Assoziation des Auftretens von PCV2 zu
pathomorphologischen und pathohistologischen Läsionen sowie Koinfektionen bei Schweinen
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Sandra Schelleckes
aus Kassel
Hannover 2019
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover und
Univ. Prof. Dr. Lothar Kreienbrock
Institut für Biometrie, Epidemiologie und Informationsverarbeitung
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
1. Gutachter: Apl. Prof. Dr. Elisabeth große Beilage Univ. Prof. Dr. Lothar Kreienbrock 2. Gutachter: Apl. Prof. Dr. Beatrice Grummer
Tag der mündlichen Prüfung: 05.11.2019
1 Einleitung ... 1
2 Literaturübersicht ... 3
2.1 Porzines Circovirus ... 3
2.1.1 Geschichte ... 3
2.1.2 Taxonomie ... 3
2.1.3 Genotypen ... 4
2.1.4 Epidemiologie ... 6
2.2 PCV2-assoziierte Erkrankungen ... 7
2.2.1 Subklinische Infektion mit PCV2 ... 7
2.2.2 PCV2-assoziierte Erkrankungen mit klinischer Ausprägung ... 8
2.2.2.1 Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome ... 8
2.2.2.2 PCV2-assoziierte respiratorische Erkrankung ... 11
2.2.2.3 PCV2-assoziierte Enteritis ... 12
2.2.2.4 Porcine Dermatitis and Nephropathy Syndrome ... 13
2.2.2.5 PCV2-assoziierte reproduktive Erkrankung ... 14
2.2.3 Diagnostik PCV2-assoziierter Erkrankungen ... 15
2.2.4 Bekämpfung durch Impfung ... 17
2.3 Interaktionen von PCV2 mit anderen Erregern ... 19
3 Material und Methoden ... 23
3.1 Material ... 23
3.1.1 Auswahl der Tiere und Untersuchungszeitraum ... 23
3.2.2 Auswahl der Befunde (Variablen) für die weitere
Auswertung... 25
3.2.3 Statische Auswertung ... 27
4 Ergebnisse ... 31
4.1 Retrospektive Auswertung der Daten ... 31
4.2 PCV2-Klassifikation und PCV2-Untersuchungsstatus der Schweine ... 31
4.2.1 Klassifizierung PCV2-positiver und -negativer Schweine... 31
4.2.2 PCV2-Gehalt in Lungen- und Lymphknotengewebe ... 31
4.2.3 Klassifizierung PCV2-untersuchter und -nicht untersuchter Schweine ... 32
4.3 Variablen mit einem möglichen Einfluss auf die PCV2-Klassifikation und den PCV2-Untersuchungsstatus ... 32
4.3.1 Vorbericht ... 33
4.4 Pathomorphologische Befunde ... 43
4.4.1 Pathomorphologische Befunde bei der äußeren Besichtigung 43
4.4.2 Pathomorphologische Befunde an den Inguinallymphknoten . 49
4.4.3 Pathomorphologische Befunde an den Gelenken ... 50
4.4.4 Pathomorphologische Befunde an Organen der Brusthöhle ... 52
4.4.5 Pathomorphologische Befunde an Organen der Bauchhöhle . 64
4.5 Pathohistologische Befunde ... 74
4.5.1 Pathohistologische Untersuchung ... 74
4.6.1 Erregernachweis in Organen der Brusthöhle ... 85
4.6.2 Erregernachweis in Organen der Bauchhöhle ... 97
4.6.3 Erregernachweis in Leistenlymphknoten ... 99
4.6.4 Erregernachweis in Gelenken ... 100
4.6.5 Erregernachweis in ZNS / Gehirn ... 101
4.6.6 Hemmstofftest ... 101
4.7 Multivariable Auswertung mittels logistischer Regression ... 102
5 Diskussion ... 106
5.1 Vergleich der Befunde bei PCV2 positiv- mit PCV2-negativ klassifizierten Schweinen – univariable und multivariable Auswertung ... 107
5.2 Vergleich der Befunde bei PCV2-untersuchten mit nicht untersuchten Schweinen – univariable und multivariable Auswertung ... 113
6 Zusammenfassung ... 119
7 Summary ... 122
8 Literaturverzeichnis... 124
9 Tabellenverzeichnis ... 137
10 Anhang ... 148
Act. Suis Actinobacillus suis
A. pleuropneumoniae Actinobacillus pleuropneumoniae Bakt. Bakterieller Erreger
B. bronchiseptica Bordetella bronchiseptica
dsDNA double-stranded desoxyribonucleic acid E. coli Eschericia coli
ED enteric disease
ELISA enzyme-linked immunosorbent assay ggr. geringgradig
hgr. hochgradig
H. parasuis Hämophilus parasuis IgG Immunglobulin G IgM Immunglobulin M IHC Immunhistochemie ISH In-Situ-Hybridisierung L. intrazellularis Lawsonia intracellularis LW Lebenswoche
mgr. mittelgradig
M. hyopneumoniae Mycoplasma hyopneumoniae M. hyorhinis Mycoplasma hyorhinis
M. hyosynoviae Mycoplasma hyosynoviae n Anzahl
neg. negativ
o. b. B. ohne besonderen Befund OR Odds ratio
PCR polymerase chain reaction PCV Porcine Circoviren
PCVAD porcine circovirus associated diseases PCVD porcine circovirus diseases
PCV3 porcine circovirus type 3
PDNS porcine dermatitis and nephropathy syndrome PEDV porcine epidemic diarrhea virus
PK picorna-like particles P. multocida Pasteurella multocida
PMWS postweaning multisystemic wasting syndrome pos. positiv
PPV Porcines Parvovirus
PRDC porcine respiratory disease complex
PRRSV porcine reproductive and respiratory syndrome virus PRRSV EU-Typ Europäischer Typ des PRRS-Virus
PRRSV NA-Typ Nordamerikanischer Typ des PRRS-Virus PRV Pseudorabies Virus
qPCR quantitative PCR
RNA ribonucleid acid (Ribonukleinsäure) SIV swine influenza virus
spp. species pluralis
ssDNS single-stranded desoxyribonucleic acid S. suis Streptococcus suis
St. aureus Staphylococcus aureus St. hyicus Staphylococcus hyicus T. pyogenes Trueperella pyogenes V. a. Verdacht auf
Verd. a. Verdacht auf vs. versus
1. Einleitung
Als ubiquitär vorkommender Erreger ist das Porcine Circovirus Typ 2 (PCV2) weltweit in der Schweinehaltung verbreitet (SEGALÉS et al. 2005; REINER et al. 2010). Eine Infektion mit PCV2 kann ohne klinische Symptome und pathologische Läsionen verlaufen, sich aber auch auf verschiedene Weise klinisch ausprägen (SEGALÉS 2012). Zusammenfassend werden klinische Symptome, die im Zusammenhang mit PCV2-Infektionen auftreten, als Porcine Circovirus Associated Disease (PCVAD) bezeichnet (ALLAN 2002 ; HARDING 2007; SEGALÉS 2012). Zu den PCVAD gehört das multifaktoriell bedingte Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS), das bei typischem Verlauf mit Kümmern, einer systemischen Umfangsvermehrung der Lymphknoten sowie weiteren, eher unspezifischen Symptomen einhergeht. Die Mortalitätsrate bei betroffenen Tieren ist hoch (HARDING et al. 1997; ALLAN et al.
2004; GRAU-ROMA et al. 2011; GRAU-ROMA et al. 2012). Des Weiteren kann sich die Symptomatik bei einer PCV2-Infektion ausschließlich am Atemtrakt (LD) (HARMS et al. 2002; KIM et al. 2003; OPRIESSNIG et al. 2007), dem Darmtrakt (ED) (KIM et al. 2004; OPRIESSNIG et al. 2007) oder als Porcine Dermatitis and Nephropathy Syndrome (PDNS) manifestieren (DROLET et al. 1999; SEGALÉS 2012). Außerdem werden Reproduktionsstörungen als Folge von PCV2-Infektionen beschrieben (HARMS et al. 2002; KIM et al. 2003; OPRIESSNIG et al. 2007). Der Krankheitsverlauf kann zudem durch das Auftreten von Koinfektionen negativ beeinflusst werden (KYRIAKIS et al. 2002; PALLARES et al. 2002; OPRIESSNIG et al. 2012). Zu den Erregern von Koinfektionen, d.h. Keimen, die häufig gleichzeitig mit PCV2 nachzuweisen sind, werden das Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV), das Swine Influenza Virus (SIV) sowie Mycoplasma (M.) hyopneumoniae gezählt (HARMS et al. 2002; PALLARES et al. 2002; DORR et al.
2007; OPRIESSNIG et al. 2012).
Die Diagnostik PCV2-bedingter Erkrankungen stellt besondere Herausforderungen an den Untersucher, da die klinischen Symptome weitgehend unspezifisch sind und nur im Fall von PMWS und PDNS eine Verdachtsdiagnose erlauben. Der Erreger ist zudem weit in der Schweinepopulation verbreitet und führt nicht zwingend zu einer
Erkrankung. Die Diagnose einer PCV2-bedingten Erkrankung soll daher anhand einer Kombination aus dem Nachweis typischer klinischer Symptome, der Feststellung typischer pathohistologischer Veränderungen und dem Erregernachweis gestellt werden (HARDING 2007; SEGALÉS 2012).
