Klinische Anwendbarkeit und Praktikabilität der Alfaxalon - Anästhesie bei der Hauskatze
INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)
vorgelegt von Britta Bösing Gronau (Westf.)
Hannover 2012
1. Gutachterin: Prof. Dr. med. vet. Sabine Kästner
2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Wolfgang Bäumer
Tag der mündlichen Prüfung: 22.05.2012
Meinen Eltern
Tierärztliche Praxis Kleintiere
ISSN: 1434–1239; Ausgabe 2012; Heft 1 2012, Seiten 17–25 Klinische Anwendbarkeit und Praktikabilität von Alfaxalon zur
Kurzanästhesie bei der Katze nach Prämedikation mit Buprenorphin B. Bösing, J. Tünsmeyer, R. Mischke, M. Beyerbach, S. B. R. Kästner
Teilergebnisse dieser Dissertation wurden in folgenden Zeitschriften und auf folgenden Fachkongressen präsentiert:
Kleintier konkret, Sonderdruck S1 2010 Ausgabe 2010; Heft 13; Seiten 3–8
Alfaxalon-Injektionsanästhesie bei der Hauskatze – Klinische Anwendbarkeit und Praktikabilität
B. Bösing
56. Jahreskongress der Deutschen Gesellschaft für Kleintiermedizin, Düsseldorf Oktober 2010
Klinische Anwendbarkeit und Praktikabilität der Alfaxalon Anästhesie bei der Hauskatze
B. Bösing, R. Mischke, M. Beyerbach, S. B. R. Kästner Posterpräsentation
19. Jahrestagung der FG „Fachgruppe Innere Medizin und Labordiagnostik“
der DVG (InnLab), Leipzig, 4./5. Februar 2011
Klinische Anwendbarkeit und Praktikabilität der Alfaxalon-Anästhesie bei der Hauskatze
B. Bösing, S. B. R. Kästner
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung ... 11
2 Literaturübersicht ... 13
2.1 Sedativa, Analgetika und Anästhetika ... 13
2.1.1 Acepromazin... 13
2.1.2 Buprenorphin ... 14
2.1.3 Alfaxalon ... 15
2.1.4 Saffan® ... 21
2.1.5 Propofol ... 23
2.2 Anästhesieüberwachung ... 25
2.2.1 Herz–Kreislaufsystem ... 25
2.2.2 Respirationstrakt ... 27
2.2.3 Körpertemperatur ... 29
2.3 Blutparameter... 30
2.3.1 Hämatologie ... 31
2.3.2 Blutgase und Elektrolyte ... 32
2.3.3 Klinische Chemie ... 33
3 Material und Methode ... 34
3.1 Tiere ... 34
3.2 Studiendesign ... 34
3.3 Anästhesie ... 35
3.4 Instrumentierung und Messparameter ... 37
3.5 Blutentnahme ... 38
3.6 Statistik ... 40
3.7 Abbildungen ... 41
4 Publikation 1 ... 44
4.1 Zusammenfassung... 45
4.2 Summary ... 46
5 Publikation 2 ... 47
5.1 Zusammenfassung... 48
5.2 Einleitung ... 50
5.3 Material und Methode ... 51
5.3.1 Tiere ... 51
5.3.2 Studiendesign ... 52
5.3.3 Anästhesie ... 52
5.3.4 Instrumentierung und Messparameter ... 54
5.3.5 Blutentnahme ... 55
5.3.6 Statistik ... 56
5.4 Ergebnisse ... 56
5.4.1 Patientenverteilung ... 57
5.4.2 Eingriffe und Behandlungen ... 57
5.4.3 Klinische Parameter während der Anästhesie ... 57
5.4.4 Anästhesiedauer und Aufwachphase ... 58
5.4.5 Verbrauchte Menge an Alfaxalon ... 59
5.4.6 Hämatologische Parameter ... 59
5.4.7 Elektrolyte und Säure-Basen-Status ... 59
5.4.8 Klinisch-chemische Parameter ... 60
5.5 Diskussion ... 60
5.5.1 Schwächen der Studie ... 66
5.6 Schlussfolgerung... 67
5.6.1 Interessenkonflikt ... 67
5.7 Tabellen ... 68
5.8 Abbildungen ... 76
5.9 Literatur ... 81
6 Übergreifende Diskussion ... 85
6.1 Grenzen der Studie ... 91
7 Zusammenfassung ... 93
8 Summary ... 96
9 Literaturverzeichnis... 98
10 Danksagung ...110
Abkürzungsverzeichnis
Abb. Abbildung
AF Atemfrequenz
ASA modifizierte Risikoklassifizierung der American Society of Anesthesiologists
AZV Atemzugvolumen
AMV Atemminutenvolumen bzgl. bezüglich
bzw. beziehungsweise CO2 Kohlenstoffdioxid DAP diastolischer Blutdruck d.h. das heisst
DTI Dauertropfinfusion
EDTA Ethylendiamintetraessigsäure EKG Elektrokardiogramm
Fa. Firma
fl Femtoliter
GABA Gamma-Aminobuttersäure
GABAA Rezeptoren der Gamma-Aminobuttersäure vom Typ A g/dl Gramm pro Deziliter
ggr. geringgradig
GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung
h Stunde
Hb Hämoglobin
HF Herzfrequenz
Hkt Hämatokrit
HMV Herzminutenvolumen
HPBD Hydroxypropylbetadextrin i.m. intramuskulär
i.v. intravenös
kg Kilogramm
KM Körpermasse
l Liter
LAVES Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit
Li Lithium
MAP mittlerer arterieller Blutdruck
MCH mittlerer Hämoglobingehalt des Einzelerythrozyten MCHC mittlere Hämoglobinkonzentration der Erythrozyten
mg Milligramm
min Minute
ml Milliliter
mmHg Millimeter Quecksilbersäule mmol Millimol
mmol/l Millimol pro Liter
mol Stoffmenge
n Gruppengröße
O2 Sauerstoff
p Signifikanzniveau
PaCO2 arterielle Kohlendioxidpartialdruck PaO2 arterielle Sauerstoffpartialdruck
pg Pikogramm
SAP systolischer Blutdruck s.c. subkutan
s Sekunde
SpO2 Sauerstoffsättigung gemessen über Pulsoximetrie t ½ Plasmaeliminationshalbwertszeit
Tab. Tabelle
TIVA Total Intravenöse Anästhesie u.a. unter anderem
U/l Units pro Liter z.B. zum Beispiel
ZNS zentrales Nervensystem ZVD zentral venöser Druck
α Alpha
β Beta
ɣ Gamma
δ Delta
к Kappa
ɛ Epsilon
ɵ Theta
π Pi
ρ Rho
µ My
µl Mikroliter
µmol/l Mikromol pro Liter
°C Grad Celsius
% Prozent
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1 Einleitung
Es gibt eine Vielzahl von diagnostischen und chirurgischen Eingriffen die eine tiefe Sedation oder eine Allgemeinanästhesie bei der Hauskatze erforderlich machen.
Dem praktizierenden Tierarzt steht hierfür eine große Auswahl von Medikamenten zur Verfügung. Neben der klassischen Injektions- und der Inhalationsanästhesie ist die Total intravenöse Anästhesie (TIVA) von zunehmender Bedeutung. Sowohl für Sedation, als auch für eine Anästhesie sind ein schneller Wirkungseintritt, eine sichere Erhaltung der Sedation oder Anästhesie sowie eine komplikationslose und ruhige Aufwachphase wünschenswert.
In der Veterinärmedizin werden zu diesem Zweck bei Hunden und Katzen häufig etablierte Präparate wie Alkylphenol (Propofol) eingesetzt. Bei felinen Patienten kann dieses jedoch aufgrund ihrer Glukuronidierungsinsuffizienz bei längerer oder wiederholter Gabe zu Kumulation führen (PASCOE 2006; WHITTEM et al. 2008;
KROKER 2010). Ein beschriebener Nachteil ist eine oxidative Schädigung der Erythrozyten verbunden mit einer Zunahme der Anzahl von Heinz-Körpern bei wiederholter Gabe von Propofol bei der Katze (ANDRESS et al. 1995; MATTHEWS et al. 2004). Nebenwirkungen wie Anorexie und Diarrhoe, sowie Ödembildung im Gesichtsbereich konnten beobachtet werden (ANDRESS et al. 1995).
Das Injektionsanästhetikum Alfaxalon scheint diese Nebenwirkungen bei der Katze nicht zu haben. Hierbei handelt es sich um ein neuroaktives Steroidmolekül welches an Gamma Aminobuttersäure A (GABAA) Rezeptoren bindet und so über Modulation und Verstärkung der inhibitorischen Wirkung seinen anästhetischen Effekt entwickelt (LAMBERT et al. 2003).
Seit 2008 ist Alfaxalon in Deutschland in einer neuen Formulierung mit dem Lösungsvermittler Hydroxypropylbetadextrin (HPBD), einem Cyclodextrin, für die intravenöse (i.v.) Gabe bei Hunden und Katzen zugelassen.
Sowohl bei der Katze als auch beim Hund ist es mit großer therapeutischer Breite gut verträglich (BREWSTER et al. 1990; MUIR et al. 2008). Ein weiterer Vorteil der Cyclodextrinformulierung des Alfaxalons ist die bakteriostatische Wirkung des HPBD.
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Es zeigt keine Wachstumförderung inokulierter Staphylococcus aureus und Escherichia coli Kulturen (SEAR 1996).
Bedingt durch das hohe Verteilungsvolumen und der raschen Penetrierung der Blut- Hirn-Schranke ist eine schnelle Einleitungs- und Aufwachphase bei einmaliger Gabe gegeben. Dies ist von Vorteil für den Einsatz von Alfaxalon als Kurznarkotikum. Eine genaue, auf den jeweiligen Patienten angepasste Dosierung ist so möglich.
Nebenwirkungen des Alfaxalons können eine Abnahme der Atemfrequenz bis hin zu Apnoe nach der Narkoseeinleitung sein. Desweiteren kann es zu Hypoventilation führen (DE BIE 2009; MUIR et al. 2009; PASLOSKE et al. 2009; JUROX 2011). Die Aufwachphase wird in verschiedenen Studien als ruhig und komplikationslos beschrieben. Ein verlängerter Nachschlaf nach längeren Anästhesien oder wiederholten Alfaxalongaben deutet auf eine geringgradige (ggr.) Kumulation des Medikamentes hin (WHITTEM et al. 2008; MUIR et al. 2009).
