Aufklärung der Proteinstruktur der rekombinanten Maltosyltransferase (MmtA) aus T. maritima

(Roujei-nikova et al., 2001)

Auch für dieses Enzym gilt die Feststellung, daß nur Ergebnisse, die im Rahmen dieser Arbeit bzw. in Kooperation mit der Arbeitsgruppe von Prof. Dr. Rice neu gewonnen wurden, hier ausführlicher dargestellt werden. Für darüber hinausgehende Details sei auf die angegebene aktuelle Literatur verwiesen. Ältere Ergebnisse (Meissner, 1997; Meissner und Liebl, 1998) werden nur dort erwähnt, wo sie zum besseren Verständnis beitragen.

3.4.1 Reinigung und Kristallisation des rekombinanten Proteins (Burke et al., 2000)

Nach der biochemischen Charakterisierung der ungewöhnlichen Eigenschaften der Maltodextrin Glycosyltransferase (MTase; Meissner, 1997) und ersten Kristallisa-tionsexperimenten, sollte nun die räumliche Struktur des Enzyms aufgeklärt werden, um einerseits die molekulare Basis der einzigartigen Transferspezifität aufzudecken und um andererseits die Voraussetzung für eine vergleichende Analyse mit anderen Glycosyltransferasen, insbesondere mit der GTase, zu schaffen. Die Experimente zur Röntgenstrukturanalyse wurden in Kooperation mit der Arbeitsgruppe von Prof. Dr.

D.W. Rice (Sheffield, UK) durchgeführt.

Die heterolog in E. coli JM83 überproduzierte MTase aus T. maritima wurde nach einem Reinigungsschema von Meissner (1997) isoliert (Abb. 28).

Es konnten so aus 4 l Kulturvolumen 27 mg hochreines Protein gewonnen werden.

Mit dieser Proteincharge wurden anschließend mittels der „hanging drop“-Technik innerhalb von 2-3 Tagen stäbchenförmige Kristalle mit den Maßen 0,25 x 0,25 x 1,5 mm erhalten (Burke et al., 2000). Hierzu wurde ein 3 µl-Aliquot der Proteinlösung (18 mg/ml) mit dem gleichen Volumen einer Reservoirlösung gemischt, die aus 0,35-0,40 M NH4H2PO4, pH 4,7-4,8 (mittels (NH4)2HPO4) bestand. Die Beugungsmuster wurden letztlich von tiefgekühlten Kristallen bis zu einer Auflösung von 2,4 Å er-halten.

1 2 3 4 5 6

Abb. 28: SDS-PAGE der Reinigungsschritte einer dreistufigen Maltosyltransferase-Präparation

Spur 1: Molekularmassenstandard Spur 4: SOURCE 15 Q-Pool

Spur 2: E. coli JM83-pTAA3-Rohextrakt Spur 5: Phenyl Sepharose HP-Pool Spur 3: Rohextrakt hitzedenaturiert, 15 min/75°C Spur 6: Molekularmassenstandard

3.4.2 Gelfiltrationsstudie

Zur Lösung der räumlichen Struktur eines Proteins ist die Kenntnis des Oligo-merisierungsgrades hilfreich. Um diesen in Erfahrung zu bringen, kann man die Nativ-Molekularmasse des jeweiligen Enzyms durch analytische Gelfiltration be-stimmen. Frühere Messungen mit hitzegefälltem Rohextrakt wiesen darauf hin, daß die native MTase als ein Komplex mit mehr als 450 kDa existiert (Meissner, 1997).

Da die Oligomerisierung eines Enzyms aber oftmals von der Reinheit der ver-wendeten Probe und vom Salzgehalt des verver-wendeten Puffersystems abhängig ist, wurde erneut eine Gelfiltration, diesmal mit 0,3 mg hochreiner MTase, durchgeführt.

Die Analyse mittels der Superdex 200 HiLoad 16/60 Säule ergab sowohl mit 50 mM Tris-Cl pH 7 (neutral), 150 mM NaCl als auch mit McIlvaine-Puffer pH 4,8 (sauer) eine dimere Quartärstruktur des nativen Enzyms (bestimmte Molekularmasse: 130-140 kDa). Diese Ergebnisse wurden kürzlich von der Sheffielder-Arbeitsgruppe be-stätigt (Liebl, persönl. Mitteilung).

