5.4 Kombinationsuntersuchungen
5.4.4 Zellzyklusphasenverteilung
10 Stunden nach der Bestrahlung wies die Genexpression noch den 2fachen Wert der unbehandelten Kontrolle auf. Wie in Abbildung 43 zu sehen, führte sowohl CdCl2 als auch CdO zu einer Abnahme der durch alleinige UVC-Bestrahlung nach 10 Stunden induzierten mRNA-Menge.
Eine Beeinflussung der UVC-induzierten Genexpression der Zielgene von p53 durch Cadmiumverbindungen konnte in der vorliegenden Arbeit erstmalig gezeigt werden. Die verminderte Induktion ist möglicherweise auf verschiedene Mechanismen zurückzuführen.
Zum einen könnte die Induktion des Transkriptionsfaktors p53 dennoch stattfinden, die induzierte Wildtyp-Form aber direkt durch Cadmium in die „mutante“ Form umgewandelt werden und somit nicht mehr die Transkription der Zielgene einleiten. Zum anderen wäre eine Beeinflussung der Wildtyp-Form durch die „mutante“ Form denkbar. p53 bindet in seiner aktiven Form als Tetramer an bestimmte Bereiche seiner Zielgene und löst in diesem Zustand deren Transkription aus. Durch eine Bildung von gemischten Tetramere aus Wildtyp- und
„mutanter“Form könnte es somit ebenfalls zu einer Inhibierung der Funktion des Transkriptionsfaktors kommen. Denkbar wäre auch eine verminderte Induktion von p53 aufgrund von Störungen der Signalkaskade und somit einer Störung der Stabilisierung des p53 Proteins.
nach einer Inkubation mit 1,5 µg/cm2), während eine Vorinkubation mit CdO den durch UVC-Strahlung hervorgerufenen S-Phasenarrest aufhob (von 24,1 % S-Phase in bestrahlten Zellen auf 22,1 % nach vorheriger Inkubation mit 1,5 µg/cm2 CdO).
Tabelle 6: Auswirkung von CdCl2 (A) und CdO (B) auf die Zellzyklusphasenverteilung 10 Stunden nach UVC-Bestrahlung mit 5 J/m2.
Dargestellt sind die prozentualen Anteile der Zellen in der jeweiligen Zellzyklusphase ± SD.
0 µM CdCl2 60 µM CdCl2 75 µM CdCl2
Phase
- UV + UV - UV + UV - UV + UV
G1 63,9 ± 3,2 44,7 ± 2,0 69,2 ± 2,3 58,8 ± 3,6 70,4 ± 2,5 65,6 ± 2,5 S 25,6 ± 2,1 46,1 ± 3,9 22,0 ± 1,7 35,2 ± 2,8 22,3 ± 1,2 28,8 ± 1,2 G2/M 10,4 ± 1,8 99,2 ± 5,1 98,4 ± 1,1 95,9 ± 1,2 97,4 ± 1,8 95,6 ± 1,8
0 µg/cm2 CdO 1,0 µg/cm2 CdO 1,5 µg/cm2 CdO Phase
- UV + UV - UV + UV - UV + UV
G1 66,9 ± 3,2 48,1 ± 1,4 69,1 ± 2,1 57,5 ± 1,4 70,7 ± 5,3 62,1 ± 5,8 S 24,1 ± 1,6 46,9 ± 1,2 22,6 ± 1,0 37,9 ± 2,4 22,1 ± 3,2 33,7 ± 5,5 G2/M 99,0 ± 1,8 95,0 ± 0,4 98,4 ± 1,3 94,6 ± 1,0 97,2 ± 2,1 94,2 ± 0,4
A
B
6 Zusammenfassende Diskussion und Ausblick
UVC-Strahlung führt zu helixverzerrenden DNA-Addukten, die über eine Zellzyklusphasen- unabhängige NER entfernt werden. Um ein größeres Zeitfenster für die Reparatur zu gewährleisten, existieren verschiedene Kontrollpunkte im Zellzyklus. Diese verzögern z.B.
beim G1-Phasen-Kontrollpunkt den Übergang von der G1-Phase zur S-Phase. Die Regulation des G1-Phasen-Kontrollpunktes wird u.a. über das Protein p21 gesteuert, indem es an Cyclin-CDK-Komplexe bindet und diese so in ihrer Aktivität inhibiert. CDKs (Cyclin dependent kinase) sind für die Progression im Zellzyklus unentbehrlich und eine Inhibierung resultiert folglich in einem Stillstand des Zellzyklus. Dennoch unerkannte Schäden oder Schäden die sich erst in der darauf folgenden S-Phase ereignen, führen während der Replikation zu einem Stopp der Polymerase an dem DNA-Addukt, was eine Verlangsamung der Replikation zur Folge hat und somit in einem Phasenarrest resultiert. Über den Mechanismus des S-Phasenarrestes ist wenig bekannt. Denkbar wäre, dass p21 auch hier eine Rolle spielt. Es ist bekannt, dass p21 an PCNA bindet (Waga und Stillman, 1998). Dies hat eine Unterdrückung der Aktivität der Polymerase δ zur Folge und führt somit zu einer Hemmung der Replikation (S-Phasenarrest). Neben den normalen für die DNA-Replikation verantwortlichen Polymerasen, existieren noch weitere Polymerasen, die für die Replikation von DNA-Addukten verantwortlich sind. Die Polymerase κ repliziert beispielsweise BPDE-induzierte DNA-Addukte und ist somit auch für den Fortgang des Zellzyklusses nach dem durch BPDE induzierten S-Phasenarrestes verantwortlich (Bi et al., 2005), während die Polymerase η den
„Bypass“ von UV-induzierten Photoprodukten übernimmt (Goodman, 2002; Kannouche et al., 2001; Kannouche und Stary, 2003). Mutationen des verantwortlichen Gens XPV führen zu der UV-sensitiven Erbkrankheit Xeroderma Pigmentosum-V (XPV) (Friedberg, 2001;
Tuteja und Tuteja, 2001).
Die infolge der UVC-Bestrahlung resultierende Steigerung der Genexpression von p21 in A549 Zellen korreliert zeitlich sehr gut mit dem gesteigerten Proteingehalt von p53. Die Expression von p48 und XPC, deren Genprodukte in der Schadenserkennung der NER involviert sind, werden ebenfalls durch p53 reguliert. Adimoolam und Ford (2002) und Tan und Chu (2002) konnten p53 responsive Elemente in den jeweiligen Genen identifizieren. Die Versuche zeigen einen zeitabhängigen Anstieg infolge von UVC-Strahlung, allerdings ist die maximale Induktion zu späteren Zeitpunkten verschoben als die p53-Induktion. Eine
gesteigerte Expression findet allerdings bereits drei Stunden nach der Bestrahlung statt und spiegelt sich somit in der Zeitachse der p53-Induktion wider. Warum allerdings die maximale Zunahme zu späteren Zeitpunkten verschoben ist, kann zum jetzigen Zeitpunkt nicht beantwortet werden. Denkbar ist eine Zwischenschaltung weiterer regulierender Mechanismen, die letztendlich zur Einleitung der Transkription von p48 und XPC führen.