Die vorliegende Arbeit wurde mit dem Ziel durchgeführt, zunächst einen Überblick über die übliche Praxis der PCV2-Routinediagnostik in einer Untersuchungseinrichtung zu gewinnen und anschließend eine Stichprobe auf PCV2 untersuchter Schweine auf Assoziationen zwischen dem Erregernachweis und pathomorphologischen sowie pathohistologischen Gewebeläsionen und dem Nachweis von Koinfektionen zu untersuchen. Dabei stand die Frage im Vordergrund, ob noch andere als die bereits bekannten, mit PCV2-assoziierten Läsionen festgestellt werden können. Eine mögliche Assoziation klinischer Symptome mit dem PCV2-Nachweis wurde anhand der Angaben untersucht, die der Einsender im Vorbericht gemacht hatte. In einem zweiten Untersuchungsansatz wurden der Vorbericht, das Vorkommen pathomorphologischer und pathohistologischer Läsionen sowie der Nachweis anderer Erreger vergleichend für Tiere analysiert, die auf PCV2 untersucht bzw. nicht untersucht worden waren. Anhand dieser Auswertung sollte geprüft werden, welche Symptome und Läsionen Untersucher in der Routinediagnostik zum Anlass genommen haben, eine Untersuchung auf PCV2 einzuleiten. Die Untersuchung umfasst Befunde von insgesamt 1700 Schweinen, die im Zeitraum 2013 bis 2016 an der Außenstelle für Epidemiologie seziert und weiterführend untersucht wurden.
2. Literaturübersicht 2.1 Porzines Circovirus 2.1.1 Geschichte
Porzine Circoviren (PCV) wurden erstmals im Jahr 1974 als Kontaminanten porziner PK-15-Nierenzellkulturen isoliert und beschrieben (TISCHER et al. 1974). Da der Erreger im Experiment keine Erkrankung bei Schweinen auslöste, wurde angenommen, dass es sich um eine apathogene Kontaminante handelt (TISCHER et al. 1986; ALLAN et al. 1995). Ab dem Jahr 1991 waren allerdings in Kanada Fälle aufgetreten, in denen Schweine ein offensichtlich multifaktoriell beeinflusstes Krankheitsbild zeigten (HARDING 1997), das schließlich in den späten 1990er Jahren ursächlich einer weiteren Variante porziner Circoviren zugeordnet werden konnte (ELLIS et al. 1998). Diese neu, als PCV2 bezeichnete Variante unterscheidet sich phylogenetisch und serologisch von der Kontaminante porziner PK-15-Nierenzellkulturen, die zur Unterscheidung die Bezeichnung PCV1 erhielt (MEEHAN et al. 1998).
Im Jahr 2016 wurde erstmals eine dritte Variante porziner Circoviren beschrieben, die als PCV3 bezeichnet wird und im Zusammenhang mit verschiedenen Krankheitsbildern nachgewiesen wurde (PHAN et al. 2016; PALINSKI et al. 2017).
2.1.2 Taxonomie
Porzine Circoviren gehören zu der Gattung Circovirus und der Familie der Circoviridae (LUKERT 1995). Die Familie der Circoviridae unterteilt sich in die Genera Circovirus und Gyrovirus. Dem Genus Circovirus sind neben den Porzinen Circoviren Typ 1, 2 und 3 das Beak-and-Feather-Disease-Virus, das Tauben-, Gänse- sowie das Kanarienvogel-Circovirus zugeordnet, während die Spezies des Chicken-Anemia-Virus zu dem Genus Gyrovirus gehört (SEGALÉS et al. 2005). Die
Circoviren sind unbehüllte Viruspartikel mit einem Durchmesser von 17 nm, die eine sehr kleine, einzelsträngige DNA mit einem zirkulären Genom aufweisen (TISCHER et al. 1982). Nach der Infektion einer Zelle konvertiert die einzelsträngige DNA (ssDNA) zu einer doppelsträngigen DNA (dsDNA), es handelt sich dann um die replikative Form (MANKERTZ et al. 2004).
2.1.3 Genotypen
Nachdem das Krankheitsbild des Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome (PMWS) ursächlich der neu identifizierten Variante des Porzinen Circovirus zugeordnet werden konnte, machten MEEHAN et al. (1998) den Vorschlag, die Spezies PCV1 und PCV2 zu unterscheiden. Als später innerhalb der Spezies PCV2 mittels Sequenzierung weitere deutliche Unterschiede feststellbar waren, begann man, PCV2 verschiedenen Genotypen und Subtypen zuzuordnen (GAGNON 2007;
MARTINS GOMES DE CASTRO et al. 2007; OLVERA et al. 2007; GRAU-ROMA et al.
2008).
Um eine einheitliche Bezeichnung für die verschiedenen Genotypen zu schaffen, wurde, nach anfänglichen Uneinigkeiten zwischen den verschiedenen Autoren, durch das Europäische Konsortium für Porcine Circovirus Diseases (PCVD) vorgeschlagen, die Genotypen PCV2a und PCV2b zu unterscheiden (SEGALÉS et al. 2008). Aktuell werden innerhalb der Spezies PCV2 vier Genotypen, PCV2a, PCV2b, PCV2c und PCV2d unterschieden, in denen zum Teil Subcluster (Tab. 1) eine weitere Differenzierung erlauben (OLVERA et al. 2007; SEGALÉS et al. 2008; FRANZO et al.
2015; XIAO et al. 2016).
Tab. 1: PCV2-Genotypen und ihre Subcluster
Genotyp Bezeichnung der Subcluster
PCV2a PCV2a 2A, PCV2a 2B, PCV2a 2C, PCV2a 2D, PCV2a 2E
PCV2b PCV2b 1A, PCV2b 1B
PCV2c
PCV2d PCV2d-1, PCV2d-2
PCV2e
Der Genotyp PCV2a wird aktuell in die Subcluster PCV2a 2A bis E differenziert (OLVERA et al. 2007). Bis zum Jahr 2004 war PCV2a der am häufigsten im Zusammenhang mit dem Auftreten von PCV2-assoziierten Krankheitsbildern nachgewiesene Genotyp. Anschließend kam es zu einem Genotypenshift, der dazu führte, dass PCV2b wurde in verschiedenen Untersuchungen als dominierender Genotyp bei klinisch erkrankten Schweinen nachgewiesen wurde (GAGNON 2007;
CARMAN et al. 2008; DUPONT et al. 2008).
Eine weitere neu entdeckte Variante von PCV2 wurde zunächst als Subcluster PCV2b 1C benannt (OLVERA et al. 2007), später aber aufgrund weiterer neuer Erkenntnisse als Genotyp PCV2d bezeichnet. Entsprechend wird der Genotyp PCV2b derzeit nur noch in die Subcluster PCV2b 1A und PCV2b 1B unterteilt (FRANZO et al. 2015).
Der Genotyp PCV2c wurde erstmals in Dänemark in Untersuchungsmaterial identifiziert, das bereits in den 1980er Jahren eingelagert worden war (DUPONT et al.
2008). Aktuell wurde PCV2c im Jahr 2015 in Material von Wildschweinen in Brasilien nachgewiesen (FRANZO et al. 2015).
Der Genotyp PCV2d wurde im Jahr 2010 erstmals in Material aus China (GUO et al.
2010) und in 2013 auch in den USA festgestellt (OPRIESSNIG et al. 2013). Bereits in 2016 wird PCV2d als der am häufigsten in den USA und China nachgewiesene Genotyp beschrieben (LI et al. 2016; XIAO et al. 2016). In Deutschland wird der Genotyp PCV2d seit 2013 häufiger nachgewiesen (EDDICKS et al. 2015; REINER et al. 2015).Für den Genotyp PCV2d wurde eine Unterteilung in die Subcluster PCV2d-1 und PCV2d-2 vorgenommen (XIAO et al. 2016).
Im Jahr 2016 wurde zudem ein neuer Genotyp PCV2e beschrieben, welcher jedoch eine geringe Prävalenz aufweist (DAVIES et al. 2016; KARUPPANNAN et al. 2017;
OPRIESSNIG et al. 2017).
2.1.4 Epidemiologie
PCV2 tritt ubiquitär auf; sowohl Haus- als auch Wildschweine sind natürliche Wirte des Virus (ALLAN et al. 2000; SEGALÉS et al. 2002; VICENTE et al. 2004).
Nicht-porzine Spezies, einschließlich des Menschen, sind nicht empfänglich für eine Infektion mit PCV2 (ALLAN et al. 2000; ELLIS et al. 2001; RODRÍGUEZ-ARRIOJA et al. 2003). Allerdings konnte das Virus bei Mäusen und Ratten aus Schweinebetrieben festgestellt werden, während ein Nachweis bei Nagern ohne Kontakt zu Schweinehaltungen nicht möglich war (KIUPEL et al. 2001; CSÁGOLA et al. 2008;
OPRIESSNIG et al. 2009). Mäuse und Ratten werden daher nicht als Vektoren vermutet (LORINCZ et al. 2010).
