Auswirkungen einer parasitär bedingten Nephritis auf klinisch-chemische Parameter
in Urin und Blut von Karpfen
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer DOKTORIN DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Claudia Meyer
aus Münster
Hannover 2001
Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Körting Apl.-Prof. Dr. Dieter Steinhagen
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Wolfgang Körting 2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Thomas Schnieder
Tag der mündlichen Prüfung: 19. November 2001
Meiner Familie gewidmet
1 EINLEITUNG ...9
2 LITERATURÜBERSICHT...11
2.1 Die Anatomie der Karpfenniere ...11
2.2 Histologie des Mesonephros der Karpfen...12
2.3 Osmo- und Ionenregulation der Süßwasserteleosteer...14
2.4 Osmoregulatorische und exkretorische Funktion der Niere des Karpfens ...15
2.5 Physiologische Urinzusammensetzung bei Karpfen...18
2.6 Ausgewählte chemische und hämatologische Parameter im Karpfenblut ...21
2.7 Pathophysiologische Beobachtungen bei Nephritiden...26
2.7.1 Auswirkung von Nephritiden bei Säugetieren...26
2.7.2 Urinzusammensetzung bei Fischen unter pathologischen Bedingungen...27
2.8 Trypanoplasma borreli...29
2.8.1 Biologie und Entwicklung ...29
2.8.2 Auftreten, Bedeutung und Immunität...30
2.8.3 Diagnose und Behandlung ...32
2.8.4 Pathologie...32
2.8.5 Allgemeine Pathohistologie ...33
2.8.6 Pathohistologie der Niere ...33
3 MATERIAL UND METHODEN ...35
3.1 Versuchstiere ...35
3.2 Parasiten und Infektion...35
3.3 Katheterisierung der Urinblase ...36
3.4 Probensammlung ...39
3.5 Probenanalyse ...39
3.5.1 Osmolalität und pH-Wert...39
3.5.2 Ammoniumkonzentration...40
3.5.3 Bestimmung der Parasitämie und der Eythrozytengesamtzahl ...40
3.5.4 Hämatokrit ...41
3.5.5 Hämoglobin-Konzentration ...41
3.5.6 MCV, MCH, MCHC...41
3.5.7 Kalium und Natrium...41
3.5.8 Calcium und Magnesium ...42
3.5.9 Phosphor...42
3.5.12 Alkalische Phosphatase (AP) und Gamma-Glutamyl-Transferase (GGT) ...43
3.6 Probenbearbeitung für die Lichtmikroskopie ...43
3.7 Untersuchung zur Glucoseabsenkung ...44
3.8 Versuchsaufbau...45
3.9 Statistische Methoden...47
4 ERGEBNISSE...48
4.1 Sektion...48
4.2 Lichtmikroskopische Ergebnisse...49
4.3 Hämatologische Ergebnisse...53
4.3.1 Infektionsverlauf...53
4.3.2 Rotes Blutbild ...53
4.4 Klinisch-chemische Parameter im Blutplasma...58
4.4.1 Plasmaosmolalität und -Elektrolyte ...58
4.4.2 Gesamtprotein, -Bilirubin und AP-Aktivität...59
4.4.3 Glucoseverbrauch im Blut durch Trypanoplasma borreli...62
4.5 Klinisch-chemische Parameter im Urin ...63
4.5.1 Urinfluß, Urin-pH...64
4.5.2 Urinosmolalität und –Elektrolyte ...64
4.5.3 AP, GGT, Ammonium ...68
4.6 Urin-Plasma-Verhältnisse der Elektrolyte ...69
4.7 Tabellarischer Überblick über Veränderungen in Urin und Blut...72
4.8 Chemische Parameter in den Wasserproben...73
5 DISKUSSION ...74
5.1 Methodik ...74
5.2 Histologie, Parasitämie und Hämatologie ...75
5.3 Urin und Plasma...78
6 ZUSAMMENFASSUNG ...85
7 SUMMARY...87
8 LITERATURVERZEICHNIS...89
Abb. 2.1: Merkmale der Osmoregulation bei Süßwasserfischen 14
Abb. 2.2: Funktionsschema der Giebelniere 17
Abb. 3.1: Uringewinnung bei Karpfen durch Katheterisien der Urinblase 37 Abb. 3.2: Karpfen in Rückenlage auf OP-Tisch während der
Urinblasenkatheterisierung 38
Abb. 3.3: Ventrale Aufsicht auf Karpfen und Anordnung der Nahtschlaufen
zur Befestigung 38
Abb. 4.1: Lichtmikroskopische Aufnahme vom Nierengewebe eines Kontrollkarpfen 51 Abb. 4.2: Lichtmikroskopische Aufnahme vom Nierengewebe
eines Karpfen 7 Tage p.i. 51
Abb. 4.3: Lichtmikroskopische Aufnahme vom Nierengewebe
eines Karpfen 14 Tage p.i. 51
Abb. 4.4: Lichtmikroskopische Aufnahme vom Nierengewebe
eines Karpfen 21 Tage p.i. 51
Abb. 4.5.A-D: Parasitenzahlen und hämatologische Parameter von Karpfen im Verlauf
einer Infektion mit Trypanoplasma borreli 56
Abb. 4.6.A-C: Hämatologische Parameter von Karpfen im Verlauf einer Infektion
mit Trypanoplasma borreli 57
Abb. 4.7.A-D: Klinisch-chemische Parameter im Plasma von Karpfen im Verlauf
einer Infektion mit Trypanoplasma borreli 60
Abb. 4.8.A-E: Klinisch-chemische Parameter im Plasma von Karpfen im Verlauf
einer Infektion mit Trypanoplasma borreli 61
Abb. 4.9: Glucoseverbrauch durch Trypanoplasma borreli 63
Abb. 4.10.A-F: Klinisch-chemische Parameter im Urin von Karpfen im Verlauf
einer Infektion mit Trypanoplasma borreli 66
Abb. 4.11.A-E: Klinisch-chemische Parameter im Urin von Karpfen im Verlauf
einer Infektion mit Trypanoplasma borreli 67
Abb. 4.12: Urin/Plasma-Quotienten von Osmolalität und Elektrolyten bei Karpfen
im Verlauf einer T. borreli-Infektion 71
AP = Alkalische Phosphatase Ery. = Erythrozyt
Fa. = Firma
GGT = Gamma-Glutamyl-Transferase GFR = Glomeruläre Filtrationsrate
g = Gramm
h = hour (Stunde) i. m. = intra musculär
l = Liter
MCH = Mittlere corpusculäre Hämoglobinkonzentration MCV = Mittleres corpusculäres Volumen
ml = Milliliter µmol = Mikromol mmol = Millimol mOsm = Milliosmol OP = Operation
pg = Pikogramm
P = Plasma
PBS = phosphat buffered saline (phosphatgepufferte Salzlösung) PE = Polyethylen
p.i. = post infectionem SPF = spezifisch-pathogen-frei T = Tera (1012)
T. = Trypanoplasma
U = Urin
U/l = International units per litre (Internationale Einheiten pro Liter)
u. = und
v.a. = vor allem
1 EINLEITUNG
Der Flagellat Trypanoplasma borreli parasitiert im Blut von Karpfen und anderen europäischen Cypriniden und ist bei Zuchtkarpfen weit verbreitet. Als Folge der als „Schlaffsucht“ beschriebenen Infektion sind hochgradig befallene Fische apathisch, hängen leicht gekrümmt an der Oberfläche und versterben nach einigen Tagen (SCHÄPERCLAUS 1990, KÖRTING 2000). Im Labor können Fische durch Inokulation bestimmter Flagellatenzahlen infiziert werden. Nach Injektion der Trypanoplasmen steigt die Parasitenzahl im Blut rasch an und empfängliche Fische sterben etwa 3-4 Wochen später. Die Infektion läßt sich durch Bestimmen der Flagellatenzahlen eindeutig charakterisieren, und somit können beobachtete pathologische Veränderungen mit dem Infektionsgrad und dem Infektionsverlauf korreliert werden (STEINHAGEN et al. 1989, LOM u.
DYKOVÁ 1992).
In vorangegangenen Arbeiten ergab sich, daß neben Apathie, Ascites und Anämie die auffälligsten Veränderungen in Niere und Milz in Form von Splenomegalie und Nierenschwellung zu beobachten waren (NERESHEIMER 1912, OLLENSCHLÄGER 1975, REICHENBACH-KLINKE 1980, BUNNAJIRAKUL 1998). In der Niere wurde im Verlauf der Infektion die Struktur der Tubuli durch Infiltration von Entzündungszellen und Trypanoplasmen zerstört (BUNNAJIRAKUL 1998, RUDAT 1999).
Untersuchungen zur Morphologie der Tubulusepithelzellen im exkretorischen Nierengewebe infizierter Karpfen zeigten im Elektronenmikroskop Schädigungen der Zellstruktur im distalen Tubulus ab dem Tag 7 post infectionem (p.i.) und im proximalen Tubulus ab dem Tag 14 p.i. In den Epithelzellenzellen der Tubuli waren vor allem vakuoläre Degenerationen der Mitochondrien zu beobachten, die folgend zu Zellnekrosen führten (RUDAT 1999).
Die Hauptaufgabe des exkretorischen Teiles der Niere ist bei Fischen eine volumenregulatorische;
Stickstoff wird zum größten Teil über die Kiemen abgegeben (HICKMANN u. TRUMP 1969).
Um im Süßwasser den osmotischen Wassereinstrom auszugleichen, produzieren Fische große Urinmengen bei minimaler tubulärer Wasserresorption, so daß stark verdünnter Urin abgegeben wird (EVANS 1993).
Die im Verlauf der Infektion mit T. borreli beobachtete interstitielle Nephritis verursachte eine Atrophie des exkretorischen Gewebes, und es wurde daher vermutet, daß diese Schäden zu einer Störung der Osmoregulation bei den infizierten Fischen führten. Eine mögliche Dysregulation des Ionenhaushalts der infizierten Fische konnte für die auftetenden Todesfälle mitverantwortlich gemacht
werden (BUNNAJIRAKUL 1998, RUDAT 1999). Obwohl Nierenschäden im Verlauf zahlreicher Erkrankungen bei Fischen auftreten, fehlen funktionelle Arbeiten zu diesem Thema.