M

x 10

116 97 66

45

29

3.4.3 Maltosebindung und Lokalisierung der putativen aktiven Aminosäuren Frühere vergleichende Sequenzstudien der MTase mit anderen Vertretern der α-Amylase-Familie ergaben, daß die Reste Asp 385, Glu 414 und Asp 468 konserviert vorliegen und vermutlich die katalytisch aktiven Seitenketten der MTase darstellen. Mittels Strukturanalyse konnten diese Reste am C-terminalen Ende der (β/α)8-„barrel“-Supersekundärstruktur („TIM-barrel“) lokalisiert werden. Auf der elek-trostatischen Potential-Oberfläche der MTase ist die Tasche mit dem aktiven Zen-trum als eine negativ geladene Region zu erkennen (Abb. 29), welche in einer tiefen Spalte am C-terminalen Ende des „barrels“ liegt.

Abb. 29: GRASP-Darstellung (Nicholls et al., 1991) der elektrostatischen Ladungsverteilung auf der molekularen MTase-Oberfläche. Eingezeichnet ist das, in der negativ geladenen Tasche des aktiven Zentrums gebundene, Maltose-Molekül und der nicht-reduzierende End-Glycosylrest des zweiten Maltose-Moleküls, welches in einer benachbarten Tasche gebunden wird (Roujeinikova et al., 2001).

Da Maltose nicht als Substrat durch die MTase umgesetzt wird, konnte es zur Kokristallisation verwendet werden. Die Kristalle, die erhalten wurden, konnten bis zu

einer Genauigkeit von 2,1 Å strukturell aufgelöst werden. Je Untereinheit wurden zwei Maltose-Bindestellen identifiziert (Abb. 29). Die erste Maltose-Bindestelle ist im Bereich des aktiven Zentrums lokalisiert und stellt die gemeinsame Substrat/

Substratanaloga-Bindestelle für komplexierte α-Amylasen und verwandte Enzyme dar. Die zwei Pyranosen der Maltose besetzen dabei die „subsites“ -2 und -1 („subsites“ = „Unterbindungsregionen“ für Monosaccharidyl-Einheiten des oligo- oder polymeren Substratmoleküls; Nomenklatur: siehe Davies et al., 1997). Es wird postuliert, daß die Transferreaktion der MTase über ein kovalentes Maltosyl-Enzym-Intermediat verläuft, bei der die vom Substrat abgespaltene Maltosyl-Einheit in diesen „subsites“ festgelegt wird.

Die zweite Maltose-Bindestelle befindet sich in einer Tasche auf der Enzymober-fläche, die in einer Entfernung von 10 Å zum aktiven Zentrum liegt. Diese Nähe legt eine regulatorische Funktion nahe oder aber deutet auf die Möglichkeit der Bindung verzweigter Substrate hin.

3.4.4 MTase als Dimer

Gelfiltrationsstudien zeigten, daß die MTase sowohl in neutraler als auch in saurer Lösung als Dimer vorliegt (siehe 3.4.2). Die Analyse der Kristallstruktur und die Anordnung der MTase-Moleküle im Kristall stützen diese Aussage. Abb. 30 zeigt die Anordnung der Monomere der nativen MTase. Die Untereinheiten werden durch mehrere hydrophobe Kontakte miteinander verbunden, bei denen die beteiligten Reste aus 3 (N, A, B) der 4 MTase Domänen stammen. Insbesondere die Seiten-ketten von Ile19, Val110, Leu111 und Phe113 des einen Monomers ergeben zusammen mit den Seitenketten Leu148, Phe149, Val226, Leu229, Leu289, Val293 und Ile299 des anderen Monomers ein hydrophobes Cluster an der dimeren Nahtstelle. Zusätzliche Analysen ergaben, daß die Schleife β5/α6 mit Lys151 des einen Monomers durch Kontakte zur Schleife β4/α5 des anderen Monomers stabilisiert wird. Lys151 wird anhand der Strukturanalyse als entscheidend für die Erkennung des nicht-reduzierenden Substratendes betrachtet und ist möglicherweise für den exo-agierenden Enzymmechanismus der MTase mitverantwortlich. Die Seitenkette des Lys151 bildet eine sterische Barriere an der Stelle, wo sich die

„subsite“ -3 in anderen homologen Enzymen befindet und verhindert vermutlich deshalb die Abspaltung längerer Zuckereinheiten vom Substrat.

Abb. 30: Kristallstruktur des MTase-Dimers

Die beiden monomeren Untereinheiten sind in blau und in grün dargestellt. Das aktive Zentrum ist durch das violette Maltosemolekül gekennzeichnet und der Glycosylrest der zweiten Maltose ist ebenfalls violett wiedergegeben. Phosphat-Ionen sind in gelb gehalten.