Die meisten Schweine infizieren sich im Alter von vier bis elf Wochen mit dem Erreger (CARASOVA et al. 2007; GRAU-ROMA et al. 2009). PCV2 kann sowohl vertikal als auch horizontal übertragen werden, wobei die Ansteckung mit dem Virus vor allem auf dem oro-nasalen Weg erfolgt (SEGALÉS et al. 2005; GRAU-ROMA et al. 2011). PCV2 wird jedoch über alle Sekrete und Exkrete ausgeschieden (LAROCHELLE 2000;
BOLIN et al. 2001), zu denen Augen-, Nasen- und Bronchialsekrete, Speichel, Harn, Kot, Sperma sowie das Kolostrum infizierter Tiere zählen (KRAKOWKA et al. 2000;
LAROCHELLE 2000; SHIBATA et al. 2003; SEGALÉS et al. 2005; SHIBATA et al.
2006; HA et al. 2009; PARK et al. 2009; GERBER et al. 2011). Klinisch kranke Tiere scheiden höhere Virusmengen aus als Tiere, bei denen die Infektion subklinisch verläuft (SEGALÉS et al. 2005).
Die horizontale Übertragung von der Sau auf ihre Feten erfolgt auf dem transplazentaren Weg (ALLAN et al. 1995; O'CONNOR et al. 2001; PARK et al. 2005;
HA et al. 2008). Eine Erregerübertragung auf die Feten kann aber auch durch Sperma
erfolgen (MADSON et al. 2009). Die Infektion von Feten kann mit einem Abort einhergehen (MADSON et al. 2009).
OPRIESSNIG et al. (2009) beschreiben zudem die Möglichkeit der Übertragung von PCV2 über die orale Aufnahme von infiziertem Gewebe.
Nach einer Untersuchung von PATTERSON et al. (2011) wird PCV2 intermittierend über die oben genannten Sekrete und Exkrete über einen Zeitraum von mindestens 69 Tagen nach der Infektion ausgeschieden. BOLIN et al. (2001) konnten PCV2-DNA im Gewebe bis zu maximal 125 Tagen nach der Inokulation des Erregers nachweisen.
Die Inkubationszeit bei einer Infektion mit PCV2 beträgt zwei bis vier Wochen, ein erstmaliger Erregernachweis im Serum wurde in einem Experiment bereits vier Tage nach intranasaler Infektion beschrieben (LAROCHELLE 2000). Die PCV2-Infektion manifestiert sich vor allem in lymphatischem Gewebe (ROSELL et al. 1999;
QUINTANA et al. 2001). Neben dem Vorkommen in lymphatischen Organen kann PCV2 auch in weiteren Organen wie Lunge, Leber oder Niere nachgewiesen werden (MCNEILLY et al. 1999; ROSELL et al. 1999). Zielzellen des Virus sind mononukleäre Zellen, T- und B-Lymphozyten und dendritische Zellen, Epithelzellen, Endothelzellen und Fibrozyten (YU et al. 2007; STEINER et al. 2008).
2.2 PCV2-assoziierte Erkrankungen 2.2.1 Subklinische Infektion mit PCV2
Der häufige Nachweis von Serumantiköpern gegen PCV2 bei Schweinen in allen Teilen der Erde lässt darauf schließen, dass Infektionen mit PCV2 weltweit ubiquitär vorkommen (SEGALÉS et al. 2005; REINER et al. 2010); die Prävalenz klinischer Erkrankungen ist jedoch weitaus geringer als die Seroprävalenz. Aus diesem Grund wird die subklinische Infektion als am meisten verbreitete Form einer Infektion mit PCV2 angesehen (SEGALÉS 2012).
Bei einer subklinischen Infektion mit PCV2 ist bei betroffenen Schweinen lediglich eine geringere Gewichtszunahme ohne weitere Symptome zu beobachten. Im Rahmen der
pathohistologischen Untersuchung finden sich keine oder nur geringgradige Läsionen in lymphatischen Geweben (SEGALÉS 2012). Zudem ist entweder kein oder nur ein geringer Gehalt an PCV2 im Lymphgewebe oder anderen Organen sowie im Serum betroffener Tiere nachweisbar. Mittels qPCR werden bei subklinisch verlaufenden Infektionen meist Virusgehalte < 105 bis 106 beschrieben (BRUNBORG et al. 2004;
GRAU-ROMA et al. 2009; BRUNBORG et al. 2010; CORTEY et al. 2011; SEGALÉS 2012).
2.2.2 PCV2-assoziierte Erkrankungen mit klinischer Ausprägung
Im Zusammenhang mit PCV2-Infektionen werden verschiedene klinische Symptome beschrieben, die zunächst zusammenfassend als Porcine Circovirus Diseases (PCVD) benannt wurden (ALLAN 2002). Um einen für Europa und Nordamerika einheitlichen Namen für diese Erkrankungen zu schaffen, wurde später die Bezeichnung Porcine Circovirus Associated Disease (PCVAD) vorgeschlagen (HARDING 2007; SEGALÉS 2012).
Entsprechend der klinischen Manifestation werden verschiedene Formen der PCV2- assoziierten Erkrankungen unterschieden (SEGALÉS 2012).
2.2.2.1 Postweaning Multisystemic Wasting Syndrome
Bei PMWS handelt es sich um eine multifaktorielle Erkrankung, die im Zusammenhang mit PCV2-Infektionen nachzuweisen ist (ALLAN et al. 2004; GRAU-ROMA et al. 2011;
GRAU-ROMA et al. 2012). Die Morbidität liegt in betroffenen Beständen bei 4 bis 30 % und die Mortalität bei 4 bis 20 % (SEGALÉS et al. 2002). Das Krankheitsbild wird meist bei Schweinen im Alter von zwei bis vier Monaten beobachtet (MADEC et al. 1999;
GRAU-ROMA et al. 2009). Bei Tieren, die jünger als vier Wochen sind, tritt die Erkrankung in der Regel nicht auf (SEGALÉS et al. 2002), da maternale Antikörper in
ausreichender Konzentration vor einem Ausbruch der Erkrankung schützen (ALLAN 2002; SEGALÉS et al. 2002; CALSAMIGLIA et al. 2007; GRAU-ROMA et al. 2009).
Das PMWS ist als systemische Erkrankung definiert, die mit Gewichtsverlusten, Kümmern, Apathie und einer hohen Mortalitätsrate einhergeht. Als weitere Symptome können Fieber, Lymphknotenschwellungen, Atemwegsprobleme, Husten, Ikterus oder Durchfallerkrankungen auftreten (HARDING et al. 1997; ROSELL et al. 1999;
KRAKOWKA et al. 2004). Da jedoch nach SORDEN (2000) die klinischen Symptome, die für einen Verdacht auf PMWS sprechen, allein zu unsicher sind, wird zur Absicherung der diagnostische Trias beschrieben:
1. Klinik – Symptome wie Gewichtsverlust, Kümmern, Apathie, Fieber, Lymphknotenschwellungen, Husten, Dyspnoe, Diarrhoe, Ikterus
2. Histologie – mittel- bis hochgradige Lymphozytendepletion, einhergehend mit einer granulomatösen Entzündung der lymphatischen Gewebe
3. Erregernachweis – Nachweis von PCV2-Antigen im Zusammenhang mit den typischen Gewebeläsionen
Im Rahmen der makroskopischen Untersuchung liegt bei erkrankten Schweinen häufig ein Kümmererhabitus vor, welcher durch ein langes struppiges Haarkleid, hervortretende Hüftknochen und einen verhältnismäßig großen Kopf gekennzeichnet ist (SEGALÉS 2012). Für PMWS typische Läsionen werden vor allem in lymphatischem Gewebe gefunden, wobei vergrößerte Lymphknoten der häufigste makroskopische Befund bei Tieren in der frühen klinischen Erkrankungsphase sind (CLARK 1997; HARDING 1997; ROSELL et al. 1999). Läsionen der Inguinallymphknoten werden hierbei sehr häufig beschrieben (HARDING et al. 1997;
RODRÍGUEZ-ARRIOJA et al. 1999; SEGALÉS et al. 2004). In der späteren Krankheitsphase findet man nach SEGALÉS et al. (2004) häufig auch Lymphknoten von normaler Größe oder sogar atrophierte Lymphknoten.
Die Lungen der betroffenen Tiere sind häufig vergrößert und befinden sich in einem schlechten Retraktionszustand, weiterhin kann das Lungengewebe eine gummiartige Konsistenz aufweisen. Die Veränderungen können diffus im gesamten Lungengewebe
verteilt oder auf bestimmte Bereiche der Lunge begrenzt sein (SEGALÉS 2012). Die Nieren können vergrößert und hellbraun verfärbt sein oder im Cortexbereich weiße Herde aufweisen. Bei Letzterem handelt es sich um die Ausprägung einer nicht-eitrigen interstitiellen Nephritis. Seltener kann auch eine geschwollene, atrophische oder verfärbte Leber mit fein granulierter Oberfläche im Zusammenhang mit PMWS festgestellt werden. Auch eine katarrhalische Enteritis, welche mit oder ohne mesenteriale Ödeme auftreten kann, wurde beschrieben (SEGALÉS 2012).