Kinetikversuche zur Bindung von p53 an die jeweiligen responsiven Elemente der Zielgene könnten Aufschluss über die Ereignisse zwischen maximaler p53-Protein-Induktion und maximaler Induktion seiner Zielgene geben.
UVC-Strahlung führt 10 Stunden nach der Bestrahlung zu einer Ansammlung von Zellen in der S-Phase des Zellzyklusses, was auf einen stattfindenden S-Phasenarrest durch gestörte DNA-Replikation von zuvor nicht reparierten DNA-Schäden hinweist. Zeitlich korreliert die gesteigerte p21-Expression gut mit dem erhaltenen S-Phasenarrest, so dass hier evtl. ein Zusammenhang bestehen könnte. Ob die drei Stunden nach der Bestrahlung bereits erhöhte p21 Expression zuvor in einen G1-Arrest resultiert, dieser allerdings durch eine schnelle Reparatur wieder aufgehoben wird und somit in dem zwischen 3 und 6 Stunden nicht gemessenen Zeitfenster unerfasst bleibt, kann zum jetzigen Zeitpunkt nicht beantwortet werden. Schäden, die sich im Chromatin ereignen und somit nicht erkannt wurden, führen erst während der Replikation zu einem Stillstand des Zellzyklusses und resultieren in einem S-Phasenarrest bis die Schäden repariert sind. Die gesteigerte Expression der DNA-Reparaturgene p48 und XPC 10 Stunden nach der Bestrahlung unterstützt die These, dass der resultierende S-Phasenarrest eingeleitet wird, um Zeit zur Reparatur zu gewährleisten. Die Abnahme der Expression der Reparaturgene sowie der Rückgang der Expression von p21 korrelieren zeitlich sehr gut mit der Aufhebung und somit Fortgang des Zellzyklusses, was auf eine erfolgte Reparatur schließen lässt.
Ergebnisse der letzten Jahre haben gezeigt, dass so genannte „Zinkfingerstrukturen“, in denen ein Zink-Ion an jeweils festgelegte Cystein- und/oder Histidinreste bindet, um die Struktur einer kleinen, autonom gefalteten Proteindomäne zu stabilisieren, empfindliche Angriffspunkte für toxische Metallverbindungen sind (Abbildung 44). Cadmium(II) besitzt aufgrund seiner Größe, seiner kleinen positiven Ladungsdichte und seiner ungepaarten Elektronen eine leichten Polarisierbarkeit und somit die Eigenschaft eines weichen Ions. Es fungiert als Elektronenpaarakzeptor (Lewis-Säure) und kann nach der Lewis-Säure-Base-Theorie mit einer weichen Base reagieren. Als weiche Base können in Proteinen der
Stickstoff aus Imidazolen (z.B. Histidin) und der Schwefel aus Thiolen (z.B. Cystein) fungieren (Glusker, 1991). Cd(II) könnte somit in der Lage sein, Zink aus der Zink-bindenden Domäne von Zinkfingerproteinen zu verdrängen, zumal es durch seine analoge Elektronenkonfiguration eine ähnliche chemische Reaktivität aufweist.
Abbildung 44: Mögliche Wechselwirkung von Metallverbindungen mit Zink-bindenden Strukturen (Hartwig, 2001).
Das Tumorsuppressorprotein p53 wird zwar trotz seiner Zink-bindenden Domäne nicht zu den Zinkfingerproteinen gezählt, da es keine fingerähnliche Struktur ausbildet (Hainaut und Mann, 2001), dennoch ist die Komplexierung eines Zink-Ions durch 3 Cysteinreste und einem Histidinrest essenziell für die Aufrechterhaltung der Struktur der DNA-bindenden Domäne und somit auch für seine Funktion als Transkriptionsfaktor. Wie bereits Versuche mit Metallchelatoren (Hainaut und Milner, 1993b; Verhaegh et al., 1998) und Oxidationen der Cysteine mit Diamid (Hainaut und Milner, 1993a) zeigen konnten, kommt es durch eine Herauslösung des Zink-Ions aus der Struktur von p53 zu einer Auffaltung des Proteins was einen Verlust der DNA-Bindungsfähigkeit zur Folge hat. Die Fähigkeit von löslichen Cadmiumverbindungen, die Konformation von p53 zu beeinflussen und somit zur Bildung der
„mutanten“ Konformation zu führen, zeigen bereits frühere Studien mit CdSO4 und CdCl2
(Hainaut und Milner, 1993b; Meplan et al., 1999). Dass allerdings partikuläres CdO ebenfalls
in der Lage ist, eine Konformationsänderung von p53 Wildtyp hervorzurufen wurde in dieser Arbeit erstmalig untersucht. Des Weiteren zeigten bisher keine Studien, dass Cadmiumverbindungen einen Einfluss auf die basale Expression der p53-Zielgene p48 und XPC haben und folglich in die DNA-Reparatur eingreifen könnten.
Eine Inkubation mit der jeweiligen Cadmiumverbindung reduziert die Genexpression von p48 und XPC. Dies könnte auf die Bildung der „mutanten“ Form infolge einer Bindung von Cadmium-Ionen an p53 im Austausch von Zink zurückzuführen sein. So zeigt sowohl CdCl2
als auch CdO eine konzentrationsabhängige Bildung der „mutanten“ Form von p53. Aufgrund der längeren Halbwertszeit von 5 bis 10 Stunden der „mutanten“ Form im Vergleich zu maximal 20 Minuten der Wildtyp-Form (Soussi, 2000), beruht der durch Westernblot-Analyse gezeigte gesteigerte Gesamtgehalt von p53 infolge der Cadmium-Inkubation vermutlich auf der Bildung und Akkumulation der stabilen „mutanten“ Konformation und nicht auf einer Stabilisierung der Wildtyp-Form. Da die Bindung von p53 an die DNA seiner Zielgene als Tetramer erfolgt und so deren Expression ausgelöst wird, kann die Entstehung der „mutanten“, nicht zur DNA-Bindung fähigen Form, dazu führen, dass gemischte Heterotetramere aus Wildtyp- und „mutanter“-Form gebildet werden, die dann nicht mehr als Transkriptionsfaktor wirken können (dominant negativer Effekt) (Kern et al., 1992; Cadwell und Zambetti, 2001). Dies wäre eine Erklärung dafür, dass trotz eines annähernd konstanten p53-Wildtyp-Gehaltes eine Beeinflussung nachgeschalteter Mechanismen stattfindet.