Ziel der folgenden Studien war es, die Anwendbarkeit und Praktikabilität von Alfaxalon sowohl für tiefe Sedationen und Kurzanästhesien als auch für Eingriffe von bis zu 2 Stunden bei gesunden und erkrankten Katzen der ASA-Risikoklassen 1–4 (ASA: modifizierte Risikoklassifizierung der American Society of Anesthesiologists) (POSNER 2007) zu evaluieren. Zurzeit liegen keine Studien vor, in denen Katzen dieser Risikoklassen eine Alfaxalon-TIVA von bis zu 2 Stunde erhalten haben. Die Verträglichkeit des Medikamentes sowie mögliche kumulative Effekte und eventuelle Veränderungen des Blutbildes und der Blutchemie sollten nachgewiesen und die Einleitungs- und Aufwachqualität beurteilt werden.
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2 Literaturübersicht
2.1 Sedativa, Analgetika und Anästhetika
Es folgt eine Literaturübersicht über die in dieser Studie angewandten Medikamente Acepromazin, Buprenorphin und Alfaxalon, die alle für die Katze zugelassen und in vielen Praxen gebräuchlich sind, sowie über Saffan® und Propofol. Saffan® war ebenfalls ein Kurznarkotikum für die Katze. Ein Inhaltsstoff der Lösung war das Alfaxalon. Das Injektionsanästhetikum Propofol wird angeführt, da es für die i.v.- Narkoseeinleitung und für eine TIVA bei der Katze hauptsächlich eingesetzt wird.
2.1.1 Acepromazin
Acepromazin ist ein Phenothiazinderivat und gehört somit in die Gruppe der Neuroleptika. Phenothiazine sind Dopamin-Rezeptor-Antagonisten und haben einen beruhigenden, stimmungsändernden und anti-psychotischen Effekt. Aufgrund dieser Wirkungen werden sie häufig zur Narkoseprämedikation, für die Neuroleptanalgesie oder zur Sedation angewandt (LUMB u. JONES 1984; MURRELL 2007; LÖSCHER 2010a). Ohne selbst analgetisch zu wirken, können Neuroleptika die Wirkung von Analgetika verstärken. Ein Nachteil ist die negative Kreislaufwirkung. Neuroleptika haben eine α-adrenolytische Wirkung in der Peripherie und können so einen Blutdruckabfall verursachen (MURRELL 2007; LÖSCHER 2010a).
Acepromazin ist das am häufigsten angewandte Phenothiazinderivat in der Kleintiermedizin. Durch seinen antagonistischen Effekt an den α-1 Adrenorezeptoren kann es zu einer Vasodilatation in der Peripherie und so zu einem Blutdruckabfall führen. Bei systemisch gesunden Patienten führt das kaum zu Problemen, jedoch sollte auf die Anwendung bei Hypovolämie oder Schock verzichtet werden.
Acepromacin wirkt relativ lang (4–6 Stunden) und kann nicht antagonisiert werden.
Bei Fehldosierung ist eine aggressive Infusionstherapie die erste durchzuführende Behandlung (MURRELL 2007).
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In klinischen Dosen hat Acepromazin keinen negativen Einfluss auf die Atmung. Wird es jedoch zu hoch dosiert, oder mit Opioiden kombiniert kann eine atemdepressive Wirkung beobachtet werden (MURRELL 2007).
Durch die antiadrenerge Wirkung des Acepromazin werden narkotische Wirkungen verlängert. Zusätzlich werden die benötigten Mengen an Anästhetika bei vorheriger Prämedikation stark reduziert (HALL et al. 1999; AMMER u. POTSCHKA 2009).
Acepromacin hat einen anti-emetischen Effekt. Es blockiert sowohl Histamin-H1- Rezeptoren im Brechzentrum, als auch Dopamin-D2-Rezeptoren in der Area postrema (LÖSCHER 2010a).
Trotz der zentral depressiven Wirkung des Acepromazins kann es insbesondere nach i.v. Gabe zu Erregungserscheinungen kommen. Bei wiederholter Gabe ist eine Toleranzentwicklung möglich.
Bei leber- oder nierenkranken Patienten sollte auf die Acepromzingabe verzichtet werden da es sich stark an Plasmaproteine bindet und in Leber und Niere angereichert wird (AMMER und POTSCHKA 2010a). Bei einer Störung der Organe kann es nur langsam ausgeschieden werden.
Hunde können, je nach Rasse, unterschiedlich sensibel auf Acepromazin reagieren (HALL u. CLARKE 1983; MURRELL 2007). Bei der Katze ist dies bisher nicht beschrieben.
2.1.2 Buprenorphin
Buprenorphin ist ein halb-synthetisches, hoch lipophiles und potentes Opioid-Derivat des Thebain, sehr ähnlich in seiner chemischen Struktur mit Etorphin (PICK 1997) und Diprenorphine (COWAN 1977). Es gehört in die Gruppe der partiellen Opiatagonisten. Es weist eine partiell agonistische Aktivität an µ- und eine antagonistische Aktivität an к-Opioidrezeptorn auf (LEANDER 1988; AMMER u.
POTSCHKA 2010b). Buprenorphin hat eine glockenähnliche Wirkungskurve, das heißt (d.h.) der pharmakologische Effekt steigt zunächst bei höherer Dosierung, verliert bei weiterer Dosissteigerung aber an intrinsischer Aktivität (LUTFY et al.
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2003; YAMAMOTO et al. 2006; AMMER u. POTSCKA 2010b) mit einem Plateaueffekt bezüglich der analgetischen Wirkung sowie einer Atemdepression (DAHAN et al. 2005).
In seiner Wirkweise entspricht es nahezu dem des Morphins. Buprenorphin besitzt jedoch ein geringeres Suchtpotential als Morphin und klassische Morphinderivate (PICK 1997; LÖSCHER 2010b). Es ist bei Katzen 25–50 Mal potenter als Morphin (WELLS et al. 2008). Seine Halbwertszeit beträgt intramuskulär (i.m.) verabreicht 380,2 ± 131,0 min, ist also im Vergleich zum Morphin mit 93,6 ± 7,5 min deutlich länger (TAYLOR et al. 2001; EMMERICH 2009).
Durch seine langsame Rezeptorbindung setzt die Wirkung von Buprenorphin laut LÖSCHER (2010b) nach 20–30 min ein. NOLAN et al. (1987) und JOHNSON et al.
(2007) sprechen von einer maximalen Wirksamkeit erst nach 30–60 min. Da es nur langsam vom Opiodrezeptor abdissoziiert (LÖSCHER 2010b) ist seine Wirkdauer von 6–8 Stunden deutlich länger als die von z.B. Morphin (ILLES u. ALLGAIER 2005). Nebenwirkungen wie Übelkeit, Erbrechen und Speicheln sind bei Buprenorphin geringer ausgeprägt als beim Morphin (TAYLOR et al. 2001; DIXON et al. 2002). Ein weiterer Vorteil bei Katzen ist die mögliche transmukosale Gabe des Medikamentes (ROBERTSON et al. 2003a/b).
Buprenorphin ist ein Betäubungsmittel und unterliegt so den Vorschriften des Betäubungsmittelgesetzes in Deutschland (Anlage 3 zu §1 Abs. 1 BTM).
2.1.3 Alfaxalon
Alfaxan®, mit dem Wirkstoff Alfaxalon, ist ein Neurosteroid mit den Eigenschaften eines Anästhetikums und gehört zu der Gruppe der Injektionsanästhetika. Je nach Dosis kann mit ihm sowohl eine sedative als auch hypnotische und narkotische Wirkung bei den Patienten erzielt werden. Es zeichnet sich durch seine schnelle Einleitungsphase und eine gute Muskelrelaxation bei den unterschiedlichen Tierarten aus (KEATES 2003; CARPENTER et al. 2005; FERRE et al. 2006; GOODWIN et al.
2011).
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Die Injektionslösung ist klar, farblos und wässrig mit einem pH-Wert von 6,5–7. Die Alfaxalonmoleküle werden mit dem Lösungsvermittler 2α-hydroxypropyl-β- cyclodextrin (HPBCD) in Lösung gebracht. Cyclodextrine sind komplexe Polysaccharide aus Stärke. So auch das HPBCD welches Alfaxalon umschließt und ein ausreichend hydrophiles Äußeres besitzt um einen Komplex bilden zu können (MURRELL 2009).
Alfaxalon (3α-hydroxy-5α-pregnan-11,20-dion) bindet an den GABAA-Rezeptor an der Zelloberfläche. Dies führt zu einer Modulation des Chloridionenkanals an der neuronalen Zellmembran. Es hemmt die Ausbreitung der Aktionspotentiale indem es den Chloridionenfluss durch den GABAA Kanal verändert (JUROX 2011).
Die GABAA-Rezeptoren besitzen 19 in ihrer Aminosäuresequenz unterschiedliche Untereinheiten. Diese werden in die Familien α, β, ɣ, δ, ɛ, ɵ, π, ρ und µ geordnet.
Zusätzlich gibt es 5 Untereinheiten für jeden GABAA-Rezeptor. Eine Vielzahl von unterschiedlichen Kombinationsmöglichkeiten entsteht so innerhalb der Rezeptorfamilien (NADESON u. GOODCHILD 2000; STARKE 2005; WHITTEM 2006). Einige GABA Agonisten (z.B. Benzodiazepine und Etomidat) sind abhängig von sehr speziellen GABAA-Untereinheiten auf denen sie ihre Bindungsstellen finden.
Anders die Neurosteroide (z.B. Alfaxalon) die weniger sensitiv auf Variationen der Untereinheiten reagieren.
Bedingt durch die hohe Lipophilie des Alfaxalon wird die Blut-Hirn-Schranke schnell penetriert, sodass rasch eine wirksame Konzentration im Gehirn und damit eine schnelle Wirkung des Medikamentes erreicht werden (LÖSCHER 2010).
