Aus dem Anatomischen Institut der Tierärztlichen Hochschule Hannover
und
dem Zentrum Anatomie
der Medizinischen Hochschule Hannover
Immunhistochemisch-morphometrische und ultrastrukturelle Charakterisierung tiefer
und oberflächlicher Lymphkollektoren der Beckengliedmaße des Pferdes
INAUGURAL–DISSERTATION zur Erlangung des Grades eines DOCTORS DER VETERINÄRMEDIZIN
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Malte Matthias Harland
aus Hamburg
Hannover 2003
Wissenschaftliche Betreuung:
Univ.-Prof. Dr. W. Meyer
Anatomisches Institut
Bereich Histologie und Embryologie Tierärztliche Hochschule Hannover
Univ.-Prof. Dr. D. Berens von Rautenfeld
Zentrum Anatomie
Abteilung für funktionelle und angewandte Anatomie Medizinische Hochschule Hannover
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. W. Meyer
Univ.-Prof. Dr. D. Berens von Rautenfeld
2. Gutachter: PD Dr. B. Ohnesorge
Tag der mündlichen Prüfung: 17.11.2003
Meinen Eltern
Inhaltsverzeichnis
1 Einleitung und Fragestellung... 9
2 Literaturübersicht ... 11
2.1 Einführung in das Lymphgefäßsystem ... 11
2.1.1 Nomenklatur und Gliederung des Lymphgefäßsystems ... 11
2.1.1.1 Lymphkapillaren ... 12
2.1.1.2 Präkollektoren ... 13
2.1.1.3 Kollektoren... 14
2.1.1.4 Lymphsammelgänge ... 18
2.1.2 Lymphabflußwege aus der Beckengliedmaße des Pferdes... 19
2.2 Faszien an der Beckengliedmaße ... 22
2.3 Die Haut ... 23
2.4 Anatomie und Physiologie der glatten Muskelzelle ... 24
2.5 Der besondere kontraktile Mechanismus der glatten Muskelzelle ... 30
2.6 Mechanismen des Lymphtransports ... 31
2.7 Innervation der Kollektoren ... 35
2.8 Schrittmacherzellen ... 36
2.9 Elastische Fasern ... 37
3 Material und Methoden... 39
3.1 Material ... 39
3.2 Methoden ... 40
3.2.1 Vorversuche... 40
3.2.1.1 Makroskopische Darstellung der Kollektoren... 40
3.2.1.2 Theoretische Vorbemerkung zu den verwendeten Antikörpern 40 3.2.1.3 Mikroskopische Darstellung der Kollektoren ... 41
3.2.2 Probennahme ... 42
3.2.3 Probenaufarbeitung ... 45
3.2.4 Immunhistochemie ... 46
3.2.5 Auswertung ... 47
3.2.5.1 Auswertung der immunhistochemisch gefärbten Proben ... 47
3.2.6 Substanzen und Lösungen ... 51
4 Ergebnisse ... 56
4.1 Topographie der medialen tiefen Gefäßstraße an Unter- und Oberschenkel, die oberflächliche Faszie ... 56
4.2 Kurze und lange oberflächliche Kollektoren, Perforansgefäße, Kollateralen ... 57
4.3 Die Elastinschicht der tiefen Dermis, dermale Kollektoren ... 60
4.4 Morphometrie, Morphologie und Histologie der Kollektoren... 61
4.4.1 Zellen und Strukturen der Kollektorenwand ... 64
4.4.1.1 Glatte Muskelzellen und Anti-ASM-1 positive Zellen des Stratum subendotheliale ... 64
4.4.1.2 Elastische Fasern ... 73
4.4.1.3 Anti-ASM-1 und Anti-Elastin negative Wandbestandteile von Kollektoren... 75
4.4.1.4 Endothelzellen, Zellen des Stratum subendotheliale ... 76
4.4.1.5 Vasa vasorum... 80
4.4.1.6 Verhältnis Lumen zu Wand ... 84
4.4.2 Zellen und Strukturen, Vergleich tiefe und oberflächliche- hypodermale Kollektoren ... 84
4.4.2.1 Glatte Muskelzellen und Anti-ASM-1 positive Zellen des Stratum subendotheliale ... 85
4.4.2.2 Elastische Fasern ... 85
4.4.2.3 Anti-ASM-1 und Anti-Elastin negative Wandbestandteile... 87
4.4.2.4 Endothelzellen ... 87
4.4.2.5 Vasa vasorum... 87
4.4.2.6 Verhältnis Lumen zu Wand ... 89
4.4.3 Schichten der Wand ... 89
4.4.3.1 Tunica interna ... 89
4.4.3.2 Tunica media ... 94
4.4.3.3 Interna-Media-Dicke ... 96
4.4.3.4 Tunica adventitia ... 97
4.4.3.5 Interna-Media-Adventitia-Dicke ... 98
4.4.3.6 Lumendurchmesser... 99
5 Diskussion ... 101
5.1 Diskussion der Methoden... 101
5.1.1 Lymphgefäßfüllung, Lymphgefäßpräparation und Lymph- gefäßidentifikation ... 101
5.1.2 Fixation und Einbettung, Einfluß auf den Kollektorlumen- Durchmesser... 102
5.1.3 Die Antikörper ... 103
5.2 Diskussion der Ergebnisse ... 104
5.2.1 Nomenklatur zur Topographie von Kollektoren ... 104
5.2.2 Tiefe Kollektoren ... 107
5.2.3 Oberflächliche-hypodermale Kollektoren ... 108
5.2.4 Kurze und lange oberflächliche-hypodermale Kollektoren, Kollateralen sowie deren mögliche Bedeutung ... 110
5.2.5 Glatte Muskelzellen, Anti-ASM-1 positive Zellen des Stratum subendotheliale, Schrittmacherzellen ... 111
5.2.6 Tunica interna ... 113
5.2.6.1 Endothel... 113
5.2.6.2 Stratum subendotheliale ... 113
5.2.6.3 Kollektoren als Leit- und Resorptionsgefäße ... 114
5.2.7 Vasa vasorum... 115
5.2.8 Subendotheliale Kissen... 117
5.2.9 Veränderungen der Kollektoren im Senium ... 119
5.2.10 Die Elastinschicht der tiefen Dermis... 120
5.2.11 Kollektorklappen ... 120
5.2.12 Lymphtransport... 121
5.3 Klinische Betrachtungen... 125
5.3.1 Die Faszienscheide ... 125
5.3.2 Trainingsinduzierte Veränderungen der Kollektorenwand und Kollektorenmotilität ... 126
5.3.3 Die Komplexe Physikalische Entstauungstherapie ... 128
6 Zusammenfassung ... 130
7 Summary ... 133
8 Literaturverzeichnis ... 136
9 Verzeichnis der verwendeten Abkürzungen ... 176
1 Einleitung und Fragestellung
Über die Bedeutung der Lymphgefäße bei Erkrankungen des Pferdes ist auffallend wenig bekannt, während den Lymphknoten traditionell bei der Fleischuntersuchung, aber auch aus klinischer Sicht eine größere Bedeutung in der Tiermedizin zukommt. Beim Pferd anatomisch bekannt ist der Verlauf nahezu aller topographisch konstant vorkommenden größeren Lymphgefäße und ihre Zuordnung zu den jeweiligen regionalen Lymphknoten [BAUM, 1928].
Nach Einführung der Manuellen Lymphdrainage (ML, Teilgebiet der Komplexen Physikalischen Entstauungstherapie, KPE) beim Pferd [RÖTTING, 1999] bestand der Bedarf nach einer ganzheitlichen anatomischen und klinischen Betrachtung des lymphvaskulären und lymphnodulären Systems in Analogie des entsprechenden lymphologischen Kenntnisstandes in der Humanmedizin. Zu diesem Zweck und in Würdigung der exzellenten Monographie über das Lymphsystem des Pferdes von BAUM (1928) hat sich die als HERMANN-BAUM- SEMINAR (HBS) bezeichnete Hannoveraner Arbeitsgruppe formiert. Dieser Arbeitsgruppe ist das vorliegende Dissertationsprojekt zugehörig.
Von klinischem Interesse sind die Kollektoren der Beckengliedmaße und hier insbesondere die Kollektoren des Fußes, da sie am weitesten entfernt von der Einmündung des Lymphdrainageweges in das präkardiale Venensystem (anatomisch als „Venenwinkel“ und physiotherapeutisch als „Terminus“ bekannt) positioniert sind. Darin liegt die Grundvoraussetzung für das häufige Auftreten lymphvaskulärer Erkrankungen an der Beckengliedmaße. Deshalb werden durch das Hannoveraner HBS zur Zeit mehrere besonders wichtige offene lymphvaskuläre Fragestellungen an der Beckengliedmaße des Pferde als Dissertationsprojekte bearbeitet: Die Charakterisierung der Angioarchitektur dermaler initialer Lymphgefäße durch HAHNEFELD (in Vorbereitung), Untersuchungen zur Definition und Zuordnung oberflächlicher und tiefer Kollektoren durch ROTHE (in Vorbereitung) und zur Charakterisierung lymphvaskulärer Veränderungen bei der Elephantiasis des Pferdes durch RISSE (in Vorbereitung).
Die in dieser Arbeit vorgestellten Untersuchungen der Kollektoren der Beckengliedmaße des Pferdes befassen sich insbesondere mit der histologischen, morphologischen und morphometrischen Charakterisierung der Kollektorenwände tiefer und oberflächlicher Kollektoren sowie des primären (muralen) und sekundären (extramuralen) Antriebssystems für den Lymphfluß. Ein Schwerpunkt liegt in der Charakterisierung glatter Muskelzellen und anderer alpha-actinhaltiger Zellen, elastischer Fasern der Kollektorwand sowie der elastischen Einbettung der Kollektoren in das sie umgebende Gewebe. Dabei war zu berücksichtigen, dass dem Pferd mit seinem im Vergleich zum Menschen längeren und senkrecht stehenden Fuß an der distalen Gliedmaße keine Skelettmuskelpumpen als lymphvaskulärer Transportmechanismus zur Verfügung stehen. Ziel dieser Dissertation war es aber auch, die anderen Strukturelemente der Kollektorenwand, besonders die Verteilung kollagener Fasern und blutvaskulärer Vasa vasorum sowie die Schichten der Wand in definierten Bereichen der Beckengliedmaße immunhistochemisch und transmissions- elektronenmikroskopisch darzustellen und morphometrisch, morphologisch und histologisch zu charakterisieren. Der elastische Wandanteil der Kollektoren könnte als möglicher zusätzlicher sekundärer Hilfsmechanismus für die Lymphodynamik von besonderer Bedeutung sein.