Oxidative DNA-Schäden infolge einer durch Cadmium indirekt verursachten Zunahme an ROS könnten zu einer Stabilisierung von p53 führen. Andererseits könnte oxidativer Stress ebenfalls durch Oxidation von Cysteinen in der DNA-Bindungsdomäne zu einer Inaktivierung von p53 führen. So zeigen Arbeiten in menschlichen Zellen, exponiert mit NO, H2O2 und Glutathion-depletierenden Agenzien eine durch Umfaltung verminderte DNA-Bindungsfähigkeit (Calmels et al., 1997; Parks et al., 1997; Russo et al., 1995). Allerdings unterliegt der Redoxstatus der p53 Wildtyp-Form in der Zelle einer Regulation über Thioredoxin bzw. Thioredoxin-Reduktase und Ref-1 (Redoxfaktor 1) und ist somit gut kontrolliert (Hainaut und Mann, 2001). Daher scheint es wahrscheinlicher, dass die Umfaltung auf den Austausch des Zink-Ions in der DNA-bindenden Domäne von p53 zurückzuführen ist. Cadmium besitzt einen größeren Atomradius als Zink (Cd: 0,97 Å;
Zn: 0,74 Å) und könnte somit die Tertiärstruktur von p53 beeinflussen. Denkbar wäre auch eine Beeinflussung der Zink-Bindung in p53 durch Methallothioneine (MT).
Methallothioneine sind niedermolekulare Proteine, die aufgrund ihres hohen Cysteinanteils eine hohe Affinität zu essenziellen Ionen wie Zn(II), aber auch zu toxischen Metall-Ionen wie Cd(II) besitzen und somit deren intrazelluläre Verfügbarkeit regulieren. So zeigte eine Co-Transfektion von p53 und MT in p53 defizienten Zellen, dass die Überexpression von MT relativ zur p53-Expression zu einer Hemmung der Transaktivierung von p53 führt. Diese Beobachtungen lassen vermuten, dass MT als ein Regulator der Zink-Bindung von p53 fungiert. Bei hohen Gehalten an MT wirkt es als Chelator und führt somit zur Herauslösung von Zn(II) aus p53 und damit zu dessen Inaktivierung (Hainaut und Mann, 2001). Da Cd(II) die MT-Expression induziert, könnte sich dies direkt negativ auf p53 auswirken.
Eine dennoch durch die jeweilige Cadmiumverbindung erfolge Induktion von p21 könnte auf p53-unabhängigen Mechanismen beruhen. So zeigen zum einen Ergebnisse von Russo et al.
(1995) eine p53 unabhängige Aktivierung der p21 Expression infolge von oxidativem Stress, zum anderen berichten Haapajarvi et al. (1999) von einer gesteigerte p21 Expression infolge einer UVC-Bestrahlung durch den Transkriptionsfaktor SP1. Der durch alleinige Cadmium-Inkubation hervorgerufene G1-Arrest könnte durch p21 hervorgerufen werden.
Noch deutlicher sind die Effekte einer vermehrten Bildung der „mutanten“ Form von p53 infolge einer Inkubation mit den jeweiligen Cadmiumverbindungen bei Kombinationsuntersuchungen mit UVC-Strahlung. Während UVC alleine zu einer Induktion der Zielgene p48, XPC und p21 führt, hat die Vorinkubation mit den jeweiligen Cadmiumverbindungen eine Hemmung der UVC-induzierten Expression zur Folge. Die Effekte von CdCl2 sind hierbei etwas stärker als die von CdO. Dies lässt sich möglicherweise auf den ebenfalls bei CdCl2 stärkeren Effekt auf die Hemmung der p53-Wildtyp-Induktion durch UVC-Strahlung zurückführen. Während CdCl2 die Induktion von p53 vollständig hemmt und p53 in die „mutante“ Konformation umgewandelt wird, führt eine Vorinkubation mit CdO noch zu einer leichten Erhöhung des UVC-induzierten p53-wildtyp-Gehalts. Ob die jeweiligen Cadmiumverbindungen allerdings schon in die Signalkaskade zur Stabilisierung von p53 eingreifen und somit die Induktion durch UVC verhindert wird, oder ob die Induktion zunächst stattfindet, induziertes p53 dann allerdings durch Cadmium in die
„mutante“ Form umgewandelt wird, kann zum jetzigen Zeitpunkt nicht geklärt werden.
Die Kombinationsversuche zur Koloniebildungsfähigkeit zeigen keine deutliche Verstärkung der UVC-induzierten Zytotoxizität. Diese Ergebnisse sind im Einklang mit Versuchen von
Tang et al. (2000) in Hamsterzellen, die aufgrund von Methylierungen des DDB2-Gens eine verminderte p48 Expression aufweisen. Es konnte gezeigt werden, dass die Transfektion von Hamsterzellen mit menschlichen p48 keinen Einfluss auf die Überlebensfähigkeit infolge einer UV-Bestrahlung hat. Allerdings zeigten diese Versuche, dass die Mutationsrate im nicht-transkribierten Strang in p48 transfizierten Zellen deutlich geringer ist. Der Effekt von p48 auf die UV-induzierte Mutationsrate ist bei nicht-TT-CPDs größer als bei TT-CPDs.
Dieser Befund könnte auf die Fähigkeit der Polymerase η, Photoprodukte zu replizieren, zurückzuführen sein. Diese hat die Eigenschaft Adenin gegenüber Photoprodukte einzubauen, so dass TT-CPDs effizient und mit großer Genauigkeit über „translesion synthesis“ (TLS) repariert werden können, während nicht-TT-CPDs durch falschen Einbau einer Adenin-Base zu Mutationen führen können. Vorhandene Addukte resultieren somit nicht zwangsläufig in einem Stopp der DNA-Polymerase, so dass die Überlebensrate unbeeinflusst bleibt. Eine Reparaturhemmung infolge eines geringeren p48 und oder XPC-Gehalts kann also möglicherweise zur fehlerbehafteten post-replicativen Reparatur führen, zumal die Polymerase η ebenfalls einen Zinkfinger aufweist und somit möglicherweise auch durch Cadmium gehemmt werden könnte. Hartwig und Beyersmann (1989) berichteten bereits von einer Erhöhung der durch UVC-Strahlung induzierten Mutationsrate durch Cadmium in chinesischen Hamsterzellen. Ob die Behandlung mit Cadmium allerdings in Kombination mit UVC-Strahlung die Mutationsrate in den in dieser Arbeit eingesetzten humanen Lungenadenokarzinomzelllinie erhöht, kann zum jetzigen Zeitpunkt nicht beantwortet werden und müsste mit in einem Mutationstest näher untersucht werden.
Des Weiteren führt eine Co-Behandlung mit den eingesetzten Cadmiumverbindungen zu einer Hemmung des durch UVC-Behandlung resultierenden S-Phasenarrests, was möglicherweise auf einer Hemmung der UVC-induzierten p21-Expression zurückgeführt werden könnte.