Die Pharmakokinetik von Alfaxalon ist bei Katzen und Hunden nicht linear sondern dosisabhängig (FERRE et al. 2006; WHITTEM et al. 2008). Durch eine sehr kurze Plasmaeliminationshalbwertszeit ist Alfaxalon sowohl für die wiederholte Bolusgabe als auch für die Anwendung als Dauertropfinfusion (DTI) geeignet. In der Beschreibung der Produkteigenschaften des Herstellers wird die Plasmaeliminationshalbwertszeit für die nicht prämedizierte Katze bei einer Gabe von 5 mg/kg KM i.v. Alfaxalon mit 45 min angegeben (JUROX 2011). Andere
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klinische Studien an unprämedizierten Katzen haben einen ähnlichen Wert ergeben.
PASLOSKE et al. (2005) sprechen von 58,6 ± 22 min bei gleicher Dosierung. HEIT et al. (2004a) geben 52 ± 17 min an und WHITTEM et al. (2008) berechneten 42,5 min.
Die t ½ für 25 mg/kg KM Alfaxalon i.v. lag bei 74 ± 27 min (HEIT et al. 2004a) und 76,6 min (WHITTEM et al. 2008).
Bei nicht prämedizierten Hunden bestimmten FERRE et al. (2006) eine t ½ von 24 ± 1,9 min bei der Gabe von 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v., was den vom Hersteller angegebenen 25 min nahezu entspricht. Bei 10 mg/kg KM Alfaxalon i.v. steigt die Plasmaeliminationshalbwertszeit auf 37,4 ± 1,6 min (FERRE et al. 2006).
In einer Studie beim prämedizierten Pferd konnte ebenfalls eine schnelle Plasmaeliminationshalbwertszeit von 33,4 min bei der Gabe von 1 mg/kg KM Alfaxalon i.v. (GOODWIN et al. 2011) bestimmt werden. Bei der Ratte betrug diese 13,5 min bei 5 mg/kg KM Alfaxalon, welches innerhalb von 5 min i.v. injiziert wurde (VISSER et al. 2000).
Die Plasmaclearance wird vom Hersteller bei der nicht prämedizierten Katze mit 25,1
± 7,6 ml/kg KM/min bei einer Dosierung von 5 mg/kg KM Alfaxalon i.v. angegeben und ist damit sehr hoch (JUROX 2011). Auch WHITTEM et al. (2008) erhielten bei den gleichen Voraussetzungen eine Plasmaclearance von 25,1 ml/kg KM/min. In anderen Studien wurden Werte von 28,4 ± 9,2 ml/kg KM/min und 37,9 ± 14,8 ml/kg KM/min ermittelt (HEIT et al. 2004a; PASLOSKE et al. 2005). Bei einer Dosierung von 25 mg/kg KM Alfaxalon i.v. lag der Wert der Plasmaclearance bei 16,1 ± 1,4 ml/kg KM/min (HEIT et al. 2004a) bzw. 14,8 ml/kg KM/min (WHITTEM et al. 2008).
Beim nicht prämediziertem Hund beträgt die Plasmaclearance laut Hersteller 59,4 ± 12,9 ml/kg KM/min bei 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v. Bei 10 mg/kg KM Alfaxalon liegt dieser bei 52,9 ± 12,8 ml/kg KM/min (FERRE et al. 2006; JUROX 2011).
Beim Pferd beträgt die Plasmaclearance bei 1 mg/kg KM Alfaxalon i.v. 37,1 ± 11,1 ml/kg KM/min (GOODWIN et al. 2011) und bei der Ratte 71,9 ml/kg KM/min bei 5 mg/kg KM die in 5 min i.v. verabreicht wurden (VISSER et al. 2000).
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Das Verteilungsvolumen ist ebenfalls sehr hoch. Die Angaben zu den Verteilungsvolumina variieren von Literatur zu Literatur jedoch deutlich. Nach einmaliger Injektion von 5 mg/kg Alfaxlon i.v. beträgt es bei der unprämedizierten Katze 1,8 l/kg KM (WHITTEM 2008; JUROX 2011).
HEIT et al. (2004a) erhielten bei gleicher Dosierung einen Wert von 0,589 ± 0,231 l/kg KM und bei PASLOSKE et al. (2005) wurde ein Verteilungsvolumen im steady state von 3,0 ± 0,48 l/kg festgestellt. Bei einer Gabe von 25 mg/kg KM Alfaxalon i.v.
lag der Wert bei 0,325 ± 0,123 l/kg KM (HEIT et al. 2004a).
Beim Hund beträgt das Verteilungsvolumen bei einmaliger Gabe von 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v. 1,7 l/kg. In einer Studie von FERRE et al. (2006) lag der Wert zwischen 2 und 3 l/kg. Ein Unterschied zwischen verschiedenen Dosierungen (2 mg/kg KM i.v.
und 10 mg/kg KM i.v. Alfaxalon) konnte nicht festgestellt werden.
Bei prämedizierten Pferden beträgt das Verteilungsvolumen bei 1 mg/kg KM Alfaxalon i.v. 1,6 ± 0,4 l/kg (GOODWIN et al. 2011). Bei einer Studie an Ratten konnte, bei 5 mg/kg KM Alfaxalon i.v., welches über 5 min infundiert wurde, ein Wert von 814 ml/kg bestimmt werden (VISSER et al. 2000).
Alfaxalon wird schnell in der Leber metabolisiert. In vitro-Studien an Hepatozyten bei Katzen und Hunden haben gezeigt, dass die Metabolisierung in zwei Phasen stattfindet. Die erste Phase ist vom Cytochrom P450 abhängig. Hier werden 5 für Katzen und Hunde identische Phase-1-Metabolite gebildet. Diese werden dann in Phase 2 (Konjugationsreaktion) weiter metabolisiert. Bei der Katze werden die Phase-2-Metabolite Alfaxalonsulfat und Alfaxalonglucuronid, beim Hund nur Alfaxalonglucuronid gefunden (JUROX 2011). Die Ausscheidung erfolgt über die Galle in den Darm (MURRELL 2009; LÖSCHER 2010). Geringe Mengen werden auch renal ausgeschieden (JUROX 2011).
Die Einleitungsdosis von Alfaxalon ist laut Herstellerangaben bei Katzen und Hunden unterschiedlich. Katzen benötigen mit und ohne Prämedikation eine Dosis von 5 mg/kg KM Alfaxalon i.v. zur Einleitung. Die Anästhesie wird beim Hund mit 3 mg/kg KM Alfaxalon i.v. bzw. nach vorheriger Prämedikation mit 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v.
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eingeleitet. Die zu verabreichende Gesamtmenge soll langsam über einen Zeitraum von 60 Sekunden (s) injiziert werden um die Gefahr einer Überdosierung mit Apnoe zu minimieren (JUROX 2011).
Zur Narkoseerhaltung wird bei konstanter intravenöser Infusionsgabe eine Rate von 10–11 mg/kg/h (ohne Prämedikation) bzw. von 7–8 mg/kg/h (mit Prämedikation) Alfaxalon bei der Katze benötigt. Hunden wird das Alfaxalon mit einer Dosierung von 8–9 ml/kg/h bzw. 6–7 mg/kg/h (ohne und mit Prämedikation) für die Aufrechterhaltung der Anästhesie i.v. infundiert (JUROX 2011). Wird die Anästhesie mit Bolusgaben verlängert, so müssen alle 10 min 1,6–1,8 mg/kg KM (ohne Prämedikation) bzw. 1,1–1,3 mg/kg KM (mit Prämedikation) Alfaxalon i.v. bei der Katze, sowie 1,3–1,5 mg/kg KM (ohne Prämedikation) oder 1,0–1,2 mg/kg KM (mit Prämedikation) Alfaxalon i.v. beim Hund nachgegeben werden (JUROX 2011).
Unterschiedliche Studien haben gezeigt, dass eine Alfaxalon-Dosisreduktion durch vorherige Prämedikation möglich ist (PASLOSKE et al. 2007; ZAKI et al. 2009;
MADDERN et al. 2010). Viele verschiedene Medikamente können zu diesem Zweck genutzt werden (Phenothiazine, Anticholinergika, Benzodiazepine, Alpha-2- Agonisten, Opioide und NSAIDs). Auf eine alleinige Prämedikation mit einem Benzodiazepin sollte jedoch verzichtet werden, da dieses zu psychomotorischen Erregungserscheinungen führen kann (JUROX 2011). Alfaxalon muss nach einer Prämedikation langsam nach Dosiswirkung gegeben werden, um eine mögliche Überdosierung zu vermeiden (MURRELL 2005). Des Weiteren muss eine möglicherweise verlängerte Nachschlafphase bedingt durch die ausgewählte Prämedikation bedacht werden (GOODWIN et al. 2011; JUROX 2011).
Alfaxalon zeichnet sich durch eine große therapeutische Breite aus. Nach der Narkoseeinleitung löst es einen Blutdruckabfall durch seine periphere Vasodilatation aus. Durch diese Hypotension kann es reflektorisch zu einer milden, transienten Tachykardie kommen (MURRELL 2005; LÖSCHER 2010).
Die Herzauswurfleistung bleibt bei der vorgegebenen Einleitungsdosis von 5 mg/kg KM Alfaxalon i.v. bei der Katze konstant (WHITTEM et al. 2008). Erst bei 10 facher
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Überdosierung wird diese bei der Katze vermindert und es kommt zu einer kardiopulmonalen Depression (MUIR et al. 2009).
Verschiedene klinische Studien haben bei 19 % der Katzen und bei 44 % der Hunde eine Apnoe nach Narkoseeinleitung nachgewiesen. Die Apnoe hielt im Durchschnitt 60 s bei den Katzen und 100 s bei Hunden an (PASLOSKE 2009; JUROX 2011).
WHITTEM et al. (2008) konnten bei der Katze bei normaler Dosierung keine Atemdepression feststellen. Auch bei BETHS et al. (2010) trat keine Phase der Apnoe nach der Anästhesieeinleitung auf. In einer Studie von MUIR et al. (2004) wurde Hunden das 3–10 fache der empfohlenen Einleitungsdosis von 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v. injiziert. Auch hier konnten Atemdepressionen bis hin zur Apnoe festgestellt werden. Hingegen konnte bei einer weiteren Studie an Hunden mit der ASA Klassifizierung 3–5 zwar eine Verringerung der Atmung von im Durchschnitt 40 (28–60) auf durchschnittlich 14 (11–18) Atemzüge/min, aber keine vollständige Apnoe nach Einleitung festgestellt werden (PSATHA et al. 2011).