In dieser Arbeit wurden die Auswirkungen der parasitär bedingten Nephritis auf den Ionenhaushalt und auf die Osmoregulation der Fische durch Messungen im Blut und im Urin untersucht. In einem Infektionsversuch wurden Karpfen eines hochempfänglichen Stammes mit dem Parasiten Trypanoplasma borreli infiziert. Mit fortschreitender Entwicklung der Parasitämie wurde in wöchentlichen Intervallen bei infizierten Karpfen und bei Kontrolltieren durch Urinblasendauerkatheter Urin aufgefangen und außerdem Blut entnommen.
Um zudem den Verlauf der Parasitämie und die Folgen auf das rote Blutbild dieser Fische zu beobachten, wurden Parasitenzahlen und hämatologische Parameter bestimmt. Parallel wurden anhand von histologischen Proben morphologische Veränderungen im Nierengewebe sowie das Ausmaß der Schäden dokumentiert und mit den physiologischen Daten verglichen.
Die Ergebnisse der physiologischen Untersuchungen in Blut, Plasma und Urin wurden mit den histopathologischen Befunden verglichen.
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1 Die Anatomie der Karpfenniere
Die Niere der Knochenfische erstreckt sich retroperitoneal als paariges Organ ventral entlang der Wirbelsäule am dorsalen Rand der Leibeshöhle (BOND 1979; ROBERTS 1989). Sie liegt sattelförmig zwischen cranialem und caudalem Anteil der Schwimmblase und weist in ihrer Morphologie eine große Vielfalt auf (HICKMAN u. TRUMP 1969, SAKAI 1985).
Die Niere der Teleosteer läßt sich in eine craniale Kopfniere und eine caudale Rumpfniere einteilen.
Die Kopfniere (Pronephros) besteht größtenteils aus hämatopetischem Gewebe und gleicht funktionell dem roten Knochenmark der Säugetiere; der mittlere und caudale Abschnitt der Rumpfniere (Mesonephros) übernimmt harnexkretorische und osmoregulatorische Aufgaben (AMLACHER 1992, ROBERTS 1989).
Die Niere des Karpfens (Cyprinus carpio) zeigt, ähnlich wie Leber, Milz und Gonaden, keine feste äußere Gestalt. Durch Wechselbeziehungen zu anderen Leibeshöhlenorganen, jahreszeitliche oder altersmäßige Veränderungen kann die Niere nach REICHLE (1959) unter Beibehaltung typischer Grundzüge in ihrer äußeren Gestalt individuelle Unterschiede aufweisen. Die Farbe der Nieren variiert bei verschiedenen Fischarten von dunkelrot über hell- und dunkelbraun zu schwarz.
Obwohl die Niere ontogenetisch aus einer paarigen Struktur ensteht, variiert die adulte Form artspezifisch von zwei getrennten parallelen Organen über verschiedene Formen der Fusion bis zur kompletten Verschmelzung, wie sie bei Salmoniden gefunden wird (ROBERTS 1989). Bei Cypriniden können Kopf- und Rumpfniere makroskopisch deutlich unterschieden werden; der mittlere und hintere Abschnitt der Rumpfniere sind verschmolzen (OGAWA 1961).
Bei jungen Karpfen ist der craniale Teil der Rumpfniere im Verhältnis zu den beiden anderen Abschnitten aufgrund der engen Raumverhältnisse zwischen Schwimmblasenwand und Wirbelsäule am schwächsten ausgebildet. Dicht beiderseits der Wirbelsäule wird das Nierengewebe in die Zwischenwirbelräume gedrückt (REICHLE 1959). Der mittlere paarige Hauptteil der Rumpfniere, der die Hauptmasse der Niere ausmacht, ist in der Mittellinie verbunden. Die dreiecksförmigen Lappen liegen dorsolateral der Schwimmblase auf. Der caudale Teil ist deutlich gegen den mittleren abgesetzt und besteht aus einem unpaaren Streifen. In die Ventralfläche ist die Caudalvene eingebettet. An den beiden Lateralflächen liegen die Harnleiter (Wolffsche Gänge), die sich kurz vor der Mündung in die Harnblase an der Ventralseite vereinigen (SAKAI 1985). Die beschriebenen Verhältnisse können insbesondere bei der Entwicklung der Geschlechtsorgane starken
Formumbildungen unterliegen. Davon ist vor allem der caudale Abschnitt betroffen, der dann deutlich zur Seite verdrängt und stark reduziert wird (REICHLE 1959).
Der produzierte Urin wird aus den Tubuli zunächst über ein Verzweigungssystem von Sammelröhren, die dann in die beiden sekundären Harnleiter münden, abgeleitet. Die Harnblase stellt lediglich eine Ausweitung der Harnleiter dar und ist mit der Harnblase der höheren Wirbeltiere nicht zu homologisieren (STOSKOPF 1993). Über einen als Urethra bezeichneten sehr kurzen Ausführungsgang mündet die Harnblase zusammen mit dem Gonodukt unmittelbar hinter dem After nach außen.
2.2 Histologie des Mesonephros der Karpfen
Im Gegensatz zur Säugetierniere läßt die Fischniere keine Segmentierung in Nierenrinde und Nierenmark erkennen. Die Nephrone sind in ein ausgedehntes interstitielles Gewebe mit vorwiegend hämatopoetischer Funktion eingebettet (HENTSCHEL 1977). In allen Strukturen der Niere, besonders um die Nierenkörperchen herum, ist hämatopoetisches Gewebe zu finden (SAKAI 1985). Somit hat die Nachniere neben ihrer Funktion als exkretorisches und osmoregulatorisches Organ eine der Kopfniere vergleichbare Funktion als lymphoides Organ.
Bis auf wenige Ausnahmen hat die Kopfniere bei den Fischen ihre exkretorische Funktion verloren und weist keine Tubuli mehr auf, deshalb soll hier nur auf die Rumpfniere der Karpfen eingegangen werden.
Die funktionell-histologische Baueinheit der exkretorischen Niere ist das Nephron (ROMER u.
PARSONS 1983). Aufgrund histologischer Beobachtungen läßt sich das Nephron in verschiedene Abschnitte einteilen: Das Nierenkörperchen (Corpusculum renale) besteht aus dem Glomerulum und der Bowmanschen Kapsel. Daran schließt sich das Tubulussystem an. Das Nephron eines typischen Süßwasserknochenfisches umfasst Glomerulum, Halsabschnitt, Proximales Segment 1 und 2, ein intermediäres Segment, ein distales Segment und ein Sammelrohrsystem (HICKMAN u. TRUMP 1969). Das Karpfennephron weist alle diese Abschnitte auf. Fische haben im Gegensatz zur Säugetierniere keine Henlesche Schleife (LEHMANN 1991, STOSKOPF 1993).
Mikroskopisch zeigt sich bei Cypriniden ein gut vaskularisiertes Glomerulum, ein bewimperter Hals, zwei deutlich abgesetzte proximale Segmente, wovon eines durch einen prominenten Bürstensaum und das zweite durch zahlreiche Mitochondrien, aber einen weniger entwickelten Bürstensaum charkterisiert ist. Das intermediäre Segment ist eng bewimpert (ROBERTS 1989). Süßwasserfische haben funktionsbedingt (hohe Wasserausscheidung) mehr und größere Glomerula als
Salzwasserfische (hohe Wasserretention), die zum Teil aglomeruläre Nieren haben (HARDER 1975, STOSPOPF 1993). Fischglomerula sind in ihrer Struktur mit denen der Säugetiere vergleichbar; das Kapillarknäuel jedoch besteht nur aus einer einzigen, sich nicht aufteilenden Kapillarschlinge (MACHNER 1986). Karpfenglomerula messen im Mittel 40µm im Durchmesser (REICHLE 1957).
Der sich an das Glomerulum anschließende Hals des Tubulus ist kurz und hat beim Karpfen einen kleinen Durchmesser von 2,0-3,2 µm, seine basophilen Epithelzellen haben eine kuboidale Morphologie.
Der proximale Tubulus der Karpfenniere ist länger, seine eosinophilen Epithelzellen sind hochprismatisch, und die Kerne liegen zentral. Der Durchmesser des proximalen Tubulus beträgt beim Karpfen 6,5-12 µm (ENDO u. KIMURA 1982). Das intermediäre Segment hat hochprismatische und schwach eosinophile Zellen. Der Durchmesser des Lumens liegt zwischen 2,5 und 5,0 µm. Bei dem Zwischenstück des Tubulussystems handelt es sich um einen spezialisierten Abschnitt vom Segment 2 des proximalen Tubulus. Es ist vor allem bei Cypriniden gut ausgebildet, fehlt aber vielen Fischen (TAKASHIMA u. HIBIYA 1995).
Der distale Tubulus ist sehr lang und groß, die epithelialen Zellen sind schwach eosinophil und flachprismatisch, die Zellkerne liegen basal (STOSKOPF 1993). Die Durchmesser sind groß (6,9- 26,5 µm) und werden Richtung Sammelrohr noch größer (ENDO u. KIMURA 1982). Weder der distale Tubulus noch die Sammelrohre zeigen einen Bürstensaum. Bei Nephronen von marinen Fischen fehlt der distale Tubulus gänzlich.
Beim Karpfen ist lichtmikroskopisch keine deutliche Grenze zwischen distalem Tubulus und Sammelrohr festzustellen. Die Höhe des Epithels und des Lumens nehmen im Verlauf des Sammelrohres zu (17,0-36,8 µm), und das Epithel ist am Ende mehrreihig (REICHLE 1957). Der paarig angelegte Harnleiter beginnt im cranialen Teil der Rumpfniere, und auch sein Durchmesser nimmt in craniocaudaler Richtung kontinuierlich zu (MACHNER 1986).
