Chrom-Freisetzungs-Test

Zur Messung der zellvermittelten Zytolyse wurde der Chrom-Freisetzungs-Test eingesetzt.

Zielzellen wurden mit Killerzellen gemeinsam inkubiert und im Anschluss der Anteil lysierter Zielzellen als Maß der zytotoxischen Reaktion bestimmt. Die Zielzellen wurden dazu vor dem Test mit radioaktivem ⁵¹Cr markiert, welches sie aus ihrer Umgebung aufnahmen und erst nach ihrer Lyse wieder freisetzten. Durch Präsentation des im Inkubationsmedium enthaltenen SIINFEKL-Peptids auf H2K^b auf ihrer Oberfläche aktivierten die RMA-Zielzellen den transgenen T-Zell-Rezeptor der zuvor peptidspezifisch stimulierten zytotoxischen T-Zellen aus OT-I-Mäusen. Diese lysierten die Zielzellen nun durch Freisetzung von Perforin und Granzymen durch Exozytose ihrer zytotoxischen Granula.

2.2.4.11.1 Präparation von Milzen

Zur Gewinnung zytotoxischer T-Zellen wurden Mausmilzen steril präpariert, homogenisiert und im Anschluss T-Zell-spezifisch stimuliert. Auch Rattenmilzen wurden präpariert, um aus den Lymphozytensuspensionen nach Stimulation mit Concanavalin A zytokinhaltigen Überstand zu gewinnen.

Zur Präparation der Milz wurden das jeweilige Tier zunächst durch CO2-Inhalation und anschließenden Genickbruch getötet. Der Körper wurde mit Nadeln auf einem Korkbrett befestigt und das Fell mit 70 % Ethanol gereinigt. Nach medianem abdominalem Hautschnitt wurde die Bauchhaut stumpf gelöst und nach lateral abpräpariert. Das Peritoneum wurde steril eröffnet. Die Milz wurde im linken Oberbauch vorsichtig mobilisiert, am Hilus abgetrennt und in 5 ml DMEM mit FBS und PenStrep aufgenommen.

Lymphozyten und Erythrozyten wurden mit dem Tenbroeck-Homogenisator aus dem Gewebeverband gelöst.

2.2.4.11.2 Herstellung von Concanavalin-A-Überstand aus Rattenmilzen

Durch Stimulation mit Concanavalin A wurden die Lymphozytensuspensionen aus Rattenmilzen zur Produktion von Zytokinen angeregt. Die homogenisierten Rattenmilzen wurden bei 300 x g für 5 min zentrifugiert. Das Zellpellet wurde in 40 ml DMEM aufgenommen. Durch Zugabe von 200 µl Concanavalin A (1 mg/ml) wurden die Lymphozyten unspezifisch stimuliert. Nach 4 h Inkubation bei 37 °C und 5 % CO2 wurden die zellulären Bestandteile erneut herunterzentrifugiert und in 20 ml DMEM mit FBS und PenStrep aufgenommen. Die stimulierten Lymphozyten produzierten nun Zytokine, die sie in das Medium abgaben. Nach 24 h bei 37 °C und 5 % CO2 wurden durch Zentrifugation bei 1.500 x g für 10 min die Rattenlymphozyten pelettiert. Der zytokinreiche DMEM-Überstand wurde abgenommen, aliquotiert und bei -20 °C gelagert.

48 2.2.4.11.3 Stimulation zytotoxischer T-Zellen

Vor dem Einsatz im Chrom-Freisetzungs-Test wurden die zytotoxischen T-Zellen aus den präparierten Lymphozytensuspensionen der OT-I-Mäuse aufbereitet und peptidspezifisch stimuliert.

Die in 10 ml DMEM mit FBS und PenStrep gelösten Lymphozytensuspensionen wurden zunächst zentrifugiert (300 x g, 5 min) und das entstehende Pellet in 5 ml Erythrozyten-Lyse-Puffer resuspendiert. Nach vollständiger Lyse der Erythrozyten wurden zunächst 5 ml DMEM mit FBS hinzugegeben und die Zellen im Anschluss mit 10 ml DMEM gewaschen.

Die Zellen wurden bei 300 x g pelletiert und in 20 ml DMEM mit FBS und PenStrep mit 4 ml Concanavalin-A-Überstand, 20 µl LPS (1 mg/ml) und 2 µl SIINFEKL-Peptid (10 µg/ml) zur antigenspezifischen Stimulation der OT-I-T-Zellen aufgenommen. In einer 96-well-Platte mit runden Böden wurden 200 µl Zellensuspension/well für 4 Tage bei 37 °C und 5 % CO2 inkubiert, bevor die zytotoxischen T-Zellen geerntet und im Chrom-Freisetzungs-Test verwendet werden konnten.

2.2.4.11.4 Durchführung des Chrom-Freisetzungs-Tests

Zur Vorbereitung der Zielzellen wurden 10⁶ Zellen in 100 µl FBS aufgenommen und 8 µl radioaktives Na₂CrO₄ mit einer Aktivität von etwa 50 µCi ⁵¹Cr hinzugegeben. Die Aufnahme des radioaktiven Chroms erfolgte in einer Stunde bei 37 °C und 5 % CO2. Extrazellulär verbliebenes Chrom wurde durch dreimaliges Waschen der Zellen mit je 10 ml DMEM entfernt. Im Anschluss wurden die Zellen in 10 ml DMEM mit FBS und PenStrep resuspendiert und so eine Zielzellkonzentration von 10⁵ Zellen/ml eingestellt.