Ziegen (4,6 ± 0,29 mg/kg KM Alfaxalon i.v.), Schafe (2 mg/kg KM Alfaxalon i.v.), Pferde (1 mg/kg KM Alfaxlon i.v.), Schweine (0,7–0,9 ml/kg KM Alfaxalon i.v.) und wilde Kaninchen (2–3 mg/kg KM Alfaxalon i.v.) zeigten keine Apnoe nach Alfaxalongabe (KEATES 2003; CARPENTER et al. 2005; MARSH et al. 2009;
ANDALUZ et al. 2011; GOODWIN et al. 2011). Beim grünen Leguan und einem Mexikanischen Axolotl kam es dosisabhängig zu Atemdepressionen (MCMILLAN u.
LEECE 2001; BERTELSEN u. SAUER 2011). Auch bei einer weiteren Studie an Hauskaninchen zeigten alle Tiere bei der Gabe von 2–3 mg/kg KM Alfaxalon i.v. eine Phase der Apnoe nach der Narkoseeinleitung (GRINT et al. 2008).
In der Aufwachphase kann es zu psychomotorischen Exzitationserscheinungen bei den Tieren kommen. Deshalb sollte diese Phase an einem geeigneten Ort unter genügender Beobachtung stattfinden (JUROX 2011).
In unterschiedlichen Studien bei verschiedenen Tierarten wurde die Aufwachphase allgemein als ruhig und komplikationslos beschrieben (KEATES 2003; PEARSON et
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al 2006; GRINT et al. 2008; MARSH et al. 2009; ANDALUZ et al. 2011; GOODWIN et al. 2011; KLÖPPEL u. LEECE 2011).
Bei einer Dosierung von 5 mg/kg KM Alfaxalon i.v. konnte keine Kumulation des Medikamentes bei der Katze festgestellt werden (WHITTEM et al. 2008). Ebenso kam es zu keiner Kumulation von Alfaxalon bei Hunden (PASLOSKE et al. 2005). Bei höheren Dosierungen bei der Katze und beim grünen Leguan (20 bzw. 30 mg/kg KM Alfaxalon i.m.) wurde jedoch eine längerer Nachschlafphase festgestellt (MUIR et al.
2009; BERTELSEN u. SAUER 2011).
Da das Alfaxalon im Gewebe nicht irritierend wirkt, kann es auch i.m. verabreicht werden (MURRELL 2005). In Deutschland hat es jedoch nur für die i.v.-Gabe eine Zulassung. Zum Beispiel darf Alfaxalon in Australien bei der Katze auch i.m.
verabreicht werden. HEIT et al. (2004c) haben die Wirkung von Alfaxalon bei der Katze nach subkutaner (s.c.). Injektion getestet. Auch hier wurde eine sichere und tiefe Sedation erreicht, in der jedoch keine Katze intubationsfähig war (HEIT et al.
2004c).
Neurosteroide (auch Alfaxalon) haben in Studien an Labortieren analgetische Wirkung gezeigt (GILRON u. CODERRE 1996; PATHIRATHNA et al. 2005). Dies geschieht durch Blockierung der Calciumkanäle und durch die Potenzierung von GABAA Liganden Kanälen (PATHIRATHNA et al. 2005). In einer Studie von MURISON u. TABOADA (2010) wurde die analgetische Wirkung von Alfaxalon bei Katzen widerlegt. Generell wird die analgetische Potenz von Alfaxalon noch kontrovers diskutiert. Sollte sie vorhanden sein, spielt diese jedoch lediglich eine untergeordnete Rolle (NIEWENDIJK 2011).
2.1.4 Saffan®
Saffan® war der Produktname einer Kombination aus zwei Neurosteroiden, dem Alfaxalon (3α-hydroxy-5α-pregnan-11,20-dion) und dem Alfadolon (21-acetoxy-3α- hydroxy-5α-pregnan-11,20-dion), welches an den ɣ-Aminobuttersäure A Rezeptoren band und dort über Modulation und Verstärkung der inhibitorischen Wirkung an diesen seinen Effekt ausübte (NADESON u. GOODCHILD 2000). In der gering
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viskösen und neutralen Lösung war der Lösungsvermittler Cremophor-EL® zugefügt.
In einem ml Saffan® waren 12 mg der Steroide (9 mg Alfaxalon und 3 mg Alfadolon) enthalten (EVANS 1975).
In England wurde es i.v. oder i.m. für Kurznarkosen oder zur Anästhesieeinleitung bei Katzen eingesetzt. Bei gesunden Patienten schien es ein sicheres Medikament mit großem therapeutischem Index und geringen Nebenwirkungen zu sein (CHILD et al. 1971; DODMAN 1980; HARDING 1980; MCDONALD 1980; SMITH 1981). Es zeichnete sich durch eine schnelle Einleitungs- und Aufwachphase, gute Muskelrelaxation und kaum kumulative Effekte aus (CHILD et al. 1971; EVANS et al.
1972; HASKINS et al. 1975). Intravenös verabreicht erreichte es nach 9–25 s und i.m. appliziert nach 6–12 min seine Wirkung die 10 min anhielt (EVANS 1975).
Aufgrund seines Sicherheitsprofils hielt EVANS (1975) es für ein geeignetes Anästhetikum für alle Operationen, auch bei geschwächten Katzen oder Patienten im Schock. Ein weiterer Vorteil war, dass es ohne toxisch zu wirken oder die Aufwachzeit zu verlängern nachdosiert werden konnte (DODDS u. TWISSEL 1973).
Es führte jedoch zu Hypotension, geringgradiger (ggr.) Atemdepression und starker Histaminausschüttung (CHILD et al. 1972; STOGDALE 1978; DODMAN 1980;
MCDONALD 1980). Bei Hunden war die Anwendung von Saffan® aufgrund der Histaminausschüttung absolut ungeeignet und unzulässig (EVANS 1975). Die genannten Nebenwirkungen konnten aber auch bei der Katze Probleme verursachen. Bei der empfohlenen Einleitungsdosis von 9–12 mg/kg KM Alfaxalon/Alfadolon kam es zu anaphylaktoiden Reaktionen mit Hyperämien und Ödemen an Pfoten und im Gesicht (CHILD et al. 1972; HASKINS et al. 1975;
STOGDALE 1978; HARDING 1980; CAULKETT u. CANTWELL 1998). Die starke Histaminausschüttung ist dem auf Rizinusöl basierenden Lösungsvermittler, dem Cremophor EL®, zuzuschreiben (GELDERBLOM et al. 2001).
Aufgrund dieser Nebenwirkungen, die bei 69 % der Patienten festgestellt wurden bekam das Medikament in Deutschland keine Zulassung (DODMAN 1980).
23 2.1.5 Propofol
Propofol (2,6-diisopropylphenol) ist ein Alkylphenolderivat und wird als Kurzanästhetikum eingesetzt (PLUMB 1999). Es hat keine Verwandtschaft zu anderen bekannten Anästhetika wie Barbituraten oder Steroiden (SEBEL u.
LOWDON 1989; SHORT u. BULFALARI 1999). Es liegt in einer Öl-in-Wasser- Emulsion vor und ist in Wasser schlecht löslich. Der Ölanteil besteht aus Sojaöl (ENSINGER 2005). Seine pharmakologische Wirkung erreicht es durch die Bindung an GABAA-Rezeptoren und die Verstärkung der inhibitorischen Neurotransmission (AMMER u. POTSCHKA 2010).
Die Eliminationshalbwertszeit ist sehr kurz und liegt bei der Katze bei 55 min (ADAM 1980). Das Verteilungsvolumen ist mit ca. 4 l/kg KM beim Hund sehr hoch, ebenso die Clearance (PLUMB 1999; AMMER u. POTSCHKA 2005). Durch seine Lipophilie überwindet das Propofol schnell die Blut-Hirn-Schranke. Dies führt zu dem raschen Wirkungseintritt (KRAMER 2007). Das hohe Verteilungsvolumen bewirkt eine ebenso schnelle Beendigung des hypnotischen Effektes, sodass Propofol gezielt nach Wirkung gegeben werden kann (COCKSHOTT et al. 1992). Der sedativ-hypnotische Effekt setzt innerhalb von 1 Minute ein und hält bei einmaliger Gabe 2–5 min (PLUMB 1999) an, wobei LÖSCHER (2010) von 5–7 min berichtet.
Propofol wird sehr schnell metabolisch in der Leber über Glukuronidierung und Sulphatidierung inaktiviert (KRAMER 2007). Die Ausscheidung der Metaboliten geschieht hauptsächlich über den Harn (ENSINGER 2005; LÖSCHER 2010) und zu einem geringen Teil über Fäzes (PLUMB 1999). Nur 1–2 % des Propofols werden unverändert renal ausgeschieden (SIMONS et al. 1988).
Durch die schnelle Metabolisierung ist eine manuelle Nachinjektion mit Bolusgaben und eine TIVA bei Hunden somit möglich. Bei der Katze kann es jedoch bei wiederholter oder längerer Propofolgabe (30–45 min), bedingt durch deren speziesspezifischen Glukuronidierungsschwäche zu einer Kumulation des Medikamentes kommen (PASCOE et al. 2006). Der Katze fehlen Schlüsselenzyme zur Entgiftung von Phenolverbindungen durch Konjugation mit Glucuronsäure (KROKER 2010). Zusätzlich kann die wiederholte Gabe von Propofol bei der Katze
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zu einer Erhöhung der Heinz-Körperchen Anzahl führen. Verlängerte Aufwachphasen sowie Anorexie, Lethargie, Erbrechen, Diarrhoe und vereinzelt Ödeme im Gesichtsbereich wurden ebenfalls beobachtet (ANDRESS et al. 1995;
PLUMB 1999).
