTHERSTELLUNG

Organische Säuren

Mikrobielle Flora

Abbildung 2: Einflussgrößen und Parameter bei der Behandlung von Trester (nach FILIPINI 2001)

So hat zum Beispiel die Partikelgröße Einfluss auf das Wasserbindungs- und Quellvermögen. Dieses hat wiederum Einfluss auf die Verdaulichkeit (HENN 1998, FILIPINI 2001). Im Hinblick auf die Lagerung zeigt der mit Ascorbinsäure fermentierte

Trester weniger Verluste an β-Carotin als der mit Zitronensäure fermentierte Trester (HENN 1998). Aber auch die unterschiedlichen Verfahren der Möhrensaftherstellung haben starken Einfluss auf den Gehalt und die Verfügbarkeit der Inhaltsstoffe sowie die physikalisch-chemischen Eigenschaften des Tresters. So ist nachgewiesen worden, dass leichtes Dämpfen von Möhren die Absorption von Carotinoiden beim Menschen und beim Rind fördert (POOR et al. 1993). Da nur ein geringer Teil der Carotinoide aus der Möhre in den Saft übergeht (BÖHM et al. 1999), werden zur Steigerung des Carotinoidgehaltes und der Saftausbeute die Möhren blanchiert (siehe Kapitel 2.1.2 Saftgewinnung). Der eingeschränkte Erfolg dieses Verfahrens ist nach Meinung von BÖHM et al. (1999) auf die unterschiedlichen Texturen zurückzuführen, was jedoch für die Verfütterung des Tresters vorteilhaft ist.

Aufgrund dieser diversen Einflüsse kommt es zu den sehr unterschiedlichen Gehalten der Inhaltsstoffe im Trester. Das spiegelt sich auch in den Literaturangaben bezüglich der Inhaltsstoffe wieder (siehe Tabellen 2 und 3).

Tabelle 2: Rohnährstoffe und weitere Inhaltsstoffe im Möhrentrester Inhaltsstoffe Gehalt (g/kg TS)

HEBELER (2001)

Gehalt (g/kg TS) ZIA-UR-REHMAN

et al. 1994

Trockenmasse (%) 85,6 k.A.

Rohwasser k.A. 78

Rohasche 53 89

Rohprotein 72 115

Rohfett 16 127

Rohfaser 185 90

NDF k.A. 214

ADF k.A. 148

NfE 674 k.A.

ges. wasserl. Nährstoffe k.A. 496

ges. wasserl. Zucker k.A. 180

β-Carotin (mg/kg TS) 459 k.A.

k. A. = keine Angabe

Tabelle 3: Vergleich der chemischen Zusammensetzung von Möhren und Möhrentrestern (Angaben bezogen auf TS)

Inhaltsstoffe Möhren Möhrentrester ^c) Möhrentrester ^d) Saccharose (g/100 g TS) 26,4 ^a) 9,9 - 17,8 24,6

Glucose (g/100 g TS) 12,3 ^a) 1,2 - 5,6 10,3

Fruktose (%) 11,4 ^a) 1,4 - 5,0 8,7

Gesamtprotein (mg/100 g TS) 9,3 ^b) 7,8 - 9,4 4,2 - 5,1 Gesamtcarotinoide (mg/100 g TS) 83,8 ^b) 36,9 -138,9 136,3 -164,1 β-Carotin (mg/100 g TS) 72,9 ^b) 32,2 -128,8 53,4 - 81,5 Nitrat (mg/100 g TS) — 20,2 - 69,1 25,0 -150,0 Gesamtballaststoffe (g/100 g TS) 33,6 ^b) — 62,5

a) ANDERSSON et al. 1990

b) UNIVERSITÄT HOHENHEIM 2001 c) FILIPINI 2001

d) HENN 1998

Bioverfügbarkeit des β-Carotins

Es gibt Hinweise, dass die Verfügbarkeit des β-Carotins aus dem Möhrensaft und der Möhre eingeschränkt ist (MICOZZI et al. 1992, IWANSKA und FALKOWSKA 1993).

Hierfür wird der hohe Pektingehalt der Möhre verantwortlich gemacht (ROCK und SWENDSEID 1992). Die Absorption von β-Carotin aus der Möhre beträgt nach STAHL et al. (1992) ca. 1 %. Dies wird auf die kristalline Form, in der das β-Carotin vorliegt, und auf den Einschluss in eine Cellulosematrix zurückgeführt. Einfluss- faktoren wie diese sind jedoch teilweise auch beim Trester gegeben. Nach POOR et al. (1993) sind die β-Carotine aus gedämpften Möhren besser verfügbar als aus rohen Möhren.

2.1.4 Einsatzmöglichkeiten von Möhrentrester Humanernährung

In der Humanernährung werden die transformierten Reststoffe aus der Obst- und Gemüseverarbeitung verschiedenen Lebensmitteln zugesetzt. Ihr zumeist hoher Gehalt an Vitaminen, Ballast-, Farb-, Mineral- und Aromastoffen wirkt sich positiv auf den Nähr-, den Gesundheits- und Eignungswert sowie auf die Sensorik des angereicherten Lebensmittels aus. Auch die Textur wird verbessert (FILIPINI 2001).

Der Möhrentrester ist von besonderem Interesse, da er reich an Ballaststoffen* ist und einen hohen β-Carotingehalt aufweist. Die positive Wirkung des Ballaststoffgehaltes auf die Textur von Lebensmitteln wird zum Beispiel bei der Herstellung von Brotwaren genutzt (FILIPINI 2001). Zudem wird er Lebensmitteln zugesetzt, um die präventive Funktion der Ballaststoffe beim Entstehen von ernährungsbedingten Krankheiten und Funktionsstörungen zu nutzen. Das β-Carotin des Tresters erhöht aufgrund seiner farbgebenden Eigenschaften und seinen physiologischen Wirkungen (siehe Kapitel 2.3.3) den Nährwert und die Sensorik des Produktes, dem es zugesetzt worden ist.

Tierernährung

Aufgrund der Gehalte an Ballaststoffen und β-Carotin ist der Möhrentrester für einen Einsatz bei Wiederkäuern, Pferden und kleinen Nagern geeignet (HEBELER 2001).

Die auftretenden diätetischen Effekte können beim Hund genutzt werden (HEBELER 2001, SWANSON et al. 2001).

In der Mastbullen-, Milchkuh- und Rinderfütterung wird der Trester frisch, siliert und getrocknet angeboten und vorwiegend in den Monaten September bis Januar verfüttert. Durch den Trester sollen die Tiere vor allem mit β-Carotin versorgt werden, welches sich positiv auf die Fruchtbarkeit, das Immunsystem und damit auch auf die Leistung auswirkt (BRÜGGEMANN und NIESAR 1957, KOLB und SEEHAWER 1997). Für die Tiere ist die Verfügbarkeit des β-Carotins aus dem Trester besser als

* Die Bezeichnung Ballaststoffe umfasst Nicht-Stärke-Polysaccharide (Cellulose, Hemicellulose und Pektin),

aus der Möhre selbst (POOR et al. 1993). Neben dem β-Carotingehalt sind für das Tier noch weitere Inhaltsstoffe nützlich, deren Gehalte in Tabelle 4 dargestellt sind.

Tabelle 4: Futterwerte von feuchtem Möhrentrester (Angaben von RCG Nordwest eG, Münster, 2002)

Inhaltsstoffe Gehalt in der

Trockenmasse Trockenmasse (% i. uS) ca. 15

Rohprotein (%) 9,50

Asche (%) 7,50

Rohfaser (%) 24,00

NfE (%) 62,50

Ca (%) 1,00

P (%) 0,40

Na (%) 0,08

nRp (g/kg) 15,81

RNB (g/kg) -10,13

NEL (MJ) 7,40

ME-Bulle (MJ) 11,80

In der Hundeernährung wird der Möhrentrester nicht nur wegen des β-Carotingehaltes sondern auch wegen der Rohfaser eingesetzt. Diese enthält mehrere bioaktive Komponenten, welche die gastrointestinale Gesundheit fördern (SWANSON et al. 2001). Sie werden hochverdaulichen Futtermitteln zugesetzt, da sie zu einer ausreichenden Darmperistaltik und Dickdarmfüllung beitragen. SAURA- CALIXTO und LARRAURI (1996) führen diese positive Wirkung auf den Gastrointestinaltrakt auf die gute Balance zwischen wasserlöslichen und wasserunlöslichen Fasern zurück.