Allgemein muss berücksichtigt werden, dass es bei den hier vorgestellten Ergebnissen nur um die Expression der betrachteten Gene auf mRNA-Ebene handelt. Ob und in wieweit sich die erhaltenden Ergebnisse auf die Proteingehalte auswirken, müsste in weiteren Versuchen überprüft werden.
Bei der Allgemeinbevölkerung liegen die Cadmiumkonzentrationen in der Lunge bei etwa 1,3 mg/kg Trockengewicht (Kollmeier et al., 1990). Mit dem in Kollmeier (1985) angegebenen Umrechnungsfaktor von Trockengewicht auf Nassgewicht für Lungengeweben ergeben sich Gehalte von ca. 0,3 mg/kg Nassgewicht in der Lunge. Ausgehend von einer 100 %igen Löslichkeit der Partikel in 9 ml Zellkulturmedium bei einer Schalengröße von
60 cm2 Wachstumsfläche, würde der eingesetzte Konzentrationsbereich von 0,1 bis 1,5 µg/cm2 etwa im Bereich von 0,6 bis 10 µg Cadmium/ml liegen und somit etwa dem von 10 µM bis 75 µM eingesetzten Bereich von löslichem CdCl2 entsprechen (1,1 bis 8,4 µg/ml).
Dadurch wird deutlich, dass die eingesetzten Konzentrationen durchaus im physiologisch relevanten Bereich liegen, zumal die Gehalte bei Arbeitern der metallverarbeitenden Industrie um ein vielfaches höher liegen können und in Geweben wie der Niere und der Leber, in denen es zu einer Akkumulation des Metalls sogar Gehalte von bis zu 3 mg/kg bzw. 50 mg/kg Nassgewicht erreicht werden. Die Interpretation der Ergebnisse mit partikulären CdO ist allerdings schwierig, da CdO nahezu unlöslich in wässrigen Lösungen ist und die Partikel über Phagozytose in die Zelle gelangen. Während bei löslichen Verbindungen von einer homogenen Aufnahme über die Zellpopulation ausgegangen werden kann, werden in Versuchen mit unlöslichen partikulären Substanzen die Effekte als Summenparameter gemessen. Die Ergebnisse repräsentieren somit einen Mittelwert der Effekte von Zellen, die Partikel durch Phagozytose aufgenommen haben und Zellen, die nicht phagozytiert haben.
Daher können die lokal auftretenden Effekte durch CdO weitaus stärker sein als die vorgestellten Mittelwerte.
Die hohen Konzentrationen in der Niere resultieren aus der Induktion von MT durch Cadmium. Die Bindung von Cadmium an MT resultiert in Halbwertszeiten von bis zu 30 Jahren. Durch die Eigenschaft, toxische Metall-Ionen zu binden, wird von einer detoxifizierenden Wirkung ausgegangen. Ob allerdings das Abfangen tatsächlich mit einer Aufhebung des toxischen Potenzials einhergeht, ist wenig untersucht. Ergebnisse unserer Arbeitsgruppe zeigen, dass Methallothionein, das 3,23 Mol Cd(II), 1,41 Mol Cu(II) und 0,77 Mol Zn(II) enthält, sowohl eine konzentrationsabhängige Zunahme von Einzelstrang-brüchen in PM2-DNA verursacht, als auch die Aktivität des Fpg-Proteins im PM2-Assay hemmen kann (Hoffmann, 2000). Die Ergebnisse weisen darauf hin, dass trotz der Bindung an Methallothioneine, Metall-Ionen ihre toxische Eigenschaft ausüben können.
Die vorliegende Arbeit zeigt, dass sowohl lösliches CdCl2 als auch partikuläres CdO in der Lage sind, die Struktur des Tumorsuppressorproteins p53 zu beeinflussen. Beide Verbindungen führen zu einer Induktion der „mutanten“ Konformation. Als mögliche Folge könnten Signaltransduktionswege gestört werden, die zu einem veränderten Expressionsmuster von z.B. für die Reparatur und die Zellzykluskontrolle entscheidenden Proteine p21, p48 und XPC führen (Abbildung 44). Vor dem Hintergrund, dass frühere Studien eine Hemmung der Schadenserkennung UV-induzierter DNA-Addukte in Folge eine
Cadmiumbehandlung zeigen (Hartmann und Hartwig, 1998), scheint dieses Resultat eine mögliche Erklärung für die Cadmium-vermittelte Kanzerogenese zu liefern.
Abbildung 45: Schematische Darstellung des möglichen Mechanismus der durch Cadmium-vermittelten Kanzerogenese.
Da auch Studien zur Reparatur von BPDE eine Beteiligung von p53 zeigen konnten und vor allem Arbeiter der metallverarbeitenden Industrie aber auch die Allgemeinbevölkerung u.a.
durch Zigaretten oder Flugasche einer Mischexposition von oftmals partikulären Metallverbindungen und zahlreichen mutagenen Agenzien wie UV-Strahlung, PAKs oder Aflatoxinen ausgesetzt sind, kann diesem Protein eine entscheidende Funktion in der Aufrechterhaltung der genomischen Stabilität zugeschrieben werden (Lloyd und Hanawalt, 2000; Wani et al., 2002; Lloyd und Hanawalt, 2002).
7 Literatur
Abraham, R. T. (2001). Cell cycle checkpoint signaling through the ATM and ATR kinases.
Genes Dev 15(17): 2177-96.
Adimoolam, S. and Ford, J. M. (2002). p53 and DNA damage-inducible expression of the xeroderma pigmentosum group C gene. Proc Natl Acad Sci U S A 99(20): 12985-90.
Adimoolam, S. and Ford, J. M. (2003). p53 and regulation of DNA damage recognition during nucleotide excision repair. DNA Repair (Amst) 2(9): 947-54.
Adimoolam, S., Lin, C. X. and Ford, J. M. (2001). The p53-regulated cyclin-dependent kinase inhibitor, p21 (cip1, waf1, sdi1), is not required for global genomic and transcription-coupled nucleotide excision repair of UV-induced DNA photoproducts. J Biol Chem 276(28): 25813-22.
Alarcon-Vargas, D. and Ronai, Z. (2002). p53-Mdm2-the affair that never ends.
Carcinogenesis 23(4): 541-7.
Allison, S. J. and Milner, J. (2004). Remodelling chromatin on a global scale: a novel protective function of p53. Carcinogenesis 25(9): 1551-7.
Asmuss, M., Mullenders, L. H., Eker, A. and Hartwig, A. (2000). Differential effects of toxic metal compounds on the activities of Fpg and XPA, two zinc finger proteins involved in DNA repair. Carcinogenesis 21(11): 2097-104.
Bartek, J. and Lukas, J. (2001). Pathways governing G1/S transition and their response to DNA damage. FEBS Lett 490(3): 117-22.