Propofol bewirkt sowohl eine Verminderung der Herzauswurfleistung als auch des peripheren Widerstandes. Demzufolge kommt es (dosisabhängig) zu einem Abfall des arteriellen Blutdruckes (BRUSSEL et al. 1989). Da es aber nur eine schwache bradykarde- und negativ inotrope Wirkung zeigt, werden die Herzfrequenz (SHORT u. BUFALARI 1999) und der Barorezeptorreflex (CULLEN et al. 1987) klinisch nicht relevant beeinflusst.
Propofol kann zu einer Atemdepression bis hin zu einer Apnoe führen. Diese kann dosisabhängig sein (MUIR u. GADAWSKI 1998) oder durch eine zu schnelle Injektion und damit durch eine temporäre Überdosierung hervorgerufen werden (SMITH 1993). Weitere Nebenwirkungen können Übererregungserscheinungen und möglicherweise ein lokaler Schmerz bei der Injektion aufgrund von Reizungen der Venenwand sein (SHORT u. BUFALARI 1999; AMMER u. POTSCHKA 2005).
Die Aufwachphase ist in den meisten Fällen kurz und unproblematisch. Vereinzelt können Myoklonien und zentrale Erregungserscheinungen sowie Erbrechen auftreten (SMITH et al. 1993).
Des Weiteren verfügt Propofol über keinerlei analgetische Effekte und muss somit, bei schmerzhaften Eingriffen, immer mit einem geeigneten Analgetikum kombiniert werden. Eine Kombination mit Opioiden verstärkt die atemdepressive Wirkung von Propofol (SHORT u. BUFALARI 1999).
Da die Lipidemulsion, in der Propofol gelöst ist, kein Konservierungsmittel enthält, ist eine schnelle mikrobielle Verunreinigung möglich. Ein aseptisches Arbeiten bei der Entnahme der Injektionslösung zur Verhinderung des Keimwachstumes und einer möglichen folgenden Endotoxinbildung ist daher erforderlich (ZACHER et al. 1991;
SHORT u. BUFALARI 1999). Weiterhin muss die Verfallszeit nach Anbruch der Injektionsampullen streng eingehalten werden.
25 2.2 Anästhesieüberwachung
Die Überwachung von grundlegenden Parametern der Körperfunktionen ist für eine gute Anästhesie von großer Bedeutung. Mögliche Reaktionen auf Anästhetika oder ein verändertes Anästhesiestadium sollten früh erkannt und wenn nötig behandelt werden (HASKINS 1992). Mögliche Auswirkungen des Alfaxalon auf das Herz- Kreislaufsystem, das Respirationssystem und die Körpertemperatur wurden anhand verschiedener Parameter überprüft.
2.2.1 Herz–Kreislaufsystem
Zur Beurteilung der Funktion des Herz–Kreislaufsystems gehören die Herzfrequenz (HF), der Herzrhythmus, das Schlagvolumen, der arterielle Blutdruck und der zentralvenöse Druck (ZVD). Für die richtige Beurteilung der Parameter müssen alle untereinander und mit der vorherigen Anamnese in Zusammenhang gesehen werden.
Eine Tachykardie liegt vor, wenn eine Herzfrequenzerhöhung von über 30 % der physiologischen Herzfrequenz (HF) ausgezählt wird. Sie bewirkt einen höheren Sauerstoff (O2)-Verbrauch bei gleichzeitig oft erniedrigtem O2-Angebot (ERHARDT 2004). Hervorgerufen werden kann eine Tachykardie durch Schmerzen oder Stress, bedingt durch Katecholaminausschüttung. Ebenso kann eine zu flache Anästhesie, Fieber, Hyperthermie oder ein Hyperthyreoidismus für eine Erhöhung der HF verantwortlich sein, ebenso wie Hypokaliämie, Hypotonie, Hypovolämie oder Herzinsuffizienzen. Auch die Gabe einiger Pharmaka kann eine Herzfrequenzerhöhung nach sich ziehen (ERHARDT 2004).
Eine Bradykardie liegt bei einer Senkung der physiologischen Herzfrequenz von 30
% oder mehr vor. Ursache hierfür können eine zu tiefe Anästhesie, eine Dämpfung des zentralen Nervensystems (ZNS), Hypoxie oder ein schlechter venöser Blutdruck sein, ebenso wie Hypervolämie, Hyperkaliämie, vagale Reizungen, Hypothermie oder ein Hypothyreoidismus (ERHARDT 2004). Die Abklärung einer Bradykardie ist nötig, da bei einer langsamen HF die Herzauswurfleistung sowie der Fluss in den
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Koronararterien verlangsamt ist, was zu einem Herzstillstand führen kann (CLUTTON 2007).
Die am häufigsten vorkommenden Arrhythmien in der Narkose sind ventrikuläre Extrasystolen. Sie sind behandlungsbedürftig, wenn sie multifokal sind und/oder die HF erhöhen (HASKINS 1992). Ebenso kann man Vorhofextrasystolen, Vorhoftachykardien, ventrikuläre Tachykardien und atrioventrikuläre Blöcke (AV- Block 1–3 Grades) oder sogar Vorhofflimmern beobachten (ERHARDT 2004).
Auslöser für Arrhythmien sind meist Vorerkrankungen. Auch die Anästhesietiefe, Elektrolytverschiebungen, ein zu niedriger Blutdruck oder eine ausgeprägte Hypothermie können u.a. Ursache sein (HASKINS 1992). Für eine genaue Diagnose ist ein Elektrokardiogramm (EKG) erforderlich. Einige Arrhythmien reduzieren den Herzauswurf und verursachen eine Hypotension (CLUTTON 2007). Ist die Herzauswurfleistung vermindert, müssen die ursächlichen Arrhythmien behandelt werden.
Die Messung des Blutdruckes dient der Beurteilung des hämodynamischen Zustandes und der zerebralen und koronaren Durchblutung. Er ist ein Produkt aus Herzminutenvolumen, vaskulärer Aufnahmefähigkeit und Blutvolumen (HENKE et al.
2004). Der Blutdruck bei anästhesierten Katzen und Hunden hat ein weites Spektrum. So werden für den systolischen Blutdruck (SAP) Werte von 90–120 mmHg, für den diastolischen Blutdruck (DAP) von 55–90 mmHg und für den mittleren arteriellen Blutdruck (MAP) von 60–120 mmHg angegeben. Der SAP ist durch eine Kombination aus dem peripheren Gefäßwiderstand, dem Herzschlagvolumen und dem intravaskulären Volumen festgelegt wohingegen der DAP hauptsächlich dem peripheren Gefäßwiderstand entspringt. Der MAP ist ein wichtiger Indikator für die Gewebeperfusion und den Blutfluss zu den Hauptorganen des Körpers (HENKE et al. 2004; MOENS u. COPPENS 2007). Ein akuter Bluthochdruck kann schädigende Wirkungen auf ZNS und die Lunge haben. Generell können Blutdruckveränderungen bei einer ungenügenden Anästhesietiefe, einer Überdosierung der Anästhetika, bei Hypovolämie oder Überhydratation festgestellt werden. Der Blutdruck kann indirekt
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oder direkt gemessen werden, wobei die direkte Methode invasiv, dafür aber genauer ist als die indirekte (MOENS u. COPPENS 2007).
Die periphere Durchblutung ist vom Gefäßtonus abhängig und ist in der Narkose durch blasse Schleimhäute, verlangsamte kapilläre Füllungszeit, herabgesetzte Blutungen im Operationsfeld sowie verminderte Temperatur an den Extremitäten und den Ohren gekennzeichnet. Dies muss keine Folge einer Blutdrucksenkung, sondern kann auch sympathisch vermittelt sein etwa durch chirurgische Stimulation, präoperative Aufregung, Hypovolämie oder Pharmaka (HASKINS 1992).
2.2.2 Respirationstrakt
In erster Linie ist die äußere Atmung für die Aufnahme von O2 und die Abgabe von Kohlenstoffdioxid (CO2) über die Lunge verantwortlich (ERHARDT 2004). Während der Anästhesie, aber auch in der Aufwachphase kann es zu Störungen der Atemmechanik kommen (HENKE u. ERHARDT 2004).
Zu den Parametern zur Beurteilung der Funktion des Respirationstraktes gehören die Atemfrequenz (AF) sowie das Atemzug- und Atemminutenvolumen. In der Anästhesie werden neben diesen Parametern auch der endexspiratorische CO2- und die periphere Sauerstoffsättigung (SpO2) gemessen. Auch hier müssen die genannten Parameter miteinander und mit der Vorgeschichte des Patienten für eine korrekte Beurteilung als Einheit gesehen werden (HASKINS 1992).
Eine Erhöhung der AF in Anästhesie (Tachypnoe) ist meist die Folge einer Stimulation des zentralen Nervensystems (ZNS) (HENKE u. ERHARDT 2004).
Verantwortlich für eine Tachypnoe können bestimmte Medikamente (Opioide, Halothan), sowie Schmerzen oder eine zu flache Anästhesie sein. Eine Hyperthermie oder die Einengung der Lunge durch Druckerhöhungen können ebenfalls eine Tachypnoe auslösen (HENKE u. ERHARDT 2004).
Ist die AF zu niedrig (Bradypnoe), kann der Auslöser eine zu tiefe Anästhesie oder eine Opioidgabe sein. Intrakranielle Krankheiten oder Ödeme im Rückenmark, sowie die Verwendung von Muskelrelaxanzien können ebenso verantwortlich sein (HENKE u. ERHARDT 2004).
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Das Atemzugvolumen (AZV) sollte ungefähr 10–20 ml/kg KM betragen und das Atemminutenvolumen (AMV), als Produkt aus AZV und AF, 150–250 ml/kg KM. Ein zu kleines AZV kann durch zu enge Luftwege oder durch kollabierte Alveolen zustande kommen. Abhängig von der AF kann so eine Hypoventilation entstehen.
Ebenso kann ein AMV von unter 100 ml/kg KM zu einer ungenügenden Ventilation führen (HASKINS u. HABERSTROH 1992). Ist das AZV jedoch zu groß, kann sich der intrathorakale Blutfluss verschlechtern.