Aus den hier vorgestellten Befunden und unter Zuhilfenahme der Ergebnisse in der Literatur soll versucht werden, die primären und sekundären Faktoren des Transportmechanismus der Lymphe in den Kollektoren der Beckengliedmaße des Pferdes zu klären.
2 Literaturübersicht
2.1 Einführung in das Lymphgefäßsystem
Das Lymphsystem wird von den lymphatischen Organen und dem Lymphgefäß- system gebildet. Letzteres leitet die Lymphe in das Venensystem ab. Das Lymph- gefäßsystem stellt ein dem Venensystem parallel laufendes Drainagesystem dar und ist dadurch charakterisiert, dass:
1. es in der Peripherie mit initialen Lymphgefäßen beginnt.
2. der Verlauf der Kollektoren durch eingeschaltete Lymphknoten unterbrochen ist.
3. die Lymphsammelgefäße in das präkardiale Venensystem münden.
Der Hauptunterschied zwischen Blut- und Lymphgefäßsystem besteht darin, dass letzteres keinen geschlossenen Kreislauf bildet und dass für die Lymphdrainage keine dem Herzen analoge Pumpe zur Verfügung steht. Aus diesem Grund kom- men beim Lymphtransport verschiedene primäre und sekundäre Fördermecha- nismen zur Anwendung. Da das Lymphgefäßsystem nur einen Halbkreis bildet, kann man nicht von Lymphzirkulation, sondern nur von Lymphtransport sprechen.
2.1.1 Nomenklatur und Gliederung des Lymphgefäßsystems
In der human- und veterinärmedizinischen Nomenklatur (NOMINA ANATOMICA VETERINARIA, 1994; NOMINA ANATOMICA HISTOLOGICA, 1994; TERMINO- LOGICA ANATOMICA, 1998) finden die in der Folge genutzten Termini „initiale Lymphgefäße“ (gemeint sind Lymphkapillaren und Präkollektoren) und „Kollekto- ren“ mit Ausnahme in der NOMINA ANATOMICA AVIUM (1993) keine Berücksich- tigung. Die in der vorliegenden Publikation genutzten Termini sind darüber hinaus für die Haussäugetiere [CASTENHOLZ et al., 1987; BERENS VON RAUTENFELD et al., 1987 A; MEYER, 1988; RÖTTING, 1999; BERENS VON RAUTENFELD et al., 2000] und für den Menschen [KUBIK, 1993; KUBIK, 1999; KUBIK, 2002] pub- liziert worden.
Gefäßnomenklatur
Anhand der histologischen Wandstruktur und des Gefäßdurchmessers können innerhalb des Lymphgefäßsystems verschiedene Abschnitte unterschieden wer- den:
1. Lymphkapillaren (Nomenklaturvorschlag: Vasa lymphatica capillaria)
2. Lymphpräkollektoren (Nomenklaturvorschlag: Vasa lymphatica precollectoria) 3. Lymphkollektoren (Nomenklaturvorschlag: Vasa lymphatica collectoria)
4. Lymphsammelgänge (Trunci lymphatici)
Lymphkapillaren und Präkollektoren werden auch als initiale Lymphgefäße (No- menklaturvorschlag: Vasa lymphatica initialia) zusammengefasst.
Funktionell sind die Lymphkapillaren Resorptionsgefäße, die Kollektoren und Lymphsammelgänge Leitgefäße. Eine Doppelfunktion üben die Präkollektoren aus. Der Lage nach sind sie Leitgefäße, zeigen jedoch über weite Strecken einen kapillären Charakter und sind deshalb auch resorptionsfähig [KUBIK, 2002]. Mit Ausnahme der Lymphkapillaren enthalten alle Gefäßabschnitte Klappen, welche die Abflussrichtung bestimmen und die Gefäße in Lymphangione unterteilen. Ein Lymphangion setzt sich aus einer Klappe und dem darauf folgenden Gefäßab- schnitt bis zur nächsten Klappe zusammen. Lymphangione variieren in Form und Größe [ARMENIO et al., 1981; GASHEV, 2002].
Perforansgefäße verbinden das tiefe und oberflächliche Kollektorensystem. Die meisten Perforansgefäße des Menschen leiten die Lymphe vom oberflächlichen ins tiefe Kollektorensystem. Es ist aber auch der umgekehrte Weg beschrieben [RÖTTING, 1999].
2.1.1.1 Lymphkapillaren
Die Lymphkapillaren bilden in der Haut und den Schleimhäuten ein feinmaschiges polygonales Netz mit blind beginnenden, fingerförmigen Ausstülpungen [CASTENHOLZ, 1984; CASTENHOLZ et al., 1989; KUBIK, 1993]. Sie bestehen aus einem Endothelschlauch und einem basalmembranähnlichen Filz suben- dothelialer Filamente [CASLEY-SMITH, 1972; BERENS VON RAUTENFELD et al., 1987 A; VOLLMERHAUS, 1996]. Der Filamentfilz kann aus Ankerfilamenten
oder Basalfilamenten bestehen [LEAK et al., 1968; LEAK, 1972; CASTENHOLZ, 1984; CASTENHOLZ et al., 1985; BERENS VON RAUTENFELD et al., 1988;
CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1989; KUBIK, 1993; LIEBICH, 1998 A]. Der Durch- messer von Lymphkapillaren kann bis zu 70 µm betragen [BERENS VON RAU- TENFELD et al., 1987 A]. Die eichenblattförmigen Endothelzellen der Lymphkapil- laren können sich je nach Dehnungszustand der Gefäßwand einfach berühren oder ein- oder mehrfach miteinander verzahnt sein. Die Stellen, an denen sich Endothelzellen dachziegelartig überlagern („open junctions“), werden Einweg- klappen („inlet valves“) genannt [KUBIK, 2002]. Diese interendothelialen Öffnun- gen werden bei einer Erhöhung des interstitiellen Druckes über die filamentöse Verankerung der initialen Lymphgefäße weit gestellt, wodurch sich die interen- dothelialen Ventile öffnen und die Gewebsflüssigkeit in das Lymphgefäßlumen einströmt [BERENS VON RAUTENFELD et al., 2002 A]. Die freien Ränder der Einwegklappen bilden die sogenannten schwingenden Zipfel.
2.1.1.2 Präkollektoren
Die Präkollektorenwand besteht aus Endothel, einem basalmembranähnlichen Filz subendothelialer Filamente und einer Schicht aus kollagenem Bindgewebe [CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1989; KUBIK, 1993]. Sie können daher auch Vasa lymphatica fibrotypica genannt werden [LAUE, 1987]. Nach SACCHI et al. [1997]
können beim Menschen in der Bindegewebsschicht glatte Muskelzellen enthalten sein. Präkollektoren haben im Durchschnitt einen Durchmesser von 100 µm [PFLEGER, 1964]. BERENS VON RAUTENFELD [1991] gibt einen maximalen Durchmesser von 150 µm an. Das initiale Lymphgefäßnetz besteht neben der oberflächlichen, feinmaschigen und englumigen Schicht (Lymphkapillaren) auch aus einer tieferen, grobmaschigen und breitlumigen, den Präkollektoren. Während nur in der Kopfhaut des Menschen beide Abschnitte bis dicht an die Basalmembran der Epidermis heranreichen, liegen sie normalerweise etagiert vor [BERENS VON RAUTENFELD et al., 1987 A]. Mit Ausnahme der Kopfhaut liegen die Lymphkapillaren in der Haut oberflächlicher als die Präkollektoren.
2.1.1.3 Kollektoren
Kollektoren haben einen Durchmesser von mindestens 100 bis maximal 600 µm [PFLEGER, 1964]. In Bezug auf die zwischengeschalteten primären Lymphknoten können Kollektoren sowohl afferente als auch efferente Lymphgefäße sein. Der Wandaufbau der Kollektoren zeigt histomorphologisch eine ähnliche Dreischich- tung analog den Verhältnissen der Venen.
Die Tunica interna besteht aus dem Endothel, einer kontinuierlichen Basalmembran und dem Stratum subendotheliale. In größeren Gefäßen findet sich gelegentlich eine inkomplette Membrana elastica interna [KUBIK, 2002].
Glatte Muskelzellen sind nicht regelmäßig in der Tunica interna ausgebildet [KAINDL et al., 1960]. Nach KUBIK [1999] und SCHACHT [2000] sind stellenweise ins Lumen eingebuchtete subendotheliale Kissen aus längs- orientierten glatten Muskelzellen charakteristisch. So zeigen kontrahierte Gefäße ein längsverlaufendes Faltenrelief.
Die Tunica media besteht als dickster Wandabschnitt beim Menschen aus 2-3 Lagen von glatten Muskelzellen [KUBIK, 1999], die von feinen kollagenen und elastischen Fasern umhüllt sind. Nach SCHACHT [2000] besteht die Media oberflächlicher Kollektoren des menschlichen Beines aus circa 15 Lagen glatter Muskelzellen. Im Klappenbereich ist der Anteil an glatten Muskelzellen in der Kollektorwand auf 2-3 Lagen vermindert oder fehlt ganz [KUBIK, 1999;
SCHACHT, 2000]. Am menschlichen Bein ist die Architektur glatter Muskelzellen der Kollektoren beschrieben [PETRENKO et al., 2000]. Das System der Kollektorwandmuskulatur bildet ein langes, polylymphangionales Band, welches in den tiefen Schichten der Lymphgefäßwand lokalisiert ist und mit Ausläufern in angrenzende Klappen ausstrahlt. Benachbarte Lymphangione sind in den meisten Fällen durch kontinuierliche Systeme glatter Muskulatur unter der Klappenbasis miteinander verbunden [CROWE et al., 1997]. Beim Pferd ist die Tunica media der oberflächlichen Kollektoren an der Zehe zunächst dünn [LAUE, 1987;
MEYER, 1988]. Glatte Muskelzellen sind nur vereinzelt zu finden. Unter vermehrter Ausbildung von glatten Muskelzellen nimmt die Dicke nach proximal kontinuierlich zu. Auf Höhe des Fesselgelenkes ist eine einlagige Muskelschicht
vorhanden. Im weiteren Verlauf können bis zu drei Lagen ausgebildet sein. Daher können Kollektoren auch Vasa lymphatica myotypica genannt werden [LAUE, 1987].
