Ein Impfstoff soll die aktive Produktion von schützenden Antikörpern bewirken und hat in erster Linie die Aufgabe, im vakzinierten Organismus den Ausbruch der spezi-fischen Krankheit oder Krankheiten zu verhindern oder die Symptome zu mildern.
Bei der Neuentwicklung eines Impfstoffes muss zunächst die Wirksamkeit im Ziel-tier durch Vakzinierung und Challenge belegt werden.
Bevor eine Impfstoffproduktionscharge im Feld eingesetzt werden kann, muss sie nach der EUROPEAN PHARMACOPOEIA (1997) auf ihre Identität und Reinheit getestet werden. Letzterer Aspekt beinhaltet Prüfungen auf Unschädlichkeit, auf Rest-Toxizität und auf Sterilität. Außerdem ist ein Nachweis der Wirksamkeit erfor-derlich.
Die Vorschriften sollen nach KREEFTENBERG (1999) ein Produkt gewährleisten, das in der Zielpopulation klinisch effektiv und sicher ist.
Im Rahmen der Wirksamkeitsprüfung von Impfstoffchargen mit C. septicum-Kom-ponenten müssen Kaninchen immunisiert und geblutet werden. Kaninchen haben sich als geeignetes Modell für die Immunreaktion gegen Clostridienantigene in Scha-fen erwiesen (FRERICHS und GRAY 1975).
Enthält eine Vakzine mehrere Komponenten, so muss gegen alle Antigene ein für den Immunschutz ausreichender Antikörpertiter ausgebildet und nachgewiesen wer-den.
In den Seren der immunisierten Kaninchen kann der Impferfolg, gemessen am vor-liegenden Titer spezifischer Antikörper gegen das Toxin, quantifiziert werden. Das geschieht derzeit nach DAB (1992) mittels eines Mäuseneutralisationstests. Der Test muss für jede Komponente des Impfstoffes gesondert durchgeführt werden. Für die Titration der C. septicum-Komponente einer einzigen Impfstoffcharge sind bis zu 100 Mäuse nötig.
Der Impfstoff gilt bezüglich der C. septicum–Komponente als wirksam, wenn der Antikörpertiter des Serums mehr als 2,5 IU/ml in Bezug auf das internationale Stan-dardserum aufweist.
Für die Qualität eines Impfstoffes sind die Menge und die Immunogenität der Anti-gene, die Auswahl des Adjuvans (BOSE et al. 1993, BARNETT et al. 1996) und der pH der Vakzine (HEPPLE 1967, KENNEDY 1976) von Bedeutung. Die Wirksam-keit der Vakzine hängt darüberhinaus vom Ort der Impfstoffapplikation (GUPTA 1980, BÖHNEL 1986, MORGAN et al. 1987, BARNETT et al. 1996, LINDBERG und PILLAI 1996), von den zeitlichen Abständen zwischen den Applikationen (CLAUS und KOLBE 1979) und der zu vakzinierenden Spezies (PRANTER et al.
1971, CARDELLA und KOLBE 1976) ab.
Nicht zuletzt spielt auch der Umgang mit dem Material bei Transport und Applika-tion eine Rolle bei der Effektivität einer Impfung (ZAFFRAN 1995, KREEFTEN-BERG 1999).
Für eine Qualitätskontrolle von Impfstoffen im Tierversuch sind eine Reihe wichti-ger Aspekte im Auge zu behalten.
Faktoren wie ein unterschiedlicher individueller Immunstatus der Versuchstiere und eine Varianz in der belastenden Dosis müssen ausgeschlossen werden.
Die Ausprägung von C. septicum-Infektionen unterscheidet sich in verschiedenen Tierarten erheblich. HENDERSON (1935) beobachtete in Kaninchen, die an experi-mentell induzierter C. septicum-Infektion verendeten, keine Anzeichen eines fulmi-nanten Gasgangräns und keine hämorrhagischen Ödeme, beides typische Bilder für C. septicum-Infektionen in Meerschweinchen.
Das Ausmaß der Immunreaktion, gemessen am Antikörpertiter nach Agglutinisa-ti-onstest, unterscheidet sich von Tierart zu Tierart. Bei Kaninchen wies HENDERSON (1935) sogar Abweichungen von Rasse zu Rasse nach. FESTING forderte 1999 die
Verwendung von genetisch definierten Hybridmäusen in Laboruntersuchungen, um individuelle Abweichungen zu minimieren.
