Impaktion („Aufprallverfahren“)

Bei diesem Verfahren werden die Bioaerosole aus einem angesaugten volumendefinierten Luftstrom direkt auf der Oberfläche einer festen Sammelphase, z.B. Agarplatten oder Agarstreifen abgeschieden.

Theoretisch wäre eine Impaktion auch auf andere Oberflächen als auf Nährböden möglich mit anschließender Keimrückgewinnung. Dies wäre aber nur zur Sammlung von Sporen einsetzbar, da die Rückgewinnung vegetativer Keime und Viren von der Oberfläche zu verlustreich wäre (BÖHM et. al., 1998). Bei den Impaktoren werden drei Arten unterschieden:

Siebsammler:

Bei diesem Impaktor wird die Probenluft durch eine metallene Lochplatte gesaugt. Unter der Metallplatte befindet sich die Agarplatte auf deren Oberfläche die Partikel aufprallen und aus dem Luftstrom abgeschieden werden. Je nach System werden verschiedene Siebplattenstufen mit verschiedenen Lochdurchmessern untereinander angeordnet (siehe Andersen Sammler), was eine Abscheidung der Partikel nach Partikelgrößenklassen ermöglicht (BIA Arbeitsmappe 9410, 1995).

Als wichtiges und für viele Einsatzzwecke brauchbares Impaktionsgerät ist der Andersen-Sammler zu nennen (ANDERSEN, 1958). Hierbei handelt es sich um einen sechsstufigen Kaskadenimpaktor. Es sind sechs Petrischalen mit jeweils darüber befindlichen durchlöcherten Scheiben übereinander angeordnet. Die Durchmesser der Löcher nehmen von Scheibe zu Scheibe nach unten hin ab. Dadurch steigt die Strömungsgeschwindigkeit und führt zu einer nach Teilchenmasse differenzierten Abscheidung. Auf der obersten Petrischale setzen sich die größten, auf der untersten die kleinsten Teilchen ab. Das Gerät wird bei einem Luftstrom von 28,3 l/min betrieben. Messungen mit dem Andersen-Kaskaden-Impaktor erlauben eine Partikelgrößenzuordnung, was Aufschluß darüber gibt, inwieweit die Partikel den menschlichen Atemtrakt passieren können.

Schlitzsammler:

Schlitzsammler haben eine Reihe von Modifikationen erfahren (MÜLLER u. KÖSTERS, 1971; MÜLLER u. GÄRTTNER, 1974, u.a.). Bei den Geräten wird ein definiertes Luftvolumen durch enge, meist rechteckig angeordnete Schlitze angesaugt und auf darunter befindliche rotierende Agaroberflächen geleitet, womit eine gleichmäßige Verteilung der Partikel gewährleistet ist. Eine Größenunterscheidung der gesammelten Partikel ist nicht möglich. Bestimmend für die Abscheidung ist die Schlitzgröße und die Luftgeschwindigkeit im Schlitz.

Der Automatische Bakterien Sammler (ABS) ist ein neuerer Schlitzsammler, mit dem nach entsprechender Programmierung vollautomatisch Mehrfachprobenahmen möglich sind.

Zeitpunkt der Probenahme sowie die Intervalle zwischen den Probenahmen und die Probenahmedauer können für jede Einzelmessung individuell bestimmt werden. Es sind 12 Probennahmen ohne Betreuung möglich, da das Gerät mit einem Magazin für 12 Agarplatten ausgestattet ist. Während der Probenahme dreht sich der Sammelkopf ein Mal um 360 °C über der Agarplatte (HARTUNG, 1994), womit sich der Automatische Bakterien Sammler vom Casella Schlitzsammler (CSS) unterscheidet, bei dem sich statt des Sammelkopfes die Impaktionsoberfläche dreht (PAHL, 1997).