Der endexspiratorische CO2-Partialdruck wird in der Anästhesie mit Hilfe der Kapnometrie und der Kapnographie gemessen. Dies ist eine nicht invasive Methode für die Überwachung des CO2 Anteils in der Ausatemluft. In der gesunden Lunge entspricht der endexspiratorische CO2-Partialdruck dem CO2-Partialdruck im arteriellen Blut. Der endexspiratorische CO2-Partialdruck sollte in der Narkose einen Wert von 35–45 mmHg erreichen. Steigt dieser Wert an, ist dies ein Hinweis für eine gestörte alveoläre Ventilation, einen erhöhten Stoffwechsel, eine erhöhte Herzauswurfleistung oder eine CO2 Rückatmung (MOENS u. COPPENS 2007). Ein Abfall des endexspiratorischen CO2-Partialdruckes kann bei Hyperventilation, geringem Herzauswurf oder einer starken Hypothermie festgestellt werden. Ein schnelles Absinken des CO2 bei gleichbleibender Ventilation spricht für eine mangelnde Zirkulation aufgrund eines Herzstillstandes (MOENS u. COPPENS 2007).
Der periphere SpO2-Gehalt kann durch ein Pulsoximeter bestimmt werden. Bei der Pulsoximetrie wird die unterschiedliche Lichtabsorption durch oxygenisiertes- und desoxygenisiertes Hämoglobin bei verschiedenen Wellenlängen gemessen. Durch die Pulsation der arteriellen Gefäße die zwischen der Lichtquelle und dem Photodetektor liegen, wird eine Veränderung des Lichtweges erreicht. Dies ergibt die pletysmographische Kurve (HENKE u. ERHARDT 2004). Die Sauerstoffsättigung gibt an, wie viel Hämoglobin mit Sauerstoff gesättigt ist. Während der Anästhesie sollte die Sättigung einen Wert von 90 % nicht unterschreiten. Bei Zugabe von Sauerstoff, oder wenn gesunde Patienten Raumluft atmen sollte ein Wert von 100 % erzielt werden (MOENS u. COPPENS 2007). Der SpO2 ist ein Indikator für die Sauerstoffversorgung des Patienten. Er zeigt an, dass der Patient genug Sauerstoff
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erhält. Eine ausreichende Ventilation kann über diesen Parameter nicht abgeleitet werden. Bei hyperventilierenden Patienten die beatmet werden, kann die Sauerstoffsättigung normal sein, wohingegen bei Patienten die Raumluft atmen eine Hyperventilation schnell zu einem Absinken des SpO2 führt. Eine schlechte Durchblutung der Peripherie z.B. durch Vasokonstriktion, Hypothermie oder der Einsatz von alpha-2- Agonisten kann zu falsch niedrigen Werten führen (MOENS u.
COPPENS 2007). Das Vorhandensein von abnormalem Hämoglobin wie z.B.
Carboxyhämoglobin, kann zu falschen SpO2 Werten führen. Ebenso kann das Umgebungslicht Störungen des Signals und damit falsche Werte hervorrufen.
Weitere mögliche Störfaktoren sind eine pigmentierte Haut bzw. Schleimhaut, Bewegungen der Patienten oder die Anwendung von elektrochirurgischen Geräten (MOENS u. COPPENS 2007).
2.2.3 Körpertemperatur
Körpertemperaturveränderungen in der Anästhesie, vor allem eine Hypothermie, werden häufig beobachtet (MOENS u. COPPEN 2007). Sie können die Reaktion eines Tieres auf Anästhetika stark beeinflussen. Die Körperinnentemperatur kann rektal oder ösophageal gemessen werden (HASKINS 1992).
Eine Hypothermie kann aufgrund der verzögerten Metabolisierung und der damit langsameren Ausscheidung der Anästhetika eine verlängerte Aufwachphase nach sich ziehen. Ein Wärmeverlust ist durch die herabgesetzte Stoffwechsel- und Muskelaktivität sowie den gedämpften zentralnervösen Thermoregulationszentren teilweise unvermeidbar (HASKINS 1992). Eine Hypothermie reduziert den Anästhetikumbedarf. So ist eine Überdosierung der Medikamente bei nicht Erkennen der Untertemperatur möglich. Eine Bradykardie und erhöhte Morbidität können ebenfalls auftreten (MOENS u. COPPEN 2007). Um einer Hypothermie schon zu Beginn der Narkose entgegenwirken zu können, sollten verschiedene Präventivmaßnahmen ergriffen werden. So kann z.B. der Operationstisch mit einer Wärmedecke oder einem Wärmekissen ausgestattet werden. Der Patient sollte schon bei der Operationsvorbereitung auf Wärmekissen oder unter eine Wärmelampe gelagert werden (HASKINS 1992; MOENS u. COPPEN 2007). Diese
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Wärmemaßnahmen müssen jedoch gut beobachtet werden um den Patienten nicht iatrogen in eine Hyperthermie zu versetzten.
Eine Hyperthermie kann ebenfalls während einer Anästhesie auftreten. Dies kann des Öfteren bei einer low-flow Anästhesie in warmer Umgebung beobachtet werden (MOENS u. COPPEN 2007). Ebenso kann eine hohe Stoffwechselaktivität, eine Schilddrüsenüberfunktion oder eine starke Isolierung durch Fettleibigkeit eine Überhitzung des Patienten auslösen. Das Syndrom der malignen Hyperthermie, das aus einem genetischen Effekt entsteht, verursacht ebenfalls eine Hyperthermie (HASKINS 1999; MOEN u. COPPEN 2007). Die maligne Hyperthermie stellt eine autosomal dominant vererbte Stoffwechselstörung des Skelettmuskels dar. Sie ist eine pharmakogenetische, subklinische Erkrankung mit einer Störung der zellulären Kalziumhomöostase nach Triggerung durch bestimmte Anästhetika und andere Faktoren (HECK u. FRESENIUS 2007). Bei der Exposition mit Inhalationsanästhetika oder Muskelrelaxantien kann es zu einer lebensbedrohlichen hypermetabolen Entgleisung des Stoffwechsels mit erhöhter Glykogenolyse und aerobem Stoffwechsel kommen (ZIMPRICH et al. 2003; HECK u. FRESENIUS 2007). Die schädlichen Auswirkungen beruhen zusätzlich auf einen hohen Sauerstoffverbrauch.
Wird die Temperatur zu hoch (42°Celsius (°C)) kommt es zu zellulären Schäden.
2.3 Blutparameter
Zu den Funktionen des Blutes gehören neben dem Gastransport zwischen Lunge und Gewebe auch der Transport von Nährstoffen, Metaboliten, Stoffwechselendprodukten und Hormonen. Des Weiteren ist es für den Wärmetransport und für die Immunabwehr von Bedeutung, sowie für die Aufrechterhaltung des Blutdruckes und der Homöostase in der Gewebeflüssigkeit (GASSMANN u. LUTZ 2009).
Welche Laborparameter für eine präanästhetische Untersuchung sinnvoll sind, hängt vom jeweiligen Gesundheitszustand der Patienten ab. Einige wichtige Parameter sollten jedoch vor jeder Anästhesie, auch bei vermeintlich gesunden Patienten erhoben werden (Gesamtprotein, Hämatokrit, Hämoglobin). Zusätzliche Untersuchungen sind ein großes Blutbild, Elektrolyte, Nieren- und Leberwerte, sowie
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arterielle bzw. venöse Blutgase (HENKE et al. 2004). Gerade die Ergebnisse der klinischen Chemie geben einen Hinweis auf den Nutzen weiterer Untersuchungen (POSNER 2007).
2.3.1 Hämatologie
Ein großes Blutbild kann wichtige Informationen bezüglich (bzgl.) des Allgemeinzustandes eines Patienten liefern (HENKE u. ERHARDT 2004). Die Erythrozyten sind hauptsächlich für den Sauerstofftransport verantwortlich. Dieser Transport ist nur bei intakten Erythrozyten möglich, in denen Hämoglobin gebunden ist (KRAFT et al. 1999).
Bei bis zu 10 % der Erythrozyten sind bei gesunden Katzen Heinz-Körperchen nachweisbar. Dies sind Aggregate aus denaturiertem Hämoglobin. Da die Hämoglobinmoleküle bei der Katze 8–10 Sulfhydrylgrupen und nicht wie bei anderen Spezies nur 2–3 enthalten, neigen Katzen zur Bildung von Heinz-Körperchen. Ein höherer Anteil im Blut ist jedoch als pathologisch anzusehen und kann durch irreversible Präzipitation von oxidativ denaturiertem Hämoglobin entstehen (MISCHKE 2006). Bei der Katze kann die Zahl der Heinz-Körperchen durch bestimmte Anästhetika erhöht sein (ANDRESS et al. 1995).
Anhand der Leukozytenzahl kann man Rückschlüsse auf einen möglichen Infektionszustand oder Stress des Patienten schließen. Eine Infektion, evtl. sogar mit Fieber, hätte einen höheren Sauerstoffbedarf und ebenso einen höheren Anästhetikabedarf zu Folge (GILROY 1992; HENKE u. ERHARDT 2004).
Der Hämatokritwert gibt den prozentualen Anteil der Erythrozytenmasse am Gesamtblut wieder. Er ist ein Relativwert, d.h. er gibt keine absolute Messgröße an, sondern nur das Verhältnis von Blutkörperchen zu Plasma (KRAFT et al. 1999). Er ist unter anderem (u.a.) ein wichtiger Parameter für die Sauerstoffträgerkapazität des Blutes. Bei der Katze sollte ein Hämatokrit von 27–45 % vorliegen. Je nachdem welche Medikamente für die Anästhesie oder auch die vorangegangene Sedation eingesetzt wurden, kann der Hämatokrit in der Narkose niedriger sein. Ein Wert von 22 % sollte jedoch nicht unterschritten werden. Bei einem zu hohen Hämatokrit wird
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die Blutviskosität verstärkt. Außerdem ist das Herzminutenvolumen (HMV) negativ beeinträchtigt, bei ca. 60 % ist dieses nahezu halbiert (HENKE et al. 2004).