Die aus Mausmilzen gewonnen stimulierten zytotoxischen T-Zellen (2.2.4.11.3) wurden in 10 ml DMEM mit FBS und PenStrep aufgenommen und mit Trypanblau gezählt (2.2.4.4, S.

43). Eine Konzentration lebender Killerzellen von 1 Zellen/ml wurde eingestellt.

Killerzellen und Zielzellen wurden wie in Abb. 3 gezeigt auf eine 96-well Platte mit runden Böden verteilt. Jede Reaktion wurde als Triplet angesetzt. In jeder Reaktionskammer wurden 10⁴ chromierte Zielzellen und je nach Killer-Zielzell-Verhältnis 2 1 ⁵ bis 3 1 ³ Killerzellen eingesetzt. Zeile H verblieb zur Messung der Spontanfreisetzung ohne Killerzellen. Die zytotoxische Reaktion erfolgte in DMEM mit FBS und PenStrep und 0,25 µg/ml SIINFEKL-Peptid.

Bei jedem Test wurde auch eine Positivkontrolle mit untransfizierten RMA-Zellen zur Ermittlung eines Normalwertes der zytotoxischen Funktion der Killerzellen durchgeführt.

Außerdem erfolgten bei jedem Test Negativkontrollen ohne SIINFEKL-Peptid und mit SIINFEKL-Peptid in Gegenwart des Calciumchelators EGTA/MgCl2 (4 mM EGTA/8 mM MgCl₂). Die Messung in Abwesenheit des SIINFEKL-Peptids diente dem Ausschluss einer nicht-peptidspezifischen Lyse. Der Calciumchelator EGTA/MgCl₂ entzog das zur Exozytose zytotoxischer Granula notwendige freie Calcium. Diese Kontrolle diente der Identifizierung nicht-Granula-vermittelter Zytotoxizität. Beide Negativkontrollen wurden jeweils nur mit den drei höchsten Killer-Zielzell-Verhältnissen durchgeführt.

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Abb. 3: Pipettierschema des Chrom-Freisetzungs-Test

Zytotoxische Zellen und Zielzellen wurden durch kurzes anzentrifugieren bei 300 x g am runden Boden der Wells in Kontakt gebracht. Die zytotoxische Reaktion erfolgte bei 37 °C und 5 % CO2 über 4 h. Zur Ermittlung der Lyse wurden Zellen und Zellreste durch Zentrifugation für 5 min bei 300 x g sedimentiert. Freigesetztes Chrom wurde in 50 µl des zellfreien Überstandes bestimmt. Nach Abnahme des Überstands wurden die sedimentierten Zellen durch Zugabe von 10 µl Triton-Lyse-Puffer lysiert. Die Summe aus zellulär gebundenem und freigesetztem Chrom wurde in 50 µl der lysierten Sedimente bestimmt.

Die Proben wurden in Wallac-Messplatten überführt, mit je 200 µl Szintillator überschichtet und mit TopSeal^®-A-Folie verschlossen. Durch kurzes Schütteln wurde der Szintillator mit den zu messenden Flüssigkeiten vermischt und mit dem Szinztillationszähler die Aktivität der Proben bestimmt. Mit der folgenden Formel wurde die prozentuale Lyse errechnet:

Lyse 4 A tivität_Überstand cpm 1

3 A tivität_Sediment cpm +A tivität_Überstand cpm

Zur Berücksichtigung der spontanen Lyse wurde nun nach folgender Formel die spezifische, durch die Killerzellen verursachte Lyse bestimmt:

Lyse_spezifisch Lyse_Probe Lyse_spontan

Zur besseren Vergleichbarkeit verschiedener Tests wurde die relative Lyse der Zielzellklone im Vergleich zu untransfizierten RMA-Zellen der Positivkontrolle bestimmt. Die relative Lyse entsprach dem Quotient aus spezifischer Lyse des betrachteten Messwerts und maximaler Lyse von RMA-Zellen beim größten Killer-Zielzell-Verhältnis von 20:1. Der Anteil lysierter Zellen konnte nun unabhängig von der Qualität der Killerzellen mit anderen Tests verglichen werden. Die Berechnung und Auswertung sowie die graphische Darstellung erfolgten mit Microsoft Excel 2010.

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3 Ergebnisse

Die Cathepsin-B-Expression von RMA-Zellen wurde durch Expression der CBG- und MCBG-Fusionsproteine verändert. In Zytotoxizitätstests wurde untersucht, ob diese Veränderungen Einfluss auf die Lyse der Zellen durch zytotoxische T-Lymphozyten hatten.

Bei allen Messungen wurden zur Erfassung nicht Cathepsin-B-spezifischer Effekte der Transfektion immer zwei RMA-Klone verwendet, die durch Transfektion mit dem CAG-PEGFP-1-Vektor eGFP exprimierten, in ihrer Cathepsin-B-Expression aber nicht verändert waren. Diese wurden als Klon LV-2 und Klon LV-5 bezeichnet. Beide Klone waren bereits vorhanden.

Zur Übersicht wurden in den folgenden Abbildungen untransfizierte RMA-Zellen in violett, LV-Klone in grau, CBG-Klone in rot und MCBG-Klone in blau dargestellt.