Anders als beim Säuger scheint mit dem Körperwachstum der Fische eine Vergrößerung der Niere durch Neubildung von Nierenkanälchen möglich zu sein (HENTSCHEL u. MEYER 1980).
Durch histochemische Studien konnten Enzymaktivitäten in der Niere von Fischen histologisch sichtbar gemacht werden. Die Alkalische Phosphatase kann als Leitenzym des Bürstensaums im proximalen Tubulus angesehen werden (HACKERT-KORDE 1977, HENTSCHEL u. MEYER 1980). Die Na/K-ATPase ist vor allem in den Abschnitten des Nephrons mit dem größten Lumendurchmesser zu finden. Hier wird eine aktive Resorption von Natrium durch langsameren Urinfluß verstärkt betrieben. Die größte Aktivität aerober Enzyme (Malat-, Isocitrat-, u. NADH–
Dehydrogenase) konzentriert sich auf den distalen Tubulus und die Sammelrohre. Dort ist auch die β-Hydroxybutyrat-Dehydrogenase lokalisiert. Diese Tatsache weist daraufhin, daß hier Fettsäuren und Ketone als Hauptenergiequelle für den Citratzyklus und die oxidative Phosphorylierung genutzt werden können. Die daraus resultierende Energie kann dann wiederum für den aktiven Transport von Natrium aus dem Harn in die Epithelzelle genutzt werden. Das Aktivitätsmaximum der anaeroben, glykolytischen Enzyme (Hexokinase, Aldolase u. Glucose-6-Phosphatase) befindet sich in Tubulusabschnitten mit Bürstensaum (ENDO u. KIMURA 1982).
2.3 Osmo- und Ionenregulation der Süßwasserteleosteer
Im Süßwasser ist die Umwelt der Fische im Vergleich zur Körperflüssigkeit hypoosmotisch und das Plasma der Teleosteer ist daher hyperosmotisch im Vergleich zum Süßwasser. Das Süßwasser neigt dazu, entlang des osmotischen Gradienten über die Kiemen und permeable Oberflächen des Pharynx in die Körperflüssigkeit einzudringen (ROBERTS 1989, EVANS 1993). Zusätzlich besteht ein Konzentrationsgradient, der die Diffusion von Salzen über die permeablen Oberflächen begünstigt (BONE u. MARSHALL 1985). Das bedeutet für Süßwasserfische die Gefahr einer ständigen Volumenzunahme und eines Salzverlustes, während Salzwasserfische möglichen Volumenverlusten und Salzzunahmen gegensteuern müssen.
Abb. 2.1: Merkmale der Osmoregulation bei Süßwasserfischen (nach WEDEMEYER 1996)
Dieses osmotische Problem der Süßwasserfische wird durch die Niere, die große Volumina verdünnten, hypotonen Urins produziert, kompensiert. Daher ist die glomeruläre Filtration von großer Bedeutung (ROBERTS 1989). Es wird in der Niere Urin produziert, der sehr niedrige Natrium- und Chloridkonzentrationen aufweist und dann im Vergleich zum Blutplasma weniger als 10% an osmotisch wirksamen Substanzen enthält (EVANS 1993). Der trotz des stark verdünnten Urins noch bestehende Ionenverlust, es gehen zusätzlich noch Ionen passiv über die Kiemen verloren, wird durch die aktive Aufnahme von Natrium und Chlorid über die Kiemen und durch die Absorption aus der Nahrung über die Darmwand im Gleichgewicht gehalten (ROBERTS 1989).
Der Hauptweg der Stickstoffexkretion bei Teleosteern führt über die Kiemen, vor allem in Form von Ammoniak und Harnstoff. So kann Natrium dort im Austausch gegen Ammoniak und zusätzlich auch gegen Wasserstoffkationen aufgenommen werden (BONE u. MARSHALL 1985).
Die Osmoregulation unterliegt hauptsächlich der endokrinen Kontrolle durch Hormone der hinteren Hypophyse und der Nebenniere. Prolaktinähnliche Hormone regulieren den Natriumabfluß über die Kiemen, beeinflussen aber auch die Niere und die Blasenwand. Corticoide modifizieren ebenfalls den Ionentransport und die Permeabiltätsmerkmale verschiedener Gewebe. Auf diese Weise können zahlreiche endokrine Veränderungen in Verbindung mit der sexuellen Reife sekundär die Ionen- und Osmoregulation beeinflussen (ROBERTS 1989).
2.4 Osmoregulatorische und exkretorische Funktion der Niere des Karpfens
Die Nieren der Süßwasserteleosteer konservieren in erster Linie im Glomerulum aus dem Blut filtrierte Elektrolyte, gleichzeitig enstehen große Urinmengen um den osmotischen Wassereinstrom auszugleichen. Dafür benötigen sie einen hocheffektiven Reabsorptionsmechanismus für monovalente Ionen in Verbindung mit einer minimalen tubulären Permeabilität für filtriertes Wasser (HICKMANN u. TRUMP 1969). Der recht hohen glomerulären Filtrationsrate (GFR) bei Süßwasserteleosteern folgt ein nur wenig geringerer Urinfluß (EVANS 1993). So wurde bei Untersuchungen beim Karpfen ein Urinfluß von ca. 8 ml in einer Stunde pro kg Körpergewicht gemessen (KAKUTA et al. 1986).
Für den Urinfluß von Teleosteern in Süßwasser sind allerdings stets große Schwankungen beschrieben worden (HICKMANN u. TRUMP 1969). KAUNE (1980) fand beim Giebel einen erhöhten Urinfluß bei isotoner Volumenexpansion und konnte damit deutlich die volumenregulatorische Funktion der Niere nachweisen. Große simultane Veränderungen in der GFR
und der Urinproduktion finden bei normalen Fischen ohne eine Änderung der Urinkonzentration statt. Es scheint, daß der wechselnde Einsatz von Glomerula unter veränderlichen Bedingungen eine bedeutende Rolle bei der Nierentätigkeit spielt. Messungen der GFR bei Forellennephronen haben gezeigt, daß im Süßwasser 45% aller Nephrone filtern, im Meerwasser jedoch nur 5%; diese Fähigkeit wird glomeruläre Intermittenz genannt (HENTSCHEL et al. 1978, ELGER 1982). Die Fähigkeit zur Reduzierung der GFR ist eine außerordentlich effektive Regulationsmöglichkeit zum Beispiel bei steigender Salinität des Wassers und kann in einer Atrophie von Glomerula enden (HICKMANN u. TRUMP 1969, ELGER u. HENTSCHEL 1981).
Die im Tubulus stattfindenden Transportprozesse und -orte (Abb. 2.2) sind zum Teil noch hypothetisch und ergeben sich aus dem Vergleich mit homologen Strukturen anderer Vertebraten (HENTSCHEL u. MEYER 1980). Studien haben gezeigt, daß das Epithel des proximalen Tubulus bei Süßwasserteleosteern NaCl in den Urin sezerniert, möglicherweise über Na/Cl-Cotransport, und so osmotisch Wasser nachzieht (EVANS 1993). Zweiwertige Ionen werden im proximalen Tubulus, insbesondere Calcium, gegen ihren Konzentrationsgradienten aus dem Ultrafiltrat reabsorbiert, so daß ihre Konzentration im Urin sehr gering sind.
Der distale Tubulus ist undurchlässig für Wasser. Gleichzeitig erfolgt hier eine Reabsorption von Natrium und Chlorid, woraus ein stark verdünnter Urin resultiert. Da der distale Tubulus bei allen im Süßwasser lebenden Fischen vorhanden ist, aber bei fast allen stenohyalinen Salzwasserfischen fehlt, unterstützt dies die Annahme, daß der distale Tubulus und die Sammelrohre für die Urinverdünnung notwendig sind (HICKMANN u. TRUMP 1969).
Anhand der Morphologie und der Histochemie kann für die Zellen des distalen Tubulus auf ein Potential für aktiven Ionentransport geschlossen werden. In Zellen des distalen Tubulus und der Sammelrohre konnte eine hohe Aktivität der Na/K-ATPase, die für den aktiven Transport von Natrium an Membranen zuständig ist, nachgewiesen werden (HENTSCHEL u. MEYER 1980).
Eine hohe Aktivität von Mitochondrien und oxidativen Enzymen im distalen Tubulus unterstützt den stark energieverbrauchenden aktiven Transport (HENTSCHEL u. ELGER 1987). Hier wird Natrium aktiv reabsorbiert, Chlorid strömt passiv nach. Die Feinstruktur der Epithelzellen des distalen Tubulus der Fischniere weist Gemeinsamkeiten mit den Ionozyten („Chloridzellen“) auf, die in der Kieme für die Salzaufnahme verantwortlich gemacht werden (HENTSCHEL 1978).
Zusätzlich wird der starken Schleimauskleidung der Sammelrohre und Harnleiter bei Süßwasserfischen eine Bedeutung beim Natriumrücktransport zugesprochen, zum Beispiel in einer Anlagerung von Kationen an die Polyanionen des Mucus (HENTSCHEL u. MEYER 1980). Bei
Untersuchungen an Giebeln ergab sich eine gleichmäßige Verteilung von Becherzellen in allen Harnleiterabschnitten (HENTSCHEL et al. 1978).
Abb. 2.2: Funktionsschema der Giebelniere nach HICKMANN u. TRUMP (1969) und HENTSCHEL et al. (1978)
Für die endgültige Zusammensetzung des Urins wird eine aktive Rolle der Harnblase diskutiert, die eine Ausweitung der Vereinigung der Harnleiter darstellt und daher mit der Harnblase der Säugetiere aufgrund der embryologischen Entwicklung nicht vergleichbar ist (BONE u. MARSHALL 1985).