Die Tunica externa oder adventitia menschlicher Kollektoren besteht aus lockerem kollagenem Bindegewebe. Sie enthält nicht-myelinisierte Nervenfasern, Fibroblasten, Fibrozyten und stellenweise Adventitiazellen, Histiozyten und Mastzellen [BRUNNER, 1969; KUBIK, 1993; VOLLMERHAUS, 1996]. Einzelne nicht-myelinisierte Nerven sollen bis an das Endothel heranreichen [SACCHI et al., 1994; JI et al., 2000].
Eine eindeutige Trennung der Tunica interna, media und adventitia ist in der Regel jedoch nicht möglich [KUBIK, 1999].
Die Kollektorenwand besitzt ein eigenes Blutkapillarnetz [SCHÄFER, 1989;
AGLIANO et al., 1997].
Im Vergleich zwischen tiefen und oberflächlichen Kollektoren sollen oberflächliche beim Menschen einen höheren glattmuskulären Anteil aufweisen als die tiefen Kollektoren. Darüber hinaus zeigen sich periphere Kollektorenabschnitte muskelreicher als zentrale [KUBIK, 1999; SCHACHT, 2000]. Sowohl der Mensch als auch das Pferd sollen die Kollektoren des muskelarmen Typs repräsentieren [WOLF, 1920; MALL, 1933; POBERAI et al., 1962; LAUE, 1987; MEYER, 1988].
Die Innervation der Kollektorwand konzentriert sich auf den mittleren Abschnitt eines jeden Lymphangions [SCHIPP, 1967; KUBIK, 1993]. In der Adventitia enden vegetative markhaltige und marklose Nervenfasern plexusartig. Sie stellen keine direkten synaptischen Kontakte zu den glatten Muskelzellen her. Wie bei den Blutgefäßen und anderen Hohlorganen ist von einer Innervation par distance auszugehen. Zwischen den glatten Muskelzellen der Tunica media fand SCHIPP [1967] beim Menschen einen besonderen Zelltyp, den er Terminalzelle nannte.
Sie leitet den Dehnungszustand der Gefäßwand auf die Axonenendigungen weiter. Der Terminalzellrezeptor kann als Ursprung eines Reflexbogens aufgefasst werden. Ihm kommt wahrscheinlich eine pressoregulatorische Funktion bei der Autonomie der Klappensegmente zu.
Topographisch und funktionell können an den Extremitäten zwei Kollektorensysteme unterschieden werden [KUBIK, 1999]:
1. Das oberflächliche (epifasziale, subkutane, hypodermale) Kollektorensystem, Vasa lymphatica superficialia (NOMINA ANATOMICA VETERINARIA, 1994), welches die Haut einschließlich der Hypodermis (Subcutis) drainiert.
2. Das tiefe (subfasziale) Kollektorensystem, Vasa lymphatica profunda (NOMINA ANATOMICA VETERINARIA, 1994), welches Muskeln, Sehnen, Sehnenschei- den, Nerven, Faszien, Gelenke und die Knochenhaut drainiert.
Darüber hinaus konnte beim Pferd nachgewiesen werden, dass innerhalb des oberflächlichen Kollektorensystems zwischen den terminalen Präkollektoren und den hypodermalen Kollektoren ein bisher nicht beschriebenes oberflächliches Kollektorennetz im Grenzbereich von Dermis und Hypodermis der Becken- gliedmaße ausgebildet ist [BERENS VON RAUTENFELD u. SCHACHT, 2002 A].
Zum besseren Verständnis ist die Topographie von Lymphkapillaren, Präkollekto- ren und Kollektoren der Beckengliedmaße des Pferdes in Abbildung 2.1 graphisch dargestellt.
Abbildung 2.1 Tiefe und oberflächliche Lymphgefäße der Beckengliedmaße sowie ihre Abflußwege. Medialansicht.
1 Lymphkapillare; 2 oberflächliche Faszie; 3 Präkollektor; 4 begleitende Vena saphena medialis und Arteria saphena sowie in der distalen Fortsetzung ihre Rami craniales und der Nervus saphe- nus; 5 Netz dermaler Kollektoren in der tiefen Dermis; 6 langer oberflächlicher-hypodermaler Kol- lektor; 7 tiefer Kollektor; 8 Elastinschicht der tiefen Dermis; 9 kurzer oberflächlicher-hypodermaler Kollektor
Fb. Fesselbein; Sp. Sprunggelenk
Hy Hypodermis; tD tiefe Dermis; mD mittlere Dermis; oD oberflächliche Dermis
L.i.p. Lymphocentrum inguinale profundum; L.i.s. Lymphocentrum inguinale superficiale
Die Lymphgefäße sind grün dargestellt. Die dicke der Linien soll ihre unterschiedliche Größe und Bedeutung für den Lymphtransport widerspiegeln.
2.1.1.4 Lymphsammelgänge
Zum besseren Verständnis sei kurz erwähnt, dass es sich bei dem im Folgenden verwendeten Begriff „Lymphozentrum“ um einen Lymphknoten oder eine Gruppe von Lymphknoten handelt, die in der gleichen Region des Körpers liegen und die afferente Lymphe von in etwa der selben Körperregion bekommen (NOMINA ANATOMICA VETERINARIA, 1994).
Von den Lymphsammelgängen, Trunci lymphatici [HUBER, 1909; VOLLMER- HAUS, 1996], seien der Ductus thoracicus, die Cisterna chyli und die Trunci lum- bales wegen ihrer Bedeutung für den Lymphabfluß aus der Beckengliedmaße er- wähnt. Die Trunci lumbales stellen die Verbindung zwischen dem Lymphocentrum iliosacrale, zu dem unter anderem die Nll. iliaci mediales gehören, sowie dem Lymphocentrum lumbale, zu dem die Nll. lumbales aortici gehören, und der Cisterna chyli her. Die Cisterna chyli reicht beim Pferd als 11-12 cm langer und bis zu 2 cm breiter spindelförmiger Sack vom 2. Lendenwirbel bis zum letzten Brustwirbel und besitzt 2-5 teils einfache, teils paarige Klappen. Die einmünden- den Lymphsammelgänge können durch Klappen nur unvollständig verschlossen werden. Am kranialen Pol wird der Ductus thoracicus ein- oder zweiästig entlas- sen. Er mündet mit einer ampullenförmigen Erweiterung am Venenwinkel in das präkardiale Venensystem. Diese Mündungsstelle in die Vena cava cranialis bzw.
Vena jugularis externa sinistra liegt bis zu 2,5 cm kranial der 1. Rippe. Der histo- logische Wandaufbau des 0,5-2 cm starken Ductus thoracicus lässt eine Schich- tung in Tunica interna, T. media und T. adventitia erkennen. Die Zusammenset- zung aus muskulösen, elastischen und kollagenen Bauelementen ist auch zwi- schen Tieren einer Art großen Schwankungen unterworfen. Vornehmlich im linken oder präkardialen Abschnitt treten zwischen 10 und 15 teils einfache, teils paarige Lymphklappen auf. Der rechte oder postkardiale Abschnitt des Ductus thoracicus weist nur wenige Klappen auf oder ist klappenfrei.
2.1.2 Lymphabflußwege aus der Beckengliedmaße des Pferdes
Die efferente Lymphe der Nll. poplitei profundi und der Nll. inguinales superficiales fließt durch die Nll. inguinales profundi zu den Nll. iliaci mediales. Die Nll. iliaci mediales erhalten zudem Lymphe aus dem inkonstanten Nl. coxalis und den Nll.
iliaci laterales. Die Nll. subiliaci können auf direktem Wege in die Nll. iliaci media- les drainieren oder die Nll. iliaci laterales als Durchgangslymphknoten nutzen. Die efferente Lymphe der Nll. iliaci mediales mündet nach Passage der Nll. lumbales aortici in den Truncus lumbalis [BAUM, 1920; BAUM, 1925; BAUM, 1927; GRAU, 1941; GRAU, 1942].
Jeder afferente Kollektor an der Gliedmaße des Pferdes, der in ein Lympho- zentrum mündet, soll innerhalb dieses Lymphozentrums in einen eigenen Lymph- knoten münden [PERKINS et al., 1990].
Eine ausführliche Beschreibung der im Folgenden kurz erläuterten Lympho- zentren ist bei BAUM [1920, 1925, 1927], GRAU [1941, 1942] und VOLLMER- HAUS [1996] zu finden. Selbige Autoren dienen, soweit nicht anders aufgeführt, als Literaturgrundlage.
Lymphocentrum popliteum
Die Nll. poplitei profundi liegen etwa 5 cm tief in der Kniekehle zwischen den Mm. biceps femoris und semitendinosus auf dem M. gastrocnemius. Es handelt sich um ein 5 cm langes Paket aus 3- 12 Knoten. Der Zufluss kommt aus der Haut vom Oberschenkel bis zur Zehe, der Fascia cruris, den Glutealmuskeln und Adduktoren, dem M. gastrocnemius, der Sehne des langen Zehenstre- ckers und des oberflächlichen Zehenbeugers, den Sehen der Strecker des Sprunggelenkes, des M. interosseus medius, allen Knochen der Beckengliedmaße außer Patella und Fibula und allen Gelenken des Fußes. Der Abfluss der Lymphe geschieht durch den Canalis femoralis zu den Nll.
inguinales profundi.
Lymphocentrum inguinale superficiale (seu inguinofemoralis) 1. Nll. inguinales superficiales (Nll. scrotales, Nll. mammarii)
Das für die Beckengliedmaße wichtige tributäre Gebiet der Nll. inguinales superficiales ist die Haut des Ober- und Unterschenkels und die des Fußes. Der Abfluss geschieht in die Nll. ingu- inales profundi. Nach ROTHE (Diss. in Vorbereitung) wird die Haut der Zehe nicht über die
Nll. inguinales superficiales drainiert, da die oberflächlichen Kolloktoren der Zehe horizontal in die tiefen Kollektoren münden und so die Nll. inguinales profundi als primäre Lymphknoten haben.
