Messung des zellinternen Auxinspiegels in einer Suspensions-Batchkultur von

Grundlage für die Bestimmung der IES-Konzentration war die ELISA-Methode nach Weiler (1986). Da bei diesem Verfahren bei der Extraktion der Auxine aber ein sehr hoher Verlust auftrat, wurde zunächst nach einer für die Suspensionskulturzellen effizienteren Extraktions- und Reinigungsmethode gesucht. Das optimierte Verfahren ist im Tabelle 1 dem Verfahren von Weiler (1986) gegenüber gestellt.

Zur Optimierung der Extraktionsschritte wurde die jeweilige Ausbeute mit markierter IES ([2-¹⁴C] ß-Indolessigsäure 40 Ci/mmol, 0,1mCi/ml) bestimmt.

Tabelle 1: Vergleich der IES-Bestimmungsverfahren mit Chenopodium rubrum-Suspensonskulturzellen nach der Methode von Weiler und nach Optimierung.

Nach Weiler (1986) Optimiertes Verfahren 1 Zermörsen des Zellmaterials (2 g FW) mit

flüssigem Stickstoff, evtl. mit Quarzsand;

mit 70%igem Methanol (ca. 20 ml) aufnehmen.

Zermörsen des Zellmaterials (2 g FW) mit flüssigem Stickstoff, evtl. mit Quarzsand;

mit 90%igem Methanol (ca. 20 ml) aufnehmen.

2 4 Stunden bei 4^oC im Dunkeln schütteln.

3 Bei 25000g 30 min zentrifugieren

4 Den Überstand auf eine C18-Kartusche (mit 70%igem Methanol vorequilibriert) auftragen.

Die Säule mit 1 ml 70%igem Methanol nachspülen und das Eluat mit dem Durchfluss vereinigen.

Den Überstand auf eine C18-Kartusche (mit 90%igem Methanol vorequilibriert) auftragen.

Die Säule mit 1 ml 90%igem Methanol nachspülen und das Eluat mit dem Durchfluss vereinigen.

5 Das vereinigte Eluat mit 2%iger Essigsäure verdünnen bis eine 30%

methanolische Lösung vorliegt

Das vereinigte Eluat bis zur wässrigen Phase einengen. Mit bideionisiertem Wasser aufnehmen und auf 0.8%

Essigsäure einstellen 6 Die Lösung erneut auf eine

C18-Kartusche (mit 30%iger Methanol vorequilibriert) auftragen; mit ca. 3 ml 30% Methanol nachwaschen.

Die Lösung erneut auf eine C18-Kartusche (mit bideionisierte Wasser vorequilibriert) auftragen; mit ca. 3 ml bideionisiertem Wasser nachwaschen 7 Kartusche mit Methanol (ca. 3 ml

100%igen) und 6 ml Ethylacetat eluieren

Kartusche mit ca. 3 ml 100%igem Methanol eluieren

8 Eluat zur Trockne einengen

9 Mit wenig Methanol (50-100µl) lösen, methylieren *(Diazomethan 100µl 20 min);

anschließend bei max. 40^oC zur Trockne einengen.

10 Mit 100–200 µl Methanol (100%) lösen und mit TBS auf 1ml auffüllen.

Ausbeute 30% 91%

*IES wird in seinen Methylester umgewandelt, und dadurch für die Reaktion mit dem Antikörper stabilisiert.

Tabelle 2: Wiederfindungsrate von [2-¹⁴C] ß-Indolessigsäure beim ursprünglichen und

*Die erste Säulenchromatographie wird mit Methanol der gleichen Konzentration, wie zur Extraktion verwendet, durchgeführt.

**Für die zweite Säulenchromatographie wird die Säule nach Weiler mit 30% Methanol, im optimierten Verfahren aber nur mit H2O equilibriert.

2.2.2.1 Auxin-Extraktion

Die geernteten Chenopodium rubrum-Zellen (2 g Frischgewicht) wurden in flüssigem Stickstoff unter Zusatz von etwas Quarzsand im Mörser zerkleinert. Das Material wurde in 20 ml 90% Methanol aufgenommen und im Dunkeln bei 4°C 4 h lang auf einem Schüttler extrahiert. Danach wurde 30 Minuten lang bei 25000 g zentrifugiert. Der Überstand wurde auf eine mit 90%igem Methanol vorequilibrierten C18-Kartusche aufgetragen (Baker spe Octadecyl 7020-07), und mit 1 ml 90% Methanol eluiert. Das Methanol wurde am Rotationsverdampfer abgezogen und der Rückstand in 0,8% Essigsäure gelöst. Aus dieser Lösung wurde das Auxin durch Passieren einer weiteren mit bideionisiertem Wasser equilibrieten C18 Kartusche extrahiert. Nach der Elution mit 3 ml absolutem Methanol wurde der Rückstand am Rotationsverdampfer getrocknet, in 100 µl absolutem Methanol aufgenommen und bei 20°C 20 Minuten lang mit 100 µl Diazomethan methyliert (siehe 2.2.2.2). Die Lösung wurde bei 40°C im Rotationsverdampfer getrocknet, der Rückstand in 200 µl absolutem Methanol gelöst und mit 800 µl TBS verdünnt. Die interne Standardisierung des gesamten Extraktionverfahrens mit authentischem ¹⁴C-markierten Auxin ergab eine Wiederfindungsrate von 91%.