Untersuchungen bei Regenbogenforellen (Oncorhynchus mykiss) zeigten, daß in der Blase die Ionenreabsorption bei gleichzeitiger Impermeabilität für Wasser recht hoch ist. Die Blase hat also bei diesen Fischen eine wesentliche Bedeutung bei der Kontrolle des Salzverlustes über den Urin (EVANS 1993). Die Blasen von Karpfen erwiesen sich bei Volumenmessungen als sehr klein, ihr Fassungsvermögen lag bei 1,5-2,0 ml pro kg Körpergewicht (KAKUTA et al. 1986). In Studien zu verschiedenen Fischurinblasen konnte bei der Blasenmembran der Karpfen keine Durchlässigkeit für Wasser, und nur eine sehr geringe Permeabilität für Natrium und Chlorid festgestellt werden (HIRANO et al. 1973).
2.5 Physiologische Urinzusammensetzung bei Karpfen
Zur Urinzusammensetzung bei Karpfen liegen nur wenige Studien vor; recht detailliert wurden Teile der physiologischen Urinzusammensetzung im Vergleich zum Plasma und deren Verläufe über 3 Tage verweilende Blasenkatheter von KAKUTA et al. (1986) gemessen. In dieser Studie an ca. 200 g schweren, bei 29°C Wassertemperatur gehaltenen Karpfen ergab sich eine Urinosmolarität von ungefähr einem Zehntel der Plasmaosmolarität, im Mittel von 248,4 auf 29,4 mOsm/l. Es wurde deutlich, daß die Urinverhältnisse in den stündlich vorgenommenen Messungen nicht konstant waren.
Das Urinvolumen schwankte in diesen Proben recht weit, während die Osmolarität und der pH-Wert im Urin keine signifikanten Unterschiede aufwiesen, so daß keine Korrelation zwischen diesen 3 Parametern vorlag. Bei den untersuchten Elektrolyten machte Natrium mit ca. 70-80% Anteil an der gesamten Kationenkonzentration den größten Teil aus. Diese Befunde stimmen weitgehend mit den an Süßwassergiebeln gewonnenen überein (HENTSCHEL et al. 1978).
Die Natriumkonzentration und die Osmolarität im Urin zeigten bei den von KAKUTA et al. (1986) untersuchten Karpfen im Verlauf von 3 Tagen signifikant korrelierte Veränderungen. Andererseits lag aber kein Zusammenhang zwischen Urinfluß und Natriumkonzentration vor. Veränderungen des Urinflusses gingen ohne wesentliche Konzentrationsveränderungen von Natrium im Urin einher. Die Elektrolyte Kalium, Calcium und Magnesium schwankten in ihren Konzentrationen nur gering. Direkt nach der Katheterisierung konnte ein initialer Anstieg der Magnesiumkonzentration beobachtet werden.
Ammonium wurde von KAKUTA et al. (1986) in recht hohen Konzentrationen im Urin nachgewiesen, obwohl diese Stickstoffverbindung hauptsächlich über die Kiemen abgegeben wird.
In einer späteren Untersuchung (KAKUTA et al. 1992) wurden dann wesentlich geringere Ammoniumkonzentrationen im Urin gemessen; Angaben zum Urin-pH fehlen dort. Aus Untersuchungsergebnissen beim Giebel (Carassius auratus gibelio B.) wurde eine pH–abhängige renale Ammoniumausscheidung ersichtlich. Bei saurem Urin war die Ammoniumausscheidung deutlich erhöht (KAUNE 1980). In saurem Urin bildet sich aus Ammoniak das schwer diffusible Ammonium, und für Ammoniak bleibt so ein Konzentrationsgradient zum Tubuluslumen bestehen, was eine erhöhte Ausscheidungsrate der Giebel von Ammonium erklären konnte.
Untersuchungen zur Nierenfunktion mit Hilfe von Clearancetechniken zeigten, daß bei Giebeln für Phosphat sowohl ein resorbierender als auch ein sezernierender Mechanismus im Nephron existieren muß (KAUNE 1980). Bei Infusion von Phosphat resultierten hohe tubulärer Ausscheidungsraten.
Das Ausmaß der aktiven Phophatsekretion bewies eine große regulatorische Funktion der Niere und zeigte, daß die Giebelniere eine wichtige Rolle bei der Regulation des Phosphatspiegels im Plasma spielt. Da die Giebel mit einer induzierten renalen Phospatsekretion einen niedrigeren pH-Wert im Urin aufwiesen, vermutete KAUNE (1980) außerdem eine Beteiligung von Phosphat an der Säureausscheidung.
In einer Studie zu Urinverhältnissen bei Karpfen (KAKUTA et al. 1986) konnte in allen Urinproben Proteine gefunden werden, allerdings wiesen die Proteinspiegel eine große Variabilität auf, ohne daß sich eine Periodizität beobachten ließ. Insgesamt wurden sehr niedrige Konzentrationen von Proteinen im Urin gefunden, so machte der Anteil im Urin 0,12 - 0,3% des im Karpfenplasma gemessenen aus (KAKUTA et al. 1986, KAKUTA et al. 1992).
Für nephrologische Untersuchungen empfehlen KAKUTA et al. (1986) eine Dauerblasenkatheterisierung und Urinsammlung in 6-Stunden-Intervallen beim Karpfen, um einerseits zur Analyse ausreichende Urinmengen zu erhalten und andererseits Veränderungen in Urinzusammmensetzungen erkennen zu können (KAKUTA et al. 1986).
Tabelle: 2.1: Übersicht über ionale Zusammensetzung von Urin und Plasma, sowie Urinfluß bei gesunden Cypriniden
KAKUTA et al. (1986) Karpfen 200 g,
29°C
KAKUTA et al. (1992) Karpfen 300-400 g,
16°C
KAUNE (1980) Giebel 60-170 g,
22-24°C
Urin Plasma Urin Plasma Urin Plasma
Urinfluß (ml/kg/h)
8,37
± 1,57
3,4
± 0,5
3,86
± 1,01 Osmolalität
(mOsm)
29,4
± 1,2
248,4
± 8,1
11
± 1,5
258
± 11,2
15
± 1,4
262
± 4,7
pH-Wert 7,23
± 0,06
n.b. n.b. n.b. 6,86
± 7,17
n.b.
Natrium (mmol/l)
12,05 .± 0,68
119,2
± 3,4
4,8
± 0,84
120,8
± 9,31
1,93
± 0,5
133,7
± 1,4 Kalium
(mmol/l)
1,40
± 0,28
5,16
± 1,37
0,8
± 0,31
3,2
± 0,68
3,73
± 0,59
3,28
± 0,28 Calcium
(mmol/l)
0,27
± 0,11
3,18
± 0,19
0,32
± 0,13
2,84
± 0,6
n.b. n.b.
Magnesium (mmol/l)
0,12
± 0,03
1,42
± 0,29
0,19
± 0,08
0,64
± 0,2
n.b. n.b.
Phosphor (mmol/l)
n.b. n.b. 0,13
± 0,07
1,68
± 0,38
1,97
± 0,09
1,44
± 0,09 Ammonium
(mg/l)
107,1
± 17,7
25,0
± 1,1
8,8
± 3,7
2,0
± 0,47
18,4
±2,7
6,68
± 0,56 n.b.: nicht bestimmt
Durch die Ausschüttung von Stresshormonen nach einer Katheterisierung kann bei Fischen eine Labordiurese beobachtet werden. Bei Regenbogenforellen allerdings sind Urinfluß und Urinzusammensetzung 12 bis 24 Stunden nach einem Eingriff wieder weitgehend normal, und das zur Betäubung verwendete Tricain wird in dieser Zeit ebenfalls ausgeschieden. Auch bei Giebeln sind
Veränderungen in diesem Zeitraum weitgehend kompensiert, auch wenn noch eine geringe Oligurie verzeichnet werden konnte (KAUNE 1980).
2.6 Ausgewählte chemische und hämatologische Parameter im Karpfenblut
Allgemein ist bei Fischen eine große Variationsbreite von zellulären und chemischen Parametern im Blut festzustellen. Die in der Literatur angegebenen Messwerte für Karpfen sind deshalb nur als Orientierungshilfen zu werten (s. Tab. 2.2, 2.3 u. 2.4). DOMBROWSKI (1953) stellte bereits im morphologischen Blutbild von Karpfen große individuelle Schwankungen fest, und BÖTTCHER (1998) fand in Untersuchungen von klinisch-chemischen Parametern bei Labor- und Teichkarpfen weitgehende Abhängigkeiten von Jahreszeit, Temperatur, Fütterung und Körpergröße.
Die Osmolalität im Fischplasma wird zum größten Teil durch die Konzentrationen der Ionen Natrium und Chlorid bestimmt, die über 75% der Osmolalität ausmachen. In geringerem Maße sind Kalium, Calcium, Magnesium, Phosphate, Sulfate und „non-protein-nitrogen“-Verbindungen, insbesondere Harnstoff, an der Gesamt-Osmolalität beteiligt (EVANS 1993). Die große Breite an Einflüssen, auf die die Osmolalität empfindlich reagiert, lassen sich neben circadianen Schwankungen in drei Kategorien einteilen. Diese sind Salinitätsveränderungen des umgebenden Wassers, Verunreinigungen des Wassers, die die Kiemenfunktion beeinträchtigen und stressbedingte Muskel- Laktatacidose, die eine erhöhte intrazelluläre Osmolalität zur Folge hat. Um das Konzentrationsgefälle auszugleichen, erfolgt ein Einstrom von Wasser aus dem Extra- in den Intrazellularraum, erhöht sich die Plasmakonzentration von Natrium und Chlorid und damit die Osmolalität des Plasmas. Bei Streß, der länger als 30 Minuten anhält, tritt die Wirkung einer chronischen Erhöhung des Catecholaminspiegels in den Vordergrund. Die Ionen- und Elektrolytflüsse in Kiemen und Nieren werden dann so beeinflusst, daß es bei Süßwasserfischen zu einem Natriumchlorid-Verlust kommt (MCDONALD u. MILLIGAN 1992). Außerdem können verschiedene Erkrankungen die Plasma-Osmolalität beeinflussen, zum Beispiel führen Schädigungen der Barrieren zur Außenwelt wie Haut und Darmschranke bei Süßwasserfischen zum verstärkten Wassereinstrom und damit zu einer Erniedrigung der Plasmaosmolalität (STOSKOPF 1993). Auch die Temperatur des Wassers hat Einfluß auf die Osmolalität. So stellte BÖTTCHER (1998) bei 15°C Wassertemperatur höhere Plasma-Osmolalitäten fest als bei 20°C gehaltenen Karpfen.