2. Nll. subiliaci
Am kranialen bzw. kraniomedialen Rand des M. tensor fasciae latae, in der Mitte zwischen der Kniescheibe und dem Hüfthöcker, findet sich das aus 15-50 Knoten bestehende und 6-10 cm lange oberflächlich gelegene Lymphknotenpaket. Aus dem Bereich der Beckengliedmaße drainieren diese Lymphknoten neben verschiedenen Faszien nur die Haut an Oberschenkel und Knie. Der Abfluss findet direkt über die Nll. iliaci mediales oder unter Einbeziehung der Nll. iliaci laterales statt.
3. Nl. coxalis
Dieser bei nur einem Viertel aller Pferde vorkommende inkonstante Lymphknoten liegt an der Beugeseite des Hüftgelenkes auf dem M. rectus femoris zwischen M. iliacus und M. glutaeus profundus bzw. medius. Er kann auch weiter ventrolateral an der Innenseite des M. tensor fasciae latae an der Arteria und Vena circumflexa lateralis liegen und drainiert Hüftgelenk, Gesäßmuskeln, Kniegelenkstrecker und die Fascia lata mit ihrem Spannmuskel. Die efferen- ten Kollektoren drainieren in die Nll. iliaci mediales.
Lymphocentrum inguinale profundum (seu iliofemorale)
Die 16-35 Einzellymphknoten bilden ein 8-12 cm langes Paket um die Arteria und Vena femoralis und den Ursprung der Arteria und Vena profunda femoris. Aufgrund ihrer Lage am Zugang zum Canalis femoralis sollten sie Nll. inguinales profundi anstatt Nll. iliofemorales (Flfr., Schw., Rd., Schf.) oder Nl. femoralis (Flfr.) genannt werden. Da sich das Lymphozentrum beim Pferd nach W.
MÜNSTER (2003, persönliche Mitteilung) nicht im Canalis femoralis befindet, plädiert er dafür, die Lymphknoten als Nll. iliofemorales zu bezeichnen. Die afferenten Kollektoren des Lymphocentrum inguinale profundum drainieren fast alle Muskeln am Becken und Oberschenkel und alle Muskeln und Sehnen am Unterschenkel und Fuß, alle Knochen und Gelenke der Beckengliedmaße, die Bauchmuskulatur, das Bauchfell, Scheidenhautfortsatz mit M. cremaster, Penis und M. ischioca- vernosus bzw. Uterus und mit Hilfe der zwischengeschalteten Nll. inguinales superficiales oder auf direktem Wege die Haut des Unterschenkels und Fußes. Zudem erhält das Lymphocentrum inguinale profundum die Durchflusslymphe des Lc. popliteum. Der Abfluß geschieht über die Nll.
iliaci mediales und nur ausnahmsweise direkt in die Cisterna chyli.
Lymphocentrum iliosacrale 1. Nll. hypogastrici 2. Nll. iliaci laterales
Im Winkel zwischen den Endästen der Arteria und Vena circumflexa ilium profunda tritt eine kleinere Gruppe von 4-20 Knoten auf. Aus dem Bereich der Beckengliedmaße drainieren sie
die Fascia lata mit ihrem Spannmuskel und die Knochen des Beckens. Sie nehmen zudem die Durchgangslymphe der Nll. subiliaci auf. Der Abfluss findet zu den Nll. iliaci mediales und Nll.
lumbales aortici hin statt.
3. Nll. iliaci mediales
Am Ursprung der Arteriae und Venae circumflexae ilium profundae sowie Arteriae und Venae iliaccae externae sind diese Gefäße von rund 25 oder mehr, selten nur 3-4, dann großen Kno- ten umgeben, die subperitoneal gelegen sind. Die vordersten Lymphknoten stoßen mit den Nll. lumbales aortici zusammen. Der für die Beckengliedmaße relevante Zufluss kommt aus der Fascia lata und ihrem Spannmuskel, fast allen Muskeln und Knochen am Becken, Ober- schenkel und den Hüftgelenken. Sie erhalten zudem die Durchgangslymphe der Nll. iliaci late- rales, Nll. inguinales profundi und Nll. subiliaci. Der Abfluss der Lymphe erfolgt zu den Nll.
lumbales aortici oder einige Vasa efferentia vereinigen sich zum Truncus lumbalis, der auch als doppelt ausgebildetes Rohr zur Cisterna chyli zieht.
Lymphocentrum lumbale 1. Nll. renales
2. Nl. ovarius
3. Nll. lumbales aortici
An der Aorta abdominalis und Vena cava caudalis, meist lateral und ventral, kommen von den Nieren bis zum Abgang der Arteriae und Venae circumflexae ilium profundae 30-160 Einzel- lymphknoten subperitoneal vor. Sie erhalten die Durchgangslymphe der Nll. iliaci mediales und laterales und leiten diese durch ihre Vasa efferentia in den Truncus lumbalis.
Die Lymphgefäße der einzelnen Faszien, Skelettmuskeln und deren Sehnen einschließlich Seh- nenscheiden, Knochen und Gelenke sowie deren Verläufe können bei BAUM [1928] nachgelesen werden.
Lymphvaskuläre Territorien
Aus klinischer Sicht, insbesondere für die ML, lassen sich die Drainageverhält- nisse von Lymphknoten und Kollektoren am Besten durch sogenannte Lymphvaskuläre Territorien nach BERENS VON RAUTENFELD [2000; 2002] cha- rakterisieren. Jede Körperseite des Pferdes besteht aus sieben Einzugsgebieten, Territorien. Die Lymphe dieser Territorien erreicht über oberflächlich verlaufende Kollektoren ein regionales Lymphozentrum. Die Beckengliedmaße ist das Territo- rium VII. Das Territorium VII besitzt die wichtige Eigenheit, dass auch tiefe Kollek- toren hinzugehören. Dies ergibt sich aus der teilweise oberflächlichen Lage der tiefen Kollektoren und damit aus ihrer guten Drainierbarkeit durch die ML. So zäh-
len die Lnn. inguinales superficiales, die Lnn. inguinales profundi (seu iliofemora- les) und die Lnn. poplitei profundi zum Territorium VII. Eine detaillierte Beschrei- bung leisten BERENS VON RAUTENFELD et al [2003].
2.2 Faszien an der Beckengliedmaße
Bei der topographischen Beschreibung von Kollektoren werden an den Gliedma- ßen immer wieder die Faszien zur Hilfe genommen. Deshalb sei im Folgenden kurz auf die wichtigsten Faszien eingegangen.
Die meist sehr starke tiefe Faszie der Beckengliedmaße ist an vielen Stellen mehrblättrig. Sie ist durch Septa intermuscularia am Skelett verankert, kann als Muskel-Ursprung oder -Ansatz dienen und lässt sich regional unterteilen in die:
a) Fascia glutaea, Kruppenfaszie
b) Fascia lata, laterale Oberschenkelfaszie
c) Fascia femoralis medialis, mediale Oberschenkelfaszie d) Fascia genus, Kniefaszie
e) Fascia cruris, Unterschenkelfaszie
Sie setzt sich bis zum Metatarsus fort und wird unterschieden: 1. eine zwei- blättrige Faszie, welche alle Unterschenkelmuskeln überzieht und 2. besonde- re Muskelbinden, die Einzelmuskeln und Muskelgruppen umscheiden und sie als Septa intermuscularia am Skelett fixieren.
f) Fascia dorsalis pedis und Fascia plantaris
Sie bilden die Fortsetzung der Fascia cruris. Ihre Blätter sind nicht mehr scharf zu trennen und werden am Metatarsus zusehends dünner. Am Sprunggelenk verschmelzen sie mit dessen Bändern, heften sich an den Griffelbeinen fest und fungieren als Retinaculum flexorum des tiefen Zehenbeugers. Am Fessel- gelenk ist die sonst dünne Zehenfaszie zum Fesselringband (Lig. anulare pal- mare), in der Fesselbeuge zur vierzipfligen Fesselplatte und zur Sohlenbinde (modifizierte Ligg. anularia digiti) verstärkt. Dorsal verschmilzt die Zehenfaszie mit den Strecksehnen, Bändern und Gelenkkapseln [FREWEIN, 1967].
Die ausführlich von FREWEIN [1967] beschriebene doppelblättrige tiefe Faszie ist an der Beckengliedmaße gut ausgebildet. Die Beschreibung der Kollektoren er-
folgt jedoch an Hand der oberflächlichen Faszien. Aus der Fascia trunci superficialis geht die Fascia femoralis superficialis hervor. Sie schlägt sich auf die mediale Seite des Oberschenkels um und verschmilzt lateral bereits in der Bi- zepsgegend mit der Fascia lata. Für den Verlauf der oberflächlichen Faszie am Metatarsus gibt es keine speziellen Angaben. An der Zehe verschmilzt die ober- flächliche Faszie größtenteils mit dem oberflächlichen Blatt der tiefen Faszie, wel- ches aus der medialen und der lateralen Endsehne des Musculus lumbricalis, der ebenfalls paarigen Sehne des Sporns, dem Kissen des Sporns und dem Lig.
chondrocompedale besteht.
Die oberflächliche Faszie ist an der Beckengliedmaße präparatorisch nur sehr schwer darzustellen. GRAU [1943] beschreibt den Verlauf der Vena saphena me- dialis unterhalb der oberflächlichen Faszie, so dass es zumindest am Ober- und Unterschenkel statthaft wäre, die Kollektorensysteme anstatt in tiefe und ober- flächliche in sub- und epifasziale einzuteilen.
2.3 Die Haut
Die Haut als „Spiegel der Gesundheit“ besteht grundsätzlich aus drei Schichten [MEYER, 2002]:
- Oberhaut, Epidermis mit epithelialer Struktur - Stratum corneum,
- Stratum granulosum, - Stratum spinosum, - Stratum basale.
- Lederhaut, Dermis, Corium
- oberflächliche Dermis, Stratum superficialis dermidis, welche die Haarfollikel und Hautdrüsen sowie viele elastische Fasern enthält, aber keine Dermispa- pillen gegen die Epidermis bildet,
- mittlere Dermis, Stratum mediale dermidis, Stratum reticulare, die durch ihre kräftigen Kollagenfaserbündel recht dick ausgebildet ist,
- tiefe Dermis, Stratum profundum dermidis, welche zwar dünn ist, jedoch in engem Kontakt mit der Hypodermis oder der Muskelfaszie steht.