Bei den Pferden kommt der Trester aufgrund seines β-Carotingehaltes als Zusatz in Ergänzungsfuttermitteln vor. Durch die erhöhte Gabe an β-Carotin will man die Fruchtbarkeit der Stuten verbessern. KOLB und SEEHAWER (1997) stellten fest, dass sich eine Zulage von 400 - 500 mg β-Carotin pro Stute und Tag förderlich auf

die Funktionsfähigkeit des Ovars auswirkt. Auch MEYER et al. (1995) beobachteten, dass eine Anreicherung des β-Carotins in den Tertiärfollikel dessen Ausreifung fördert und die Bildung von Vitamin A ermöglicht. Der Trester ist dafür besser geeignet als die Möhren selbst, da die Verfügbarkeit des β-Carotins aus dem Trester höher ist als aus der Möhre (POOR et al. 1993). Zum Einsatz von Möhrentrester in der Legehennenfütterung gibt es bisher keine aussagekräftigen Erkenntnisse.

2.2 Physiologie der Verdauung beim Geflügel

Die Länge und das Volumen des Verdauungstraktes ist - bezogen auf die Körpermasse - bei den Hühnern wesentlich geringer als bei den Säugetieren. Daraus resultiert für die Hühner eine wesentlich kürzere Verweildauer des Futters im Verdauungstrakt. So ist zum Beispiel die Verweildauer einer entsprechenden Futtermenge im Magen-Darm-Trakt einer Maus drei- bis viermal länger als beim Huhn (GÜRTLER 1989). Aus diesem Grund sollte das Futter der Hühner eine hohe Verdaulichkeit aufweisen. Da der Trester einen relativ hohen Anteil an Rohfaser hat, der sich möglicherweise negativ auf die Verdaulichkeit auswirkt, soll an dieser Stelle kurz die Physiologie der Verdauung beim Huhn angesprochen werden.

2.2.1 Funktion des Verdauungssystems

Der Magen und der Dünndarm sind die Hauptorte des Nährstoffabbaues. Im Kropf kommt es zwar zu einem mikrobiellen Abbau der Stärke, die aber nur eine untergeordnete Rolle spielt (GÜRTLER 1989). Die Verdauung im Drüsenmagen ist nach GÜRTLER (1989) gering, da durch das geringe Fassungsvermögen die Verweildauer nur kurz ist. Weiterhin bietet die grobe Beschaffenheit der Ingesta wenig Angriffsfläche für das Pepsin, das erst in den folgenden Abschnitten des Magen-Darm-Kanals seine volle Wirkung entwickelt. Im Muskelmagen erfolgt die Zerkleinerung der Ingesta durch intensive Muskelkontraktionen, wobei Grit zur reibenden Wirkung beiträgt (GÜRTLER 1989, JEROCH et al. 1999). Die Schleimhaut

sezerniert ein Sekret, das an der Oberfläche schnell sehr hart wird und die sogenannten Reibplatten bildet (MØLLER 2000). Durch die intensiven Muskelkontraktionen erfolgt auch eine Trennung von rohfaserreichem und leichter löslichem Material. Das lösliche Material wird weitergegeben (HVIDSTEN und ESKELAND 1983, NICKEL et al. 1992). Der feingemahlene Mageninhalt gelangt über den Pylorus in den Dünndarm und wird intensiv mit dem Dünndarm-, dem Pankreas- und dem Gallensekret durchmischt. Die Menge, die Zusammensetzung und die Enzymaktivität des Pankreassekretes, welches kontinuierlich ins Darmlumen sekretiert, richtet sich nach der aufgenommenen Futtermenge und -art (MEHNER und HARTFIELD 1983, GÜRTLER 1989). Auch die Gallensekretion steigt mit Zunahme der Futteraufnahme. Dadurch ist eine optimale Verdauung im Dünndarmlumen gewährleistet. In den Blindärmen erfolgt ein weiterer enzymatischer Abbau der Futterbestandteile sowie eine Wasser- und Elektrolytresorption, was zu einer Eindickung des Darminhaltes führt (HVIDSTEN und ESKELAND 1983). Die Blinddärme der Hühner erscheinen aber auch als der Hauptort des mikrobiellen Abbaus von Rohfaser, Proteinen und Harnsäure und der Resorption von Fermentationsprodukten (THOMAS und SKADHAUGE 1988). Verglichen mit Schweinen und Ratten ist der mikrobielle Abbau der Rohfaser in den Blinddärmen bei Hühnern gering (LONGSTAFF und McNAB 1989). Nach CARRÉ et al. (1990) und ANNISTON (1991) werden wasserlösliche NSP abgebaut, wogegen wasserunlösliche NSP nahezu unverdaut ausgeschieden werden. Die folgende Tabelle 5 zeigt eine Übersicht der Darmflora und deren Enzymen.

Nach MITSUOKA (1973) unterscheidet sich die Zusammensetzung und Dichte der Darmflora in den Caeca von den anderen Darmabschnitten. Die Dichte ist hier mit 10¹⁰/ml am höchsten und die Population am vielfältigsten. Im Duodenum, Mitteldarm und Rektum kommen vorwiegend Laktobacillen vor. Untersuchungen an Hühnern haben ergeben, dass nur ein geringer Teil des Futters (10 %) in die Caeca gelangt.

Deswegen ist die Fähigkeit des Abbaus der Rohfaser begrenzt.

Tabelle 5: Übersicht über die im Darmrohr von Vögeln vorkommende Darmflora und deren Enzyme (nach FRÖMBLING 2000)

Enzyme nachgewiesene

Bakterien Autor(en)

k. A. Lactobacillus spp. ROMRUEN (1987); LANGHOUT et al. (1999);

POPOVIC et al. (1998)

k. A. Streptococcus faec. ROMRUEN (1987); POPOVIC et al. (1998) Pektinasen Streptococcus interm. DROCHNER et al. (1993)

k. A. Bifidobacterium sp. MEAD (1989); LANGHOUT et al. (1999)

Pektinasen Bacteriodaceae MEAD (1989); DROCHNER et al. (1993);

LANGHOUT et al. (1999)

Pektinasen Clostridium spp. MEAD (1989); RACKOW (1990); DROCHNER et al. (1993); POPOVIC et al. (1998);

LANGHOUT et al. (1999)

Pektinasen E. coli ROMRUEN (1987); DROCHNER et al. (1993);

POPOVIC et al. (1998); LANGHOUT et al.

(1999)

k. A. Enterococcus spp. LANGHOUT et al. (1999) k. A. Eubacterium spp. MEAD (1989)

k. A. grampositive Kokken MEAD (1989) k. A. Gemmiger formicilis MEAD (1989)

k. A. Citrobacter diversus POPOVIC et al. (1998) Pektinasen Bacillus sp. DROCHNER et al. (1993) Pektinasen Aeromonas sp. DROCHNER et al. (1993) Pektinasen Erwinia sp. DROCHNER et al. (1993) Zellulasen Obligate Anaerobier BARNES et al. (1972)

Pektinasen Candida spp. ROMRUEN (1987); DROCHNER et al. (1993) k. A. Blastomyces spp. ROMRUEN (1987)

k.A. = keine Angaben

Auch im Kolon ist die Verweildauer des Futters kurz, wodurch hier auch nur ein geringer Abbau der Rohfaser stattfindet. Die Verdaulichkeit der Rohfaser ist außerdem abhängig von der jeweiligen Geflügelart und der Zusammensetzung der Rohfaser (GÜRTLER 1989). So werden vom Huhn 7 % des Rohfaseranteils des Weizens und 9 % des Hafers abgebaut (KOLB 1989). Bei den mikrobiellen

Fermentationsvorgängen entstehen flüchtige Fettsäuren, CO2, Methan sowie B- Vitamine (GÜRTLER 1989). Jedoch kann nach MENKE und HUSS (1987) keine nennenswerte Ausnutzung dieser Syntheseprodukte im kurzen Enddarm stattfinden.

Nach SCHEUNERT und TRAUTMANN (1987) können Hühner allerdings diese Produkte über Koprophagie nutzen.

Der Verdauungskanal der Vögel kann sich bis zu einem gewissen Grad durch Längen- und Volumenänderungen an den Rohfasergehalt des Futters anpassen.