Weniger als 2% des Gesamtkörperanteils an Kalium ist extrazellulär vorhanden. Als Folge haben zum Beispiel Veränderungen der Kiemenpermeabilität wenig Auswirkung auf den Plasmaspiegel, weil jeder Ein- oder Ausstrom durch einen Transfer von Kalium in das oder aus dem intrazellulärem Kompartiment aufgefangen wird. Umstände, die eine intrazelluläre Azidose verursachen, können durch Freisetzung aus Muskelzellen einen starken Kaliumanstieg im Plasma bewirken. Aufgrund des hohen Kaliumspiegels in Erythrozyten kann auch eine Hämolyse einen Anstieg der Kaliumkonzentrationen im Plasma verursachen (MCDONALD u. MILLIGAN 1992).
Calcium ist sowohl bei Süß- als auch bei Salzwasserfischen eng reguliert (MCDONALD u.
MILLIGAN 1992). Selbst bei starkem Stress unter Hypoxie steigen die Plasmacalciumkonzentrationen von Karpfen nicht (KAKUTA et al. 1992). Eine Fraktion des Gesamtcalciumgehaltes des Fischplasmas ist stets an Proteine gebunden. Die gebundene Calcium- Fraktion liegt bei männlichen und nicht geschlechtsreifen weiblichen Süßwasserfischen bei etwa 30- 48%. Trotz des bei der Vitellogenese erfolgenden massiven Anstiegs des Proteinspiegels im Plasma und damit auch des Gesamtcalciumgehaltes, bleibt der Anteil an freiem Calcium im Plasma konstant (MCDONALD u. MILLIGAN 1992).
Die Magnesiumspiegel im Plasma der Süßwasserfische sind allgemein etwas niedriger als die Calciumspiegel, aber ähnlich eng reguliert wie diese. Bei Hypoxie allerdings war ein deutlicher Anstieg im Karpfenplasma und folgend eine erhöhte renale Magnesiumexkretion zu vermerken (KAKUTA at al. 1992). Etwa 25% des Magnesiums ist bei Regenbogenforellen an Plasmaproteine gebunden (MCDONALD u. MILLIGAN 1992).
Für die Verteilung der vasalen und extravasalen Anteile der extrazellulären Flüssigkeit tragen die Plasma-Proteine bei Säugetieren eine große Verantwortung und spielen so eine wichtige Rolle als Träger des kolloidosmotischen Drucks und als Puffersubstanzen (BICKHARDT 1992). Die Gesamtproteine des Plasmas der Knochenfische setzen sich zusammen aus Albuminen, Immunglobulinen, Gerinnungsproteinen, Calcium-bindenden Proteinen, Metall-bindenden Proteinen, Lipoproteinen und hormonbindenden Proteinen. Veränderungen des Gesamtproteingehaltes kommen beim Fisch hauptsächlich durch Wechsel im Plasmavolumen zustande. Ein Anstieg der Gesamtproteinkonzentration kann durch Verschiebungen der extrazellulären Flüssigkeit in den intrazellulären Raum begründet sein, ein Abfall durch eine Hydratation des Plasmas (MCDONALD u. MILLIGAN 1992). Bei Untersuchungen an adulten, in einem Warmwasserkreislauf gehaltenen Karpfen stellte HILGE (1980) fest, daß der Plasmaproteingehalt über einen Zeitraum von 14 Monaten kaum schwankte. BÖTTCHER (1998) fand allerdings bei untersuchten Laborkarpfen einen deutlichen Abfall des Gesamtproteinspiegels und der Osmolalität im Juli. Außerdem stiegen die
Gesamtproteinkonzentrationen im Plasma bei Teich- und Laborfischen mit zunehmendem Alter an.
Zudem beeinflußten Futtergaben vor der Probennahme den Proteingehalt im Plasma, so waren bei nüchternen Laborkarpfen höhere Gesamtproteingehalte zu beobachten als bei Fischen, die vor der Probennahme gefüttert worden waren (BÖTTCHER 1998).
Für den Energiestoffwechsel ist Glucose das obligate Substrat. Homöostase der Plasma- Glucosekonzentration ist deshalb Voraussetzung ungestörter Lebensfunktionen (BICKHARDT 1992). Da der Blutglucosespiegel von der Intensität des Energiewechsels abhängt, ist der mittlere Blutglucosespiegel bei gleichwarmen Tieren höher als bei wechselwarmen Tieren (URICH 1990).
Der Blutglucosespiegel bei Fischen variiert innerhalb der Arten; schwimmaktive Fischarten weisen höhere Werte auf als träge Arten. Auch innerhalb einer Fischart können erhebliche Schwankungen des Blutglucosespiegels auftreten, was auf Unterschiede in Ernährung, Alter, Größe und insbesondere Reproduktionsstatus zurückzuführen ist (MCDONALD u. MILLIGAN 1992). So wurde bei Vergleichsmessungen im Blutplasma von Teichkarpfen eine deutliche Saisonalität mit Höchstwerten im Juli und außerdem niedrigere Spiegel bei ungefütterten als bei gefütterten Karpfen festgestellt (BÖTTCHER 1998). Aufgrund der zentralen Bedeutung von Glucose wird jedoch eine bestimmte Blutglucosekonzentration aufrechterhalten (SCHÄPERCLAUS u. LUKOWICZ 1998).
Untersuchungen ergaben allerdings, daß die Regulationsfähigkeit von Fischen bezüglich Insulin unzureichend und daher ihr Blutglucosemetabolismus vermindert ist, vergleichbar mit dem von Diabetikern bei Säugern (HEPHER 1988).
Der Blutglucosespiegel von Fischen gilt als ein sensitiver Indikator für Streß. Durch catecholaminerge Stimulation wird Glycogen aus der Leber mobilisiert und eine relative Hyperglycämie unterschliedlichen Ausmaßes und Dauer resultiert (HILGE 1980, MCDONALD u. MILLIGAN 1992). Bei Karpfen verursachte Streß unter Hypoxie eine Verdopplung des Blutglucosespiegels von 2,6 mmol/l auf 5,9 mmol/l (KAKUTA 1992). Auch Parasitenbefall kann die Glucosekonzentration im Plasma von Fischen beeinflussen. Im Plasma von Regenbogenforellen mit einem Langzeitbefall von Protocephalus neglectus war der Glucosegehalt, im Vergleich zu Cestoden-freien Forellen, signifikant erniedrigt (ENGELHARDT et al. 1990).
Für die Ernährung und das Wachstum von Haemoflagellaten, wie Trypanoplasmen, ist die exogene Glucosezufuhr von großer Bedeutung (MEHLHORN 1988). Dem Blut des Wirtsorganismus wird durch die Flagellaten bevorzugt dieses Substrat entzogen (CHENG 1986) und bei starker Parasitämie besteht damit die Gefahr eines Energiemangels für den Wirt.
Die Alkalische Phosphatase wird bei Säugetieren, wie andere lysosomale Enzyme, bei pathologischem Zellstoffwechsel vermehrt synthetisiert und zugleich ins Blut abgegeben (BICKHARDT 1992). Phosphatasen sind Enzyme, die Phosphorester hydrolytisch spalten und anorganisches Phosphat bilden. Bei Karpfen, wie auch bei Regenbogenforellen, sind die weitaus höchsten Aktivitäten der AP in den Nieren zu finden, so daß hier die AP als Leitenzym der Niere bezeichnet werden kann und bei Nierenschäden eine Erhöhung zu erwarten ist (HACKERT- KORDE 1977, HENTSCHEL u. MEYER 1980, SCHEINERT u. HOFFMANN 1987). Bei Regenbogenforellen werden erhebliche Schwankungen der AP-Aktivität bei unterschiedlichen Wassertemperaturen und Ernährungszuständen festgestellt (MCDONALD u. MILLIGAN 1992).
Bei Laborkarpfen beobachtete BÖTTCHER (1998) eine positive Korrelation der Wachstumsphase der Fische mit der AP-Aktivität im Plasma. Die Autorin schloß weiterhin aus ihren Untersuchungen auf eine diagnostische Eignung des Plasmaenzyms AP bei Berücksichtigung saisonaler und temperaturabhängiger Einflüsse.
Tabelle 2.2: Osmolalität und Elektrolytkonzentrationen im Blut gesunder Karpfen
REFERENZ FUCHS U. ALBERS
(1988) (PLASMA)
KAKUTA ET AL.
(1992) (PLASMA)
OESTERREICH (1996)
(SERUM)
Osmolalität (mOsm) 274 258 278-332
Natrium (mmol/l) 133 120,8 139,0-152,0
Kalium (mmol/l) 3,3 3,2 0,2-1,8
Calcium (mmol/l) 1,8 2,84 n.b.
Magnesium (mmol/l) 1,5 0,64 n.b.
Phosphor (mmol/l) 0,4 1,68 n.b.
Angaben als Mittelwerte oder als Minimum und Maximum der Mittelwerte verschiedener Untersuchungsgruppen n.b.: nicht bestimmt
Tabelle 2.3: Gesamtprotein-, Glucosekonzentrationen und AP-Aktivitäten im Blut gesunder Karpfen
REFERENZ: HILGE
(1980) (PLASMA)
BÖTTCHER (1998) (PLASMA)
AMLACHER (1992)
(SERUM)
OESTERREICH (1996)
(SERUM)
Proteine (g/l) 30,9-40,8 21,3-37,6 34,7-40,8 23-38
Glucose (mmol/l) 3,55-5,33 3,44-14,54 2,22-4,44 n.b.