Bi, X., Slater, D. M., Ohmori, H. and Vaziri, C. (2005). DNA polymerase kappa is specifically required for recovery from the benzo[a]pyrene-dihydrodiol epoxide (BPDE)-induced S-phase checkpoint. J Biol Chem 280(23): 22343-55.
Bradford, M. M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Anal Biochem 72:
248-54.
Bustin, S. A. (2000). Absolute quantification of mRNA using real-time reverse transcription polymerase chain reaction assays. J Mol Endocrinol 25(2): 169-93.
Cadwell, C. and Zambetti, G. P. (2001). The effects of wild-type p53 tumor suppressor activity and mutant p53 gain-of-function on cell growth. Gene 277(1-2): 15-30.
Calmels, S., Hainaut, P. and Ohshima, H. (1997). Nitric oxide induces conformational and functional modifications of wild-type p53 tumor suppressor protein. Cancer Res 57(16): 3365-9.
Caspari, T. (2000). How to activate p53. Curr Biol 10(8): R315-7.
Chan, W. M., Siu, W. Y., Lau, A. and Poon, R. Y. (2004). How many mutant p53 molecules are needed to inactivate a tetramer? Mol Cell Biol 24(8): 3536-51.
Chen, X., Zhang, Y., Douglas, L. and Zhou, P. (2001). UV-damaged DNA-binding proteins are targets of CUL-4A-mediated ubiquitination and degradation. J Biol Chem 276(51):
48175-82.
Cho, Y., Gorina, S., Jeffrey, P. D. and Pavletich, N. P. (1994). Crystal structure of a p53 tumor suppressor-DNA complex: understanding tumorigenic mutations. Science 265(5170): 346-55.
Ciechanover, A. (1998). The ubiquitin-proteasome pathway: on protein death and cell life.
Embo J 17(24): 7151-60.
Clore, G. M., Omichinski, J. G., Sakaguchi, K., Zambrano, N., Sakamoto, H., Appella, E. and Gronenborn, A. M. (1994). High-resolution structure of the oligomerization domain of p53 by multidimensional NMR. Science 265(5170): 386-91.
Cooper, M. P., Balajee, A. S. and Bohr, V. A. (1999). The C-terminal domain of p21 inhibits nucleotide excision repair In vitro and In vivo. Mol Biol Cell 10(7): 2119-29.
Dally, H. and Hartwig, A. (1997). Induction and repair inhibition of oxidative DNA damage by nickel(II) and cadmium(II) in mammalian cells. Carcinogenesis 18(5): 1021-6.
Datta, A., Bagchi, S., Nag, A., Shiyanov, P., Adami, G. R., Yoon, T. and Raychaudhuri, P. (2001). The p48 subunit of the damaged-DNA binding protein DDB associates with the CBP/p300 family of histone acetyltransferase. Mutat Res 486(2): 89-97.
Dickinson, B. (2000). Immunocytometry Systems. BD LSR Manual.
Dumaz, N., Duthu, A., Ehrhart, J. C., Drougard, C., Appella, E., Anderson, C. W., May, P., Sarasin, A. and Daya-Grosjean, L. (1997). Prolonged p53 protein accumulation in trichothiodystrophy fibroblasts dependent on unrepaired pyrimidine dimers on the transcribed strands of cellular genes. Mol Carcinog 20(4): 340-7.
Egly, J. M. (2001). The 14th Datta Lecture. TFIIH: from transcription to clinic. FEBS Lett 498(2-3): 124-8.
Eisenbrand, G. and Metzler, M. (1994). Toxikologie für Chemiker. Thieme Verlag, Stuttgart.
Fatur, T., Lah, T. T. and Filipic, M. (2003). Cadmium inhibits repair of UV-, methyl methanesulfonate- and N-methyl-N-nitrosourea-induced DNA damage in Chinese hamster ovary cells. Mutat Res 529(1-2): 109-16.
Filipic, M. and Hei, T. K. (2004). Mutagenicity of cadmium in mammalian cells: implication of oxidative DNA damage. Mutat Res 546(1-2): 81-91.
Fitch, M. E., Cross, I. V. and Ford, J. M. (2003a). p53 responsive nucleotide excision repair gene products p48 and XPC, but not p53, localize to sites of UV-irradiation-induced DNA damage, in vivo. Carcinogenesis 24(5): 843-50.
Fitch, M. E., Nakajima, S., Yasui, A. and Ford, J. M. (2003b). In vivo recruitment of XPC to UV-induced cyclobutane pyrimidine dimers by the DDB2 gene product. J Biol Chem 278(47): 46906-10.
Ford, J. M. (2005). Regulation of DNA damage recognition and nucleotide excision repair:
Another role for p53. Mutat Res.
Ford, J. M. and Hanawalt, P. C. (1995). Li-Fraumeni syndrome fibroblasts homozygous for p53 mutations are deficient in global DNA repair but exhibit normal transcription-coupled repair and enhanced UV resistance. Proc Natl Acad Sci U S A 92(19): 8876-80.
Ford, J. M. and Hanawalt, P. C. (1997). Expression of wild-type p53 is required for efficient global genomic nucleotide excision repair in UV-irradiated human fibroblasts. J Biol Chem 272(44): 28073-80.
Friedberg, E. C. (2001). How nucleotide excision repair protects against cancer. Nat Rev Cancer 1(1): 22-33.
Gaillard, P. H., Martini, E. M., Kaufman, P. D., Stillman, B., Moustacchi, E. and Almouzni, G. (1996). Chromatin assembly coupled to DNA repair: a new role for chromatin assembly factor I. Cell 86(6): 887-96.
Gannon, J. V., Greaves, R., Iggo, R. and Lane, D. P. (1990). Activating mutations in p53 produce a common conformational effect. A monoclonal antibody specific for the mutant form. Embo J 9(5): 1595-602.
Gartel, A. L., Serfas, M. S. and Tyner, A. L. (1996). p21--negative regulator of the cell cycle. Proc Soc Exp Biol Med 213(2): 138-49.
Gassen, G. (1994). PCR Grundlagen und Anwendungen der Polymerase-Kettenreaktion.
Gustav-Fischer Verlag, Stuttgart.
Giaccia, A. J. and Kastan, M. B. (1998). The complexity of p53 modulation: emerging patterns from divergent signals. Genes Dev 12(19): 2973-83.
Ginzinger, D. G. (2002). Gene quantification using real-time quantitative PCR: an emerging technology hits the mainstream. Exp Hematol 30(6): 503-12.
Glusker, J. P. (1991). Structural aspects of metal liganding to functional groups in proteins.
Adv Protein Chem 42: 1-76.
Goodman, M. F. (2002). Error-prone repair DNA polymerases in prokaryotes and eukaryotes. Annu Rev Biochem 71: 17-50.