Bei der pathohistologischen Untersuchung der lymphatischen Gewebe finden sich häufig mittel- bis hochgradige Depletionen mit einer granulomatösen Entzündung, die sich durch das Vorhandensein lymphohistiozytärer Zellen zeigt. Zudem können auch intrazytoplasmatische Einschlusskörperchen oder mehrkernige Riesenzellen nachweisbar sein (SEGALÉS 2012). Im Lungengewebe kann eine lymphohistiozytäre bis granulomatöse interstitielle Pneumonie vorliegen, wobei in weiter fortgeschrittenen Fällen auch eine peribronchiale Fibrose sowie eine fibrinöse Bronchiolitis bestehen kann. In Einzelfällen sind Veränderungen einer proliferativen und nekrotisierenden Pneumonie nachweisbar (SEGALÉS 2012). In Nierengewebe ist häufig eine interstitielle Nephritis festzustellen. Die Leber kann Läsionen einer lymphohistiozytären Hepatitis aufweisen. Im Bereich des Darmes kann eine granulomatöse Enteritis histologisch sichtbar sein. Lymphohistiozytäre Infiltrate können grundsätzlich auch in anderen Geweben erkrankter Schweine vorkommen (SEGALÉS 2012).
Bei PMWS korreliert das Ausmaß der Organveränderungen stark mit dem Virusgehalt im Organismus (OPRIESSNIG et al. 2007). Häufig werden bei dem Krankheitsbild des PMWS in der Untersuchung mittels qPCR Virusgehalte > 106 beschrieben (BRUNBORG et al. 2004; OLVERA et al. 2004; FORT et al. 2007; GRAU-ROMA et al.
2009; SEGALÉS 2012).
2.2.2.2 PCV2-assoziierte respiratorische Erkrankung (PCV2-associated respiratory disease)
PCV2-Infektionen können sich in den Atemwegen manifestieren; die Erkrankung wird entsprechend als PCV2-Associated Respiratory Disease bezeichnet. Bei dieser Form fehlen die typischen Symptome des PMWS, die klinische Ausprägung zeigt sich vor allem in Husten, Dyspnoe und Fieber (HARMS et al. 2002; KIM et al. 2003;
OPRIESSNIG et al. 2007). Häufig liegen bei dieser Erkrankungsform Koinfektionen mit anderen Erregern vor (KIM et al. 2003). Zu den häufig neben PCV2 isolierten Erregern gehören Mycoplasma hyopneumoniae, Mycoplasma hyorhinis und Pasteurella multocida (CHOI et al. 2003; HANSEN et al. 2010). Zur Diagnostik der PCV2-Associated Respiratory Disease werden folgende Kriterien herangezogen (CHAE 2005; SEGALÉS 2012):
1. Klinik – respiratorische Symptome wie Husten, Dyspnoe
2. Histologie – Lymphohistiozytäre bis granulomatöse interstitielle oder
brochiointerstitielle Pneumonie, peribronchioläre Fibroplasie, geringradige bis hochgradige nekrotisierende und ulzerative Bronchiolitis und/oder proliferative nekrotisierende Pneumonie, jedoch ohne das Vorhandensein der typischen Läsionen des Lymphgewebes
3. Erregernachweis – mittel- bis hochgradiger Gehalt an PCV2 in
Lungengewebe, auch hier ohne das Vorhandensein der typischen Läsionen des Lymphgewebes
Makroskopisch zeigen sich die Veränderungen im Lungengewebe ähnlich wie bei dem Krankheitsbild PMWS. Die Lungen können vergrößert sein und sich in einem schlechten Retraktionszustand befinden. Zudem kann die Konsistenz des Lungengewebes gummiartig sein (CLARK 1997; SEGALÉS et al. 2004). Wie auch bei PMWS können die Veränderungen diffus im Lungengewebe verteilt sein oder sich auf bestimmte Bereiche der Lunge beschränken (SEGALÉS 2012). Pathohistologisch ist eine granulomatöse bronchiointerstitielle Pneumonie mit oder ohne Bronchiolitis und
bronchioläre Fibrose festzustellen, allerdings sind bei der PCV2-Associated Respiratory Disease die für PMWS typischen Läsionen im Lymphgewebe nicht festzustellen (SEGALÉS 2012).
2.2.2.3 PCV2-assoziierte Enteritis (PCV2-associated enteritis)
Bei Absetzferkeln und Läuferschweinen kommt gelegentlich die PCV2-assoziierte Enteritis vor, die mit unspezifischer Diarrhoe einhergeht (KIM et al. 2004;
OPRIESSNIG et al. 2007). Die für PMWS typischen Veränderungen an anderen Organen und Lymphknoten sind nicht festzustellen (SEGALÉS 2012). Zur Absicherung der Diagnose werden folgende Kriterien herangezogen (KIM et al. 2004;
SEGALÉS 2012):
1. Klinik – Diarrhoe
2. Histologie – Granulomatöse Enteritis und granulomatöse Entzündung sowie lymphozytäre Depletion ausschließlich in den Peyerschen Platten der
Darmschleimhaut
3. Erregernachweis – mittel- bis hochgradiger Gehalt an PCV2-Antigen im lymphoiden Gewebe des Darmes
Makroskopisch ist bei der PCV2-assoziierten Enteritis eine katarrhalische oder eine fibrinöse bis nekrotisierende Enteritis festzustellen, die mit mesenterialen Ödemen einhergehen kann (SEGALÉS 2012). Außerdem sind häufig eine verdickte Schleimhaut des Darmes sowie vergrößerte Darmlymphknoten nachzuweisen (JENSEN et al. 2006). Bei der pathohistologischen Untersuchung können in den Peyerschen Platten typische granulomatöse Entzündungen mit lymphozytärer Depletion sowie im Epithel des Darmes mehrkernige Riesenzellen mit Einschlusskörperchen auffallen. Zudem können häufig eine Zottenatrophie sowie verzweigte und verlängerte Krypten beobachtet werden (KIM et al. 2004; JENSEN et al. 2006).
2.2.2.4 Porcine Dermatitis and Nephropathy Syndrome (PDNS)
Das Krankheitsbild des Porcine Dermatitis and Nephropathy Syndrome (PDNS) kann Schweine jeder Altersgruppe betreffen (DROLET et al. 1999; SEGALÉS 2012). Der Verlauf der Erkrankung ist meist kurz und führt bei einer Mortalitätsrate von bis zu 100 % häufig zum Tod der Tiere. Die Prävalenz von PDNS liegt allerdings im Mittel aller PCV2 infizierten Bestände bei unter 1 % (SEGALÉS et al. 1998; SEGALÉS 2012).
Nach SMITH et al. (1993), SEGALÉS (2002) und SEGALÉS et al. (2005) werden folgende Hauptkriterien zur Diagnostik von PDNS herangezogen:
1. Klinik – typisch ist das Auftreten hämorrhagischer und nekrotisierender Läsionen der Haut, die sich vor allem im Bereich der Hintergliedmaßen und des Perineums zeigen
2. Pathologie – vergrößerte und blasse Nieren, die petechiale Blutungen aufweisen
3. Histologie – systemisch auftretenden nekrotisierende Vaskulitis, die mit einer fibrinös-nekrotisierenden Vaskulitis einhergehen kann
Klinisch zeigen sich zunächst kleine dunkelrote Papeln auf der Haut im Bereich der Hintergliedmaßen oder im Bereich des Perineums, die sich später als konfluierende Blutungsareale über den gesamten Körper ausbreiten können. Im weiteren Verlauf kommt es zu nekrotischen Veränderungen dieser typischen Hautläsionen (SEGALÉS et al. 1998; DROLET et al. 1999; ROSELL et al. 2000; SEGALÉS 2002; SEGALÉS 2012). Die Erkrankung kann außerdem mit einem schlechten Allgemeinbefinden, Fieber, Gewichtsverlust und Apathie einhergehen (ROSELL et al. 2000; SEGALÉS 2002; SEGALÉS 2012). Neben den beschriebenen Veränderungen der Haut lassen sich bei der Sektion makroskopisch häufig beidseitig vergrößerte Nieren mit petechialen Blutungen feststellen, außerdem können Ödeme im Bereich des Nierenbeckens auftreten (SEGALÉS et al. 2004; OPRIESSNIG et al. 2007). Ebenfalls sind die Lymphknoten der betroffenen Tiere häufig vergrößert; betroffen sind davon insbesondere die oberflächlichen Inguinallymphknoten (SEGALÉS 2002; SEGALÉS
2012). Pathohistologisch liegt eine systemisch auftretende nekrotisierende Vaskulitis vor. In Nierengewebe findet sich eine fibrinös-nekrotisierende Vaskulitis; bei chronischem Verlauf der Erkrankung kann es auch zu einer nichteitrigen, interstitiellen Nephritis kommen (SEGALÉS et al. 1998; SEGALÉS 2012). Die Lymphknoten können eine granulomatöse Entzündung mit lymphozytärer Depletion aufweisen (SEGALÉS 2012).
2.2.2.5 PCV2-assoziierte reproduktive Erkrankung
Bei dieser PCV2-assoziierten Erkrankungsform kann es in fortgeschrittenen Phasen der Trächtigkeit vermehrt zu Aborten und Totgeburten oder zur Mumifikation der Ferkel kommen (WEST et al. 1999; BRUNBORG et al. 2007; MADSON et al. 2009). Zudem werden auch erhöhte Verluste von Saugferkeln beschrieben (OPRIESSNIG et al.