Dies wurde unter anderem bei Schneehühnern und auch bei Rauhfusshühnern beobachtet (REDIG 1989). JØRGENSEN et al. (1996) stellten auch eine Zunahme der Magen-Darm-Füllung mit steigendem Gehalt der Rohfaser im Futter fest.

Aufgrund der relativen Kürze des Vogeldarms und der im Vergleich zu den Säugetieren relativ schnellen Darmpassage muss der Vogeldarm sehr leistungsfähig sein (GÜRTLER 1989). Die mittlere Retentionszeit beim Geflügel liegt zwischen fünf und zwölf Stunden. Bei legenden Hennen beträgt sie oft nur vier Stunden. Bei körnerfressenden Tieren verkürzt sich die Passagezeit bei Fütterung mit rohfaserreichem Futter (MØLLER 2000). Die Entleerung der Caeca ist deutlich seltener als die des restlichen Magen-Darm-Kanals. So entleeren sie die Caeca nur einmal, während es beim Darm in der gleichen Zeit zu sieben bis elf Defäkationen kommt (GÜRTLER 1989).

2.2.2 Stoffwechsel und physiologische Bedeutung der Rohfaser

Da das Fassungsvermögen des Magen-Darm-Traktes der Hühner begrenzt ist, wird die Nährstoffkonzentration in der Futterration durch Zugabe von Rohfaser niedriger (KIRCHGESSNER 1997). Weiterhin wirkt sich die Rohfaserzugabe negativ auf die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz aus. Dieser Einfluss lässt sich auf den einhüllenden Effekt durch die Rohfaser und die Beschleunigung der Darmpassage zurückführen (DROCHNER und COENEN 1986, MEYER et al. 1996).

So sinkt die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz nach AXELSON (1942) und THOMKE (1960) um 2,3 % bzw. 2,6 %, wenn die Rohfaser in der Ration um 1 % steigt. Bei Verfütterung von CCM-Silage stellten ABOUND et al. (1988) fest,

dass die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz um 2,1 % sinkt. Als Ursache für diese differierenden Ergebnisse wird die unterschiedliche Zusammensetzung der Rohfaserkomponenten gesehen (ABOUND et al. 1988). In der folgenden Tabelle 6 ist der Einfluss einiger Rohfasergehalte in verschiedenen Futtermitteln auf die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz beim Haushuhn dargestellt.

Tabelle 6: Einfluss der Rohfasergehalte in verschiedenen Futtermitteln auf die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz beim Haushuhn.

Futtermittel Rohfasergehalt (in % TS)

sV der oS

(%) Autor

Mischfutter 3,3 - 3,6 78,2 - 81,1 GRUHN (1990)

Mischfutter 4,8 81,4 ROMRUEN et al. (1988)

Mischfutter mit Citruspektin

7,8 71,1 ROMRUEN et al. (1988)

Mischfutter 3,0

7,8

86,0 76,0

ABOUND et al. (1988)

Maiskornsilage 4,8 77,2 KARABULUT et al. (1997)

Maiskornsilage mit Apfeltrester

6,7 61,9 KARABULUT et al. (1997) Maiskornsilage

mit Tomatentrester

5,1 54,4 KARABULUT et al. (1997)

Nach FRÖMBLING (2000) war die scheinbare Verdaulichkeit der organischen Substanz bei Angebot nicht-lignifizierter Rohfaser besser als bei Angebot lignifizierter Rohfaser. Diese schlechtere Verdaulichkeit der organischen Substanz führt zu einer Reduktion der umsetzbaren Energie (HADORN und WENK 1996). Eine Erhöhung der löslichen Fasern in der Ration wirkt sich acht mal stärker auf die Reduktion der umsetzbaren Energie aus als eine Erhöhung der unlöslichen Fasern. Durch Erhöhung der Rohfaser in der Ration steigt auch die mikrobielle Fermentation (JØRGENSEN et al. 1996). Die dadurch gewonnene Energie reicht aber nicht aus, um das Energiedefizit durch die geringere Verdaulichkeit wieder auszugleichen. Die Tiere versuchen, den erniedrigten Gehalt durch einen erhöhten Futterverzehr zu

Futteraufnahme bei Hühnern fest, in deren Ration bis zu 40 % Haferspelzen zugemischt wurden. DROCHNER et al. (1993) hingegen stellten eine Reduktion der Futteraufnahme mit steigender Zulage von Pektin fest. Dabei war die Reduktion bei hochverestertem Pektin stärker als bei niedrigverestertem Pektin.

Durch eine erhöhte Aufnahme an Rohfaser erhöht sich auch die Wasseraufnahme der Tiere (HADORN und WENK 1996). Dabei spielt das Wasserbindungs- bzw.

-haltevermögen der jeweiligen Faserart eine wichtige Rolle. Die löslichen Fasern, besonders das Pektin, besitzen ein hohes Wasserbindungsvermögen, was einen Mangel an stoffwechselverfügbarem Wasser hervorruft. Durch eine vermehrte Wasseraufnahme versuchen die Tiere, dieses auszugleichen. Auch DROCHNER et al. (1993) stellt bei der Zulage von Pektin eine erhöhte Wasseraufnahme fest.

Auch der Einfluss auf die Kotkonsistenz ist je nach Rohfaserart unterschiedlich. Bei einem hohen Gehalt an unlöslichen Fasern im Futtern steigt der TS-Gehalt im Kot an. Bei Zulage von Pektin sinkt der TS-Gehalt im Kot (ZANDER et al. 1988, HADORN und WENK 1996). Aufgrund der Wasserbindungsfähigkeit des Pektins weist der Kot eine besondere Beschaffenheit auf (DROCHNER et al.1990).

2.2.3 Gehalte im Futter

Für die Broilermast empfehlen ABOUND et al. (1988) einen Rohfasergehalt von 3 - 4 % (i. TS). Zur optimalen Nährstoffausnutzung schlägt NEHRING (1972) für das Nutzgeflügel einen Rohfasergehalt von 4,7 % vor. In der folgenden Tabelle 7 sind die Rohfasergehalte in verschiedenen Einzelfuttermitteln und Mischfuttermitteln für Geflügel dargestellt.

Tabelle 7: Rohfasergehalte in verschiedenen Einzel- und Mischfuttermitteln für Geflügel.

Futtermittel Rfa-Gehalt ¹⁾

(in % der TS) Autor(en) / Hersteller

Grünmehl 22,9 - 26,0 KAMPHUES et al. (1999)

Luzernegrünmehl 20,2 - 24,1 NRC (1994)

kommerzielles Legehennenfutter 4,8 ROMRUEN et al. (1988) Alleinfuttermittel

(Jung- bzw. Legehennen)

4,5 -5,5 KAMPHUES et al. (1999) Alleinfuttermittel für Masthühnerküken

(starter, grower, finisher)

4,0 RCG Nordwest eG, Münster, 2002 Alleinfuttermittel für

Masttruthühner

P1 + P2 P3 + P4 P5 + P6

4,0 4,3 4,5

RCG Nordwest eG, Münster, 2002

1) Für jedes Futter ist der gesamte Rohfasergehalt angegeben und es wird nicht zwischen den einzelnen Komponenten der Rohfaser unterschieden.

2.3 Carotinoide

2.3.1 Begriffsdefinition

Carotinoide sind Lipochrome und gehören zur Familie der Tetraterpene. Es handelt sich hierbei um gelbe bis rotviolette, fettlösliche, hochungesättigte Polylenfarbstoffe pflanzlicher Herkunft (BASU und DICKERSON 1996). Die Carotinoide werden in zwei Hauptgruppen – die Carotine und die Xantophylle – unterteilt. Sie unterscheiden sich dadurch, dass die Carotine Sauerstoff-freie Kohlenwasserstoffe sind, während die Xanthophylle Sauerstoff-enthaltende Kohlenwasserstoffe sind. Die Xanthophylle besitzen (mit wenigen Ausnahmen wie z.B. Cryptoxanthin) im Gegensatz zu den Carotinen keine Vitamin-A-Wirkung (HANCK et al. 1991). Die am häufigsten in der Natur vorkommenden Carotinoide sind die α-, β-, γ- und δ-Carotine sowie Xanthohyll, Zeaxanthin, Lycophyll und Cryptoxanthin (BASU und DICKERSON 1996).