2.3.2 Blutgase und Elektrolyte
Die Blutgasanalyse ist der sogenannte „Goldstandard“ für die Beurteilung des Gasaustausches. Der pH-Wert, Sauerstoff, Kohlendioxid und die Bikarbonat Konzentration werden im Blut gemessen. Wichtige Informationen über die Oxygenierung, die Ventilation und den Säure-Base-Haushalt des Patienten werden so gewonnen. Eine mögliche respiratorische oder metabolische Azidose oder Alkalose können mit Hilfe der Blutgasanalyse erkannt werden (MOENS u. COPPENS 2007). Eine mögliche Ansäuerung des Blutes hat eine verminderte Proteinbindung von Pharmaka zur Folge, was eine höhere Wirkung der Anästhetika nach sich ziehen kann. Weiterhin schränkt eine Azidose die Funktion des Myokards ein. Hier ist es wichtig zu unterscheiden, ob dies krankheitsbedingt oder durch eine unzureichende Sauerstoffversorgung der Gewebe entstanden ist (GILROY 1992; HENKE et al.
2004). Um zu überprüfen ob die Lunge in der Lage ist das Blut ausreichend zu oxygenieren ist eine arterielle Blutgasanalyse erforderlich (MOENS u. COPPENS 2007). Der arterielle Kohlendioxidpartialdruck (PaCO2) wird für die Beurteilung einer adäquaten Beatmung herangezogen, da dies durch bloße Adspektion meist nicht möglich ist. Der arterielle Sauerstoffpartialdruck (PaO2) liefert Hinweise auf die Sauerstoffversorgung des Tieres (GILROY 1992; HENKE et al. 2004).
Der Elektrolythaushalt ist für die Anästhesie von großer Wichtigkeit. Mögliche Imbalancen sollten noch vor einer Narkose ausgeglichen werden. Eine Hyperkaliämie etwa führt möglicherweise zu einer Bradykardie bis hin zu einem Herzstillstand. Im EKG wird dies durch zeltförmige T-Wellen und einen verbreiterten QRS-Komplex deutlich. Des Weiteren können die P-Wellen fehlen (EGGER 2007).
Eine Hypokaliämie hingegen kann das Myokard übererregen und so ventrikuläre Extrasystolen hervorrufen. Im EKG ist dies gekennzeichnet durch eine abgeflachte oder umgekehrte T-Welle sowie einer prominenten U-Welle, einer erhöhten P- Wellen-Amplitude, einem verlängertem P-R Intervall und einer ebenfalls abgesenkten ST-Strecke (EGGER 2007).
33 2.3.3 Klinische Chemie
Der Serumharnstoff- und der Kreatininwert geben einen Hinweis auf die glomeruläre Filtrationsrate. Besonders zuverlässig ist der Kreatininwert, da er nicht durch diätetisches Eiweiß, Eiweißabbau, Alter oder Geschlecht beeinflusst wird, sondern nur bei einer tatsächlichen Nierenfunktionsstörung erhöht ist (GILROY 1992). Da viele Anästhetika über die Niere ausgeschieden werden und im Verlauf der Narkose durch einen möglichen Blutdruckabfall die Nieren in Mitleidenschaft gezogen werden können, ist das Wissen über eine Nierenfunktionsstörung sehr wichtig (HENKE et al.
2004).
Eine große Rolle beim Abbau von Pharmaka aus dem Körper spielt die Leber. Daher ist ein Hinweis auf eine mögliche Leberfunktionsstörung gerade in der Anästhesie von bedeutender Rolle. Da die meisten Pharmaka in der Leber inaktiviert und abgebaut werden sind hohe Ansprüche an die Leberfunktion gestellt. Eine Überprüfung der Alanin-Aminotransferase, die eine akute Leberzellzerstörung anzeigen kann, sowie der alkalischen Phosphatase und der Bilirubinwerte ist angezeigt. Auch abweichende Albuminspiegel können ein Hinweis auf eine mögliche Einschränkung der Leberfunktion sein (GILROY 1992; HENKE et al. 2004). Das Gesamtprotein sollte ebenfalls überprüft werden, da es ein wichtiger Indikator für die Hämokonzentration ist. Eine Hyperproteinämie kann eine Dehydrierung und eine Hämokonzentration anzeigen, eine Hypoproteinämie kann durch Proteinabbau oder iatrogen durch Hämodilution nach Infusionen auftreten. Die Wirkung von Pharmaka kann durch eine Hypoproteinämie beeinflusst werden. So erhöht es z.B. die Wirkung von Anästhetika (HENKE et al. 2004).
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3 Material und Methode
3.1 Tiere
In die folgenden Studien wurden insgesamt 60 feline Patienten eingeschlossen. Die Hauskatzen waren alle Patienten der Klinik für Kleintiere der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Vorgestellt wurden diese zu verschiedenen diagnostischen, sowie orthopädischen oder weichteilchirurgischen Eingriffen. Bei der stationären Aufnahme der Patienten wurde eine Anästhesie-Voruntersuchung durchgeführt.
Hierbei wurden alle Katzen allgemein, sowie hämatologisch, blutchemisch und röntgenologisch untersucht. Bei erhöhtem Blutglukosespiegel wurde die Fruktosamin-Konzentration im Blut bestimmt um einen Diabetes mellitus ausschließen zu können. Es wurden Patienten der American Association of Anesthesiologists Klassifikation (ASA) 1 bis 4 in die Studie aufgenommen. Katzen die der ASA Klasse 5 (moribunder Zustand) zugeordnet waren, wurden ausgeschlossen. Vor den geplanten Eingriffen erhielten alle Patienten eine mindestens 6-stündige Nahrungskarenz. Zugang zu Wasser blieb bis zur sedativen Prämedikation erhalten.
Diese Studie wurde bei der Ethikkommission des Niedersächsischen Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit (LAVES), Oldenburg angezeigt.
3.2 Studiendesign
Die Studie erfolgte als prospektive, randomisierte, klinische Studie. Die 32 Kater (davon 26 kastriert) und 28 Katzen (davon 22 kastriert) der Rassen Europäisch Kurzhaar (n=47), Maine Coon (n=6), Perser (n=3), Karthäuser (n=2), Britisch Kurzhaar (n=1) und Perser-Mischling (n=1) wurden in drei Gruppen zu je 20 Katzen eingeteilt. Die durchzuführende Diagnostik bzw. der jeweilige chirurgische Eingriff diente hier als erstes Auswahlkriterium. Bei weichteilchirurgischen oder orthopädischen Eingriffen die stark schmerzhaft waren und länger als 30 min andauerten, wurde die Narkose bei den Katzen mit Hilfe einer TIVA erhalten. In diese Gruppe fielen 40 Patienten. Diese Katzen wurden randomisiert mit Hilfe eines Losverfahrens in zwei weitere Gruppen zu je 20 Patienten eingeteilt. Der ersten
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Gruppe (S) wurde das Alfaxalon (Alfaxan®, Vétoquinol Gmbh, 88212 Ravensburg) mit Hilfe einer Spritzenpumpe, der zweiten Gruppe (D) mit Hilfe eines Schwerkraftinfusionsgerätes verabreicht. Bei Eingriffen die erwartungsgemäß nicht länger als 30 min dauerten und die nicht bis weniger schmerzhaft waren, wurde eine Kurzanästhesie mit wiederholten Bolusgaben mit Alfaxalon angewandt. Auch in diese Gruppe (K) wurden 20 Patienten eingeschlossen.
Gruppe S und D wurden im Nachhinein zusätzlich zu der erfolgten Applikationsart des Alfaxalon nach ihrer Prämedikation eingeteilt. Ein Teil der Patienten (n=23) wurde mit 0,05 mg/kg KM Acepromacin (Vetranquil® 1 %, Albrecht GmbH, 88326 Aulendorf) in einer Kombinationsspritze mit 0,02 mg/kg KM Buprenorphin (Buprenovet®, Bayer Healthcare, 51368 Leverkusen) 20–30 min vor der Narkoseeinleitung i.m. sediert (AB). Um das Acepromacin genauer dosieren zu können, wurde eine Verdünnung (1:10) mit steriler Isotoner Kochsalzlösung (0,9 % NaCl, B. Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen) hergestellt. Die anderen 17 Katzen (B), sowie die Tiere in Gruppe K erhielten nur 0,02 mg/kg KM Buprenorphin 20–30 min vor der Narkoseeinleitung ebenfalls i.m. injiziert.
3.3 Anästhesie
Zur i.v.-Einleitung der Anästhesie mit Alfaxalon wurde allen Patienten ein Venenverweilkatheter (Vaso Vet® 22G x 1“, 0,9 x 25mm 36ml/min, B. Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen) in die Vena cephalica antebrachii gelegt. Katzen der Gruppen S und D benötigten bei der Narkoseeinleitung 4–5 mg/kg KM Alfaxalon i.v., welches über ca. 60 s appliziert wurde um ein genügend tiefes Anästhesiestadium für die Intubation zu erreichen.
Bei Tieren der Gruppe S wurde das Alfaxalon mit einer Spritzenpumpe (Perfusor®fm, B. Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen, Abbildung 1) verabreicht. Aus Gründen der Praktikabilität und Wirtschaftlichkeit wurde die Alfaxalon Injektionslösung mit 0,9
% NaCl-Lösung 1:2 verdünnt und in eine 20 ml Spritze (Injekt® 20ml/Luer Solo; B.
Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen) aufgezogen. Nachdem diese mit einem Adapter mit Rückschlagventil (R-Lock; Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, 23738 Lensahn) und einer Spritzenpumpenleitung (Fresenius Kabi AG, 61346 Bad
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Homburg) versehen wurde, wurde die Spritze in den Perfusor® gespannt und zunächst eine Infusionsgeschwindigkeit von 1,6 ml/kg KM/Stunde (h) des Alfaxalon- NaCl-Gemisches eingestellt. Im Laufe der Anästhesie wurde die benötigte Menge an Anästhetikum den jeweiligen Bedürfnissen der Patienten angepasst.
Bei den Patienten aus Gruppe D wurde das Alfaxalon mit Hilfe eines Schwerkraftinfusionsgerätes (Dosifix®, B. Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen, Abbildung 2) mit geringer Tropfengröße (60 Tropfen=1 ml) verabreicht. Hier wurden 8 ml der kommerziellen Injektionslösung mit 92 ml 0,9 % iger NaCl-Lösung gemischt und eine Infusionsgeschwindigkeit von zunächst 8 mg/kg KM/h Alfaxalon bzw. 10 Tropfen/kg KM/min manuell eingestellt. Wie bei Gruppe S wurde auch hier im Laufe der Anästhesie die applizierte Menge angepasst.
