Methode 3: Elektroporation

Die Applikation von kurzen elektrischen Impulsen führt zur Formierung nanometergroßer Poren in der Plasmamembran. DNA gelangt entweder direkt durch diese Poren oder in Folge der Umverteilung der Membrankomponenten, welche das Verschließen der Poren begleitet, in das Zellzytoplasma (SAMBROOK u. RUSSELL, 2001).

Für die Elektroporation wurde das Gerät Easyjec T Optima (EQUIBIO, über PEQLAB Biotechnologie GmbH, Erlangen, BRD) verwendet (Standort des Gerätes: Abteilung Neurologie der MHH).

Verschiedene Parameter fließen in den Erhalt einer optimalen Transfektionsrate ein, deshalb wurden die wesentlichen Stellglieder ermittelt und deren Einstellung optimiert.

• Spannung (Stellglied 1):

Durch die Einstellung der Spannung (in Volt) am Elektroporationsgerät wurde die Größe des elektrischen Feldes nach der Formel E = V/d (V = Volt, d = Abstand zwischen den Elektroden der Küvette in Zentimetern) bestimmt (Herstellerangaben:

EquiBio limited Electroporation Optimisation Guide, 2000). Es gilt, je größer der Zellradius ist, desto kleiner ist das benötigte äußere elektrische Feld, um eine Permeabilisation der Zellmembran zu erreichen. Außerdem vergrößert sich der Membranbereich, durch den Diffusion stattfinden kann, mit der Erhöhung der Pulsamplitude. Der Grad der Permeabilisation kann durch die Pulsdauer kontrolliert werden, je länger die Pulsdauer ist, desto stärker ist die Permeabilisation der Membran in einem bestimmten Bereich (GEHL, 2003). Die optimale Stärke des elektrischen Feldes liegt für die meisten Säugetierzellen zwischen 250 V/cm und 750 V/cm (SAMBROOK u. RUSSELL, 2001).

• Ladung des Kondensators (Stellglied 2):

Am Elektroporationsgerät konnte zudem die Ladung des Kondensators in der Einheit Farad (F) eingestellt werden. Die Ladung des Kondensators beeinflusste die Pulsdauer.

Der Widerstand (R) des Easyjec T Optima war konstant bei 335 Ohm.

• Temperatur (Stellglied 3):

Die richtige Temperatur (RT oder Kühlung der Zellen mit Eis) während der Elektroporation musste gefunden werden.

• Inkubationszeit (Stellglied 4):

Die Zellen konnten entweder vor und/oder nach der Elektroporation mit der DNA für eine bestimmte Zeit inkubiert werden, oder es fand nur eine kurzfristige Inkubation statt.

• Verhältnis Zellzahl/DNA-Menge (Stellglied 5):

Das richtige Verhältnis der verwendeten Zellzahl zur DNA-Menge musste ermittelt werden.

Vorversuche wurden ebenfalls mit hoch aufgereinigten neonatalen Schwann-Zellen durchgeführt. Die Einstellungen, die nach der Elektroporation zur höchsten Transfektionsrate geführt hatten, wurden auch für die Elektroporation von adulten Schwann-Zellen verwendet und weiter modifiziert.

Hoch aufgereinigte neonatale Schwann-Zellen wurden mit Trypsin/EDTA von ihrer Kulturplatte abgelöst, in ein 15 ml-Falcon^®-Röhrchen überführt, zentrifugiert und in einem definierten Volumen an Kulturmedium resuspendiert. Es folgte die Ermittlung der Gesamtzellzahl (s. III.2.4) und die Portionierung der Zellen für die Elektroporation. Pro Elektroporationsansatz wurde eine unterschiedlich große Zellzahl in ein 15 ml-Falcon^® -Röhrchen und parallel die entsprechend variable Menge an Plasmid-DNA (pEGFP, s. III.7.1) in ein Eppendorf-Gefäß (1,5 ml) überführt. Die Kulturplatte, auf der die Zellen im Anschluss an die Elektroporation ausgesät werden sollten, wurde mit frischem Kulturmedium (s. III.7.1, zusätzlich mit 1 % BSA angereichert) aufgefüllt. Aufgrund des Umstandes, dass sich das Elektroporationsgerät in einer anderen Abteilung befand und dort keine Zentrifuge zur Verfügung stand, mussten die Zellen schon ca. 10-15 min vor der eigentlichen Elektroporation ein weiteres Mal zentrifugiert werden. Der Überstand über den Pellets wurde erst kurz vor der Elektroporation verworfen, um einer Austrocknung der Zellen während des Transportes vorzubeugen. Die Resuspension jeweils eines Zellpellets fand in 400 µl Elektroporationspuffer (50 mM K2HPO4 * 3H2O [11,41 g], 20 mM K-Acetat [1,96 g], mit Essigsäure auf pH 7,35 eingestellt) statt. Der Suspension wurden noch 10 µl Magnesiumsulfat (1 M MgSO4 * 7H2O, pH 6,7 mit 0,01 N NaOH) zugefügt, bevor sie auf die Plasmid-DNA gegeben wurde. Durch vorsichtiges Auf- und Abpipettieren wurde die DNA mit der Zellsuspension vermischt und das Zell-DNA-Gemisch vorsichtig unter Vermeidung von Bläschenbildung in eine Elektroporationsküvette mit einem Durchmesser von 4 mm (EQUIBIO, über PEQLAB Biotechnologie GmbH, Erlangen, BRD) überführt. Die Küvette wurde in das Elektroporationsgerät verbracht und der elektrische Impuls mit den jeweils gewählten