2.3.2 Struktur und chemische Eigenschaften

Bisher sind mehr als 600 Carotinoide bekannt (LATSCHA 1990). Sie basieren nach den IUPAC−Regeln alle auf der gleichen Grundstruktur der β-Carotine (siehe Abbildung 3).

Abbildung 3: β-Carotin-Strukturformel nach IUPAC

Ihr Kohlenstoffgerüst ist aus acht Isopren-Resten symmetrisch aufgebaut und enthält eine große Anzahl an konjugierten Doppelbindungen. Die Carotine beinhalten, bis auf wenige Ausnahmen wie zum Beispiel das Lycropin, zusätzlich einen β-Jononring (siehe Abbildung 4). Durch diesen Ring besitzen die Carotine eine Vitamin-A-Aktivität (BASU und DICKERSON 1996). Aber auch einige Xanthophylle, wie zum Beispiel das Cryptoxanthin, haben den β-Jononring und damit Vitamin-A-Aktivität. Die höchste Vitamin-A-Aktivität besitzt das β-Carotin. Es ist im Bezug auf die mittlere C=C-Doppelbindung völlig symmetrisch aufgebaut und besitzt zwei β-Jononringe.

Durch diese besondere Struktur kann der tierische Organismus aus einem β-Carotin zwei Moleküle Vitamin A spalten. In der Praxis sind α-, β- und γ-Carotine sowie Cryptoxanthin als Provitamin A von Bedeutung (McDOWELL 1989).

CH₃ CH₃ H₃C

CH₃ CH₃

C H₃ C

H₃

CH₃

CH₃ CH₃

1 3 4

1' 4' 3'

β

β

Abbildung 4: Chemische Strukturen bedeutender Carotinoide nach BASU und DICKERSON (1996)

Die Xanthophylle sind durch die Hydroxigruppen gekennzeichnet, die in p-Stellung zur langen Kette in die Ringe der Carotine eintreten (KARLSON 1988).

Die Farbgebung der Carotinoide beruht auf einer langen Reihe von konjugierten Doppelbindungen. Verstärkt wird dieser Effekt durch die funktionellen Gruppen und die unterschiedlichen Konfigurationen. Aufgrund der unterschiedlichen Doppelbindungen und Ringen als Endgruppe ergibt sich eine lose Rotation um die C-C-Bindungen und eine Asymmetrie der C-Atome. Dadurch entstehen eine Vielzahl von Konfigurationen und Stereotypen, die unterschiedliche chemische und physikalische Eigenschaften besitzen. Dies hat zur Folge, dass die Carotinoide als Farbpigment unterschiedliche Schmelzpunkte, Löslichkeiten und Stabilitäten haben.

Außerdem werden dadurch auch die Absorption, die Farbe und die Farbintensität verändert (PFANDER 1985). Durch diese geringe Stabilität sind die Carotinoide

O H

Lycopene (C₄₀H₅₆)

α-carotene (C₄₀H₅₆)

β-carotene (C₄₀H₅₆)

Cryptoxanthane (C₄₀H₅₅OH)

γ-carotene (C₄₀H₅₆)

gegenüber Licht, Sauerstoff, Säuren, Basen und Hitze empfindlich. Aufgrund ihrer langen Kohlenwasserstoffketten sind sie sehr gut lipidlöslich und werden deswegen auch als Lipochrome bezeichnet (KARLSON 1988).

2.3.3 Stoffwechsel und physiologische Bedeutung Stoffwechsel

Menschen und Tiere besitzen nicht die Fähigkeit, Carotinoide selber zu synthetisieren. Sie müssen sie über die Nahrung bzw. das Futter aufnehmen. Ihre Fähigkeit dazu ist unterschiedlich stark ausgeprägt. Man unterteilt daher die Spezies in drei Gruppen. Gruppe eins bilden die Spezies, welche die Fähigkeit zur Absorption von Carotinen und Carotinoiden besitzen. Zu ihnen gehören die Primaten und das Geflügel (GOODWIN 1986). Beim Geflügel werden Carotinoide stärker absorbiert als Carotine. Gruppe zwei besitzt die Fähigkeit, Carotine zu resorbieren. Zu ihnen gehört das Pferd, das Rind und das Schwein. Beim Rind ist diese Fähigkeit am stärksten ausgeprägt und beim Schwein am geringsten. Die dritte Gruppe ist nur zu einer geringen Absorption bzw. gar nicht zur Absorption fähig. Zu dieser Gruppe gehört das Schaf, die Ziege, der Hund, die Katze, der Büffel, die Robbe und der Wal (SCHWEIGERT 1988). Diese speziesabhängigen unterschiedlichen Absorptions- raten sollen vom Vorhandensein oder Nichtvorhandensein eines spezifischen Rezeptorproteins abhängig sein (PAPIZ et al. 1986).

Die aufgenommenen Carotinoide werden bei den Vögeln im Magen-Darm-Trakt enzymatisch aus den übrigen Futterbestandteilen isoliert und bilden mit Gallensäuren, Phospholipiden, Monoacylglyceriden und Fettsäuren Mizellen. Diese lagern sich an die Epithelzellen an und geben über Diffusion ihre Bestandteile an diese ab (KOLB 1998). Der Vorgang wird durch mehrere Faktoren beeinflusst, wodurch die Absorptionsrate der einzelnen Carotinoide stark variiert. Eine wichtige Rolle spielt hierbei der Fettanteil des Futters und dessen Zusammensetzung (TYCZKOWSKI und HAMILTON 1986, SCHAEFFER und HAMILTON 1990). Ein weiterer Faktor ist eine Infektion mit Mykotoxinen oder Parasiten, was zu einer

Der jeweilige Darmabschnitt, in dem die Resorption erfolgt, spielt auch eine Rolle. So wird zum Beispiel Lutein hauptsächlich im Duodenum und Jejunum resorbiert, während β-Carotin vorwiegend im Ilium resorbiert wird (TYCZKOWSKI und HAMILTON 1986). Die Carotine werden - bis auf einen geringen Anteil - in den Epithelzellen sofort zu Vitamin A gespalten. Auch hier gibt es tierartliche Unterschiede bezüglich der Höhe der Umbaurate. So wandelt das Geflügel 2 oder 6 mg β-Carotin in 1 mg Vitamin A um (BAUERNFEIND 1983). Die Carotinoide werden zuerst zu Retinal gespalten und anschließend zu Retinol reduziert (LAKSMANN et al.

1989). Hierzu wird das Enzym Dioxygenase benötigt. Es befindet sich vorwiegend in der Dünndarmschleimhaut und in der Leber. Die Aktivität der Dioxygenase hängt von der Aufnahme an Vitamin A und β-Carotin ab. Das reduzierte Retinol wird anschließend zu Retinolpalmitat verestert, in Chylomikronen eingebaut und zur Leber transportiert.

Die nicht veränderten Carotinoide werden ebenfalls in Chylomikronen eingebaut, sammeln sich im lymphatischen System und werden über den Ductus thoracicus in das vasculäre System übergeben (SCHIEDT 1998). Hier werden die Carotinoide und Carotine auf Lipoproteine verschiedener Dichten übertragen (TRAMS 1969, ALLEN 1987). In einem Versuch mit Broilern wurde ein Verhältnis von 90 % HDL zu 10 % LDL beobachtet. Es wurde jedoch nicht festgestellt, welche Carotinoide von HDL und welche von LDL transportiert wurden. Weiterhin kann man nicht mit Sicherheit sagen, ob alle Carotinoide mit diesen Proteinen transportiert werden (SCHIEDT 1998). Über diesen Transport gelangen die Carotinoide in die Haut, die Federn, die Muskeln, die Reproduktionsorgane, die Leber, ins Fettgewebe und in die Eier. Ein geringer Teil der Carotine wird in die Retina eingelagert (BRUSH 1981, GOODWIN 1984). Bei der Einlagerung der Carotinoide sind ihre Art, ihre Menge und die Modifikationen, die sie erfahren, sowie der Ort der Einlagerung von mehreren Faktoren abhängig. Die wichtigsten Faktoren sind hier die Art und das Geschlecht des Tieres, die Jahreszeit und die Belastung des Tieres (SCHIEDT 1998) sowie der Carotinoid- und Fettgehalt im Futter (TYCZKOWSKI und HAMILTON 1986). Wichtig ist auch die Zusammensetzung der Carotinoide im Futter sowie die Beschaffenheit des Zielgewebes (SCHIEDT 1998). Die geschlechts- und gewebespezifischen

Unterschiede bei der Einlagerung der Carotinoide sind in Abbildung 5 dargestellt. Bis jetzt ist nicht genau bekannt, nach welchen Regeln die selektive Absorption und die artspezifischen Modifikationen der Carotinoide erfolgen. In vielen Fällen ist auch der genaue Ort der Transformation nicht bekannt (SCHIEDT 1998).