AP (U/l) n.b. 21-223 n.b. n.b.
Angaben als Mittelwerte oder als Minimum und Maximum der Mittelwerte verschiedener Untersuchungsgruppen n.b.: nicht bestimmt
Auch bei Untersuchungen zur Hämatologie von Karpfen stellte sich heraus, daß die Parameter von Erythrozytenzahl, Hämatokrit und Hämaglobin von Karpfen starken individuellen Schwankungen unterliegen (HAMERS 1994). Diese hämatologischen Parameter erwiesen sich als von zahlreichen Faktoren beeinflusst, wie Ernährungs- und Fütterungzustand, Alter und Geschlecht (AMLACHER 1992). Allen Fischen fehlt das bei Säugern für die Hämatopoese zuständige rote Knochenmark.
Seine Aufgabe wird in erster Linie von Thymus, Niere, Milz und Darm übernommen. Hierbei ist die Kopfniere als Hauptblutbildungsstätte zu bezeichnen (ELLIS 1989).
Tabelle 2.4: Hämatologische Parameter gesunder Karpfen
REFERENZ HAMERS
(1994)
KAKUTA (1992)
HILGE (1980)
Erythrozyten (1012/l) 1,56 1,27 1,48-1,71
Hkt (l/l) 0,31 0,31 0,33-0,45
Hb (g/l) 81 81 87-109
MCV (µm³) 199,7 243 211-291,8
MCH (pg) 52,8 64 55,6-76,6
MCHC (g/l) 266 260 233-292
Angaben als Mittelwerte oder als Minimum und Maximum der Mittelwerte verschiedener Untersuchungsgruppen
2.7 Pathophysiologische Beobachtungen bei Nephritiden
Da in der Literatur wenig Angaben zu funktionellen Beobachtungen bei Nierenerkrankungen von Süßwasserfischen vorhanden sind, wird im folgenden Abschnitt zunächst auf die bei Säugetieren bekannten pathophysiologischen Veränderungen im Laufe von Nephritiden eingegangen.
2.7.1 Auswirkung von Nephritiden bei Säugetieren
Bei Säugetieren tritt eine sekundäre interstitielle Nephritis unterschiedlicher Pathogenese meist herdförmig auf, bei umfangreichem Nephronenverlust kann sie zur chronischen Niereninsuffizienz führen. Eine primäre interstitielle Nephritis zeigt meist ein diffuses Auftreten und führt ebenfalls zu einer Niereninsuffizienz. Mit zunehmendem Nephronenverlust durch entzündlich-proliferative Nephropathien oder auch toxischer Tubulonephrosen steigen nach BICKHARDT (1992) infolge Autoregulation die Filtrationsleistung und der Harnfluß in den intakten Nephronen. Jedoch können die tubulären Prozesse dieser Nephrone nicht entsprechend gesteigert werden. Es kommt zu reduzierter Kalium- und Wasserstoffsekretion und zu reduzierter Natrium- und Wasserreabsorption.
So folgen daraus zunächst eine Polyurie, Hyperkaliämie, Hyponatriämie, renale Acidose und Senkung der Urinosmolarität.
Erst wenn mehr als 50% der Nephrone zerstört sind, geht die GFR so stark zurück, daß die harnpflichtigen Produkte des Protein-Katabolismus retiniert werden. Dies ist das Stadium der beginnenden Urämie, die Spiegel von Creatinin und Harnstoff im Plasma steigen. Bei Nephronenverlust von über 70% können sich unzureichende Filtration und unzureichende Reabsorption hinsichtlich der Wasser- und Natrium- Ausscheidung die Waage halten. Dadurch werden der Urinfluß und die Plasmanatrium-Konzentration unter Umständen normal (Pseudonormurie), während aber die Retention harnpflichtiger Substanzen wie Creatinin, Harnstoff, Ammonium, Amine und von Kalium, Protonen und schließlich Natrium weiter zunimmt. Die Osmolarität des Plasmas steigt. Erst bei einer GFR unter 10% stellt sich eine Oligo-Anurie ein, die schließlich unter schweren Urämiesymptomen zum Tod führt (BICKHARDT 1992, DAVID et al.
1995).
Bei schwerer akuter oder terminaler chronischer Niereninsuffizienz ist außerdem der Serumphosphatspiegel erhöht, er ist ein Maß für die verbleibende funktionierende Nierenmasse.
Zusätzlich besteht eine Tendenz zur Hypocalcämie, Hypokaliämie und zu einer metabolischen Azidose (DAVID et al. 1995).
Die Messung der Aktivitäten des Enzyms Gamma-Glutamyl-Transferase (GGT) im Urin hat sich bei Säugetieren als ein sensitiver Indikator für das Maß zerstörter Tubuli herausgestellt. Das Enzym ist normalerweise in Epithelzellen des proximalen Tubulus nachzuweisen und wird aufgrund seiner Molekülgröße nicht über die Glomerula filtriert (GRAUER u. LANE 1995).
Ein weiterer Befund bei Tubulonephrosen kann eine Hämaturie sein, die dann durch erhöhte Hämoglobingehalte im Urin meßbar wird (SUTER 1994). Bei chronischer Niereninsuffizienz ist häufig eine nichtregenerative, zumeist normochrome, normozytäre Anämie festzustellen; diese ist unter anderem bedingt durch einen Rückgang der Erythropoetinproduktion in der Niere (DAVID et al. 1995).
Im Gegensatz zum Säugetier führt bei Süßwasserfischen der Hauptweg der Stickstoffexkretion nicht über die Nieren, sondern über die Kiemen, und zwar hauptsächlich in Form von Ammoniak (BONE u. MARSHALL 1985). Bei Verdacht auf eine Niereninsuffizienz ist also nicht eine Erhöhung der Konzentration von Stickstoffderivaten zu beobachten, in erster Linie sind Veränderungen der Ionenverhätnisse im Plasma und Urin zu erwarten.
2.7.2 Urinzusammensetzung bei Fischen unter pathologischen Bedingungen
Untersuchungen zur Nierenfunktion der Regenbogenforelle von ELGER et al. (1986) während der akuten Phase einer viralen hämorrhagischen Septikämie ergaben bei den erkrankten Fischen eine reduzierte GFR von 5,2 auf 3,08 ml/h/kg im Mittel, und damit korreliert eine Senkung des Urinflusses von 2,51 auf 1,63 ml/kg Körpergewicht/h. Die Osmolarität des Urins war bei den erkrankten Forellen im Mittel von 29,3 auf 45,2 mOsm/l erhöht, die Plasmaosmolarität blieb unverändert. Gleichzeitig war die Netto-Reabsorption von Na, K, Ca reduziert und im Urin stiegen die Konzentrationen an Na, Ca und Mg an. Die renalen Exkretionsraten von Na, K, Ca, Mg, und Protein sanken. Trotz der Oligurie blieb die Osmolare Clearence der Niere stabil. Als Grund für den Abfall der GFR wurde eine Veränderung der glomerulären Hämodynamik diskutiert. Diese renale Antwort scheint den Autoren vergleichbar mit den Veränderungen der Nierenfunktion von Süßwasserteleosteern in Anpassung an ein hypertones Medium.
Obwohl der Spiegel von Plasmaproteinen bei den erkrankten Fischen um 28% sank, stieg der Proteinspiegel im Urin kaum. Die Hypoproteinämie war also nicht die Folge einer Proteinurie, so daß extrarenale Ursachen wie vermehrte kapillare Proteinpermeabilität oder eine reduzierte Leberfunktion vermutet wurden (ELGER et al. 1986).
Studien zur renalen Funktion bei Karpfen unter hypoxischen Bedingungen zeigten ebenso deutlich Veränderungen der im Urin gemessenen Parameter (KAKUTA et al. 1992). In der Phase einer starken Hypoxie, in der die Fische nicht mehr in der Lage waren, ihre Schwimmhaltung auszubalancieren und auf der Seite lagen, war der Urinfluß drastisch reduziert von im Mittel 3,4 auf 0,1 ml/kg/h. Die Urinosmolarität stieg von 11 auf 15 mOsm/l, und die Konzentrationen aller im Urin gemessenen Elektrolyte war im Vergleich zu den Kontrolltieren erhöht. Der Proteingehalt im Urin blieb unverändert. Es wurde diskutiert, daß durch die Hypoxie der renale Blutfluß verringert wurde, also eine renale Ischämie vorlag und dies der Grund für eine verminderte GFR war. Die Autoren vermuteten, daß durch die Hypoxie ein erhöhter Spiegel an Katecholaminen ausgelöst wurde, der eine Vasokonstriktion der afferenten Arteriolen in der Niere induzierte. Der daraus folgende erhöhte Gefäßwiderstand in den afferenten Arteriolen der Niere wurde als Ursache der Ischämien diskutiert.
Urinflußraten bei Forellen zeigten abhängig von der Dosis an Streßhormonen allerdings unterschiedliche Veränderungen (HEATH 1995). Unter sehr hohen Dosen an Adrenalin wiesen Forellen eine Druckdiurese und eine Erhöhung der GFR auf, während andere vasokonstriktorische Hormone wie Oxytocin und Angiotensin in geringen Dosen einen antidiuretischen Effekt bei Forellen entwickelten (ELGER 1982).
2.8 Trypanoplasma borreli
2.8.1 Biologie und Entwicklung
Trypanoplasmen sind Parasiten des Blutgefäßsystems und werden als Hämoflagellaten bezeichnet.
Schon 1841 wurden Blutflagellaten der Fische, Trypanosomen oder wahrscheinlicher Trypanoplasmen, von Valentin im Blut von Forellen beobachtet. Trypanoplasma borreli wurde dann 1901 von LAVERAN und MESNIL beschrieben, die den Gattungsnamen Trypanoplasma für cryptobiide Hämoflagellaten mit 2 Geißeln festlegten. In der Systematik der Protozoa wird die Gattung Trypanoplasma zu dem Stamm der Sarcomastigophora (Unterstamm Mastigophora, Klasse Zoomastigophorea) in die Ordnung Kinetoplastida, Familie Bodonidae, eingeordnet. WOO (1987) stellt die Gattung Trypanoplasma zur Gattung Cryptobia. Fischtrypanoplasmen und -trypanosomen ähneln entsprechenden Formen der Warmblüter (KÖRTING 2000).