In Gruppe S und D bzw. AB und B bekamen 5 Katzen aufgrund der hohen Schmerzhaftigkeit des Eingriffes (eine Beckenfraktur, eine Harnröhrenfistel, eine Penisamputation mit Zystotomie und zwei Femurkopfhalsresektionen) zusätzlich eine Epiduralanästhesie mit 0,1 mg/kg KM Bupivacainhydrochlorid 1H2O (Bupivacain- RPR-Actavis 0,5 %, Actavis Deutchland GmbH & Co. KG, 40764 Langenfeld) in Kombination mit 0,1 mg/kg KM Morphium (Morphin HEXAL®, HEXAL AG, 83607 Holzkirchen).
Zehn Katzen aus Gruppe K wurden mit 5 mg/kg KM Alfaxalon über 60 s i.v. in die Narkose eingeleitet. Das Alfaxalon wurde anschließend nach Bedarf in Bolusdosen von 1 mg/kg KM i.v. manuell nachdosiert. Als Hinweis auf eine ungenügende Anästhesietiefe galten Spontanbewegungen einzelner oder mehrerer Gliedmaßen, Kaubewegungen, ein erhöhter Kiefertonus, die Rückkehr des Lidreflexes sowie eine Erhöhung der Atem- und Herzfrequenz von mehr als 20 %. Die anderen Katzen der Gruppe (n=10) bei denen die Eingriffe wenig invasiv waren, wurden zur Einleitung einer flachen Anästhesie bzw. einer tiefen Sedation ohne endotracheale Intubation 2 mg/kg KM Alfaxalon i.v. eingeleitet. Auch hier wurde bei Bedarf mit Bolusgaben von 1 mg/kg KM Alfaxalon i.v. manuell nachdosiert.
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Während der Anästhesie bekamen alle 60 Patienten eine Vollelektrolytlösung (Sterofundin®, B. Braun Melsungen AG, 34209 Melsungen) per Dauertropfinfusion mit einer Flußrate von 5 ml/kg KM/h zugeführt.
Am Ende der jeweiligen Anästhesie wurde der tatsächliche Verbrauch an Alfaxalon mit Hilfe eines Messbechers gemessen, ausgerechnet und protokolliert.
3.4 Instrumentierung und Messparameter
Die Katzen aus Gruppe S und D wurden, je nach Körpermasse mit einem Endotrachealtubus der Größen 3,5–4,5 (RÜSCH sterile, Rüschelit® Super Safety Clear, Teleflex GmbH, 71394 Kernen) intubiert. Für die bessere Relaxation des Larynx wurde 10 s vor dem Intubationsversuch ein Sprühstoß Tetracain (Gingicain®D, Sanofi-Aventis Deutschland GmbH, 65926 Frankfurt am Main) gezielt in den Rachen gesprüht (Abbildung 3). Alle Patienten erhielten bei spontaner Atmung 100 % O2 mit einer Flussrate von 100 ml/kg KM/min über ein halbgeschlossenes Anästhesiekreissystem (Dräger Primus, Dräger Medical AG & Co KG, Lübeck). In Gruppe K wurden ebenfalls 10 Katzen wie oben beschrieben intubiert (Kastration und Chemotherapie jeweils n=3, Wundversorgung, Punktion des Liquor cerebrospinalis, endoskopische Entfernung einer Magensonde, Röntgenkontrolle jeweils n=1). Auch hier wurde bei spontaner Atmung 100 % Sauerstoff mit einer Flussrate von 100 ml/kg KM/min über ein halbgeschlossenes Anästhesiekreissystem (Dräger Primus, Dräger Medical AG & Co KG, Lübeck) verabreicht. Die anderen 10 Katzen aus Gruppe K wurden nicht intubiert. Ihnen wurde Sauerstoff über eine Atemmaske zugeführt.
Während der Anästhesien wurden kontinuierlich die Herz- und Atemfrequenz, der endexspiratorische CO2-Partialdruck, die periphere Sauerstoffsättigung des Hämoglobins und die Körperinnentemperatur mit einem Anästhesie- Multiparametermonitor (Datex Ohmeda, GE Healthcare, 80807 München) überwacht und alle 10 min protokolliert (Abbildung 4). Mit einem VET HDO (High Definition Oscillometry) Monitor (S + B medVet GmbH, 64832 Babenhausen) wurde der arterielle Blutdruck alle 15 min oszillometrisch gemessen. Eine Manschette speziell für Katzen (S + B medVet GmbH, 64832 Babenhausen) wurde hierfür an der
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Schwanzwurzel angelegt (Abbildung 5). Zu jedem Messzeitpunkt wurden drei Werte bestimmt und ein Mittelwert aus diesen gebildet und notiert.
Zusätzlich wurde die Anästhesiedauer, beginnend mit dem Zeitpunkt der Einleitung bis zum Ausstellen der TIVA in Gruppe S und D bzw. der letzten Alfaxalongabe in Gruppe K, sowie die Qualität und Länge der Aufwachphase protokolliert. Für die Aufwachphase wurde jede Katze in eine Einzelbox verbracht. Sank die Körperinnentemperatur während der Anästhesie unter 37,5°C wurden die Tiere unter ein Warmluftkissen (Bair Hugger® Wärmegerät-Modell 505, Arizant Healthcare Inc., MN 55344 USA) gelegt. Alle 10 min wurde die rektal gemessene Körperinnentemperatur festgehalten sowie das Verhalten der Patienten, bis die Katzen selbstständig die Brust-Bauch-Lage einnahmen, protokolliert. Mit Hilfe eines einfachen Punktesystems wurde die Qualität der Aufwachphase bewertet. Hierbei wurden die Reaktionen auf Geräusche und Berührungen, Lautäußerungen, Muskelaktivität, Opisthotonus sowie Aufstehversuche beobachtet und protokolliert (Abbildung 6).
Mit Einsetzten des Schluckreflexes wurde allen Patienten der Endotrachealtubus entfernt. Der Zeitpunkt der Extubation wurde schriftlich festgehalten.
3.5 Blutentnahme
Vor der Anästhesieeinleitung, direkt nach und 6 Stunden nach der letzten Alfaxalongabe wurden venöse Blutproben mit einer gelben Kanüle (Neolus 20 G 1 1 /2“ 0,9 x 40mm; Terumo Europe N.V., 3001 Leuven, Belgium) jeweils in ein EDTA- (Micro tube 1,3 ml K3E, 1,6 mg EDTA/ml Blut, SARSTEDT, 51588 Nümbrecht) und ein Lithium Heparinat Röhrchen (Micro tube 1,3 ml LH, 35 I.E. Heparin/ml Blut, SARSTEDT, 51588 Nümbrecht) aus der Vena cephalica antebrachii oder der Vena femoralis entnommen. Die Hämatologiewerte wurden automatisiert aus dem EDTA- Blut mit dem ADVIA® 120 (Hematologiesystem, Siemens Healthcare Diagnostics GmbH, 65760 Eschborn) bestimmt. Die Elektrolytmessung und Blutgasanalyse wurden aus dem Lithium-Heparinat-Blut mit dem Rapidlab 860 (Siemens Healthcare Diagnostics GmbH, 65760 Eschborn) bestimmt. Diese Werte wurden unmittelbar nach der Blutentnahme im klinikeigenen Labor bestimmt. Das Lithium-Heparinat-
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Röhrchen wurde nun mit einer Mikrozentrifuge (Sigma Laborzentrifuge GmbH, Osterode am Harz) bei 16000 x g für 2 Minuten zentrifugiert. Mit einer Pipette wurde das Plasma in ein Eppendorfgefäß (Eppendorf Tubes®, Reaktionsgefäß 3810X, 1,5 ml; Eppendorf AG, 22331 Hamburg) überführt und bei -26°C eingefroren. Nach Beendigung der Versuchsphase wurden diese Proben zusammen an einem Tag gemessen. Die blutchemische Untersuchung aus dem Lithium-Heparinat-Plasma erfolgte mit dem Hitachi 912 Automatic Analyzer (Roche Diagnostics GmbH, 68305 Mannheim). Die Messung von insgesamt 180 Proben wurde unter Verwendung von kommerziellen Systempackungen (Roche Diagnostics GmbH, 68305 Mannheim) durchgeführt. Zur Kalibration und für Qualitätskontrollen wurde Universalkalibrationsplasma (Calibrator for automated systems, Roche Diagnostics GmbH, 68305 Mannheim) und Kontrollplasma (Precinorm U, Roche Diagnostics GmbH, 68305 Mannheim) verwendet. Zusätzlich wurden Blutausstriche mit einer kombinierten May-Grünwald-Färbung und Retikoluzytenausstriche mit einer Brilliant Kresylblau Färbung angefärbt. Die Blutausstriche wurden mit Hilfe einer Färbebank (Pool of scientific instruments, 6947 Laudenbach/Bergen), die Retikulozytenausstriche per Hand gefärbt.
Für jeden der drei Messzeitpunkte wurden jeweils 2 Ausstriche angefärbt und bei Bedarf ausgewertet. Hierfür wurde für den Blutausstrich Vollblut auf einen Objektträger gegeben. Ein zweiter Objektträger wurde dann in einem schrägen Winkel auf den ersten gesetzt und in Richtung Blutstropfen geführt, bis ein breiter Kontakt stattfand. In entgegengesetzter Richtung wurde nun das Blut auf dem ersten Objektträger ohne Druck in Form einer Schleppe ausgestrichen. Nachdem die Objektträger getrocknet waren, wurden sie in der Färbebank maschinell gefärbt.
Nach dem Färbevorgang wurde die überschüssige Farbe kurz unter fließendem Wasser abgewaschen und die Objektträger getrocknet. Nach dem Trocknen konnte nun, bei Warnmeldung des Hämatologiesystems, die Leukozyten manuell mit einem Lichtmikroskop (Leica DMLB, Mikrovid GmbH, 59755 Möhnepark) nachdifferenziert werden.