Abbildung 5: Einlagerung von Carotinoiden in verschiedenen Zielgeweben bei Broilern und Legehennen. Die Angaben (in %) beziehen sich auf die aufgenommene Menge des jeweiligen Carotinoids (SCHIEDT 1985).

Physiologische Bedeutung

Carotinoide sind wichtig für die Kommunikation zwischen den Tieren. Bei einigen Tieren dienen die durch die Carotinoide entstandenen Farben zur Werbung, bei anderen zur Warnung oder zum Schutz. Die Carotinoide haben aber nicht nur eine farbgebende Funktion, sie spielen auch in vielen physiologischen Abläufen eine wichtige Rolle. So können die Tiere aus den Carotinen und einem geringen Teil der Xanthophylle Vitamin A sythetisieren. Dieses ist wichtig für das Sehvermögen, für das Wachstum, für die Fortpflanzung, für die Abwehr von Pilz- und

0%

10%

20%

30%

40%

50%

Muskeln Blut Leber Haut Federn Muskeln Blut Leber Haut Federn Ovarien Eidotter

Broiler Legehennen Astaxanthin Zeaxanthin

(WALD 1945, CZECZUGA 1979, SHIMIZU et al. 1981, HANCK et al. 1991).

Weiterhin haben die Carotinoide einen positiven Einfluss auf die Entwicklung und Reifung der Gonaden, auf die Befruchtung, den Schlupf, die Lebensfähigkeit, das Wachstum (MEYERS 1977, HANCK et al. 1991) und die Fortpflanzung (BAUERNFEIND 1981, GOODWIN 1984). Eine weitere sehr wichtige Funktion besteht in der Fähigkeit einzelner Carotinoide, Verbindungen mit Proteinen einzugehen und eine besondere Form von Carotinoproteinen zu bilden, wie zum Beispiel das Ovorubin. Diese Verbindungen haben Einfluss auf die Stabilität der Proteine und auf die Enzymaktivität (BRITTON et al. 1982, PAPIZ et al. 1986) sowie auf die Permeabilität der Membranen (ANWAR et al. 1977). Indirekt beeinflussen die Carotinoide die Aufrechterhaltung der Wasserbilanz (ISLER 1971). Außerdem wurde nachgewiesen, dass die Carotinoide als Sauerstoffreservoir der Atmungskette (PETRUNYAKA 1982) in den Zellen und in den Geweben dienen (WILKINS und WILKINS 1979). Sie beeinflussen den Calciumtransport durch die Membranen (PETRUNYAKA 1982), schützen diese vor Mutationen (MÜLLER et al. 1980) und wirken als Antioxidantien (TACON 1981). Junge Küken schützen sie vor Encephalomalazie (WEISER und STREIFF 1980). Nach LESLIE und DUBEY (1982) und GOODWIN (1986) erhöhen sie zudem die Aktivität der Killerzellen, hemmen das Tumorwachstum und fördern die Wundheilung. Sie sollen laut MORÈRE (1971) auch den Appetit steigern. Eine besondere Eigenschaft der Carotinoide ist die Schutzfunktion vor Licht und Oxidation (BASU und DICKERSON 1996). Sie absorbieren sichtbares und ultraviolettes Licht und verhindern so Photoreaktionen in der Haut und in der Retina.

2.3.4 Bedeutung der Carotinoide für den Konsumenten

Für drei viertel aller Deutschen ist die Dotterfarbe das wichtigste Kriterium für die Beurteilung der Eiqualität (WPSA 2000). Der Verbraucher zieht von der Farbe des Dotters Rückschlüsse auf die Frische der Eier und das System der Produktion. Für zwei drittel der Deutschen weist eine dunklere Dotterfarbe darauf hin, dass das Ei gesund und frisch ist. 61 Prozent der Deutschen bevorzugen bei der Dotterfarbe die

Farbstufe 14 auf dem Farbfächer (siehe Kapitel 2.3.6), 24 Prozent die Farbstufe 12, sechs Prozent die Farbstufe 10 und sieben Prozent die Farbstufe 8. Nur zwei Prozent der Deutschen ist die Farbe des Dotters gleichgültig (siehe Abbildung 6).

Abbildung 6: Prozentualer Anteil der bevorzugten Dotterfarbstufen in Deutschland (Beurteilung der Farbstufe mit dem Farbfächer von la Roche, 15 Farbstufen;

WPSA 2000)

Abbildung 7 zeigt die Präferenz für goldgelbes Eigelb in Deutschland, Spanien, Italien, Frankreich und Großbritannien im Vergleich. Alle Länder zeigen fast die gleiche Vorliebe für eine dunklere Dotterfarbe. Nur in Großbritannien ist mit 40 Prozent für die hellgelbe Dotterfarbe keine so klare Tendenz wie in den anderen Ländern zu erkennen.

Farbstufe 14 61%

Farbstufe 12 24%

Farbstufe 10 6%

Farbstufe 8 7%

keine Vorzüge 2%

Abbildung 7: Verteilung der Vorlieben für Dotterfarben in Deutschland, Spanien, Frankreich, Italien und Großbritannien (ROCHE-UMFRAGE 1996-1999)

2.3.5 Gehalte im Futter, im Dotter und natürliches Vorkommen von Carotinoiden Die Dotterfarbe ist von der Menge und der Mischung der Carotinoide im Futter der Legehennen abhängig. Außerdem wird die Dotterfarbe dadurch bestimmt, wieviel Carotinoide absorbiert und in welchem Mischungsverhältnis Carotinoide und deren Metaboliten eingelagert werden. Die Xanthophylle und deren Metaboliten werden hauptsächlich im Dotter gespeichert und stellen die farbgebenden Komponenten dar.

Die Carotine werden dagegen nur in Spuren eingelagert und sind für die Farbgebung nicht von Bedeutung. Bei freilaufenden Legehennen werden hauptsächlich Zeaxanthin, Lutein und β-Cryptoxanthin im Dotter gefunden. Bei kommerziell gehaltenen Legehennen wird vorwiegend Zeaxanthin und/oder Lutein dem Futter zugegeben. Aber auch andere Xanthophylle wie Canthaxanthin, Astaxanthin und einige Apocarotinoide werden dem Futter zugemischt (SCHIEDT 1998). Im Dotter werden durchschnittlich 0,3 µg β-Carotin, 2 µg Kryptoxanthin und 18 µg Lutein je Gramm ermittelt (KOLB 1998). Je nach Zusammensetzung des

0 % 10 % 20 % 30 % 40 % 50 % 60 % 70 % 80 % 90 %

Deutschland Spanien Italien Frankreich Grossbritannien goldgelbes Eigelb hellgelbes Eigelb

Futters können mehrere natürliche Farbstoffquellen, wie zum Beispiel Luzernegrünmehl, Maiskleber, Möhren, Gelbmais, Platamais oder Paprika eingesetzt werden. Viele dieser natürlichen Farbstoffquellen enthalten ′gelbfärbende′ und

′rotfärbende′ Carotinoide, wie zum Beispiel das Luzernegrünmehl. In einem kg Luzernegrünmehl sind 217 mg Lutein (gelbfärbend) und 20 mg Zeaxanthin (rotfärbend) enthalten. Zwar ist die Einbaurate bei natürlichen Carotinoiden etwas besser als bei künstlich hergestellten Carotinoiden, der Gehalt in den Pflanzen unterliegt jedoch saisonalen Schwankungen und nimmt durch die Lagerung oft rapide ab. Weiterhin treten verschiedene Konfigurationen und Stereotypen auf (siehe Kapitel 2.3.2), wodurch sich die Einbaurate häufig noch verschlechtert. Die künstlich hergestellten Carotinoide lassen sich deshalb besser dosieren und kombinieren, da sie immer die gleiche Konzentration, Konfiguration und den gleichen Stereotyp aufweisen. Nach dem Futtermittelgesetz sind acht künstlich hergestellte Carotinoide zugelassen (WEINREICH et al. 2002). Sie werden in Dosen von 5 - 50 mg/kg dem Futter zugegeben (ACKER und TERNES 1994). Nach dem Futtermittelgesetz sind bis zu 80 mg/kg Alleinfutter für Geflügel zur Dotter- und Hautfärbung erlaubt (WEINREICH et al. 2002).