- Unterhaut, Hypodermis, Subcutis, Tela subcutanea
- Stratum adiposum hypodermidis, mit zahlreichen Fettzellen,
- Stratum fibrosum hypodermidis, mit vielen Kollagenfaserbündeln, enthält die Hautmuskulatur.
In der sehr kollagenreichen Haut großer, weniger dicht behaarter Spezies (Pferd, Esel, Kuh) treten dicke elastische Faserzüge an der Grenze der Dermis mit der Hypodermis auf. Diese elastische Schicht trennt die beiden Hautschichten, ist zugleich mit den elastischen Fasern, die sich um die Blutgefäße und Nerven be- finden, verbunden. Die durch das weitmaschige elastische Netz miteinander ver- bundenen Haarfollikel sind auf das obere Drittel bzw. Viertel der Dermis begrenzt.
Die unteren haarlosen zwei Drittel der Demis bestehen nur noch aus einem locker strukturierten und sehr dünnen elastischen Netzwerk [MEYER et al., 1994].
Die Epidermis ist lymphkapillarfrei. Von VOLLMERHAUS [1996] wurden die Lymphgefäße der Haut noch wie folgt beschrieben: Im Corium finden sich ein oberflächliches, teils ampulläre Strecken enthaltendes Netz und eine tiefe Lage von unterschiedlich weiten Kapillaren. Von hier erfolgt der Abfluss. Die Dichte der Lymphkapillargeflechte wechselt von Areal zu Areal. An den mechanisch stärker beanspruchten Stellen sind die Geflechte sehr engmaschig.
2.4 Anatomie und Physiologie der glatten Muskelzelle
Glatte Muskelzellen werden so genannt, weil sie im Gegensatz zu Skelett- und Herzmuskelzellen nicht quergestreift sind. Sie bilden aufgrund ihrer Ähnlichkeit mit Nicht-Muskelzellen die ursprünglichste Muskulatur, werden aus Fibroblasten transformiert und haben spindelförmiges Aussehen [GABBIANI et al., 1981;
FAWCETT, 1986]. Ihre Aufgaben sind vielfältig. Sie bilden den kontraktilen Teil von Magen-, Darm-, Uterus- und Arterienwänden, sowie vielen anderen Struktu- ren, welche langsame, langanhaltende Bewegungen gewährleisten. Die Zellen mit einem zentral liegendem Zellkern enthalten unter anderem Actin und Myosin II Filamente.
Diese lassen im Schnittbild keine regelmäßige Anordnung erkennen, sie verlaufen netzartig [LIEBICH, 1998 B]. Die Aktinfilamente (Länge 1 µm) sind über soge- nannte Haftplatten (Area densae) untereinander und an der Innenfläche des Plasmalemms verankert. Die Haftplatten entsprechen den Z-Linien des querge- streiften Muskelgewebes. Myosinfilamente der glatten Muskelzelle sind lösliche Proteine, die sich nur während der Kontraktion ausbilden sollten. Sie stehen nicht mit den Haftplatten in Kontakt. Obwohl die glatte Muskulatur nicht an Knochen verankert ist und sich ihr kontraktiler Apparat nicht so schnell zusammen zieht, kann sie sich wesentlich stärker verkürzen und somit umfangreichere Bewegun- gen erzeugen als die Myofibrillen in quergestreifter Muskulatur [FAWCETT, 1986;
SELLERS et al., 1987; KORN et al., 1988].
Im in Osmium oder Glutaraldehyd fixierten Gewebe ist das Cytoplasma glatter Muskelzellen homogen dunkel/dicht aufgrund sehr feiner Filamente. Da sie paral- lel angeordnet sind und in ihrem Verlauf Areale hoher Dichte aufweisen, können sie gut von anderen intracytoplasmatischen Filamenten (z.B. Vimentin und Des- min aus der Gruppe der Intermediärfilamente) unterschieden werden. Das Vor- kommen von dicken Filamenten wird auf Fehler bei der Einbettung zurückgeführt.
Vimentin ist in der äußeren Zentralregion des Cytoplasmas lokalisiert und hat eine unterstützende Funktion für den kontraktilen Apparat. Es befindet sich jedoch nicht in dessen unmittelbarer Nachbarschaft. Desmin koppelt die nebeneinander- liegenden Myofibrillen. Alpha-Actinin konzentriert sich in der Zellperipherie. Es stabilisiert den kontraktilen Apparat, indem es wie die anderen intrazellulären An- heftungsproteine (alpha-, beta-, gamma-Catenin, Vinculin und Plakoglobin) die kontraktilen Bündel aus Actin-Filamenten mit der Plasmamembran verbindet [WORTH et al., 2001].
Glatte Muskelzellen besitzen alpha- und beta-Rezeptoren, die für eine koordinier- te Bewegung verantwortlich sind [WANG et al., 1985].
Das sowohl vom Blut- als auch Lymphgefäßendothel freigesetzte Stickstoffmono- xid regelt als potenter Kurzzeitvasodilatator nicht nur den Gefäßwiderstand. Es ist auch in immunologische Prozesse, bei der neuronalen Überleitung und nicht zu-
letzt in das Wachstum von glatten Muskelzellen involviert [CASADEI, 1997; DO- BOSZYNSKA et al., 2002].
Kern
Im Ultradünnschnitt sieht der Kern unter dem Elektronenmikroskop wesentlich an- ders aus, als es der lichtmikroskopische Eindruck zunächst erwarten lässt. Die Überlagerungen, die dem Kernrand ein glattes Aussehen geben, fallen weg. Die Bedeutung der Irregularität des Zellkernes ist wenig verstanden. Er ist glatt und gestreckt während der Relaxation und polymorph eingestülpt nach der Kontraktion der Muskelzelle. Dieses Phänomen findet man z.B. am Kern von Blutgefäß- Endothelzellen. Das Erscheinungsbild des Kerns soll hier den Zustand der gesam- ten Gefäßwand widerspiegeln [GHADIALLY, 1988 A]. Es gibt drei Hypothesen, die die Veränderungen am Kern zu erklären versuchen: 1.) Änderungen der Ionen- konzentration [FRANKE et al., 1969], 2.) mechanische Kompression [BLOOM et al., 1969] und 3.) strukturelle Verbindungen zwischen Myofibrillen und Kernmantel [FRANKE, 1970]. Eine alters- und reifebedingte Veränderung am Kern ist wahr- scheinlich. Der irreguläre Kernmantel führt zu einer Vergrößerung der Kontaktflä- che zwischen Kern und Cytoplasma mit erhöhtem Stoffaustausch und erhöhter metabolischer Aktivität [GHADIALLY, 1988 A].
Myofibroblasten und Myofilamente in nicht Muskelzellen
Filament ähnliche Strukturen sind in Endothelzellen vieler kleiner Blutgefäße be- schrieben [FLOREY, 1966; CHEN et al., 1972]. In einigen Fällen, insbesondere im basalen, aber auch im apikalen Bereich des Endothels von Arterien, ist eine Schnur von Filamenten, „basale/apikale Myoid Zone“ oder „basale/apikale Myoid Schnur“ genannt, nachgewiesen [PARRY et al., 1972]. Gewisse Endothelzellen haben die Fähigkeit zur unabhängigen Kontraktion. Sie enthalten Actomyosin. Ac- tinhaltige Filamente sind in Endothelzellen von Lymphgefäßen beschrieben [LAUWERYNS et al., 1975; LEAK et al., 1993]. Epithel- und Endothelzellen sind nicht die einzigen Nicht-Muskelzellen, die Actin Filamente enthalten. Es gibt sub- membranöse Bündel dünner Actin Filamente (5-7 nm). Solche dünnen Actin Fila-
mente kommen auch in Fibroblasten vor, hier jedoch ohne Bereiche erhöhter Dichte. Myofibroblasten dagegen enthalten sowohl in ihrem Verlauf als auch ent- lang der Zellmembran dünne Filamente mit fokal erhöhter Dichte. Diese werden
„Desmosomen ähnliche Struktur“, „subplasmalemmale Dichte“, „Berührungspunk- te“, „dichte Körperchen“ oder „Area densae“ genannt. Im Unterschied zur glatten Muskelzelle treten Pinozytosevesikel selten, raues endoplasmatisches Reticulum und Golgi-Apparate jedoch stark vermehrt auf. Fibroblasten haben im Gegensatz zu glatten Muskelzellen keine externe Lamina (Basalmembran). Myofibroblasten können von einer solchen Basalmembran umgeben sein. Sie ist meist diskontinu- ierlich. Myofibroblasten haben sowohl eine kontraktile, als auch eine sekretorische Funktion [GHADIALLY, 1988 B]. Junctions oder Junction ähnliche Strukturen sind zwischen Fibroblasten extrem selten, zwischen Myofibroblasten schon häufiger und zwischen glatten Muskelzellen regelmäßig. Fibroblasten als heterogene Zell- gruppe können unabhängig ihres Ursprungs in alpha-Actin positive und negative unterteilt werden [IMHOF et al., 1999]. Da Hypoxie zu einer erhöhten Expression von alpha-Actin in einigen Fibroblasten-Subpopulationen führt, kann sie als eine Ursache für die „Transdifferenzierung“ von Fibroblasten zu Myofibroblasten interpretiert werden [STENMARK et al., 2002].
Hypertrophie und Hyperplasie glatter Muskelzellen
Glatte Muskelzellen behalten die Fähigkeit zu proliferieren. Während der Trächtig- keit zeigen glatte Muskelzellen des Myometriums Hypertrophie und Hyperplasie.
Ähnliche Zellaktivitäten könnten in glatten Muskelzellen der Blutgefäße, des Ver- dauungstraktes und bei der Wundheilung auftreten.
Bekannten Promotoren, Suppressoren und anderweitige Mediatoren der Prolifera- tion und Modulation von glatten Gefäß-Muskelzellen sind: all-trans-Retinol, Reti- nolsäure, Elastin, Angiotensin II, Proteinkinase C, p21/WAF-1, fibrilläres Kollagen, Stickstoffmonoxid, Insulin, UTP, IFN-gamma, IFN-beta, Endothelin-1 und Hy- perthermie. [PFEILE et al., 1980; HANSSON et al., 1988; KAWAHARA et al., 1988; NAKAKI et al., 1990; PALMER et al., 1992; SCOTT-BURDUN et al., 1993;
HUCKLE et al., 1994; SHIMOKADO et al., 1994; KOYAMA et al., 1996; SARKAR
et al., 1998; BARNES et al., 1999; KATO et al., 1999; OKAZAKI et al., 2000;
WEISS et al., 2000; WHITE et al., 2000; AXEL et al., 2001; ITOH et al., 2001; O- RIHARA et al., 2002; KARNIK et al., 2003; LAKE et al., 2003]. Ein neuer For- schungsansatz zur Proliferation von glatten Muskelzellen in Gefäßen geht vom Endothel als Ursprungszellen aus. Durch Transdifferenzierung aus Endothelzellen konnte das Entstehen von glatten Muskelzellen, unter anderem in subendothelia- len Kissen, nachgewiesen werden [ARCINIEGAS et al., 2000].