2007; SEGALÉS 2012). PCV2-assoziierte reproduktive Erkrankungen treten laut PENSAERT et al. (2004) aber, gemessen an der Häufigkeit, mit der PCV2- Infektionen auch bei Sauen vorkommen (DÜNGELHOEF 2015), eher selten auf. Der Grund dafür ist, dass die PCV2-Infektionsrate, abgeleitet aus der Seroprävalenz, in adulten Schweinen hoch ist, aber nur wenige der zur Zucht eingesetzten Schweine an der klinischen Erkrankung leiden. Von PCV2-bedingten Reproduktionsstörungen sind daher meist nur frisch infizierte, vorab PCV2-seronegative Bestände oder neu zusammengestellte Zuchtgruppen mit vielen Jungsauen betroffen (OPRIESSNIG et al.
2007; SEGALÉS 2012).
SEGALÉS et al. (2005) beschreibt drei diagnostische Kriterien folgendermaßen:
1. Klinik – Aborte und Totgeburten in der späten Phase der Trächtigkeit, seltener mumifizierte Feten
2. Histologie – fibröse bis nekrotisierende Myokarditis im Herzgewebe der Feten 3. Erregernachweis – mittlere bis hohe Gehalte an PCV2 in den Läsionen des
fetalen Herzgewebes
Bei der makroskopischen Untersuchung sind Feten festzustellen, die mumifiziert sind oder auffällige Ödeme aufweisen. Als typische makroskopische Auffälligkeiten werden zudem eine vergrößerte und gestaute fetale Leber und eine kardiale Hypertrophie des fetalen Herzens, die mit multifokalen Verfärbungen einhergehen kann, beschrieben (WEST et al. 1999; O'CONNOR et al. 2001; SEGALÉS et al. 2005). Weiter können die Feten einen Aszites, einen Hydrothorax oder ein Hydroperikard aufweisen (SEGALÉS 2012). Pathohistologisch findet sich eine nicht-eitrige bis nekrotisierende oder fibröse Myokarditis in den Herzen der Feten (WEST et al. 1999; O'CONNOR et al. 2001;
MIKAMI et al. 2005). Zudem wird eine chronische, passive Stauungsleber sowie eine geringgradig ausgeprägte Pneumonie beschrieben (WEST et al. 1999; O'CONNOR et al. 2001; SEGALÉS 2012).
2.2.3 Diagnostik PCV2-assoziierter Erkrankungen
Da PCV2-assoziierte Erkrankungen ubiquitär vorkommen und allein anhand der oft unspezifischen klinischen Symptome nicht zweifelsfrei nachzuweisen sind (ALLAN et al. 2000), sollte die Diagnostik neben einer pathohistologischen Untersuchung immer auch einen Erregernachweis in dem veränderten Gewebe einschließen (ALLAN et al.
2000; SORDEN 2000; MCNEILLY et al. 2002; SEGALÉS et al. 2002; OPRIESSNIG et al. 2007). Da der Nachweis von PCV2 in verschiedenen Organen möglich ist, sollten fallbezogen jeweils die Organe untersucht werden, in denen Veränderungen zu erwarten sind (SEGALÉS 2012; OPRIESSNIG et al. 2013).
Der Vorteil einer pathohistologischen Untersuchung kombiniert mit Immunhistochemie (IHC) (MCNEILLY et al. 1999) oder In-Situ-Hybridisierung (ISH) (MCNEILLY et al.
1999; CALSAMIGLIA et al. 2002) ist, dass der Erreger direkt in den fixierten Gewebeproben dargestellt werden kann, die parallel auch auf typische Veränderungen untersucht werden können. Der Nachweis von PCV2 in typisch verändertem Gewebe hat diagnostisch eine besonders hohe Aussagekraft (ALLAN et al. 1998). Bei der immunhistochemischen Untersuchung (IHC) wird das PCV2-Antigen mittels markierten Serumantikörpern sichtbar gemacht (MCNEILLY et al. 1999). Beide
Methoden weisen eine hohe Sensitivität sowie Spezifität auf (MCNEILLY et al. 1999;
SORDEN 2000; CALSAMIGLIA et al. 2002). Der Nachteil ist allerdings, dass diese Untersuchung nur an Gewebe getöteter oder verendeter Tiere vorgenommen werden kann (SORDEN 2000).
Die Diagnostik mittels Polymerase Chain Reaction (PCR) ist eine schnelle und sensitive Methode zum Nachweis einer Infektion mit PCV2 (CALSAMIGLIA et al. 2002).
Es wurden quantitative (q) PCR-Verfahren entwickelt, mit denen auch eine Untersuchung von Materialien lebender Tiere möglich ist, da hier auch Serum betroffener Tiere zur Untersuchung herangezogen werden kann (CALSAMIGLIA et al.
2002). PCR-Verfahren sind aber auch an Gewebeproben durchführbar, hierzu kann Material aus der Lunge, den Lymphknoten und den Tonsillen herangezogen werden (HAMEL et al. 2000). Laut SEGALÉS et al. (2005) können zudem Tupfer- oder Kratzproben aus der Trachea, Tonsille, Nase oder aus Kot sowie Harn für eine Untersuchung mittels PCR verwendet werden.
Nach BRUNBORG et al. (2004) ist mit der qPCR eine Unterscheidung von subklinisch erkrankten und klinisch erkrankten Tieren möglich. Als subklinisch erkrankt werden dabei Tiere bewertet, bei denen der Virusgehalt < 106 Genomäquivalente/ml Serum oder pro 500 ng Gewebe liegt. Eine klinische Erkrankung ist dagegen anzunehmen, wenn der Virusgehalt > 107 Genomäquivalente/ml Serum oder pro 500 ng Gewebe beträgt. Ab einem Gehalt von > 106 Genomäquivalenten/ml Serum ist grundsätzlich eine Korrelation mit der Schwere der PCV2-assoziierten Läsionen und der klinischen Erkrankung festzustellen (BRUNBORG et al. 2004). OLVERA et al. (2004) beschreiben zudem eine signifikante Korrelation zwischen dem Gehalt an Genomäquivalenten/ml Serum in der PCR und der Ausprägung der histologisch sichtbaren Veränderungen, wie sie bei dem Krankheitsbild des PMWS auftreten.
Ein ausschließlich qualitativer PCR-Nachweis ist für die Diagnostik PCV2-assoziierter Erkrankungen nicht empfehlenswert, da PCV2 sowohl ubiquitär vorkommt als auch eine Infektion mit dem Erreger häufig asymptomatisch verläuft und in Schweinebeständen weit verbreitet ist (MCNEILLY et al. 2002; SEGALÉS et al. 2002;
SEGALÉS et al. 2005; OPRIESSNIG et al. 2007; SEGALÉS 2012).
Auch serologische Untersuchungsverfahren wie der Antikörper-ELISA sind aufgrund des ubiquitären Vorkommens und der Tatsache, dass auch klinisch gesunde Tiere Antikörper gegen PCV2 aufweisen können, für die Diagnostik von PCV2-assoziierten Erkrankungen ungeeignet (SEGALÉS et al. 2002; LAROCHELLE et al. 2003;
RODRÍGUEZ‐ARRIOJA et al. 2003; SEGALÉS 2012). Mit der Antikörperbestimmung mittels ELISA ist es jedoch möglich, anhand der Werte der IgG- bzw. IgM-Antikörper den Infektionszeitpunkt einzuschätzen.
2.2.4 Bekämpfung durch Impfung
Durch den Einsatz von Impfstoffen gegen das PCV2-Virus können PCV2-assoziierte Erkrankungen kontrolliert werden (OPRIESSNIG et al. 2007; KEKARAINEN et al.
2010). Sämtliche auf dem Markt verfügbaren Impfstoffe basieren auf PCV2a-Genotypen, die jedoch gegen die PCV2-Genotypen a und b wirksam sind (OPRIESSNIG et al. 2007; FORT et al. 2008; BEACH et al. 2012). Verschiedene Studien (OPRIESSNIG et al. 2014; OPRIESSNIG et al. 2014; OPRIESSNIG et al.
2016) konnten eine Wirksamkeit PCV2a-basierter Impfstoffe gegen den PCV2-Genotyp PCV2d belegen.
Eine Impfung von Schweinen gegen PCV2 kann zu einer deutlich verminderten Virusausscheidung über den Nasen-Rachenraum und über den Kot führen (FORT et al. 2008; KIXMÖLLER et al. 2008; MARTELLI et al. 2011; HEIßENBERGER et al.