Da ein unterschiedlicher Gehalt an Carotinoiden im Dotter nicht den Nährwert beeinflusst, stellt ein Mangel an Carotinoiden eher ein kosmetisches Problem dar (SCHOLTYSSEK 1994).

2.3.6 Analytik

Die Dotterfarbe kann mit dem Farbfächer von la Roche bestimmt werden. Basis für den Farbfächer ist die objektive Messung von repräsentativen Dotterfarben und die Bestimmung ihrer Positionen im CIE-Farbdreieck (Commission Internationale de l’Eclairage). Die Farbe des Dotters befindet sich innerhalb eines genau definierten Gebietes, des sogenannten Farbdreieckes. Dieses Gebiet wird mit einem 'Dotterstreifen' beschrieben. Der Farbfächer beginnt mit einem blassen Gelbton, geht dann über in ein dunkleres gelb mit einem zunehmenden Grad an Sättigung und

ermöglicht so eine einfache und objektive Messung der Dotterfarbe. Bei der Benutzung des Fächers sind folgende Punkte zu berücksichtigen:

• Bei Beurteilung einer Reihe von mehreren Dottern sollte der gleiche Betrachter die Farben beurteilen, da es individuelle Unterschiede in der Farbwahrnehmung gibt.

• Die Betrachtung sollte vor einem weißen, grauen oder schwarzen Hintergrund erfolgen, damit Farbirritationen vermieden werden.

• Die Beurteilung sollte bei Tageslicht stattfinden, damit keine Reflexionen durch künstliche Lichtquellen entstehen.

• Die Streifen des Farbfächers sollten zur Beurteilung direkt an das Dotter gehalten werden.

Um eine objektive Bestimmung der Dotterfarbe zu erhalten, wird ein Lab-Photometer für die Bestimmung verwendet. Es misst in einem x-y-z-Bestimmungssystem sowie in einer bestimmten Wellenlänge, Sättigung, Dunkelstufe und in einem bestimmten Abschnitt der Farbskala. Die Photometer haben vor der Linse eine sogenannte

″Glanzfalle″. Dabei handelt es sich um einen trichterförmigen Aufsatz, der Störeinflüsse, die durch das Glänzen der Dottermembran auftreten, verringert.

Die eigentliche Bestimmung der Carotinoide und deren Gehalte kann über Hochleistungsflüssigkeits-Chromatographie (HPLC) erfolgen. Hierzu kann man die Normal-Phase HPLC (NP-HPLC) und die Reverse-Phase HPLC (RP-HPLC) benutzen. Je nach Charakter des nachzuweisenden Carotinoides ist die eine oder andere Methode vorteilhafter. Nach BALL (1996) lassen sich die Carotine besser über RP-HPLC bestimmen, da sie einen geringen polaren Charakter haben. Die Xanthophylle lassen sich wegen ihres stärkeren polaren Charakters besser über die NP-HPLC bestimmen. Die Wahl der Säule hängt von den jeweils zu untersuchenden Carotinoiden ab. Zwar gibt es keine universelle Säule, C18 ist aber die am häufigsten verwendete Säule. Sie ist aber nicht für den Nachweis von Lutein und Zeaxanthin geeignet (EPLER et al. 1993). Als Lösungsmittel in der mobilen Phase werden unterschiedliche organische Lösungsmittel verwendet. Es handelt sich hierbei

meistens um wasserfreie Systeme, da die Carotinoide lipophil sind. Die Bestimmungen werden überwiegend unter isokratischen Bedingungen durchgeführt (EPLER et al. 1993, McGEACHIN und BAILEY 1995). Im Anschluss erfolgt die Bestimmung über UV-Detektoren bei einer Wellenlänge von 436 bis 470 nm.

3. Eigene Untersuchungen 3.1 Material und Methode

3.1.1 Versuchsziel

Ziel dieser Untersuchungen war es, die Einsatzmöglichkeiten von Möhrentrester in der Legehennenfütterung zu erfassen. Von Interesse war hierbei auch der Einsatz des Tresters als natürliche Carotinquelle.

3.1.2 Versuchstiere Versuch 1:

Für den ersten Versuch standen 30 Legehennen vom Hybridtyp Tetra zur Verfügung, die alle aus demselben Zuchtbetrieb (Fa. Deindl GmbH & Co. KG, Rietberg- Varensell) stammten und bei Versuchsbeginn 24 Wochen alt waren. Das entsprechende Impfprogramm ist dem Anhang II zu entnehmen. Während der Adaptation an die neue Umgebung wurden die Tiere mit einem Legehennenalleinfutter gefüttert. Zu Beginn der 1. Bilanz betrug die durchschnittliche Körpermasse der Tiere 1,62 kg.

Versuch 2:

Beim zweiten Versuch wurden die gleichen Tiere wie im ersten Versuch verwendet.

Sie waren zu Versuchsbeginn 53 Wochen alt und hatten ein durchschnittliches Gewicht von 1,51 kg.

3.1.3 Haltung der Tiere Versuch 1:

Die Untersuchung wurde im Institut für Tierernährung der Tierärztlichen Hochschule Hannover durchgeführt. Die Tiere waren in drei Etagenkäfigen mit jeweils

3 x 3 Einzelkäfigen aufgestallt, wobei die Größe eines Einzelkäfigs 35 x 45 x 45 cm betrug. Jeder Etagenkäfig umfasste somit eine Gruppe. Drei Tiere dienten als Ersatztiere und wurden in Bodenhaltung gehalten. Als Futtertröge wurden rechteckige Metallbehälter verwendet. Das Trinkwasser wurde aus Plastikflaschen angeboten, die in Kunststoffschalen mit einem Stein fixiert waren. Jede Henne erhielt eine eigene Kennzeichnung, die an den Trögen angebracht war. Die Kennzeichnung enthielt einen Buchstaben (A, B, C) für die Gruppe der Tiere und die jeweilige Nummer. Die Kennzeichnung für das erste Tier der Gruppe A lautete somit A1. Die tägliche Beleuchtungsdauer betrug 15 Stunden und die Lichtintensität variierte zwischen 15 und 20 Lux. Die Temperatur betrug 18 bis 22 °C.

Versuch 2:

Im zweiten Versuch herrschten die gleichen Bedingungen wie im ersten Versuch.

Hier gab es jedoch nur zwei Gruppen zu jeweils 13 Tieren, die als Versuchsgruppe (V) und Kontrollgruppe (K) bezeichnet wurden.

3.1.4 Versuchsfutter Versuch 1:

Während der Adaptationszeit an die Käfige wurden die Tiere mit einem Alleinfuttermittel für Legehennen gefüttert, das nach Angaben des Herstellers aus folgenden Komponenten zusammengesetzt war:

Weizen, Mais, Sojaextraktionsschrot (dampferhitzt), Calciumcarbonat, Sonnenblumenextraktionsschrot, Pflanzenöl, Monodicalciumphosphat (anorganisch), Vitamin-Vormischung Vietal^®, Natriumchlorid und 0,05 % Hydroxy-Analog von Methionin.

Die Anteile der einzelnen Inhaltsstoffe des Alleinfuttermittels sind Tabelle 8 zu entnehmen.

Tabelle 8: Zusammensetzung des Alleinfuttermittels 1 (nach Angaben des Herstellers)

Inhaltsstoffe Anteil in %

Rohprotein 16,50

Methionin 0,35

Rohfett 4,50

Rohfaser 5,00

Rohasche 13,00

Calcium 3,69

Phosphor 0,60

Natrium 0,15

Hydroxy-Analog von Methionin (0,05 % Gesamtsäure, 0,03 % monomere Säure)

Zusatzstoffe je kg Alleinfuttermittel:

Vitamin A : 12.000 I.E.

Vitamin D3: 2.000 I.E.