Spezielle Angaben zur Hypertrophie und Hyperplasie glatter Muskelzellen von Lymphgefäßen sind in der Literatur nicht vorhanden.
Unterscheidungsmerkmale des kontraktilen und des synthetisierenden Phenotyps Glatte Muskelzellen besitzen die funktionelle Plastizität, sich vom maturen Pheno- typ, dessen primäre Funktion die Kontraktion ist, in ein weniger differenziertes Stadium mit einer erhöhten Kapazität für Mobilität, Proteinbiosynthese und Proliferation zu wandeln. Diese Eigenschaften sind fast ausschließlich an Blutgefäßen immunhistochemisch untersucht. Gemeinsam ist allen glatten Muskelzellen, dass sie Anti-Alpha-Smooth-Muscle-Actin positiv sind. Von den schweren Myosinketten (SM) kommt SM-1 in undifferenzierten frühen und SM-2 in maturen glatten Muskelzellen vor. 10% der glatten Muskelzellen der Aorta und 30- 50% von großen Arterien des muskulären Typs sind Smoothelin positiv.
Smoothelin als Marker des kontraktilen Typs kommt nicht in Kapillaren, perizytenhaltigen Venulen, und kleine Venen vor; wohl aber in großen Blutgefäßen [VAN DER LOOP et al., 1997]. Vimentin, alpha-Actin, Calponin, H- Caldesmon und die schweren Myosinketten (SM-1 und SM-2) werden bei Beobachtungen an der inneren Mammaarterie etwa gleichviel ausgeschüttet. Eine starke Connexin 43 Ausschüttung steht hier im Zusammenhang mit einer geringeren Kontraktilität, also dem synthetisierenden Typ von glatten Muskelzellen. Entgegengesetzt verhält sich Desmin [KO et al., 1999]. Eine verminderte Expression des Adhäsionsmoleküls Vinculin geht immer mit einem erhöhten Gehalt an beta-Actin und Vimentin einher und tritt beim Synthese-Typ auf [WORTH et al., 2001].
Actin
Wie bereits in der Einleitung erwähnt, liegt der Schwerpunkt dieser Arbeit auf der morphometrischen Untersuchung der Anti-Alpha-Smooth-Muscle-Actin (Anti-ASM- 1) und der Anti-Elastin positiven Bestandteile von Kollektorwänden der Becken- gliedmaße. Auf Grund dessen erfolgt an dieser Stelle ein kleiner Exkurs zum Thema Actin. Auf Elastin und elastische Fasern wird im Kapitel 2.9 eingegangen.
Actin ist in allen Eukaryontenzellen enthalten. Mindestens sechs Actin Typen fin- den sich in Säugergeweben. Sie lassen sich anhand ihres isoelektrischen Punktes in die in Muskelgeweben vorkommenden alpha-Actine und die in Nicht- Muskelzellen vorkommenden beta- und gamma-Actine unterteilen.
Jedes Actin-Molekül ist ein einziges Polypeptid aus 375 Aminosäuren. Es trägt ein eng gebundenes ATP-Molekül in der Vertiefung zwischen den muschelförmigen Actin-Molekül Hälften, da sich diese öffnen und schließen können [KABSCH et al., 1992]. Aus gleich orientierten und helikal angeordneten Actin-Molekülen, globulä- res Actin oder G-Actin, setzen sich die etwa 8 nm dicken Actin-Filamente zusam- men. Sie haben ein langsam wachsendes, polymerisierendes minus oder auch spitzes Ende und ein schneller wachsendes, bis zu zehn mal schneller polymeri- sierendes plus oder auch stumpfes Ende. Bei der Polymerisation klappt die
„Schale“ zu, weil Aminosäuren an ihren Rändern und auf der Rückseite der nächsten Untereinheit in Wechselwirkung treten, und das endständige Phosphat wird in dem an das Actin-Molekül gebundenen ATP hydrolysiert. Die Hydrolyse entsteht vermutlich durch das Schließen der Muschelschale. Das entstehende ADP wird im Polymer festgehalten [CARLIER, 1991; MITCHISON, 1992]. Die Hyd- rolyse schwächt die Polymerbindung und ermöglicht eine Depolymerisierung. Pro- teine wie Cytochalesin D und Latrunculin B, sowie der Actin depolymerisierende Faktor (ADF) und Thymosin hemmen die Monomerbindung sterisch und verhin- dern die Polymerisation [SHAW et al., 2003]. Im Gegensatz dazu stimuliert Profilin die Actin-Polymerisation [GOLDSCHMIDT-LERMONT et al., 1992; FECHHEIMER et al., 1993].
Actin-Filamente unterliegen dem „Tretmühl-Mechanismus“ bei dem am plus-Ende des Filaments ständig Actin-Moleküle angefügt werden und am minus-Ende verlo- ren gehen, so dass sich die Gesamtlänge des Filaments nicht ändert [WEGNER, 1976; CARLIER, 1989].
2.5 Der besondere kontraktile Mechanismus der glatten Muskelzelle
Die Kontraktion der glatten Muskelzellen wird durch einen Anstieg der Ca2+- Konzentration im Cytosol ausgelöst [CITI et al., 1987; FISHKIND et al., 1991; AL- BERTS et al., 1995 A]. Anders als bei Skelett- und Herzmuskeln verläuft sie vor- wiegend über die Phosphorylierung der leichten Ketten im Myosin-II, die ihrerseits die Wechselwirkung von Myosin mit Actin beeinflusst. Dieser Mechanismus ist dem in Nicht-Muskelzellen ähnlich.
Die beiden leichten Ketten in jedem Köpfchen des Myosin-II Moleküls sind unter- schiedlich. In glatten Muskelzellen und Nicht-Muskelzellen ist eine von ihnen wäh- rend der Kontraktion phosphoryliert. Wenn diese leichte Kette phosphoryliert wird, kann das Myosin mit einem Actin-Filament in Wechselwirkung treten und so für die Kontraktion sorgen. Wird sie dagegen dephosphoryliert, dissoziiert das Myo- sinköpfchen leicht vom Actin und wird dann inaktiv. In glatter Muskulatur und in Nicht-Muskelzellen wird die Phosphorylierung von der Myosin-Leichtketten-Kinase katalysiert, einem Enzym, dessen Tätigkeit die Bindung eines Komplexes aus Ca2+ und Calmodulin erfordert. Deshalb wird die Kontraktion wie in der Herz- und Skelettmuskulatur durch die Ca2+-Konzentration im Cytosol reguliert. Die Phosphorylierung des Myosin-II läuft relativ langsam ab, so dass die maximale Kontraktion selbst dann, wenn es sich mit Actin zu einem kontraktilen Bündel zu- sammengelagert hat, oft fast eine Sekunde in Anspruch nimmt (im Vergleich zu wenigen Millisekunden bei einer quergestreiften Muskelzelle). Die Myosin-II Mole- küle in solchen Zellen hydrolysieren ATP etwa zehnmal langsamer als das Myosin in der Skelettmuskulatur, wobei ein Zyklus aus langsamer Querbrückenbildung und Kontraktion entsteht.
Obwohl glatte Muskelzellen in Lymphgefäßen viele Gemeinsamkeiten mit anderen glatten Muskelzellen haben, gibt es auch Ähnlichkeiten mit Herzmuskelzellen [HOLLYWOOD et al., 1997; MCCLOSKEY et al., 1999; TOLAND et al., 2000]. So besitzen mehr als 80% der glatten Muskelzellen in Lymphgefäßen schnelle Natri- um-Kanäle, die für die Koordination der Kontraktion verantwortlich sind und mehr als 90% Longitudinalzisternen, die für die Modulation der Kontraktionskraft ver- antwortlich sind. Etwa 5% der Zellen haben T-Tubuli, die die Schrittmacherfre- quenz beeinflussen, über 70% Chlorid-Kanäle, die zur Schrittmacheraktivität und zum Plateau des Aktionspotentiales beitragen und ebenfalls etwa 5% der Zellen besitzen Kanäle, die durch Hyperpolarisation aktiviert werden. Aufgrund der un- terschiedlichen Prozentzahlen an Kanälen, ist von einer heterogenen Population an glatten Muskelzellen auszugehen, die mit immunhistochemischen Techniken noch nicht differenziert sind.
2.6 Mechanismen des Lymphtransports
Da das Lymphgefäßsystem kein geschlossenes Zirkulationssystem darstellt, fehlt ein dem Herzen vergleichbarer motorischer Antrieb. Die Lymphströmung ist träge und von zirkulationsfördernden Kräften der Umgebung abhängig [ROHEN et al., 2000]. Folglich ist der zentripetale Lymphtransport ein komplexes System gleich- zeitig ablaufender Faktoren. Hierzu zählen unter anderem die extramuralen oder passiven Kräfte [CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1985; GREGL, 1985; GASHEV, 2002; KUBIK, 2002]:
1. Die Lymphbildung.
2. Die Skelettmuskelpumpe: Sie wirkt im tiefen Kollektorensystem innerhalb des Faszienstrumpfes. Die kontrahierten Muskeln üben einen Druck auf die Gefäß- scheide aus und fördern dadurch die Entleerung der Venen und Lymphgefäße.
3. Die Arterienpulsation: Diese ist im tiefen Kollektorensystem und am Ductus thoracicus wirksam.
4. Änderungen des zentralen Venendruckes.