2013). Bei Ferkeln bewirkt eine Impfung, dass die tägliche Gewichtszunahme der Tiere gegenüber nicht geimpften, PCV2-infizierten Schweinen gesteigert wird. Zudem werden sowohl die Mortalitätsraten als auch die Arzneimittelkosten gesenkt (FACHINGER et al. 2008; KIXMÖLLER et al. 2008; MARTELLI et al. 2011;
HEIßENBERGER et al. 2013; HAAKE et al. 2014). Im Falle einer PCV2-Infektion geimpfter Schweine ist die Dauer der virämischen Phase verkürzt, die Viruslast im Blut wird verringert, die Ausscheidung von PCV2 über Sekrete und Exkrete sowie die Schwere der bei PCV2-assoziierten Erkrankungen auftretenden typischen Läsionen vermindert (FACHINGER et al. 2008; FORT et al. 2008; KIXMÖLLER et al. 2008;
OPRIESSNIG et al. 2009; SEGALÉS et al. 2009; FRAILE et al. 2012). Weiterhin ist der Verlauf der Erkrankung auch in Bezug auf die Ausprägung der klinischen Symptome abgemildert. Klinische Symptome wie Gewichtsverlust, Atemwegsprobleme, Apathie treten weniger ausgeprägt in Erscheinung (FACHINGER et al. 2008; KIXMÖLLER et al. 2008; SEGALÉS et al. 2009). KIXMÖLLER et al. (2008) und FACHINGER et al. (2008) beschreiben zudem, dass bei geimpften Ferkeln weniger häufig Koinfektionen festgestellt werden, als dies bei nicht geimpften Ferkeln der Fall ist.
OPRIESSNIG et al. (2010) untersuchten die Wirksamkeit einer aktiven sowie einer passiven Immunisierung anhand der Viruslast in Serum und lymphatischem Gewebe und konnten hierbei keine Unterschiede in der Reduzierung der Viruskonzentration feststellen.
Bei Sauen in PCV2-infizierten Beständen kann die Impfung gesteigerte Fertilitätsraten sowie eine Verbesserung der Umrauschraten bewirken (VILA 2004; KEKARAINEN et al. 2010). Zudem werden nach MADSON et al. (2011) und (VILA 2004) mehr lebend geborene Ferkel verzeichnet. Insgesamt werden mehr Ferkel pro Sau und Jahr geboren und die Anzahl der tot geborenen Ferkel gesenkt. Die Impfung von Sauen hat nach einer Studie von JOISEL et al. (2008) einen Einfluss auf die Mortalitätsraten von Saug- und Aufzuchtferkeln sowie von Mastschweinen. Sauen stellen durch die kontinuierliche Ausscheidung von PCV2-Virus über sämtliche Sekrete und Exkrete (Nasensekret, Speichel, Kot, Urin, Milch / Kolostrum) und durch die Möglichkeit der intrauterinen Erregerübertragung eine permanente Erregerquelle für die Ferkel dar (LAROCHELLE 2000; DVORAK et al. 2013). In einer Studie konnte gezeigt werden, dass eine Virämie der Sauen zum Zeitpunkt der Geburt die Saugferkelmortalität erhöht (CALSAMIGLIA et al. 2007).
Inwieweit sich das Vorhandensein maternaler Antikörper auf die Effektivität der PCV2-Impfung bei Ferkeln auswirkt, wird derzeit noch diskutiert (CHAE 2012).
Verschiedene Autoren vermuten nach einer PCV2-Impfung bei Ferkeln keine nennenswerte Beeinträchtigung der aktiven Immunantwort durch die Anwesenheit maternaler Antikörper, sofern die Ferkel älter als drei Wochen sind (OPRIESSNIG et al. 2008; HAAKE et al. 2014; FENG et al. 2016). Von einer Impfung gegen PCV2 bei
Ferkeln in einem Alter von weniger als drei Wochen wird allerdings in diesem Zusammenhang abgeraten, da hier die Effektivität der Impfung beeinträchtigt sein kann (HAAKE et al. 2014).
Neben der Bekämpfung von PCV2 durch Impfmaßnahmen sind Managementmaßnahmen zur Unterbrechung oder Verzögerung der Infektkette ein sehr wichtiger Aspekt (ALLAN et al. 2000; OPRIESSNIG et al. 2007). Aufgrund der starken Verbreitung des Erregers und der hohen Tenazität ist PCV2 durch herkömmliche Desinfektionsmaßnahmen allerdings nur schwer zu bekämpfen (DVORAK et al. 2013). Von MADEC et al. (1999) wurde ein 20-Punkte-Plan entwickelt, der entsprechende Vorgaben zu Management- und Hygienemaßnahmen enthält. So verlangt dieser beispielsweise eine kontinuierliche Anpassung des Impfprogramms an die aktuelle Situation, einen kontrollierten Tierverkehr, eine strenge Einhaltung von Hygieneregeln sowie die sofortige Isolierung erkrankter Tiere (MADEC et al. 1999).
2.3 Interaktionen von PCV2 mit anderen Erregern
Eine alleinige Infektion mit PCV2 führt zumeist zu einem subklinischen Verlauf (KRAKOWKA et al. 2000; PALLARES et al. 2002; OPRIESSNIG et al. 2012). Zur klinischen Ausprägung der Erkrankung kommt es meist erst dann, wenn PCV2-infizierte Wirtszellen durch Kontakt zu weiteren Antigenen aktiviert werden oder die PCV2-Replikation durch immunmodulatorische Einflüsse aktiviert wird. Diese Aktivierung kann durch Viren, Bakterien, Parasiten und andere Faktoren erfolgen. Zu den immunmodulatorischen Einflüssen zählen zum Beispiel Impfungen, Stall- und Managementfaktoren, Hygienemaßnahmen oder die Anwendung von Medikamenten (KYRIAKIS et al. 2002; RAMAMOORTHY et al. 2008; OPRIESSNIG et al. 2012). Es werden verschiedene Kofaktoren beschrieben, die neben einer Infektion mit PCV2 auftreten oder auch bei deren Entstehung, Verlauf und Schwere eine Rolle spielen können (KYRIAKIS et al. 2002; RAMAMOORTHY et al. 2008; OPRIESSNIG et al.
2012).
Insbesondere das Porcine Reproductive and Respiratory Syndrome Virus (PRRSV), Swine Influenza Virus (SIV) sowie Mycoplasma (M.) hyopneumoniae werden als häufige infektiöse Kofaktoren bei einer Infektion mit PCV2 beschrieben (HARMS et al.
2002; PALLARES et al. 2002; DORR et al. 2007; OPRIESSNIG et al. 2012).
Bei einer gleichzeitigen Infektion mit PRRSV und PCV2 soll das Risiko für eine klinisch manifeste PCV2-assoziierte Erkrankung (PCVAD) im Vergleich zu dem Risiko bei einer PCV2-Monoinfektion stark ansteigen (POGRANICHNIY et al. 2002; ROSE et al.
2003). Weitere Studien beschreiben ebenfalls eine synergistische Wirkung von PCV2 und PRRSV (ALLAN et al. 2000; HARMS et al. 2001; ROVIRA et al. 2002;
OPRIESSNIG et al. 2012).
ALLAN et al. (2000) inokulierten Ferkeln, die zuvor kein Kolostrum erhalten hatten, gleichzeitig Isolate von PCV2 und PRRSV. Im Vergleich zu den Tieren, denen ausschließlich PCV2 inokuliert worden war, konnte bei den Tieren mit der PCV2/PRRSV-Doppelinfektion eine signifikant gesteigerte Replikation von PCV2 und eine erhöhte Menge an PCV2-Antigen in den untersuchten Gewebeproben festgestellt werden. In einer Studie von HARMS et al. (2001) wurden per Kaiserschnitt entbundene, drei Wochen alte Ferkel, die ebenfalls kein Kolostrum erhalten hatten, auf die Auswirkungen einer PCV2/PRRSV-Koinfektion untersucht. Bei den doppelt infizierten Ferkeln konnten schwerere Läsionen in den untersuchten Gewebeproben sowie ein schwererer Krankheitsverlauf beobachtet werden. In einer Untersuchung an fünf Wochen alten Ferkeln, die konventionell aufwuchsen (ROVIRA et al. 2002), wurde den Tieren zunächst PRRSV und 7 Tage später PCV2 inokuliert. In dieser Studie konnte im Vergleich zu einer PCV2-Monoinfektion bei den doppelt infizierten Tieren eine gesteigerte Replikation von PCV2, schwerere Läsionen in den untersuchten Geweben sowie ein erhöhter Gehalt an PCV2-Antigen im Serum nachgewiesen werden.
M. hyopneumoniae wird als häufig vorkommender Kofaktor bei Infektionen mit PCV2 beschrieben (DORR et al. 2007). In einer Studie von OPRIESSNIG et al. (2004) wurden vier Wochen alte Ferkel zunächst mit M. hyopneumoniae und zwei Wochen später mit PCV2 infiziert. Bei den mit PCV2 und M. hyopneumoniae infizierten Tieren wurden stärkere Wachstumsverzögerungen, schwerere Lungenläsionen sowie schwerere lymphoide Depletionen und granulomatöse Lymphadenitiden festgestellt.
In diesem Zusammenhang konnten auch erhöhte Titer an PCV2-Antigen als bei einer PCV2-Monoinfektion festgestellt werden. ALARCON et al. (2011) untersuchten, inwieweit sich eine Koinfektion von PCV2 mit M. hyopneumoniae auf die Schwere einer klinisch manifesten PCVAD auswirkt. Tiere, bei denen serologisch Antiköper gegen M. hyopneumoniae nachzuweisen waren, erkrankten schwerer an einer PCVAD als seronegativ auf M. hyopneumoniae getestete Tiere.