Haapajarvi, T., Kivinen, L., Heiskanen, A., des Bordes, C., Datto, M. B., Wang, X. F.
and Laiho, M. (1999). UV radiation is a transcriptional inducer of p21(Cip1/Waf1) cyclin- kinase inhibitor in a p53-independent manner. Exp Cell Res 248(1): 272-9.
Hainaut, P. and Hollstein, M. (2000). p53 and human cancer: the first ten thousand mutations. Adv Cancer Res 77: 81-137.
Hainaut, P. and Mann, K. (2001). Zinc binding and redox control of p53 structure and function. Antioxid Redox Signal 3(4): 611-23.
Hainaut, P. and Milner, J. (1993a). Redox modulation of p53 conformation and sequence-specific DNA binding in vitro. Cancer Res 53(19): 4469-73.
Hainaut, P. and Milner, J. (1993b). A structural role for metal ions in the "wild-type"
conformation of the tumor suppressor protein p53. Cancer Res 53(8): 1739-42.
Hartmann, M. and Hartwig, A. (1998). Disturbance of DNA damage recognition after UV-irradiation by nickel(II) and cadmium(II) in mammalian cells. Carcinogenesis 19(4):
617-21.
Hartwig, A. (2001). Zinc finger proteins as potential targets for toxic metal ions: differential effects on structure and function. Antioxidants & Redox Signaling 3(4): 625-634.
Hartwig, A. and Beyersmann, D. (1989). Comutagenicity and inhibition of DNA repair by metal ions in mammalian cells. Biol Trace Elem Res 21: 359-65.
Hartwig, A., Mullenders, L., Asmuss, M., Dally, H. and Hartmann, M. (1998). Disruption of DNA repair processes by carcinogenic metal compounds. Fresenius' Journal of Analytical Chemistry 361(4): 377-380.
Hassoun, E. A. and Stohs, S. J. (1996). Cadmium-induced production of superoxide anion and nitric oxide, DNA single strand breaks and lactate dehydrogenase leakage in J774A.1 cell cultures. Toxicology 112(3): 219-26.
Hatcher, E. L., Chen, Y. and Kang, Y. J. (1995). Cadmium resistance in A549 cells correlates with elevated glutathione content but not antioxidant enzymatic activities.
Free Radic Biol Med 19(6): 805-12.
Heffernan, T. P., Simpson, D. A., Frank, A. R., Heinloth, A. N., Paules, R. S., Cordeiro-Stone, M. and Kaufmann, W. K. (2002). An ATR- and Chk1-dependent S checkpoint inhibits replicon initiation following UVC-induced DNA damage. Mol Cell Biol 22(24): 8552-61.
Hoffmann, S. (2000). Einfluss von Metallothioneinen auf die Induktion und Reparatur von DNA-Schäden. Diplomarbeit; vorgelegt im Institut für Lebensmittelchemie der Universität Karlsruhe.
Hwang, B. J., Ford, J. M., Hanawalt, P. C. and Chu, G. (1999). Expression of the p48 xeroderma pigmentosum gene is p53-dependent and is involved in global genomic repair. Proc Natl Acad Sci U S A 96(2): 424-8.
Hwang, B. J., Toering, S., Francke, U. and Chu, G. (1998). p48 Activates a UV-damaged-DNA binding factor and is defective in xeroderma pigmentosum group E cells that lack binding activity. Mol Cell Biol 18(7): 4391-9.
IARC (1993). Monographs on the Evaluation of the Carcinogenic Risks to Humans, Vol. 58:
Beryllium, Cadmium; Mercury, and Exposures in the Glass Manfactoring Industry.
IARC (1997). Supplement: Cadmium and cadmium compounds.
Kang, Y. J., Clapper, J. A. and Enger, M. D. (1989). Enhanced cadmium cytotoxicity in A549 cells with reduced glutathione levels is due to neither enhanced cadmium accumulation nor reduced metallothionein synthesis. Cell Biol Toxicol 5(3): 249-59.
Kang, Y. J. and Enger, M. D. (1990). Cadmium cytotoxicity correlates with the changes in glutathione content that occur during the logarithmic growth phase of A549-T27 cells.
Toxicol Lett 51(1): 23-8.
Kannouche, P., Broughton, B. C., Volker, M., Hanaoka, F., Mullenders, L. H. and Lehmann, A. R. (2001). Domain structure, localization, and function of DNA polymerase eta, defective in xeroderma pigmentosum variant cells. Genes Dev 15(2):
158-72.
Kannouche, P. and Stary, A. (2003). Xeroderma pigmentosum variant and error-prone DNA polymerases. Biochimie 85(11): 1123-32.
Kaufmann, W. K. and Paules, R. S. (1996). DNA damage and cell cycle checkpoints. Faseb J 10(2): 238-47.
Kern, S. E., Pietenpol, J. A., Thiagalingam, S., Seymour, A., Kinzler, K. W. and Vogelstein, B. (1992). Oncogenic forms of p53 inhibit p53-regulated gene expression.
Science 256(5058): 827-30.
Köhler, T. (1995). Quantification of mRNA by Polymerase Chain Reaction. Nonradioactive PCR Methods. Springer, Berlin.
Kollmeier, H. (1985). Metallanreicherung in Humangeweben. Schriftenreihe der Bundesanstalt für Arbeitsschutz.
Kollmeier, H., Seemann, J., Wittig, P., Rothe, G. and Muller, K. M. (1990). Cadmium in human lung tissue. Int Arch Occup Environ Health 62(5): 373-7.
Kopera, E., Schwerdtle, T., Hartwig, A. and Bal, W. (2004). Co(II) and Cd(II) substitute for Zn(II) in the zinc finger derived from the DNA repair protein XPA, demonstrating a variety of potential mechanisms of toxicity. Chem Res Toxicol 17(11): 1452-8.
Li, R., Waga, S., Hannon, G. J., Beach, D. and Stillman, B. (1994). Differential effects by the p21 CDK inhibitor on PCNA-dependent DNA replication and repair. Nature (London) 371(6497): 534-7.
Livak, K. J. and Schmittgen, T. D. (2001). Analysis of relative gene expression data using real-time quantitative PCR and the 2(-Delta Delta C(T)) Method. Methods 25(4): 402-8.
Ljungman, M. and Zhang, F. (1996). Blockage of RNA polymerase as a possible trigger for u.v. light-induced apoptosis. Oncogene 13(4): 823-31.
Lloyd, D. R. and Hanawalt, P. C. (2000). p53-dependent global genomic repair of benzo[a]pyrene-7,8-diol-9,10-epoxide adducts in human cells. Cancer Res 60(3): 517-21.
Lloyd, D. R. and Hanawalt, P. C. (2002). p53 controls global nucleotide excision repair of low levels of structurally diverse benzo(g)chrysene-DNA adducts in human fibroblasts. Cancer Res 62(18): 5288-94.
Maret, W. (2003). Cellular zinc and redox states converge in the metallothionein/thionein pair. J Nutr 133(5 Suppl 1): 1460S-2S.