Vitamin E : 15 mg

500 FYT 6-Phytase (EC 3.1.3.26) Canthaxantin

Antioxidans Ethoxyquin Propylgallat

Zitronensäure

Insgesamt wurden drei verschiedene Futtermischungen eingesetzt.

a) Kontrollfutter

b) Kontrollfutter + künstliches β-Carotin c) Kontrollfutter + 15 % Trester

Das Kontrollfutter bestand in seiner Grundmischung aus Weizen, Gerste und Sojabohnenextraktionsschrot (siehe Tabelle 9). Zu dieser Grundmischung wurden Lysin, Methionin, Natriumphosphat, Viehsalz und eine Vitaminmischung zugesetzt.

Dem zweitem Versuchsfutter (Kontrollfutter + β-Carotin) wurde zusätzlich zu dieser Mischung künstlich hergestelltes β-Carotin zugemischt. Beim dritten Versuchsfutter (Kontrollfutter + 15 % Trester) wurde dem Kontrollfutter 15 % Trester beigemischt.

Um das gleiche Protein-Energie-Verhältnis zu bekommen, wurden die Anteile von Weizen und Gerste reduziert und der Anteil an Sojabohnenextraktionschrot erhöht.

Zusätzlich wurde Öl zugegeben.

Tabelle 9: Zusammensetzung der drei Versuchsfutter im ersten Versuch (Angaben in g/kg Futter)

Komponenten Kontrollfutter Kontrollfutter + ββββ-Carotin

Kontrollfutter + 15 %Trester

Öl 0 0 10

Gerste, Winter (Körner) 250 250 165

Calciumcarbonat 90 90 90

Lysin (Mono-HCL) 1 1 1

Methionin (DL) 1,5 1,5 1,5

Natriumphosphat 8 8 8

Sojabohnenextr.schrot 150 150 180

Viehsalz 1 1 1

Weizen, Winter (Körner) 498,5 498,5 393,5

Möhrentrester 0 0 150

Vit.con.PB4(1)

0,1 0,1 0,1

Rovimix (β-Carotin 10%) 0 0,3 0

Zusammensetzung: Gehalt/ kg Vitamin A 50 000 000 IE Vitamin D 11 500 000 IE Vitamin E-Acetat 115 400 mg Menadion K3 7 700 mg Vitamin B1 5 700 mg Vitamin B2 2 300 mg Ca-D-Pantotenat 56 524 mg Vitamin B6 15 400 mg Vitamin B12 77 000 mg Nicotinsäure 154 000 mg Folsäure 3 000 mg Biotin 288 500 µg

Der verwendete Trester ging aus der Möhrensaftgewinnung hervor. Genauere Auskünfte über dessen Verarbeitung liegen nicht vor. Die Rohnährstoffe und der β-Carotingehalt sind Tabelle 10 zu entnehmen.

Tabelle 10: Rohnährstoffe des verwendeten Möhrentresters (Angaben in g/kg TS)

Inhaltsstoffe Anteil

Trockenmasse (%) 91,20

Rohasche 58,64

Rohprotein 64,01

Rohfett 6,58

Rohfaser 162,34

Stärke 57,79

Zucker 338,69

β-Carotin (mg/kg TS) 248,0

Das Kontrollfutter mit β-Carotin wurde mit 2/3 Kontrollfutter verschnitten, um es auf den gemessenen β-Carotingehalt des Kontrollfutters mit 15 % Tresteranteil einzustellen. Die im jeweiligen Futter enthaltenden β-Carotinwerte sind in Tabelle 11 angegeben. Die Futtermischungen wurden in der institutseigenen Mahl- und Mischanlage als Futtermehl hergestellt. Da die benötigte Futtermenge höher war als die Kapazität der Mahl- und Mischanlage, waren für jedes Futter zwei einzelne Mischvorgänge erforderlich (Mischung 1 und 2). Die Futtermischungen wurden in lichtundurchlässigen Säcken kühl gelagert. Zur Bestimmung des Carotingehaltes und der Rohnährstoffe (Weender-Analyse) wurden vor der Verfütterung aus jedem Sack zwei Proben gezogen.

Tabelle 11: β-Carotingehalte in den drei Versuchsfuttern im ersten Versuch (Angaben in mg/kg Futter)

Futter ββββ-Carotingehalt

Mischung 1

ββββ-Carotingehalt Mischung 2

Kontrollfutter 0,16 0,09

2/3 Kontrollfutter + 1/3 Kontrollfutter mit Zulage von β-Carotin

46,5 52,2

Kontrollfutter

+ 15 % Trester 44,2 44,6

Versuch 2:

Für den zweiten Versuch standen das Kontrollfutter (siehe Versuch 1) und das Kontrollfutter mit 25 % Trester zur Verfügung. Mit ihnen wurde genauso verfahren, wie mit den anderen Futtermitteln. Ihre Zusammensetzung ist aus Tabelle 12 zu entnehmen.

Tabelle 12: Zusammensetzung der Futtermischungen im zweiten Versuch (Angaben in g/kg Futter)

Komponenten Kontrollfutter Kontrollfutter

+ 25 % Trester Öl 0 10 Gerste, Winter (Körner) 250 165 Calciumcarbonat 90 90 Lysin (Mono- HCL) 1 1 Methionin (DL) 1,5 1,5 Natriumphosphat 8 8 Sojabohnenextr.schrot 150 180 Viehsalz 1 1 Weizen, Winter (Körner) 498,5 293,5 Möhrentrester 0 250

3.1.5 Versuchsablauf Versuch 1:

Die Versuchstiere wurden in einer neuntägigen Adaptationszeit an die Einzelkäfighaltung gewöhnt. Sie wurden nach dem Zufallsprinzip in drei Gruppen zu je neun Tieren eingeteilt und mit einem Legehennenalleinfutter gefüttert (Inhaltsstoffe siehe Tabelle 8).

Der gesamte Versuchszeitraum des ersten Versuches erstreckte sich über 11 Wochen. In diesen Zeitraum waren drei Bilanzphasen mit je 24 Tagen Dauer integriert. Zwischen den Bilanzphasen war jeweils ein Tag Pause. Jede Bilanzphase war wiederum in eine zehntägige Anfütterungsphase und eine zwölftägige Bilanz unterteilt, wovon an 2 x 5 Tagen Proben genommen wurden (siehe Abbildung 8).

Jeder Versuchsgruppe wurde ein Versuchsfutter zugeteilt, welches nach jeder Bilanzperiode gewechselt wurde (siehe Tabelle 13). Am Ende der Fütterungsphase hatte somit jedes Tier jedes Versuchsfutter bekommen.

Abbildung 8: Schematische Darstellung des Versuchsablaufes (Versuch 1)

KM KM KM

Blutentnahme

10. Tag

Anfütterung Bilanz Pause Bilanz

10 Tage

4. Tag

TS

7. Tag

TS

5 Tage 2 Tage 5 Tage

1 Tag 1 Tag

1. Tag

TS

Tabelle 13: Kombination der Futtermittel mit den Versuchsgruppen in den drei Bilanzen im ersten Versuch

Kontrollfutter Kontrollfutter + künstl. ββββ-Carotin

Kontrollfutter + 15 % Möhrentrester

1. Bilanz Gruppe A Gruppe B Gruppe C

2. Bilanz Gruppe B Gruppe C Gruppe A

3. Bilanz Gruppe C Gruppe A Gruppe B

Versuch 2:

Die Hühner wurden in eine Kontrollgruppe und eine Versuchsgruppe eingeteilt. Jede Gruppe bestand aus 13 Tieren, die über eine Dauer von 21 Tagen gefüttert wurden.

Die Kontrollgruppe erhielt das Kontrollfutter und die Versuchsgruppe das Kontrollfutter + 25 % Trester.

3.1.5.1 Futteraufnahme Versuch 1:

Die Versuchstiere wurden jeden Tag zur gleichen Uhrzeit mit 150 g des jeweiligen Futters gefüttert (siehe Tabelle 13). Während der Bilanzphase wurden die Futterreste täglich zur gleichen Zeit mittels eines Spachtels in einem 500 ml Plastikbecher für jedes Tier gesammelt und auf einer Oberschalenwaage (Toledo, PG 3001, Fa.

Mettler, Auflösung ± 0,1 g) zurückgewogen.

Versuch 2:

Die Versuchstiere wurden ebenfalls mit 150 g Futter pro Tag gefüttert. Die Futterrückwaagen wurden in Intervallen von zwei Tagen vorgenommen.