Trypanoplasma borreli ist ein Blutparasit bei Karpfen und Schleien und dringt nicht in Zellen ein (LOM 1979). Trypanoplasmen erscheinen pleomorph und ändern ihre Gestalt mit der Bewegung sehr viel stärker als Trypanosomen. T. borreli ist ca. 17-26 µm lang, 2,5-5 µm breit und besitzt zwei Geißeln, die aus der Geißeltasche am Vorderende der Zelle entspringen. Die längere, rückläufige Geißel verläuft an der linken Seite und begrenzt die undulierende Membran. Ein einzelner großer, länglicher Kinetoplast befindet sich am Vorderende, wo das punktförmige Ende dem Geißelkinetosom gegenüberliegt (WOO 1987, KRUSE et al. 1989). Der Kinetoplast besteht aus einem Netzwerk aus DNA-Fasern, die im Gegensatz zu Trypanosomen nicht in Mini- und Maxikreise organisiert sind. Dem Kinetoplasten gegenüber liegt der runde Zellkern. Bei Blutstromformen ist die Membran von einer dicken Außenschicht überzogen (LOM u. DYKOVÁ 1992).
Während des Entwicklungszyklus werden keine unterschiedlichen Entwicklungsstadien gefunden. Es werden lediglich einige Veränderungen in der Form, abhängig vom Grad der Parasitämie, beobachtet (KRUSE et al. 1989). Zu Beginn der Parasitämie, bei 20°C Wassertemperatur, am Tag 8 p.i. sind kleine schlanke Formen von T. borreli vorherrschend. An Tag 13 p.i., während der exponentiellen Wachstumsphase, sind noch kleinere Formen zu beobachten, und im Laufe des Überganges zur chronischen Phase nimmt die Breite der Flagellaten zu. In der chronischen Phase der Infektion schließt sich ein Längenwachstum an. Die Position des Kinetoplasten verändert sich im Laufe der Infektion nicht wesentlich (KRUSE u. STEINHAGEN 1988, KRUSE et al. 1989).
Zur Längsteilung runden sich die Trypanoplasmen ab, es werden Geißeln, Kinetoplast und Zellkern verdoppelt und anschließend erfolgt die Teilung im Endwirt (KRUSE et al. 1991).
Trypanoplasmen unterscheiden sich von den ektoparasitischen Cryptobien insofern grundlegend, als sie zur Übertragung einen Vektor benötigen. Dieser Vektor ist der mit Trypanoplasmen infizierte Blutegel Piscicola geometra und Hemiclepis marginata (KEYSSELITZ 1906, WOO u.
POYNTON 1995). Alle im Vormagen des Egels vorhandenen morphologisch unterschiedlichen Formen sind für den Fisch infektiös, solange bis das Fischblut nach etwa 11 Tagen im Egelvormagen verdaut ist (LOM 1979, STEINHAGEN et al. 1989).
Experimentell ist es möglich, durch Injektion von infiziertem Blut in die Muskulatur oder in die Körperhöhle die Infektion an Karpfen auszulösen (LOM 1979, STEINHAGEN et al. 1989). Bei 20°C Wassertemperatur dauert die Phase der Präpatenz bis ca. zum 8. Tag p.i., die sich anschließende exponentielle Wachstumsphase hat ihren Höhepunkt mit ca. 10³ Parasiten/µl Blut (0,001 Tera/l Blut) bis 4 Wochen p.i., und es folgt die chronische Phase mit unterschiedlich zahlreichen Parasiten im Blut. Bis zu vier Monate lang können Parasiten im Blut gefunden werden (STEINHAGEN et al. 1989). Bei niedrigen Temperaturen ist die Entwicklung der Parasitämie deutlich verlangsamt. Die für die Entwicklung optimale Temperatur liegt bei 20 °C.
BUNNAJIRAKUL (1998) ermittelte bei T. borreli-Infektionen am Tag 28 p.i. 75.000 Flagellaten/µl Blut (0,075 Tera/l Blut).
Von STEINHAGEN et al. (1989) wurde ein klonierter Stamm von Trypanoplasma borreli etabliert, in vitro kultiviert (STEINHAGEN et al. 2000) und in zahlreichen Untersuchungen zum Immunsystem der Fische genutzt.
2.8.2 Auftreten, Bedeutung und Immunität
Trypanoplasma borreli ist ein häufiger Blutparasit von europäischen Cypriniden, tritt aber auch in Nordamerika auf (MAVOR 1915). In Fischbeständen Europas ist die Infektion weitverbreitet bei Karpfen (Cyprinus carpio), Schleie (Tinca tinca) und Goldfisch (Carassius auratus). Eine Infektion von Rotfeder (Scardinius erythropthalamus), Goldorfe (Leuciscus idus), Elritze (Phoxinus phoxinus) und Plötze (Rutilus rutilus) ist ebenso möglich ( KRUSE et al. 1989, LOM u. DYKOVÁ 1992).
Die Infektion verursacht äußere Symptome der sogenannten „Schlaffkrankheit” der Karpfen, diese sind ähnlich denen bei Infektionen mit Trypanosoma carassii (früher: Trypanosoma danilewskyi).
(SCHÄPERCLAUS 1990, KÖRTING 2000). Hochgradig befallene Tiere zeigen Apathie, Lethargie, Exophthalmus, Ascites, verminderte Futteraufnahme und Anämie. Im Endstadium liegen die Fische am Grund des Gewässers und bewegen sich kaum noch (NERESHEIMER 1912, OLLENSCHLÄGER 1975, REICHENBACH-KLINKE 1980, AMLACHER 1992, BARCKHAUSEN-KIESECKER 1996). Diese Symptome können auch bei hochgradig infizierten Fischen zum Teil oder ganz fehlen. Bei Karpfen kommt es zu einer vorübergehenden Parasitämie mit Anämie und Todesfällen (STEINHAGEN et al. 1989). Die Mortalität war sowohl in Experimenten bei Karpfen, als auch bei Goldfischen sehr hoch (LOM 1973 u.1979, MILDE 1982, LOM et al.
1986).
Die genetische Abstammung bestimmt die Empfänglichkeit des Karpfens für T. borreli. So starben bei einer hochempfänglichen Karpfenlinie alle infizierten Fische von Tag 21 p.i. bis Tag 24 p.i. an den Folgen der Infektion (VAN DEN BROEK 1992, WIEGERTJES et al. 1995).
Karpfen, die eine T. borreli-Infektion überstanden haben, bilden einen Immunschutz, der nach einer Erstinfektion für etwa ein Jahr besteht (STEINHAGEN 1985). JONES u. WOO (1987) vermuteten, daß die Erholung von Forellen nach einer Infektion mit T. salmositica auf der Bildung von schützenden Antikörpern beruht. Bei diesen Tieren konnten sie agglutinierende und neutralisierende Antikörper im in-vitro-Test nachweisen. JONES et al. (1993) wiesen Antikörpertiter im Blut von Karpfen mit T. borreli nach. Diese waren um so höher, je höher die Trypanoplasmenanzahl im Blut war. In der Kopfniere von Karpfen nimmt im Verlauf einer Trypanoplasmen-Infektion die Zahl an oberflächenimmunglobulin-tragenden Zellen zu (BARCKHAUSEN-KIESECKER 1996).
Die Produktion von spezifischen Antikörpern ist stark abhängig von der Karpfenlinie und deren Empfänglichkeit für T. borreli. Denn bei hochempfänglichen Karpfen findet keine Produktion von spezifischen Antikörpern statt (WIEGERTJES et al. 1995).
Die Resistenz von Karpfen gegenüber T. borreli kann durch Immunsuppressiva aufgehoben werden.
Setzt man mit Trypanoplasmen infizierte Karpfen radioaktiver Strahlung oder Dosen von Hydrocortison aus, führt dies zu einem starken Anstieg von Parasitämie und Mortalität bei diesen Tieren (STEINHAGEN et al. 1989 b).
2.8.3 Diagnose und Behandlung
Die Diagnose wird anhand der klinischen Symptome und des Nachweises der Trypanoplasmen im Blut gestellt. Der Nachweis der Blutflagellaten erfolgt in vivo mikroskopisch im Blut und in Quetschpräparaten der Niere oder der Milz. Die Blutentnahme gelingt mit einer Glaskapillare am Kiemenbogen, durch Herzpunktion oder Blutentnahme aus den großen caudalen Gefäßen. Die Flagellaten fallen im Blut durch lebhaft schlängelnde Bewegungen auf. Dabei erscheinen die Trypanoplasmen größer und plumper als die kleineren, lebhafteren Trypanosomen (NOGA 1995, KÖRTING 2000). Für den Nachweis der Antikörper gegen T. borreli steht ein ELISA-Test zur Verfügung (WOO u. POYNTON 1995).
Eine direkte und effektive Bekämpfung der Blutflagellaten ist nicht bekannt. Eine Behandlung sollte sich auf die Eliminierung der übertragenden Fischegel konzentrieren (KÖRTING 2000).
2.8.4 Pathologie
In pathologischen Untersuchungen infizierter Tiere können bei fortgeschrittener Parasitämie blasse Haut und Kiemen, Splenomegalie, Ascites, Exophthalmus, Petechien auf Niere, Leber, Milz und Fettgewebe, sowie granulomatöse Veränderungen an der Niere festgestellt werden (LOM u.
DYKOVÁ 1992, WOO u. POYNTON 1995). Es müssen nicht immer alle Symptome gleichzeitig vorhanden sein (LOM u. DYKOVÁ 1992).