Marquardt, M. and Schäfer, S. G. (1997). Lehrbuch der Toxikologie. Spektrum Akademischer Verlag, Heidelberg.
Martin, A. C., Facchiano, A. M., Cuff, A. L., Hernandez-Boussard, T., Olivier, M., Hainaut, P. and Thornton, J. M. (2002). Integrating mutation data and structural analysis of the TP53 tumor-suppressor protein. Hum Mutat 19(2): 149-64.
Matsuda, N., Azuma, K., Saijo, M., Iemura, S., Hioki, Y., Natsume, T., Chiba, T. and Tanaka, K. (2005). DDB2, the xeroderma pigmentosum group E gene product, is directly ubiquitylated by Cullin 4A-based ubiquitin ligase complex. DNA Repair (Amst) 4(5): 537-45.
Meplan, C., Mann, K. and Hainaut, P. (1999). Cadmium induces conformational modifications of wild-type p53 and suppresses p53 response to DNA damage in cultured cells. J Biol Chem 274(44): 31663-70.
Meplan, C., Richard, M. J. and Hainaut, P. (2000). Metalloregulation of the tumor suppressor protein p53: zinc mediates the renaturation of p53 after exposure to metal chelators in vitro and in intact cells. Oncogene 19(46): 5227-36.
Michael, D. and Oren, M. (2003). The p53-Mdm2 module and the ubiquitin system. Semin Cancer Biol 13(1): 49-58.
Milner, J. (1995). Flexibility: the key to p53 function? Trends Biochem Sci 20(2): 49-51.
Moser, J., Volker, M., Kool, H., Alekseev, S., Vrieling, H., Yasui, A., van Zeeland, A. A.
and Mullenders, L. H. (2005). The UV-damaged DNA binding protein mediates efficient targeting of the nucleotide excision repair complex to UV-induced photo lesions. DNA Repair (Amst) 4(5): 571-82.
Mülhardt, C. (2003). Der Experimentator. Molekularbiologie/Genomics. Spektrum Akademischer Verlag.
Nelson, W. G. and Kastan, M. B. (1994). DNA strand breaks: the DNA template alterations that trigger p53-dependent DNA damage response pathways. Mol Cell Biol 14(3):
1815-23.
Nocentini, S. (1987). Inhibition of DNA replication and repair by cadmium in mammalian cells. Protective interaction of zinc. Nucleic Acids Res 15(10): 4211-25.
Oberdörster, G. (1989). Pulmonary Toxicity and Carcinogenicity of Cadmium. Journal of the American College of Toxicology 8(7): 1251-63.
Ochi, T. and Ohsawa, M. (1983). Induction of 6-thioguanine-resistant mutants and single-strand scission of DNA by cadmium chloride in cultured Chinese hamster cells. Mutat Res 111(1): 69-78.
Ochi, T. and Ohsawa, M. (1985). Participation of active oxygen species in the induction of chromosomal aberrations by cadmium chloride in cultured Chinese hamster cells.
Mutat Res 143(3): 137-42.
Ochi, T., Takahashi, K. and Ohsawa, M. (1987). Indirect evidence for the induction of a prooxidant state by cadmium chloride in cultured mammalian cells and a possible mechanism for the induction. Mutat Res 180(2): 257-66.
Pan, Z. Q., Reardon, J. T., Li, L., Flores-Rozas, H., Legerski, R., Sancar, A. and Hurwitz, J. (1995). Inhibition of nucleotide excision repair by the cyclin-dependent kinase inhibitor p21. J Biol Chem 270(37): 22008-16.
Parks, D., Bolinger, R. and Mann, K. (1997). Redox state regulates binding of p53 to sequence-specific DNA, but not to non-specific or mismatched DNA. Nucleic Acids Res 25(6): 1289-95.
Pfaffl, M. W. (1994). Real-time RT-PCR: Neue Ansätze zur exakten mRNA Quantifizierung.
BIOspektrum 1.
Pfaffl, M. W. (2001). A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR. Nucleic Acids Res 29(9): e45.
Pinot, F., Kreps, S. E., Bachelet, M., Hainaut, P., Bakonyi, M. and Polla, B. S. (2000).
Cadmium in the environment: sources, mechanisms of biotoxicity, and biomarkers.
Rev Environ Health 15(3): 299-323.
Potts, R. J., Watkin, R. D. and Hart, B. A. (2003). Cadmium exposure down-regulates 8-oxoguanine DNA glycosylase expression in rat lung and alveolar epithelial cells.
Toxicology 184(2-3): 189-202.
Pucci, B. and Giordano, A. (1999). Cell cycle and cancer. Clin Ter 150(2): 135-41.
Rainwater, R., Parks, D., Anderson, M. E., Tegtmeyer, P. and Mann, K. (1995). Role of cysteine residues in regulation of p53 function. Mol Cell Biol 15(7): 3892-903.
Rapic-Otrin, V., McLenigan, M. P., Bisi, D. C., Gonzalez, M. and Levine, A. S. (2002).
Sequential binding of UV DNA damage binding factor and degradation of the p48 subunit as early events after UV irradiation. Nucleic Acids Res 30(11): 2588-98.
Ravanat, J. L., Douki, T. and Cadet, J. (2001). Direct and indirect effects of UV radiation on DNA and its components. J Photochem Photobiol B 63(1-3): 88-102.
Rhind, N. and Russell, P. (2000). Checkpoints: it takes more than time to heal some wounds.
Curr Biol 10(24): R908-11.
Riedel, E. (1999). Allgemeine und anorganische Chemie. de Gruyter, Berlin.
Riou, L., Eveno, E., van Hoffen, A., van Zeeland, A. A., Sarasin, A. and Mullenders, L.
H. (2004). Differential repair of the two major UV-induced photolesions in trichothiodystrophy fibroblasts. Cancer Res 64(3): 889-94.
Rivedal, E. and Sanner, T. (1981). Metal salts as promoters of in vitro morphological transformation of hamster embryo cells initiated by benzo(a)pyrene. Cancer Res 41(7): 2950-3.
Rubbi, C. P. and Milner, J. (2003). p53 is a chromatin accessibility factor for nucleotide excision repair of DNA damage. Embo J 22(4): 975-86.
Russo, T., Zambrano, N., Esposito, F., Ammendola, R., Cimino, F., Fiscella, M., Jackman, J., O'Connor, P. M., Anderson, C. W. and Appella, E. (1995). A p53-independent pathway for activation of WAF1/CIP1 expression following oxidative stress. J Biol Chem 270(49): 29386-91.
Schmitz, G. and Rothe, G. (1994). Durchflusszytometrie in der klinischen Zelldiagnostik Schattauer Verlag, Stuttgart.
Shackelford, R. E., Kaufmann, W. K. and Paules, R. S. (1999). Cell cycle control, checkpoint mechanisms, and genotoxic stress. Environ Health Perspect 107 Suppl 1:
5-24.