2.2.2.2 Herstellung von Diazomethan (De Boer und Backer 1954)

Zur Methylierung der IES wurde etherische Diazomethanlösung verwendet.

Diazomethan ist ein leichtflüchtiges, hochreaktives Gas, das selbst hergestellt wurde (Abb. 1). Ein 500 ml Kolben mit 50 ml Ethanol, 10 g KOH und 15 ml H2O (Lösung B) wurde bei 60^oC in einem Wasserbad temperiert und mit N2 begast. Eine Lösung von 43g N-Nitroso-toluol-4-sulfomethylamid in 250 ml Ether (Lösung A) wurde langsam durch einen Tropftrichter in den Kolben gegeben. Das entstandene Diazomethan wurde über eine gekühlte Destillationsbrücke in einem Eis gekühlten Kolben in 100 ml Ether (Lösung C) aufgefangen.

(Abb. 1). Nicht im Ether absorbiertes Diazomethan wurde in einem weiteren gekühlten Kolben mit Ether (Lösung D) und schließlich in einem weiteren Gefäß mit H2O und Essigsäure (Lösung E) aufgefangen. Zum verbleibenden Reaktionsansatz wurde Essigsäure hinzugetropft, um das restliche Reagenz zu Methylacetat umzusetzen. Dadurch wurde die Reaktion gestoppt und noch vorhandenes Diazomethan abreagiert.

Abb. 1: Schema für die Herstellung der etherischen Diazomethanlösung.

C D E

60^oC

2.2.2.3 Quantifizierung von Auxin mittels ELISA

Methyliertes Auxin wurde in einem ELISA mit monoclonalen Antikörpern Anti-IAA-Antibody 18-III-C3 (Mertens et al. 1985) (Primärantikörper) bestimmt. Dazu wurde die Mikrotiterplatte zuerst mit dem Sekundärantikörper (Kaninchen-antimouse 0,025 mg/ml in Natriumcarbonat Puffer) 16 h lang bei 4°C beschichtet, mit 0,05% TBS-Tween 20 gewaschen und mit BSA (0,5 mg/ml BSA in TBS) 1 h lang bei Raumtemperatur blockiert. Die Mikrotiterplatte wurde noch einmal mit TBS-Tween 20 gewaschen und dann mit Primärantikörpern (0,05 mg/ml Natriumcarbonatpuffer) 24 h lang bei 4°C beschichtet. Nach dem Waschen mit TBS-Tween wurden 100 µl der Probe oder Standardlösung und 100 µl Antigen-Enzym-Komplex (IES-AP-Konjugat siehe 2.2.2.4) IES-AP TBS-0,1%Gelatine in eine Verdünnung 1:2000 mit Hilfe der Transferplatte hinzugefügt und 4 h lang bei 4°C inkubiert. Nach dem Waschen wurde das gebundene IES-AP mit p-Nitrophenyl-phosphat (1mg/ml DEA) detektiert. Nach 1 bis 1,5 h bei Raumtemperatur wurde die Absorption bei 405 nm gemessen. Alle Schritte wurden im Dunkeln durchgeführt.

2.2.2.4 Synthese von IES-AP

Die Kopplung der IES an die alkalische Phosphatase (AP) erfolgte mittels der Carbodiimid-Methode (Weiler et al. 1981). Dabei wird die IES über ihre Carboxyl-Gruppe an Amino-Reste des Enzyms gebunden. Für die Synthese von IES-AP wurden folgende Lösungen benötigt:

1-. IES-EDC Lösung

IES (5,71µmol) wurde in 0,25 ml Dimethylformamid (DMF) gelöst und mit einer Lösung von 1 mg 1-Ethyl-3-(3 Dimethylaminopropyl) Carbodiimide (EDC) in 0,25 ml 0,2 M Trispuffer (pH 5,5) versetzt. Das Gemisch wurde 10-15 Minuten lang bei Raumtemperatur gerührt.

2-. AP-Tris Lösung

50 µl Alkalische Phosphatase (AP für ELISA, Boehringer Mannheim) wurden mit 0,25 ml Trispuffer (0,2 M pH 5,5) verdünnt.

Die IES-EDC Lösung wurde in drei 100 µl Portionen in Intervallen von 10-15 Minuten zur AP-Tris Lösung hinzugegeben und danach 4 h lang bei Raumtemperatur gerührt.

Nach der Synthese wurde die AP-IES-Lösung mit Centricon YM-50-Filtern konzentriert und 6 mal mit TBS-Puffer nachgewaschen. 1 µl AP-IES wurde in 20 µl 50 mM

NaHCO3 pipettiert und 10 µl davon auf 1 ml mit NaHCO3 verdünnt. Daraus wurden in 10er Schritten mit jeweils 100 µl 4 weitere Verdünnungen hergestellt. Bei jedem Verdünnungsschritt wurden 100 µl zu 0,5 ml Phosphatasesubstrat Diethanolamin-Puffer (DEA) (pNPP 1 mg/ ml) gegeben. Die Aktivität der AP wurde bei 405 nm gemessen. IES-AP wurde mit Glycerin 1:1 verdünnt und bei -20ºC aufbewahrt.

Transferplatte

Die Transferplatte ist eine Mikrotiterplatte in U-Form mit einer Gummi-Dichtung.

Alle Komponenten von der Transferplatte werden durch Schleudern auf die mit Antikörpern beschichtete Mikrotiterplatte übertragen.

2.2.3 Molekularbiologische Methoden