5. Die Respiration: Beim Einatmen gelangt Lymphe aus dem Ductus thoracicus in das präkardiale Venensystem.
6. Gastrointestinale Peristaltik.
7. Die Gelenkpumpe mit Kompression und Streckung der Gefäße.
8. Die Schwerkraft: Sie hat hauptsächlich bei oberhalb des Venenwinkels liegen- den Gefäßen einen fördernden Effekt.
Neben den extramuralen, passiven Kräften besitzen alle Lymphgefäße mit Aus- nahme der initialen Lymphgefäße intrinsische oder aktive Kräfte mit einer sponta- nen rhythmischen Kontraktionsfähigkeit. Es sind vier Arten von Lymphangion- Kontraktionen beschrieben: longitudinal, vollständig zirkulär, partiell zirkulär und uniform. Sie haben jedoch keine Auswirkung auf die Pumpeigenschaften des Lymphangions [GASHEV et al., 1996]. Sie sind das Ergebnis koordinierter Kon- traktionen der Lymphangione untereinander. Deren Kontraktionen sind von der Schrittmacheraktivität glatter Muskelzellen in der Wand des Lymphangions initiiert [GASHEV, 2002]. Eine andere Möglichkeit sind die auf das Endothel wirkenden Spannungsänderungen und Scherkräfte [ZHANG et al., 2000]. Lymphangione bil- den voneinander morphologisch und funktionell unabhängige Einheiten [KINMONTH et al., 1956; HORSTMANN, 1959; SZEGVARI et al., 1963]. Kontrak- tionsfrequenz, Kontraktionsstärke und Rhythmus der einzelnen Lymphangione eines Lymphgefäßes sind in der Regel unterschiedlich. Die Rhythmik eines Lymphangions selbst schwankt oftmals innerhalb kurzer Zeit [MISLIN, 1971; MIS- LIN, 1974; CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1985]. HORSTMANN [1959] zufolge kontrahieren sich die Lymphangione in zeitlicher Koordination so, dass sich zuerst ein distales Segment und dann das folgende proximale Segment zusammenzieht.
Bei geringer Füllung der Lymphgefäße ist es denkbar, dass die Lymphangione einen negativen intraluminalen Druck produzieren und damit einen Sogeffekt aus- üben [GASHEV, 2002]. Am Ductus thoracicus des Menschen, der eine kräftige Muskulatur besitzt, laufen regelmäßige Kontraktionswellen ab, durch die auch die Lymphdrainage der Peripherie wirkungsvoll gefördert wird [ROHEN u. LÜTJEN- DRECOLL, 2000].
FERGUSON et al. [1994] stellten fest, dass nicht bei allen Spezies eine spontane Kontraktion der tracheobronchalen Lymphgefäße stattfindet. Zudem kontrahieren mesenteriale signifikant häufiger als tracheobronchale Lymphgefäße. Tracheo-
bronchale Lymphgefäße kontrahieren am häufigsten mit irregulären, polymorphen Rhythmen mit flacher Amplitude. Bei mesenterialen Lymphgefäßen hingegen ist die Amplitude bei regelmäßigem Rhythmus und monomorpher Wellenform hoch.
Eine Vielzahl von Faktoren nehmen Einfluss auf die Kontraktionsauslösung und Stärke:
1. Mit zunehmendem Innendruck nimmt die Kontraktionsfrequenz zu [MCHALE et al., 1976]. Die Amplitude der Kontraktionen nimmt bei steigen- dem Innendruck ebenfalls zu, bei Werten über 15 cm Wassersäule wieder ab [MISLIN, 1961; MISLIN, 1971; MISLIN, 1974; MISLIN, 1976; HARGENS et al., 1977; EINWÄCHTER, 1979] Dies ist im Zusammenhang mit der bei etwa 10 cm intraluminaler Wassersäule begrenzten Kontraktionsfähigkeit zu sehen, die zu einem erhöhten Residualvolumen führt [EISENHOFFER et al., 1995].
2. Bei Temperaturanstieg kommt es zu einer Frequenzzunahme der Kontrak- tionen [MISLIN, 1961; MISLIN, 1974; CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1985].
3. Chemische Reize wie zum Beispiel Adrenalin und Histamin üben ebenfalls Einfluss aus [MISLIN, 1974; EINWÄCHTER, 1979].
4. Auch elektrische Reize können Kontraktionen auslösen [RUSZYNAK et al., 1950].
5. Gleiches gilt für einige Hormone und Agenzien (Stickstoffmonoxid, Endo- thelproteine: ET-1, Substanz P), die von Endothelzellen und glatten Mus- kelzellen selbst freigesetzt werden, sowie lokale Konzentrationen von Blut- gasen [REEDER et al., 1996; RAYNER et al., 1997; DOBOSZYNSKA u.
ANDRONOWSKA, 2002]. Ein vorheriger Anstieg der intrazellulären Calci- umkonzentration ist in jedem Fall die Grundvoraussetzung [MURPHY, 1993; GUYTON et al., 1997; KERR, 1999].
6. Junge Tiere zeigen stärkere Kontraktionen als ältere [MISLIN, 1971;
CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1985; SCHACHT, 2000].
GASHEV [2001] bewies letztendlich, dass die oben genannten Faktoren die Kon- traktionen lediglich zu modulieren vermögen. Selbst bei Lymphangionen mit 0 mm intraluminalem Druck waren autonome Kontraktionen zu beobachten. Daher ist
davon auszugehen, dass die Depolarisation nicht durch die Dehnung der Zell- membran, sondern durch den Automatismus der elektrischen Aktivität glatter Mus- kelzellen zustande kommt.
Lymphgefäße besitzen eine gut entwickelte spezielle Innervation. Die zu den Lymphgefäßen führenden efferenten Nervenfasern gehören im wesentlichen dem Sympathischen Nervensystem an. Eine Reizung des Sympathikus führt zu einem erhöhten Gefäßtonus und einer Pulsaktivierung. Bei starker Sympathikusreizung kann es zu einem Spasmus der Lymphgefäße und demzufolge zu einer Unterbre- chung des Lymphstroms kommen. Eine Sympathikusblockade führt zu einer To- nusverminderung [RUSZYNAK et al., 1950; HORSTMANN, 1959; MISLIN, 1974;
EINWÄCHTER, 1979; CASTENHOLZ u. ZÖLTZER, 1985; FRONEBERG et al., 1989]. Die von SCHIPP [1967] beschriebene Terminalzelle kann der Ursprung eines Reflexbogens sein, der wahrscheinlich pressoregulatorische Funktionen bei der Autonomie der Klappensegmente ausübt.
Während HORSTMANN [1959] von einer strengen Koordination der einzelnen Lymphangione ausgeht, kommt diese laut CASTENHOLZ u. ZÖLTZER [1985] nur unter besonderen Bedingungen zustande. Da zwischen benachbarten Lymphan- gionen keine kontinuierliche muskuläre Verbindung besteht, fällt eine intramurale muskuläre Erregungsüberleitung weg. Ein Zusammenspiel der Lymphangione ist durch folgende Mechanismen geregelt: Kontrahiert sich ein Lymphangion, so ver- kleinert es Durchmesser und Länge und übt so Dehnungsreize über den mechani- schen Zug (Längsdehnung) und über den in das proximal gelegene Lymphangion gepumpten Inhalt, der dessen Wand dehnt (Volumendehnung), auf eben dieses proximal gelegene Lymphangion aus [MCHALE u. RODDIE, 1976]. Durch die ligamentöse Verankerung der Lymphangione können auch weiter entfernt liegen- de Gefäßsegmente mechanisch aufeinander einwirken [MISLIN, 1974; EINWÄCH- TER, 1979]. MISLIN [1971] wies bei vollständiger mechanischer Entkoppelung benachbarter Lymphangione eine Pulsüberleitung nach. Er vermutet einen intra- muralen nervösen Übertragungsmechanismus. Nach VAN HELDEN [2000] kommt die über lange Strecken synchrone und rhythmische Kontraktion durch Ca2+ ab- hängige Schrittmacher zustande. Eine alternative Theorie ist ein dem am Herzen
vorkommender ähnlicher elektrischer Schrittmacher, der bis dato nur in einzelnen glatten Muskelzellen nachgewiesen werden konnte.
PENG et al. [2001] nehmen an, dass die pulsatile und abschnittsweise synchroni- sierte Gefäßbewegung (Gefäßkontraktion und Gefäßrelaxation) eine reguläre Va- riation des Eigentonus darstellt. Aus dem sarkoplasmatischen Retikulum wird in- termittierend Ca2+ freigesetzt. Dies findet zwischen den glatten Muskelzellen zu- nächst nicht synchronisiert statt. Durch Synchronisation wird die Gefäßbewegung ausgelöst. Die Synchronisation geschieht durch einen Ionen-Kanal in der Zell- membran, welcher durch die oszillierende Calciumfreisetzung aktiviert ist. Es kommt zu einem oszillierenden Membranpotential, welches schließlich das sar- koplasmatische Retikulum in der Gefäßwand synchronisiert und zum Start der Gefäßbewegung führt. Eine Blockade der gap junctions führt zu einer etwa 50%
verminderten Ausbreitung und Koordinierung der spontanen aktiven Kontraktionen der Lymphgefäße [ZAWIEJA et al., 1993]. Der Schrittmacher der Gefäßwand kann als ein System von Oszillatoren im Cytosol gesehen werden.
Es gibt sowohl tonische als auch phasische Änderungen in der Kontraktilität von Lymphgefäßen [GASHEV et al., 2001 B], wobei die Ausbreitungsgeschwindigkeit der Kontraktionen mit 4-8 mm/s beschrieben wird [ZAWIEJA et al., 1993].
Gefäß-Muskelzellen besitzen im Gegensatz zu Herz- oder Skelettmuskelzellen viel unpolymerisiertes G-Actin, dessen Funktion unbekannt ist. Da dieses bei intravasalem Druckanstieg polymerisiert, sehen CIPOLLA et al. [2002] hierin ei- nen neuen Mechanismus, der dem myogenen Verhalten zugrunde liegt.
SHAW et al. [2003] fanden heraus, dass eine Veränderung im dynamischen Gleich- gewicht zwischen filamentösem F-Actin und monomerem globulärem G-Actin ein wichtiger Mechanismus sein könnte, um unabhängig von der Ca2+-Ionen Homeostase den kontraktilen Status der glatten Muskelzellen zu regulieren.