Eine Studie von OPRIESSNIG et al. (2011) untersuchte die Auswirkungen einer Doppelinfektion mit M. hyopneumoniae und PCV2 bei Ebern. Die betroffenen Eber zeigten im Vergleich zu Ebern mit einer PCV2-Monoinfektion einen schwereren Krankheitsverlauf, jedoch war die Menge der Ausscheidung von PCV2 über das Sperma nicht signifikant erhöht.
Auch das SIV wird häufig als Kofaktor von PCV2 nachgewiesen, wenn Schweine am Krankheitsbild des Porcine Respiratory Disease Komplex leiden (HARMS et al. 2002;
PALLARES et al. 2002; DORR et al. 2007).
WEI et al. (2010) untersuchten den Einfluss einer Doppelinfektion mit PCV2 und SIV H1N1 bei Schweinen und konnten keine erhöhte PCV2-Replikation als auch keinen schwereren Krankheitsverlauf oder schwerere Läsionen in den untersuchten Gewebeproben feststellen.
Untersuchungen an Ferkeln, die mit Isolaten von PCV2 und dem Porzinen Parvovirus (PPV) infiziert wurden, zeigten makroskopisch ausgeprägte sowie histologisch sichtbare Läsionen in Geweben, und auch der Krankheitsverlauf von PCVAD war schwerer als bei den Vergleichstieren, die nur mit PCV2 allein inokuliert worden waren (ALLAN et al. 1999; KENNEDY et al. 2000; OPRIESSNIG et al. 2004). Es wurde die Vermutung geäußert, dass die PPV-induzierte Schwächung des Immunsystems eine verstärkte Replikation von PCV2 unterstützt (ALLAN et al. 1999).
KEKARAINEN et al. (2006) konnten zeigen, dass die Prävalenz von Torque Teno Sus Virus im Serum von Schweinen, die an PCVAD erkrankt sind, signifikant höher ist als im Serum von nicht an PCVAD erkrankten Schweinen.
JUNG et al. (2006) stellten bezüglich des Porcine Epidemic Diarrhea Virus (PEDV) fest, dass signifikant mehr PEDV-RNA im Dünndarmgewebe PEDV-infizierter Ferkel
aus PCV2-positiven Sauen 24 Stunden nach einer PEDV-Inokulation vorhanden war, als in PEDV-infizierten Ferkeln von PCV2-negativen Sauen.
Bei Schweinen, die an PCVAD erkrankt waren, wurden außerdem das Pseudorabies Virus (PRV) (RODRÍGUEZ-ARRIOJA et al. 1999; QUINTANA et al. 2001), das Porcine Endogenous Retrovirus (PAL et al. 2011) sowie Lawsonia intracellularis (SEGALÉS et al. 2001) nachgewiesen. Ferkel mit hohen Titern maternaler Antikörper gegen Lawsonia intracellularis erkrankten weniger schwer an PMWS als Tiere mit niedrigen Konzentrationen maternaler Antikörper (GRAU-ROMA et al. 2012).
PCV1 wurde ebenfalls bei an PCVAD erkrankten Schweinen festgestellt (ELLIS et al.
2000), wobei Interaktionen von PCV1 und PCV2 nicht weiter beschrieben sind.
Auch Salmonella spp. (OPRIESSNIG et al. 2011), Pneumocystis (CAVALLINI SANCHES et al. 2006) sowie ein Befall mit Cryptosporidium parvum, der infolge der Immunsuppression durch PCV2 entstanden sein soll (NUNEZ et al. 2003), wurden beschrieben.
Weitere Erreger, die (neben PRRSV, SIV, M. hyopneumoniae) in einer Studie von PALLARES et al. (2002) neben einer Infektion mit PCV2 beobachtet und beschrieben wurden, sind Pasteurella multocida, Bordetella bronchiseptica, Trueperella pyogenes, Escherichia coli, Haemophilus parasuis, Streptococcus suis, Actinobacillus pleuropneumoniae, Actinobacillus suis und Erysipelothrix rhusiopathiae.
Von ELLIS et al. (2004) werden mit dem Encephalomyocarditis-Virus und dem Hepatitis E-Virus weitere mögliche Koinfektionen beschrieben, die ebenfalls einen Einfluss auf den Verlauf einer Infektion mit PCV2 haben könnten.
Als häufig bei dem Krankheitsbild PRDC isolierte Erreger werden von CHOI et al.
(2003) und HANSEN et al. (2010) M. hyopneumoniae, M. hyorhinis und Pasteurella multocida beschrieben.
3. Material und Methoden 3.1 Material
3.1.1 Auswahl der Tiere und Untersuchungszeitraum
Die vorliegende Untersuchung basiert auf der Auswertung von Befunddaten von insgesamt 1700 Schweinen, die über einen Zeitraum von vier Jahren (01/2013 bis 12/2016) zur Sektion an die Außenstelle für Epidemiologie der Tierärztlichen Hochschule Hannover eingesandt wurden.
Die vergleichende Auswertung berücksichtigt Schweine aus zwei Gruppen:
Befunddaten von sämtlichen Tieren, die innerhalb des genannten Zeitraumes auf PCV2 untersucht wurden (n = 850 Tiere) und eine Stichprobe von 850 Schweinen, die in dieser Zeit zur Sektion eingesandt, aber nicht auf PCV2 untersucht wurden. Die Stichprobe der nicht auf PCV2 untersuchten Schweine wurde zufällig gezogen, entspricht hinsichtlich der Besetzung der verschiedenen Gewichtsklassen aber der Gruppe der auf PCV2 untersuchten Schweine.
Die Gruppe der auf PCV2 untersuchten Schweine wurde außerdem vergleichend für die Schweine ausgewertet, bei denen PCV2 nachgewiesen (PCV2-positiv) bzw. nicht nachgewiesen (PCV2-negativ) wurde.
Vorbereitend wurden zunächst im Systemprogramm Labcontrol (Ticono GmbH, 30655 Hannover) für den Auswertungszeitraum die Einsendungsnummern der Schweine ermittelt, für die die Merkmale „Sektion des Tierkörpers“ sowie „Untersuchung auf PCV2“ zutrafen (n = 850).
Anschließend wurden mit Hilfe von Labcontrol die Einsendungsnummern der Tiere festgestellt, die nicht auf PCV2 untersucht wurden, d.h. die Merkmale „Sektion des Tierkörpers“ und „keine Untersuchung auf PCV2“ zutrafen. Diese Merkmale waren bei etwa 5000 Schweinen festzustellen, aus denen über eine Randomisierung mittels der Standardsoftware Microsoft Excel (Microsoft Excel® 2010, Microsoft Corporation, Redmond, Washington, USA) 850 Schweine ausgewählt wurden, deren
Gewichtsverteilung der Verteilung der auf PCV2 untersuchten Schweine entsprach (Tab. 2).
Die Einsendungsnummern aller selektierten Tiere wurden in Tabellen zusammengetragen, chronologisch geordnet und die Originalbefundberichte der Sektionen dieser Tiere aus dem Archiv der Außenstelle zugeordnet.
Tab. 2: Einteilung der auf PCV2 untersuchten Schweine in Gewichtsklassen Gewichtsklasse Körpergewicht (von … bis unter …)
1 bis 7 kg
2 7 - 15 kg
3 15 - 30 kg
4 30 - 50 kg
5 50 - 80 kg
6 80 - 110 kg
7 110 kg und mehr
3.2 Methoden 3.2.1 Übersicht
Bei der Anlieferung der Schweine an die Außenstelle wird vom Tierhalter oder dem behandelnden Tierarzt ein Vorbericht abgegeben, der umfassende Informationen beinhalten, sich teils aber auch auf den Untersuchungsauftrag beschränken kann. Die Schweine werden anschließend, einem standardisierten Zerlegungsgang folgend, seziert. Die Untersuchung umfasst neben der Erhebung der Befunde am Tierkörper und den Organen (pathomorphologische Untersuchung) auch die zielgerichtete Entnahme von Gewebeproben für die pathohistologische Untersuchung sowie für den Nachweis von Erregern. Die Befunde der pathomorphologischen Untersuchung werden zunächst handschriftlich von den jeweiligen wissenschaftlichen Mitarbeitern erfasst und am Tag der Sektion in Labcontrol übertragen. In den nachfolgenden Tagen
werden die Ergebnisse der weiterführenden Diagnostik erfasst und der Befund für das jeweilige Schwein bei Vorliegen aller Ergebnisse abgeschlossen. Ein Ausdruck der in Labcontrol dokumentierten Befunde sowie die Originalbefundberichte der an der Außenstelle oder in externen Laboren angefertigten weiterführenden Untersuchungen werden gemäß der Akkreditierung (Deutsche Akkreditierungsstelle, D-PL-13261-04-00) für mindestens 10 Jahre archiviert. Diese Befunde wurden vorübergehend dem Archiv entnommen und für die vorliegende Untersuchung ausgewertet.