Auf Grund der zahlreichen Faktoren, die die Immunantwort beeinflussen, ist es bis-lang nicht möglich, die Immunogenität einer Vakzine ohne Tierversuch vorauszusa-gen (KNIGHT et al. 1990).
2.6.1 Ersatzmethoden für Tierversuche
In Anbetracht der oben beschriebenen Verschiedenheit der Immunreaktionen einzel-ner Tierarten wäre es sinnvoll, die notwendige Überprüfung der Immunogenität von C. septicum-Vakzinen statt in Kaninchen direkt im Zieltier vorzunehmen.
Die Immunseren könnten von den vakzinierten Zieltieren in größerem Umfang ge-wonnen werden, ohne das Tier stark zu belasten, denn in der Regel werden Clostri-dienvakzinen für größere Nutztiere konzipiert, insbesondere Rinder und kleine Wie-derkäuer.
Die Messung des Antikörpertiters in den Seren erfolgt, wie bislang vorgeschrieben, im Mäuseneutralisationstest.
Aus ethischen und tierschützerischen Gründen wäre es wünschenswert, Ersatzme-thoden für die in großer Anzahl durchgeführten Routinetests zu entwickeln.
Die Korrelation zwischen dem gemessenen Antikörpertiter und der protektiven Wir-kung im Zieltier muss ermittelt werden. In einer solchen Titration wird ein Schwel-lenwert für den Antikörpertiter ermittelt, der Immunschutz bedeutet. Die Tests müs-sen nicht für jede Impfstoffcharge einzeln durchgeführt werden.
Aus dem Bestreben heraus, Tierversuche in den Qualitätskontrollen von human- und veterinärmedizinischen Arzneimitteln zu reduzieren, wurde Mitte der achtziger Jahre eine europäische Konvention zum Schutz von Wirbeltieren, die für experimentelle und andere wissenschaftliche Zwecke verwendet werden, herausgegeben. Die Kon-vention war bis 1999 von 15 Ländern und der Europäischen Kommission selbst un-terzeichnet worden (ARTIGES 1999). Erklärtes Ziel der Konvention ist unter ande-rem eine Forcierung der Anwendung des Konzeptes der „drei R“, welches 1959 erstmalig von RUSSEL und BURCH vorgestellt worden war. Die drei R stehen für Replacement (Ersatz), Reduction (Reduzierung) und Refinement (Verfeinerung) von Tierversuchen. CUSSLER (1999) wies darauf hin, dass auf der Basis neuer For-schungsergebnisse und der Einführung von GMP (Good Manufacturing Practice) (WHO 1992) eine erneute Betrachtung der vorhandenen Vorschriften notwendig sei, denn manche könnten sich als überflüssig erweisen. Er fügte den drei R ein weiteres, viertes R für Reassessment (Neubewertung) hinzu.
Eine sehr einfache Methode, Tierversuche zu reduzieren, ist eine Harmonisierung von Regulationen und Gesetzen zur Qualitätskontrolle von Impfpräparaten auf inter-nationaler Ebene (HAASE 1996). Produkte, die grenzüberschreitend eingesetzt wer-den sollen, müssten dann nicht mehrfach nach wer-den Vorschriften des jeweiligen Lan-des geprüft werden.
Wenn vertiefte Kenntnisse über die molekulare Struktur von Antigenen vorliegen, könnten Veränderungen der Struktur, die nachweislich die Qualität einer Vakzine
beeinflussen, mittels biochemischer Methoden nachgewiesen werden (LEMERCI-NIER et al. 1999, VOLKIN et al. 1996).
Sind experimentelle Ersatzmethoden gefunden, so ist ein besonderes Augenmerk auf eine korrekt durchgeführte Standardisierung und Validierung zu richten (LUCKEN 1999).
Standardisierte Ersatzmethoden können den ursprünglichen Tierversuchen überlegen sein. Zellkultursysteme sind, einmal etabliert, nicht selten empfindlicher und einfa-cher und schneller durchzuführen als ihre Pendants unter Einsatz von Tieren. Zudem ist die Tierhaltung teuer.
Von daher können Alternativmethoden in der Qualitätskontrolle von Impfstoffen auch in sich entwickelnden Ländern von großem Wert sein und eingesetzt werden (HONG und HENDRIKS 1999, MILSTIEN und DELLEPIANE 1999).
2.6.2 Nachweis von humoralen Antikörpern gegen Antigene von C. septicum Die Toxintitrationen (LD50) in Mäusen ist systemimmanent einer Fehlerquote von 50-100 % (BERNHEIMER 1944) unterworfen und nicht zuverlässig reproduzierbar (OAKLEY 1970).