2.7 Innervation der Kollektoren
Mit histo- und immunhistochemischen Methoden konnten in dem vegetativen Ner- vengeflecht der Kollektoren adrenerge, cholinerge und peptiderge Fasern unter- schieden werden [KUBIK et al., 1955; KUBIK, 2002]. In den postganglionären
sympathischen Fasern finden sich neben dem Transmitter Noradrenalin auch das Neuropeptid Y (NPY), Serotonin, Substanz P und CGRP (calcitonin gene related peptide). In den postganglionären parasympathischen Fasern wurde die Koexis- tenz des Transmitters Acetylcholin mit VIP (Vasoactives Intestinales Peptid) be- schrieben [GUARNA et al., 1991; SACCHI et al., 1994]. Dieses Neuropeptid ist ein Verstärker des Acetylcholins und wirkt relaxierend auf die glatte Muskulatur.
Das in der Adventitia gelegene Nervengeflecht der Kollektoren ist zonenweise im Bereich der Muskelmanschetten am stärksten ausgebildet. Das fein granulierte Axoplasma enthält neben vereinzelten Mitochondrien in der Längsrichtung grup- pierte synaptische Bläschen. Die Axone treten einzeln oder gruppenweise in die Media ein und zweigen sich dort auf. Sie sind von Schwannschen Zellen nur halb- seitig bedeckt oder „nackt“, bilden mit Muskelzellen synaptische Kontakte und rei- chen bis an das Endothel [SACCHI et al., 1994; JI u. KATO, 2000]. Die Beschaf- fenheit der neuromuskulären Kontaktstellen weist darauf hin, dass diese im Ge- gensatz zur motorischen Endplatte der Skelettmuskulatur keine feste Verbindung zwischen Nerv- und Effektorgewebe sein kann. Der Grund dafür ist, dass bei den Kontraktionen zwischen Axon und Muskelzelle Verschiebungen entstehen, die die Weite und die Lage der Kontaktstellen verändern.
2.8 Schrittmacherzellen
MCHALE et al. [1992] gingen 1992 als Erste von einem Schrittmacher aus, der bis 80 mm lange Lymphgefäßabschnitte in der Kontraktionsfrequenz gleichschalten kann. Da glatte Muskelzellen eine spontane transiente Depolarisation zeigten, obwohl das Endothel zerstört und sie denerviert waren, gingen VAN HELDEN et al. [1993] von einem myogenen Ursprung aus. Als Schrittmacherzellen des Dar- mes wurden die Cajal-Zellen im Kolon von RUMESSEN et al. [1996] beschrieben.
SERGEANT et al. [2000] wiesen Vimentin-positive und Myosin-negative nicht kon- traktile Schrittmacherzellen im Harnleiter nach. Die selbe Forschungsgruppe un- termauerte das Vorkommen von Schrittmacherzellen in Lymphgefäßen [MCCLOSKEY et al., 2002]. Elektrophysiologische Studien kamen zu dem Ergeb- nis, dass es in Lymphgefäßen eine Subpopulation der glatten Muskelzellen gibt,
die wie Schrittmacherzellen agieren und die spontanen Kontraktionen kontrollie- ren. Die Zellen sind längs zur Gefäßachsenrichtung orientiert und liegen zwischen dem Endothel und dem Hauptteil der glatten Muskelzellen. Sie sind elektronen- dicht und enthalten Caveolae, Golgi-Apparate, Mitochondrien, 10 nm lange Fila- mente, ein endoplasmatisches Retikulum und eine Basallamina. Sie sind Vimen- tin-, Myosin- und Kit-positiv [MCCLOSKEY et al., 2002]. Ein Unterscheidungskrite- rium zwischen der glatten Muskelzelle und der Schrittmacherzelle anhand der Zellorganellen ist nicht beschrieben. Es wird lediglich auf die erhöhte Elektronen- dichte der Schrittmacherzellen gegenüber den darunter liegenden glatten Muskel- zellen eingegangen.
2.9 Elastische Fasern
Die Strukturproteine Elastin und Kollagen werden von der Zelle reichlich in das Bindegewebe der extrazellulären Matrix ausgeschieden, bilden aber ein entge- gengesetztes Extrem. Die lockeren, unstrukturierten Polypeptidketten des Elastins sind kovalent vernetzt. Sie bilden ein gummiartiges elastisches Maschenwerk, das es dem Gewebe, wie den Arterien und der Lunge ermöglicht, sich zu verformen und zu dehnen, ohne Schaden zu nehmen. Bei der Dehnung findet eine reversible Entknäuelung der Protein-Moleküle statt.
Elastin, ein stark hydrophobes Protein aus 750 Aminosäuren, ist der Hauptbe- standteil der elastischen Fasern. Die in den extrazellulären Raum ausgeschiede- nen Elastinmoleküle lagern sich in der Nähe der Plasmamembran zu elastischen Fasern zusammen. Dies geschieht meist unter Einstülpung der Zelloberfläche. In der Polypeptidkette des Elastin-Proteins wechseln sich die für die elastischen Ei- genschaften des Moleküls verantwortlichen hydrophoben Abschnitte mit den al- pha-Helices ab. Die alpha-Helices besitzen Lysinreste, zwischen denen sich Quervernetzungen bilden. Die Elastin-Seele der elastischen Faser ist von einer Mikrofibrillen-Hülle umgeben. Diese besteht aus verschiedenen Glykoproteinen.
Zu diesen gehört das Fibrillin. Es ist für den Zusammenhalt der elastischen Fa- sern unentbehrlich [CLEARY et al., 1983; SCOTT, 1987].
Das Elastische-Faser-System, von dem die elastischen Laminae, wie die Membrana elastica interna und die Membrana elastica externa der Arterien abzugrenzen sind, wird von drei Fasertypen gebildet: den elastischen Fasern, den Elaunin-Fasern und den Oxytalan-Fasern. In vielen Fällen stellen diese Fasertypen Entwicklungsstadien bei der Faserbildung dar. Die Entwicklung verläuft von der Oxytalan-Faser über die Elaunin-Faser hin zur elastischen Faser [MONTES, 1996]. Die elastische Faser besteht aus zwei morphologisch verschiedenen Komponenten: einem zentral gelegenen Zylinder aus amorphem und homogenem Elastin, der von tubulären Mikrofibrillen umgeben ist. Die Oxytalan-Faser setzt sich hingegen nur aus einem Mikrofibrillen-Bündel zusammen, welches dem der elastischen Faser identisch ist. Die Oxytalan-Faser enthält im Gegensatz zur Elaunin-Faser, bei der die Mikrofibrillen von amorphem Material bereits durchsetzt sind, noch keine amorphen Bestandteile. Zu etwa 90%
enthält die reife elastische Faser das Protein Elastin, welches die amorphe Erscheinung bei der Elektronenmikroskopie hervorruft. Die Elektronendichte variiert von licht bis moderat dicht. Die andere Komponente, die tubulären Mikrofibrillen, haben einen Durchmesser von 10 nm [USHIKI, 1992]. Diese elektronendichten Mikrofibrillen sind reich an polaren, hydrophilen Aminosäuren.
Sie enthalten im Gegensatz zu Elastin weniger Glycin und kein Hydroxyprolin, Desmosin oder Isodesmosin. Die beiden letzteren binden kovalent zwischen den Ketten des Elastin. Elastin ist gegenüber Digestion durch Trypsin, Kochen und Hydrolyse durch schwache Säuren und Basen resistent.
3 Material und Methoden
3.1 Material
In die Untersuchung wurden Pferde mit optisch nicht ödematisierten Gliedmaßen einbezogen, von denen zudem auch die mikroskopischen Präparate keine Anzei- chen einer Entzündung oder erkennbarer pathologischer Folgeerscheinungen des umgebenden Gewebes aufwiesen. Es wurde ein Teil der Pferde genutzt, die für die Situsübungen im Rahmen des Anatomischen Kurses an der Tierärztlichen Hochschule Hannover zur Verfügung standen. Der Probenzeitraum erstreckte sich von Oktober bis Februar. Da die Pferde als Schlachtpferde gekauft wurden, ist davon auszugehen, dass medikamentelle Wartezeiten verstrichen waren. Ein Vorbericht war nicht gegeben. Die Pferde standen vor der Schlachtung eine W o- che in der Klinik für Pferde der Tierärztlichen Hochschule Hannover. Das Durch- schnittsalter lag bei 10,8 Jahren mit einer Spanne zwischen 2 und 20 Jahren.
Tabelle 3.1 In die Untersuchung einbezogene Pferde
Pferd Rasse Geschlecht Geschätztes
Zahnalter (Jahre)
1 Traber Stute 8
2 Warmblut Stute 15
3 Traber Wallach 2
4 Traber Stute 10
5 Traber Hengst 9
6 Warmblut Stute 20
7 Warmblut Wallach 15
8 Traber Stute 9
9 Traber Stute 10
10 Traber Wallach 10
3.2 Methoden 3.2.1 Vorversuche
3.2.1.1 Makroskopische Darstellung der Kollektoren
Das Erlernen der direkten und indirekten Füllung der Lymphgefäße mittels einer gesättigten, unverdünnten Berliner Blau Lösung, sowie das der Präparation erfolg- te auf verschiedenen Schlachthöfen. Die Beckengliedmaßen der geschlachteten Pferde wurden am Tarsalgelenk abgesetzt. Eine Füllung und Präparation der Lymphgefäße am Unter- und Oberschenkel war im Rahmen der Vorversuche nicht möglich.
3.2.1.2 Theoretische Vorbemerkung zu den verwendeten Antikörpern
Alle im Folgenden genannten Antikörper mussten zunächst einmal am in Paraffin eingebetteten Pferdegewebe etabliert werden. Es folgten Verdünnungsreihen bis zur optimalen Gebrauchslösung.
Anti-Actin
Das verwendete Anti-Actin der Immunglobulinsubklasse M ist positiv an Muskeln und Myofibrillen [KAEHN et al., 1985].
Anti-Alpha-Smooth-Muscle-Actin
Das Anti-Alpha-Smooth-Muscle-Actin (Anti-ASM-1) der Immunglobulinklasse G2a ist ein synthetisches NH2-terminales Dekapeptid der alpha-smooth-muscle Iso- form von Actin. Es ist ein exzellenter Marker für myogene Weichteiltumoren und glatte Muskelzellen. Anti-ASM-1 reagiert spezifisch mit den alpha Actinen des Ac- tins [SKALLI et al., 1986; SCHÜRCH et al., 1987; DEMIRKESEN et al., 1995].
Damit eignet sich Anti-ASM-1 hervorragend zur immunhistochemischen Darstel- lung von glatten Muskelzellen und Myofibroblasten.