Einstellungen (Volt, Farad) ausgelöst. Anschließend wurden 100.000 Zellen pro well einer mit PLL beschichteten 6-well-Platte ausgesät und für 24 h kultiviert (37ºC, 5 % CO2), bevor sie frisches Kulturmedium erhielten. Nach weiteren 24 h wurden die Zellen mit 4%igem PFA fixiert und die Transfektionsrate ermittelt (s. III.8.).

1. Passage- (noch nicht aufgereinigt) oder 2. Passage-Kulturen (einmal mit Cold jet aufgereinigt [s. III.5.2.]) adulter Schwann-Zellen der Ratte und des Menschen wurden von ihrer Kulturplatte selektiv abgelöst (Cold jet = Aufreinigungsschritt) und in ein 15 ml-Falcon^®-Röhrchen überführt, zentrifugiert und in frischem Kulturmedium resuspendiert.

Die Elektroporation erfolgte wie oben beschrieben. Nach der Elektroporation wurden die adulten Schwann-Zellen auf PORN-Laminin beschichteten 24-well-Kulturplatten (s. III.4.1/4.2) ausgesät. Dem Kulturmedium wurde ebenfalls 1 % BSA zugesetzt. Die elektroporierten Zellen wurden 24 h kultiviert (37ºC, 5 % CO2), bevor die Fixierung der Zellen mit 4%igem PFA oder ein Mediumwechsel zur Kultivierung für weitere 24 h erfolgte (Fixierung 48 h nach Transfektion). Der Fixierungszeitpunkt wurde danach gewählt, wie schnell und wie gut sich die transfizierten Zellen abgesetzt hatten.

Nach der Fixierung wurden die transfizierten Zellen immunzytochemisch markiert (s. III.6.1.1/6.1.2) und die Transfektionsrate erhoben (s. III.8.).

7.3.1 Transfektion adulter Schwann-Zellen der Ratte und des Menschen zur Überexpression von FGF-2-Isoformen

Die Elektroporation wurde herangezogen, um adulte Schwann-Zellen mit Plasmiden zu transfizieren, welche für die verschiedenen FGF-2-Isoformen (18 kDa-Isoform, HMW-FGF-2-Isoformen) und zusätzlich für eine Geneticin-Resistenz codierten. Die Plasmide wurden im hiesigen Labor hergestellt (MULLER-OSTERMEYER et al., 2001). Die transfizierten adulten Schwann-Zell-Kulturen wurden nach 48-stündiger Kultivierung einem Selektionsdruck durch Applikation des Antibiotikums G-418-Sulfat (Geneticin, PAA Laboratories GmbH, Cölbe, BRD) ausgesetzt. Die transfizierten Zellen sollten dabei aufgrund des eingeschleusten Neomycingens dazu befähigt sein, eine das Geneticin inaktivierende Neomycin-Phospho-Transferase zu bilden und so, trotz des Geneticin-haltigen Kulturmediums, überleben. Zellen, welche nicht erfolgreich transfiziert wurden

und demnach keine Geneticin-Resistenz aufwiesen, sollten dem Selektionsdruck zufolge absterben. Am Ende der Selektionsphase sollten nur die mit der Antibiotika-Resistenz ausgestatteten stabil transfizierten Zellen übrig bleiben und aus diesen eine die entsprechende FGF-2-Isoform überexprimierende Schwann-Zell-Population gezüchtet werden.

Zur sofortigen Überprüfung des Transfektionserfolges wurde in einem anderen Versuch ein 18 kDa-FGF-2/DsRed-Konstrukt verwendet (CLAUS et al., 2003), das nach der Einschleusung in die Zellen zur Translation von Discosoma Red Fluorescent Protein (DsRed, BD Biosciences Clontech, Heidelberg, BRD)-markiertem FGF-2 führte. Das FGF-2 ließ sich so als rot leuchtende Markierung in den erfolgreich transfizierten Zellen unter Verwendung eines Fluoreszenzmikroskopes (s.u.) darstellen.

8. Quantifizierung der Kulturreinheit, der Proliferations- und Transfektionsraten