Zwei symmetrische hydrophobe Cluster sind an der dimeren Nahtstelle (siehe Text) dargestellt, wobei die beteiligten Aminosäuren detailliert herausgearbeitet wurden. Die Aminosäure Lys151 ist in weiß gehalten. In der unteren Abbildung ist die Stereoansicht eines

hydrophoben Clusters bestehend aus 11 Resten und ein aktives Zentrum detailliert gezeigt (Liebl, persönl. Mitteilung).

3.4.5 Molekulare Basis der Transferaktivität

Bei den Resten, die an der Bildung der „subsite“ -1 der Maltosebindestelle beteiligt sind, sind fünf (Tyr158, Arg383 und die katalytisch wirkenden Asp385, Glu414 und Asp468) hochkonserviert in der α-Amylase-Familie. Die ebenso konservierte drei-dimensionale Anordnung (Abb. 31) dieser an der Katalyse beteiligten Aminosäuren legt nahe, daß die katalytischen Eigenschaften der MTase denen anderer Vertreter der α-Amylase-Familie ähnelt. Es wird postuliert, daß Glu414 als eine katalytische Säure/Base und Asp385 als Nukleophil fungiert. Der dritte katalytische Rest Asp468 interagiert über Wasserstoffbrückenbindungen mit den O2- und O3-Hydroxyl-Grup-pen der -1 Glucoseeinheit. Daher bietet sich funktionell eine Rolle bei der Substrat-erkennung an.

Abb. 31: Stereoansicht der Überlagerung konservierter Reste des aktiven Zentrums der TAKA-Amylase A (grün), Bacillus circulans CGTase (orange) und B. cereus Oligo-1,6-Glucosidase (rot), sowie der entsprechenden Reste der MTase (blau). Das MTase Maltose-Molekül ist mit grauen Linien in den „subsites“ -2 (unten) und -1 (oben) eingezeichnet.

Der MTase fehlen zwei Histidine, die bei anderen Vertretern der Familie 13 hoch-konserviert sind, dort beide Seiten der „subsite“ -1 (entsprechend His122/ His296 in der TAKA-Amylase; Thr206/Pro467 in der MTase) flankieren und zumindest bei der Barley-Amylase (Sögaard et al., 1993) den katalytischen Übergangszustand stabili-sieren. Außerdem belegen Wasserstoffbrücken die Beteiligung an der Substrat-bindung. Legt man einen gemeinsamen katalytischen Mechanismus zugrunde, so scheint die Anwesenheit von Thr206 und Pro467 an den entsprechenden Positionen in der MTase eine mögliche Erklärung für die spezifische Transglycosylierungs-Aktivität des Enzyms zu liefern.

3.4.6 Einfluß potentieller metabolischer Regulatoren auf die Aktivität

Da in der Kristallstruktur (Abb. 30) Phosphationen identifiziert werden konnten, wurde der Einfluß potentieller phosphathaltiger Regulatoren auf die MTase-Aktivität überprüft (Abb. 32). Dabei hatten aber weder die bereits von Meissner (1997) getesteten Substanzen wie Glucose-1-Phosphat, Glucose-6-Phosphat, Fructose-6-Phosphat und Fructose-1,6-Bisphosphat noch ATP, ADP, cAMP, NADP und Acetyl-Phosphat oder die phosphatfreien Pyruvat und L-Glucose signifikanten Einfluß auf die Reaktionsstärke der MTase. Phosphoenolpyruvat interferierte mit dem Standard-I2/KI-Test und konnte (im Gegensatz zu Meissner, 1997) deshalb nicht bestimmt werden. Einzig Glucose-1,6-Diphosphat (10 mM) reduzierte die Aktivität auf 55-65%

(Abb. 32 und 33) signifikant. Um Interferenzen des Testes mit unerwarteten Spalt-produkten auszuschließen, wurde eine Dünnschichtchromatographie mit Glucose-1,6-Diphosphat durchgeführt. Es konnte keine „Kontamination“ durch Glucose detektiert werden, die ansonsten die Inhibition der MTase erklären würde.

Abb. 32: Beeinflussung der enzymatischen Aktivität der MTase durch verschiedene (phosphathaltige) Substanzen

0,00 20,00 40,00 60,00 80,00 100,00 120,00

ohne ATP ADP cAMP NADP

Glu-6-P Fru-6-P Pyruvat PEP

Glu-1,6-PPFru-1,6-PPAcetyl-P L-Glucose

Relative Aktivität [%]

Abb. 33: Abhängigkeit der enzymatischen Aktivität der MTase von der Glucose-1,6-Diphosphat-Konzentration

3.5 Gezielte ortsspezifische Mutagenese von mmtA und