3.1.5.2 Wasseraufnahme

Die Wasseraufnahme der Einzeltiere wurde während der Bilanzphase ebenfalls täglich zur gleichen Zeit durch Wiegen der Tränkgefäße ermittelt (Oberschalenwaage: Toledo, PG 3001, Fa. Mettler, Auflösung ± 0,1 g). Das von den Tieren verspritzte und von den Schalen aufgefangene Wasser wurde ebenfalls auf der Oberschalenwaage ermittelt. Um den Verlust durch Verdunstung zu bestimmen, wurde ein im selben Raum aufgestelltes Tränkgefäß täglich zurückgewogen. Mit dem so ermittelten Verdunstungswert wurde täglich der Wasserverbrauch jedes Tieres korrigiert.

3.1.5.3 Exkremente

Am ersten, vierten und siebten Tag der Anfütterungsphase wurden von jedem einzelnen Huhn die in 24 Stunden angefallenen Exkremente gesammelt, um die Trockensubstanz zu bestimmen. Hierzu wurden Auffangbleche aus Metall unter den Käfigen angebracht. Der Kot wurde statt 24 Stunden 48 Stunden getrocknet (genaue TS-Bestimmung siehe Kapitel 3.1.6.1). In der Bilanzphase wurden die Exkremente einmal täglich zur gleichen Uhrzeit gesammelt. Nach Entfernung der Federn wurden sie mittels eines Spachtels in einen 250 ml Plastikbecher gefüllt und auf einer Oberschalenwaage (Explorer, Fa. Ohaus, Auflösung ± 0,01 g) gewogen.

Anschließend wurden sie bei -20 °C eingefroren.

Nach dem Zufallsprinzip wurden während der Bilanzphase täglich zwei Tiere pro Gruppe ausgewählt, deren Exkremente zur pH-Wertbestimmung herangezogen wurden. Dazu wurde vom jeweiligen Exkrement 1 g entnommen, mit 2 ml destilliertem Wasser vermischt und mit einem digitalem pH-Meter (pH 526 multical^®, Fa. WTW, Weilheim) der pH-Wert bestimmt.

3.1.5.4 Körpermassenentwicklung Versuch 1:

Die Körpermasse der Tiere wurde mit einer Federwaage (Tacho, Fa. Berkel, Auflösung ± 0,01 g) ermittelt. Diese Ermittlung erfolgte jeweils vor der Anfütterung sowie vor und nach der Bilanz.

Versuch 2:

Die Körpermasse der Tiere wurde vor und nach der 21-tägigen Fütterungsphase bestimmt.

3.1.5.5 Legeleistung Versuch 1:

Die Eier wurden während der Bilanzperiode täglich zur gleichen Zeit gesammelt. Für jedes Versuchstier wurde die Eianzahl, das Eigewicht und die Anzahl der Windeier ermittelt. Im Anschluss wurden die Eier bei 4 °C im Kühlhaus gelagert. Am Ende jeder Bilanz wurden die Eier aufgeschlagen, das Eiweiss vom Dotter getrennt und die Dotterfarbe von zwei unparteiischen Personen mit einem Farbfächer (Hoffmann-La Roche AG, Grenzach-Whylen) klassifiziert. Anschließend wurde für jedes Tier in einem 500 ml Plastikbecher eine Sammelprobe erstellt, deren Gewicht mittels einer Oberschalenwaage (Typ LC 420 1S, Fa. Sartorius, Göttingen, Auflösung ± 0,01 g) ermittelt wurde. Nach der Gewichtsermittlung wurden sie bei -20 °C eingefroren und dunkel gelagert.

Versuch 2:

Die Eier wurden während der Fütterungsphase für jedes Tier täglich zur gleichen Zeit gezählt.

3.1.5.6 Blutentnahme

Einen Tag nach jeder Bilanz wurde jedem Tier mittels einer Kanüle (22 G) circa 5 ml Blut aus der Flügelvene entnommen und in ein Lithium-Heparinzentrifugenröhrchen (S-Monovetten^® LH, Fa. Sarstedt, Nümbrecht) gefüllt. Das Blut wurde 10 Minuten bei einer Umdrehung von 2000 g in einer Zentrifuge (Varifuge F, Fa. Heraeus sepatech GmbH, Osterode am Harz) zentrifugiert. Das Blutplasma wurde anschließend in Plasmaröhrchen (Fa. Sarstedt, Nümbrecht) abpipettiert und bei -20 °C eingefroren.

Die Aufbewahrung dieser Proben erfolgte im Dunkeln.

3.1.6 Vorbereitung der Proben für die Analysen 3.1.6.1 Versuchsfutter

Von jedem Futtermittelsack wurde eine Probe entnommen. Nach Abtrennung über den Probenteiler (Typ 1, lichte Weite ½ ‘‘, Fa. Haver & Boecker, Oelde, Westfalen) wurde daraus eine repräsentative Probe für die Weender-Futtermittelanalyse und die Bestimmung des β-Carotinwertes entnommen. Die Proben wurden mit einer Zentrifugalmühle (ZM 1000, Fa. Retsch GmbH & Co. KG, Haan) mit einer Siebgröße von 0,5 mm fein zermahlen und in Plastikflaschen mit Schraubverschluss luftdicht aufbewahrt.

Für die erste Trockensubstanzbestimmung (1. TS) wurde ein repräsentativer Teil der Proben, der für die Weender-Futtermittelanalysen bestimmt war, ungemahlen in Aluschalen eingewogen, die zuvor zwei Stunden bei 105 °C im Trockenschrank (Typ UL 80, Fa. Memmert, Schwabach) standen und gewichtskonstant waren. Die Proben wurden dann bei 105 °C in einem Trockenschrank 24 Stunden lang getrocknet und anschließend im Exsikkator abgekühlt. Danach erfolgte eine erneute Gewichtsbestimmung.

3.1.6.2 Blutproben

Die Vorbereitung der Blutproben zur Untersuchung auf β-Carotin fand im Rahmen

3.1.6.3 Exkremente

Nach Ende aller Bilanzen wurden die eingefrorenen Exkremente (siehe Kapitel 3.1.5.3) bei 5 °C langsam wieder aufgetaut. Für jedes Tier wurde aus den Teilproben einer Bilanz eine Sammelprobe hergestellt. Jede dieser Proben wurde mit einem Handrührgerät (Typ 666, Fa. Krups, Essen) homogen vermischt. Ein Teil davon wurde dann zur Bestimmung der ersten Trockensubstanz verwendet (siehe Kapitel 3.1.6.1). Weiterhin wurden 500 g der Sammelprobe in einer Aluschale abgewogen, eingefroren und in einer Vakuumgefriertrocknungsanlage (Christ^®, Gamma 1-20, Fa. Martin Christ Gefriertrocknungsanlagen GmbH, Osterode, Harz) dehydriert.

Anschließend wurde die Probe in einer Zentrifugalmühle (ZM 1000, Fa. Retsch GmbH & Co. KG, Haan) mit einer Siebstärke von 0,5 mm gemahlen. Die gemahlenen Proben wurden bis zur ihrer Weiterverwendung in Plastikflaschen mit Schraubverschluss aufbewahrt. Der Rest der gemischten Exkremente wurde in Plastikbeuteln wieder eingefroren.

3.1.6.4 Dotterproben

Der tiefgefrorenen Dotterproben wurden langsam aufgetaut. Anschließend wurde von jeder Probe die erste Trockensubstanzbestimmung durchgeführt (siehe Kapitel 3.1.6.1). Im Gegensatz zu den Kot- und Futterproben wurden die Dotterproben 48 Stunden im Trockenschrank (Typ UL 80, Fa. Memmert, Schwabach) belassen.

Weiterhin wurde ein repräsentativer Teil der Dotterproben in einem 125 ml Plastikbecher abgewogen und mit Alufolie umwickelt, um die Proben vor Licht zu schützen. Dann wurden die Proben wieder tiefgefroren, um anschließend eine Gefriertrocknung durchführen zu können. Nach der Trocknung wurden die Proben mittels einer Analysenmühle (Typ A 10, Fa. Janke & Kunkel GmbH & Co. KG, Staufen) gemahlen und in Plastikflaschen mit Schraubverschluss im Kühlhaus bei -20 °C gelagert.