GLENNY et al. stellten 1931 für C. septicum eine Methode vor, Toxin-Antitoxin-Titrationen in Mäusen durch Hauttests mit Meerschweinchen zu ersetzen. In einem einzigen Tier können mehrere Titrationen vorgenommen werden. Die Methode be-währte sich in den Untersuchungen von KNIGHT et al. (1990). Ihr Einsatz gestattete eine Reduzierung der Anzahl der benötigten Tiere und ihrer individuellen Belastung.
Außer in Tierversuchen können Antikörper auf Grund ihrer physikalischen Bin-dungskapazität nachgewiesen werden, insbesondere seien hier die verschiedenen Formen des ELISA erwähnt, die WOOD (1991) und WINSNES et al. (1999) erfolg-reich zum Nachweis von verschiedenen Antikörpern gegen Clostridienantigene, un-ter anderem von C. septicum, verwendeten.
Viele Veröffentlichungen, insbesondere älteren Datums determinieren die Aktivität der Kulturüberstände von C. septicum und der Antitoxine auf Basis von Hämolyse-tests. Letztere sind nach BERNHEIMER (1944) mit einer vernachlässigbaren Feh-lerquote behaftet.
Eine weitere Möglichkeit der Toxizitätsmessung und der Antitoxintitration bietet der Einsatz von Zellkulturen, sofern das untersuchte Antigen eine meßbare Einwirkung auf die Zellen hat. Zahlreiche Kulturlinien mit verschiedenen Eigenschaften stehen zur Verfügung und können ohne erheblichen Aufwand in Laboratorien gezüchtet werden. Verschiedenste toxische Agenzien wurden bereits in Tests mit Säugerzell-kulturen titriert und die Resultate mit entsprechend in Tierversuchen ermittelten Er-gebnissen verglichen. MIYAMURA et al. (1974 a, 1974 b) fanden eine gute Korre-lation zwischen einem Kaninchenhauttest und einem Zellkulturtest mit Zellen der VERO-Linie für die Titration von Diphterie-Toxin. ANDERSSON et al. (1997) ver-wendeten Wildschweinspermatozoen und Katzenfötenlungenzellkulturen zum Nachweis von Bakterien- und Pilztoxinen.
Für die Qualitätskontrolle von Toxoidvakzinen gegen Kulturüberstände von C. septicum kann die antikörpervermittelte Inaktivierung der zytotoxischen und hä-molytischen Kompetenz des toxischen Kulturüberstandes oder des reinen α-Toxins zu Nachweis und Quantifizierung der Antikörper genutzt werden. Das α-Toxin
wurde bereits als das zentrale toxische und letale Prinzip und die anti-α-Toxine als Indikatoren des Immunschutzes herausgestellt (PRANTER et al. 1971).
KNIGHT et al. (1986, 1990) verwendeten VERO-Zellkulturen zur Titration von An-tikörpern gegen C. septicum α-Toxin und fanden Abweichungen von maximal +8 % bis –22 % zwischen in vivo und in vitro-Experimenten. Sie betonten auch die im Vergleich zu den Mäusetests wesentlich höhere Sensitivität der Zellkulturen gegen das α-Toxin.
3 EIGENE UNTERSUCHUNGEN
Ziel der vorliegenden Arbeit war es, die Eigenschaften des α-Toxins von C. septicum zu untersuchen. Folgende Untersuchungen wurden durchgeführt:
• Zwei Stämme C. septicum wurden ausgewählt und die Bedingungen zur Produk-tion des α-Toxins optimiert.
• Die zytotoxische Aktivität der Überstände der Bakteriensuspensionen wurde in einem optimierten Testverfahren mit sensitiven Säugerzellkulturen nachgewiesen.
• Die toxischen Eigenschaften von Kulturüberstand und gereinigtem α-Toxin unter verschiedenen Einflüssen wurde untersucht und optimale Bedingungen für Lage-rung und Bearbeitung toxinhaltigen Materials herausgearbeitet.
• Das α-Toxin des Referenzstammes wurde durch Ionenaustauschchromatografie in einem Niedrigdrucksystem gereinigt.
• Zum Nachweis von spezifischen Antikörpern gegen Toxin von C. septicum wurde ein Toxinnneutralisationstestsystem entwickelt und optimiert, ebenfalls auf Basis von Zellkulturen.
3.1 Charakteristik der Toxinproduktionsstämme