BUNNAJIRAKUL (1998) beobachtete bei der Sektion von mit Trypanoplasma borreli infizierten Karpfen ab Tag 18 p.i. blasse Kiemen und Splenomegalie, ab Tag 20 bis 22 p.i. petechiale Blutungen auf Leber und Niere, und ab Tag 24 war zusätzlich Exophthalmus zu vermerken.
Bei experimentell infizierten Karpfen sinken Hämatokrit und Erythrozytenzahl mit steigender Parasitämie. Die Anzahl an Leukozyten und unreifen Erythrozyten steigt im Verlauf der Infektion (STEINHAGEN et al. 1990, BUNNAJIRAKUL 1998). HAMERS (1994) fand zusätzlich einen absinkenden Hämoglobingehalt und folgerte, daß sich eine hypochrome, hämolytische Anämie manifestiert. Er vermutete außerdem eine Autophagocytose von Erythrozyten durch aktivierte Monocyten/Makrophagen. In der Milz von mit T. borreli infizierten Goldfischen wurde eine steigende Erythrozyten-Phagozytoserate beobachtet (DYKOVÁ und LOM 1979).
2.8.5 Allgemeine Pathohistologie
Bei fortgeschrittener Parasitämie erscheint T. borreli auch extravaskulär in mehreren Organen und phagozytiert in Monozyten und Makrophagen (LOM u. DYKOVÁ 1992).
Bei Goldfischen mit Trypanoplasmen-Infektion wurde bei Gefäßen, die innere Organe versorgen, eine Endovaskulitis mit starker Hyperplasie der Endothelien beobachtet (DYKOVÁ u. LOM 1979).
Es lagen eine Glomerulitis und Tubulonephrose vor. Die Sinusendothelzellen der Milz waren geschwollen, die Milzpulpa aktiviert.
Eine Untersuchung über histopathologische Veränderungen an hochempfänglichen Karpfen während einer Trypanoplasma borreli-Infektion wurde von BUNNAJIRAKUL (1998) durchgeführt. Die Infektion rief vor allem in hämatopoetischen Organen Gewebeschädigungen hervor. Die schwersten histopathologischen Veränderungen wurden während des Höhepunktes der Parasitämie entdeckt.
Die erkrankten Karpfen mit sehr hoher Parasitämie zeigten eine Infiltration von Entzündungszellen und Trypanoplasmen in den glomerulären Kapillaren, in Leber- und Milzsinusoiden und Blutgefäßen von anderen Organen wie zum Beispiel Kiemen, Herz, Darm und Gehirn. Die beobachtete intensive Proliferation der mononukleären Zellen in der Niere und der Milz wurde als erfoglose Abwehrreaktion der Fische gegen die Parasiteninfektion bewertet. Die Fische starben zwischen dem 20. und 28. Tag p.i. an der Infektion. Die schwersten histologischen Veränderungen wurden in der Niere der infizierten Fische gefunden.
2.8.6 Pathohistologie der Niere
BUNNAJIRAKUL (1998) beobachtete in den glomerulären Kapillaren der Niere eine mäßig starke Infiltration von Entzündungszellen. Die Anzahl der proliferierenden Leukozyten vermehrte sich mit steigender Parasitämie im hämatopoetischen Gewebe. Eine Proliferation im Interstitium der Fischniere wird bei Auseinandersetzung mit einem Erreger häufig beobachtet (MANNING 1994).
Die Proliferation des interstitiellen Nierengewebes bei Infektion mit T. borreli verursachte eine Atrophie des exkretorischen Gewebes. Das heißt, die beobachtete Glomerulitis und Tubulonephritis war unter anderem eine Folge dieser Proliferation. Zusätzlich stellte BUNNAJIRAKUL (1998) eine Zerstörung der Struktur von Tubuli und Glomerula durch die Infiltration von Entzündungszellen und Trypanoplasmen fest. Als Folge dieser Zerstörung des exkretorischen Nierengewebes wurde eine Störung der Osmoregulation der infizierten Karpfen vermutet. Die folgende osmotische Belastung der Fische wurde neben der Anämie verantwortlich gemacht für die Mortalitäten.
Bei pathologischen Untersuchungen an Karpfennieren während einer Infektion mit Trypanoplasma borreli beobachtete auch RUDAT (1999) schon zu Beginn der Parasitämie eine Proliferation des hämatopoetischen Zwischengewebes, also eine interstitielle Nephritis und als Folge eine Druckatrophie der Tubuli. Zusätzlich kam es zur massiven Infiltration von Entzündungszellen in die Tubuli. Allerdings beobachtete die Autorin keine Veränderungen an den Glomerula.
Transmissionselektronenmikroskopisch wurde in den Zellen des distalen Tubulus schon ab Tag 7 p.i.
eine Anschwellung der Mitochondrien verzeichnet. Im Verlaufe der Infektion verstärkten sich diese Schädigungen, und die Mitochondrien zeigten zerfallenes Matrixmaterial und Verlust ihrer Granula.
Diese Aufweitung der Mitochondrien ließ die Tubulusepithelzellen auch im Lichtmikroskop
„löcherig“ erscheinen, und es lag eine vakuoläre Degeneration dieser Zellen vor (KITT 1982). Im proximalen Tubulus stellte RUDAT (1999) diese Veränderungen der Tubulusepithelzellen erst deutlich später, nämlich ab dem 14. Tag p.i., fest. Die Autorin deutete diese Mitochondrienschwellungen nach CHEVILLE (1976) als einhergehend mit dem Verlust von ATP- Konzentration und damit als Anzeichen einer Sauerstoffarmut im Gewebe. Als Grund für eine solche Sauerstoffarmut wurde von ihr eine eventuelle Hypoxie der Niere vermutet, verursacht durch die Anämie oder mögliche lokale Ischämien in der Niere, hervorgerufen durch die von BUNNAJIRAKUL (1998) beobachteten Ansammlungen von Trypanoplasmen und mononukleären Zellen in den Blutgefäßen.
Die Reabsorptionsprozesse von Elektrolyten im distalen Tubulus sind in hohem Maße energieabhängig (ENDO und KIMURA 1982). Aufgrund dieser Tatsache wurde von RUDAT (1999) vermutet, daß durch die beschriebenen Schädigungen die Energieversorgung der Zellen und damit auch die Resorptionsprozesse der Niere gestört sind und den Fischen Salze über den Urin verloren gehen. Zusätzlich beobachtete RUDAT (1999) in den Tubuluszellen eine Fragmentierung des basalen Labyrinths. Da das basale Labyrinth eine entscheidende Rolle als Austauschfläche für die Reabsorption von Wasser und Elektrolyten spielt (LIEBICH 1990, HENRIKSON 1993), kann Folge auch dieser Schädigungen eine Störung der Resorptionsprozesse in den Tubuli sein.
Wie von BUNNAJIRAKUL (1998) wurde auch von RUDAT (1999) geschlossen, daß die Schädigungen in den Tubuli der Niere eine starke Beeinträchtigung der Osmoregulation und des Ionenhaushalts der infizierten Fische bewirken und somit Grund für den Tod der Tiere sein können.
Um die tatsächlichen Auswirkungen der im Verlauf der T. borreli-Infektion festgestellten histo- und zytologischen Veränderungen im exkretorischen Nierengewebe auf die Ionenverhältnisse im Urin und Plasma, also auf die Osmoregulation der Karpfen zu studieren, wurden die in der vorliegenden Arbeit beschriebenen Untersuchungen unternommen.
3 MATERIAL UND METHODEN
Um eine parasitär bedingte Veränderung der Exkretion der Niere durch Messungen im Urin und Plasma nach einer Infektion der Karpfen mit Trypanoplasma borreli beobachten zu können, war eine experimentelle Infektion der Tiere im Labor und die Implantation von Dauerkathetern in die Harnblase erforderlich.
3.1 Versuchstiere
Für alle Versuche kamen Spiegelkarpfen (Cyprinus carpio) aus Laborzucht zum Einsatz. Die Fische entstammen aus der Nachzucht einer Zuchtlinie der Bundesforschungsanstalt für Fischerei in Ahrensburg. Die Aufzucht der Geschwistertiere erfogte im Fachgebiet für Fischkrankheiten und Fischhaltung, Hannover. Die Tiere wurden unter SPF-Bedingungen in Glasaquarien in rezirkulierendem Leitungswasser bei einer Wassertemperatur von 18-22 °C aufgezogen. Gefüttert wurde mit kommerziellem Alleinfuttermittel für Karpfen („Trouvit“, Fa. Milkivit, Burgheim) einmal täglich ad libitum. Einen Tag vor Beginn der Implantation der Harnblasenkatheter wurde die Fütterung eingestellt.
Die für diese Versuche verwendeten Karpfen wogen zwischen 70 und 100 g und waren 9-14 Monate alt. Zwei Wochen vor der Infektion wurden die Fische in mit Außenfiltern versehene 80- Liter-Glasaquarien, die in Klimakammern eingerichtet waren, eingesetzt. Dort herrschte eine gleichbleibende Tageslänge und eine Wassertemperatur von 20 °C.
3.2 Parasiten und Infektion
Bei den verwendeten Parasiten handelt es sich um den Blutflagellaten Trypanoplasma borreli, der aus natürlich infizierten Karpfen isoliert und dann im Labor kloniert wurde (STEINHAGEN et al.
1989a, KRUSE et al. 1989). Von diesem Klon wurden Trypanoplasmen in flüssigem Stickstoff aufbewahrt (KRUSE et al. 1989) und nach dem Auftauen erneut in Karpfen inokuliert.
Für die Versuche wurde bereits infizierten Karpfen mit hoher Parasitämie Blut abgenommen, die Parasiten ausgezählt und das Blut mit PBS so verdünnt, daß in 100 µl Verdünnung 5000 Trypanoplasmen enthalten waren. Den verwendeten Versuchstieren wurde unter Sedation diese 100 µl des verdünnten Blutes intramuskulär appliziert. Den nicht zu infizierenden Kontrollfischen wurde