Sigal, A. and Rotter, V. (2000). Oncogenic mutations of the p53 tumor suppressor: the demons of the guardian of the genome. Cancer Res 60(24): 6788-93.
Snyder, R. D. (1988). Role of active oxygen species in metal-induced DNA strand breakage in human diploid fibroblasts. Mutat Res 193(3): 237-46.
Snyder, R. D., Davis, G. F. and Lachmann, P. J. (1989). Inhibition by metals of X-ray and ultraviolet-induced DNA repair in human cells. Biol Trace Elem Res 21: 389-98.
Soussi, T. (2000). The p53 tumor suppressor gene: from molecular biology to clinical investigation. Ann N Y Acad Sci 910: 121-37; discussion 137-9.
Stewart, Z. A. and Pietenpol, J. A. (2001). p53 Signaling and cell cycle checkpoints. Chem Res Toxicol 14(3): 243-63.
Stohs, S. J. and Bagchi, D. (1995). Oxidative mechanisms in the toxicity of metal ions. Free Radic Biol Med 18(2): 321-36.
Stöppler, M. (1991). Metals and their compounds in the environment. VCH, Weinheim.
Sugasawa, K., Okuda, Y., Saijo, M., Nishi, R., Matsuda, N., Chu, G., Mori, T., Iwai, S., Tanaka, K. and Hanaoka, F. (2005). UV-induced ubiquitylation of XPC protein mediated by UV-DDB-ubiquitin ligase complex. Cell 121(3): 387-400.
Sugasawa, K., Shimizu, Y., Iwai, S. and Hanaoka, F. (2002). A molecular mechanism for DNA damage recognition by the xeroderma pigmentosum group C protein complex.
DNA Repair (Amst) 1(1): 95-107.
Szuster-Ciesielska, A., Stachura, A., Slotwinska, M., Kaminska, T., Sniezko, R., Paduch, R., Abramczyk, D., Filar, J. and Kandefer-Szerszen, M. (2000). The inhibitory effect of zinc on cadmium-induced cell apoptosis and reactive oxygen species (ROS) production in cell cultures. Toxicology 145(2-3): 159-71.
Tan, T. and Chu, G. (2002). p53 Binds and activates the xeroderma pigmentosum DDB2 gene in humans but not mice. Mol Cell Biol 22(10): 3247-54.
Tang, J. Y., Hwang, B. J., Ford, J. M., Hanawalt, P. C. and Chu, G. (2000). Xeroderma pigmentosum p48 gene enhances global genomic repair and suppresses UV-induced mutagenesis. Mol Cell 5(4): 737-44.
Thoma, F. (1999). Light and dark in chromatin repair: repair of UV-induced DNA lesions by photolyase and nucleotide excision repair. Embo J 18(23): 6585-98.
Tibbetts, R. S., Brumbaugh, K. M., Williams, J. M., Sarkaria, J. N., Cliby, W. A., Shieh, S. Y., Taya, Y., Prives, C. and Abraham, R. T. (1999). A role for ATR in the DNA damage-induced phosphorylation of p53. Genes Dev 13(2): 152-7.
Tuteja, N. and Tuteja, R. (2001). Unraveling DNA repair in human: molecular mechanisms and consequences of repair defect. Crit Rev Biochem Mol Biol 36(3): 261-90.
Valko, M., Morris, H. and Cronin, M. T. (2005). Metals, toxicity and oxidative stress. Curr Med Chem 12(10): 1161-208.
van Oijen, M. G. and Slootweg, P. J. (2000). Gain-of-function mutations in the tumor suppressor gene p53. Clin Cancer Res 6(6): 2138-45.
van Steeg, H. and Kraemer, K. H. (1999). Xeroderma pigmentosum and the role of UV-induced DNA damage in skin cancer. Mol Med Today 5(2): 86-94.
Verhaegh, G. W., Parat, M. O., Richard, M. J. and Hainaut, P. (1998). Modulation of p53 protein conformation and DNA-binding activity by intracellular chelation of zinc. Mol Carcinog 21(3): 205-14.
Volker, M., Mone, M. J., Karmakar, P., van Hoffen, A., Schul, W., Vermeulen, W., Hoeijmakers, J. H., van Driel, R., van Zeeland, A. A. and Mullenders, L. H.
(2001). Sequential assembly of the nucleotide excision repair factors in vivo. Mol Cell 8(1): 213-24.
Waga, S. and Stillman, B. (1998). Cyclin-dependent kinase inhibitor p21 modulates the DNA primer-template recognition complex. Mol Cell Biol 18(7): 4177-87.
Walker, N. J. (2002). Tech.Sight. A technique whose time has come. Science 296(5567):
557-9.
Wang, P. L., Sait, F. and Winter, G. (2001). The 'wildtype' conformation of p53: epitope mapping using hybrid proteins. Oncogene 20(18): 2318-24.
Wang, Q. E., Zhu, Q., Wani, G., Chen, J. and Wani, A. A. (2004). UV radiation-induced XPC translocation within chromatin is mediated by damaged-DNA binding protein, DDB2. Carcinogenesis 25(6): 1033-43.
Wang, Q. E., Zhu, Q., Wani, M. A., Wani, G., Chen, J. and Wani, A. A. (2003). Tumor suppressor p53 dependent recruitment of nucleotide excision repair factors XPC and TFIIH to DNA damage. DNA Repair (Amst) 2(5): 483-99.
Wang, X. W., Yeh, H., Schaeffer, L., Roy, R., Moncollin, V., Egly, J. M., Wang, Z., Freidberg, E. C., Evans, M. K., Taffe, B. G. and et al. (1995). p53 modulation of TFIIH-associated nucleotide excision repair activity. Nat Genet 10(2): 188-95.
Wani, M. A., El-Mahdy, M. A., Hamada, F. M., Wani, G., Zhu, Q., Wang, Q. E. and Wani, A. A. (2002). Efficient repair of bulky anti-BPDE DNA adducts from non-transcribed DNA strand requires functional p53 but not p21(waf1/cip1) and pRb.
Mutat Res 505(1-2): 13-25.
Yamaizumi, M. and Sugano, T. (1994). U.v.-induced nuclear accumulation of p53 is evoked through DNA damage of actively transcribed genes independent of the cell cycle.
Oncogene 9(10): 2775-84.
Yang, C. F., Shen, H. M., Shen, Y., Zhuang, Z. X. and Ong, C. N. (1997). Cadmium-induced oxidative cellular damage in human fetal lung fibroblasts (MRC-5 cells).
Environ Health Perspect 105(7): 712-6.
Youn, C. K., Kim, S. H., Lee do, Y., Song, S. H., Chang, I. Y., Hyun, J. W., Chung, M. H.
and You, H. J. (2005). Cadmium down-regulates human OGG1 through suppression of Sp1 activity. J Biol Chem 280(26): 25185-95.