Zentrifugalsammler:

Die sich in der angesaugten Luft befindlichen Partikel werden durch die Rotation des Probenahmegerätkopfes den Zentrifugalkräften folgend auf einem Agarstreifen, der ringförmig eingelegt wird, abgeschieden. Auch hier ist eine Größenunterscheidung der Partikel nicht möglich.

Ein weiteres handliches Meßgerät ist der Reuter-Zentrifugal-Sammler (RCS). Die Luft wird durch ein Flügelrad angesaugt und die Keime werden auf eine Agarfolie impaktiert, die sich an den Wänden des Flügelradkopfes befindet. Allerdings ist es beim RCS nicht möglich ein- und ausströmende Luft zu trennen, wodurch der exakte Volumenstrom schwer bestimmbar ist (DASCHNER, 1995). Zudem ist der Reuter-Zentrifugal-Sammler für die Abscheidung von feinen Partikeln (< 4 µm) offensichtlich mangelhaft (JENSEN et al., 1992). Demnach steigt die Sammeleffizienz des RCS mit der Größe der zu untersuchenden Partikel. Die Messzeiten

mit dem RCS sind kurz. Wegen seines geringen Gewichts und Energiebedarfs ist er weit verbreitet (DASCHNER, 1995).

Vorteile des Impaktionsverfahrens:

Die Sammlung der Mikroorganismen erfolgt direkt auf den Nährmedien, die später sogleich bebrütet werden können und auf denen anschließend die Analyse der Keime erfolgen kann.

Somit ist eine weitere Aufarbeitung im Labor nicht notwendig, eine weitere Verdünnung oder ein Ausplattieren entfällt. Dies erleichtert die Auswertung und für die Mikroorganismen erfolgt kein Aufarbeitungsstreß (BIA Arbeitsmappe 9410, 1995).

Der Vorteil des Reuter-Zentrifugal-Sammlers (RCS) liegt in seinem geringen Gewicht und und darin, daß er netzunabhängig betrieben werden kann. Die Nährbödenstreifen, die vom Hersteller vorgefertigt werden bieten ein hohes Maß an Standardisierbarkeit. Nachteilig ist, daß die Auswahl der Nährbödenstreifen begrenzt ist, der Hersteller bietet aber leere Folienstreifen an, die mit dem gewünschten Nährboden gefüllt werden können (BÖHM et al., 1998).

Nachteile des Impaktionsverfahrens (ergänzend):

Bei höheren Luftkeimkonzentrationen stößt das Impaktionsverfahren an seine Grenze, weil sich bei einer Überbelegung der Oberfläche der Agarplatte oder auch des Agarstreifens die Kolonien bei der Bebrütung gegenseitig behindern und überwuchern, was eine quantitative Aussage unmöglich macht. Außerdem läßt sich pro Einzelmessung jeweils nur ein Meßparameter bestimmen, je nach Beschaffenheit der zur Anzucht verwendeten Agarplatte.

In der BIA-Arbeitsmappe 9410 (1995) wird daher der Einsatz von Gelantineagar in den Sammelplatten vorgeschlagen. Nach Verflüssigung bei 40 °C können Verdünnungsreihen angelegt werden, die dann auf beliebige Nährböden ausplattiert werden können. Dieses Verfahren beinhaltet aber zusätzliche Streßfaktoren für die Mikroorganismen.

Zudem kann es zur möglichen Schädigung der Keime beim Aufprall auf das Sammelmedium kommen (MAY, 1969). Die Probennahmedauer muss auf 1-30 Minuten reduziert werden, da es sonst zur Austrocknung der Keime auf der Sammeloberfläche durch den Luftstrom kommt.

Ein weiterer Nachteil besteht darin, daß die Partikel sich gehäuft unter den Lochbohrungen ansammeln, was eine saubere Trennung der einzelnen Kolonien erschwert, außerdem kann es

zu einer elektrostatischen Anziehung der Partikel durch die Plastik-Agarplatten oder - folien kommen.