3.2.2 Auswahl der Befunde (Variablen) für die weitere Auswertung
Die Variablen wurden so ausgewählt, dass die Auswertung die Anamnese und sämtliche pathomorphologischen und pathohistologischen Befunde sowie die Ergebnisse der Untersuchungen zum Nachweis verschiedener Erreger umfasst. Den möglichen Ausprägungen der einzelnen Variablen wurden zunächst Zahlencodes zugeordnet, die in ihrer Gesamtheit in einer Kodierungsliste erfasst wurden (Tab. 3 bis 21, siehe Anhang).
Bei der Gruppe der mittels PCR auf PCV2 untersuchten Tiere wurde das Ergebnis der Untersuchung auf PCV2 als unabhängige Variable festgelegt. Außerdem wurden die Art des untersuchten Materials sowie die Höhe des PCV2-Gehaltes erfasst (Tab. 3, siehe Anhang). Als abhängige Variablen wurden für beide Tiergruppen insgesamt 167 Variablen in die Auswertung einbezogen, die verschiedenen Informationskreisen zuzuordnen sind: Herkunft, Alter, Geschlecht und Todesart des Tieres (Tab. 4, siehe Anhang), klinische Symptome (Tab. 5, siehe Anhang), Behandlung mit Antibiotika und Impfungen (Tab. 6, siehe Anhang), makroskopische Untersuchung des Tierkörpers (Tab. 7, siehe Anhang), makroskopische Untersuchung der Brusthöhle (Tab. 8, siehe Anhang), makroskopische Untersuchung der Bauchhöhle (Tab. 9, siehe Anhang), makroskopische Untersuchung des zentralen Nervensystems (Tab. 10, siehe Anhang), histopathologische Untersuchung der Organe (Tab. 11, siehe Anhang), Erregernachweise in Bronchus (Tab. 12, siehe Anhang), Lunge (Tab. 13, siehe
Anhang), Brusthöhle (Tab. 14, siehe Anhang), Herzbeutel (Tab. 15, siehe Anhang), Dünndarmschleimhaut (Tab. 16, siehe Anhang), Lymphknoten (Tab. 17, siehe Anhang), Gelenken (Tab. 18, siehe Anhang) und im zentralen Nervensystem (Tab. 19, siehe Anhang). Außerdem wurden die Untersuchung von Harnproben für den Hemmstofftest (Tab. 20, siehe Anhang) sowie die Durchführung immunhistologischer Untersuchungen (Tab. 21, siehe Anhang) erfasst.
Bezüglich der Herkunft des Tieres erfolgte bei in Deutschland geborenen Schweinen die Identifikation anhand der Ohrmarke, auf der die Viehverkehrsnummer (VVO-Nummer) und das Kennzeichen des Landkreises bzw. der Stadt vermerkt ist, in dem das Schwein geboren wurde; bei Tieren, die ursprünglich aus dem Ausland stammten, wurde das Länderkennzeichen erfasst. Die Lage des einsendenden Betriebes (Herkunftsbetrieb) wurde anhand der Postleitzahl erfasst.
Die Altersklasse des Tieres wurde gemäß den Angaben im Befundbericht als Ferkel, Mastschwein oder Zuchtschwein dokumentiert. Neben dem Körpergewicht des Tieres in Kilogramm (kg) wurden das Geschlecht sowie die Todesart für die Auswertung herangezogen. Hinsichtlich der Todesart wurde unterschieden, ob das Tier bei der Anlieferung bereits tot war oder lebend angeliefert wurde. Zudem wurde erfasst, ob zu dem betreffenden Tier ein Vorbericht eingereicht wurde (Tab. 4, siehe Anhang). Sofern die Frage nach dem Vorhandensein eines Vorberichts mit ja beantwortet werden konnte, wurden weitere Variablen zur Auswertung erfasst. Es wurde erfasst, ob das Tier klinische Symptome zeigte, und, sofern dies zutreffend war, wurde nach der Art der klinischen Symptome unterschieden (Tab. 5, siehe Anhang).
Aus dem Vorbericht wurde zudem ermittelt, ob das Tier aktuell mit Antibiotika behandelt war. Außerdem wurde erfasst, ob eine Impfung gegen PCV2 und/oder Impfungen gegen A. pleuropneumoniae, PRRSV, M. hyopneumoniae und Influenza durchgeführt worden waren (Tab. 6, siehe Anhang). Bei der Erfassung der Ergebnisse der äußeren Besichtigung des Tierkörpers einschließlich der Inguinallymphknoten und Gelenke wurden zunächst sowohl der Ernährungszustand des Tieres als auch separat das Vorliegen eines Kümmererhabitus erfasst. Außerdem wurden die Beschaffenheit des Haarkleides und Veränderungen der Haut dokumentiert (Tab. 7, siehe Anhang).
In einem weiteren Schritt wurden die Befunde der Organe der Brusthöhle erfasst.
Neben der Bewertung der Beschaffenheit der Pleura wurde dokumentiert, ob das Lungengewebe Veränderungen aufwies. Hierbei wurde der Retraktionszustand wie auch das Vorhandensein bzw. die Art der Pneumonie erfasst. Weiterhin wurde das Vorhandensein von Atelektasen oder das Vorliegen hyperämischen Lungengewebes festgehalten, ebenfalls der Grad der Veränderungen der Lunge wie auch die Beschaffenheit der Lungenlymphknoten. Die Beschaffenheit der Bronchien wurde bezüglich sichtbarer Veränderungen, der Beschaffenheit und der Konsistenz der Flüssigkeit dokumentiert (Tab. 8, siehe Anhang). Bei der weiteren Beurteilung wurden die Befunde in der Bauchhöhle erfasst. Die Beschaffenheit des Peritoneums wurde dokumentiert, zudem wurden Veränderungen des Magens oder der verschiedenen Darmabschnitte inklusive der Mesenteriallymphknoten erfasst (Tab. 9, siehe Anhang).
Ein weiterer Teil der Auswertung umfasste die Dokumentation der Befunderhebung am zentralen Nervensystem (Tab. 10, siehe Anhang). Das Vorkommen von Krankheitserregern in den verschiedenen Organen wurde anhand von Organabstrichen oder Organgewebe untersucht. Die Untersuchungen erfolgten mittels kultureller bakteriologischer Standardverfahren oder PCR (Tab. 12 bis 19, siehe Anhang). Sofern Ergebnisse einer pathohistologischen (Tab. 11, siehe Anhang) oder immunhistochemischen (Tab. 21, siehe Anhang) Untersuchung der Organe vorlagen, wurden diese in die Auswertung einbezogen, ebenfalls das Ergebnis der Untersuchung einer Harnprobe im Hemmstofftest (Tab. 20, siehe Anhang).
Mittels des vorab erstellten Kodierungsschemas wurden sämtliche Befunde in einer Excel-Tabelle erfasst und anschließend die Plausibilität der kodierten Befunde überprüft.
3.2.3 Statistische Auswertung
Nachdem die zusammengetragenen Informationen und Befunde zu den insgesamt 1700 Schweinen mit Hilfe der vorab erstellten Kodierungsliste in einer Excel-Tabelle (Microsoft Excel® 2010, Microsoft Corporation, Redmond, Washington, USA) erfasst
worden waren, erfolgte zunächst eine Plausibilitätsprüfung. Überprüft wurden im Einzelnen die Vollständigkeit der Daten, der Wertebereich, die Variabilität sowie die fachliche Plausibilität.
Die Daten wurden aus der Excel-Tabelle in das Statistikprogramm SAS® Enterprise Guide (SAS® Enterprise Guide Version 7.1, SAS Institute Inc., 100 SAS Campus Drive, Cary, NC 27513-2414, USA) importiert. Anschließend wurden in dem Statistikprogramm für jede Ausprägung der unabhängigen Variablen „PCV2-positiv“ vs.
„PCV2-negativ“ sowie „PCV2-untersucht“ vs. „PCV2-nicht untersucht“ die einfachen Häufigkeiten der Befundausprägungen sämtlicher abhängiger Variablen berechnet, wobei die Häufigkeiten und die Prozentwerte mit Kumulativen ermittelt wurden. Für abhängige metrische Variablen (PCV2-Gehalt Lunge, PCV2-Gehalt Lymphknoten, Gewicht) wurde die quantitative Verteilung ermittelt. Hierzu wurden Mittelwert, Standardabweichung, Varianz, Minimum, Maximum, die Anzahl der Beobachtungen sowie die Anzahl der fehlenden Werte ermittelt. Des Weiteren wurden Konfidenzgrenzen des Erwartungswerts zum Konfidenzniveau 95 % ermittelt.
Anschließend wurden die Daten in einer Excel-Tabelle erfasst, um Variablen, für die keine Auswertung möglich war, herauszufiltern. Sofern sich Befundausprägungen darunter fanden, die bei weniger als 5 Tieren auftraten, wurde versucht, einzelne Befundkategorien zusammenzufassen. War eine sinnvolle Zusammenfassung nicht möglich, wurde die Variable als nicht auswertbar von der weiteren Analyse ausgeschlossen. Im Vergleich der PCV2-positiv klassifizierten Tiere wurden 64 der insgesamt zunächst 159 erfassten Variablen aufgrund der fehlenden Auswertbarkeit von der weiteren Auswertung ausgeschlossen. 67 von 159 Variablen wurden im Vergleich der auf PCV2 untersuchten zu nicht untersuchten Tieren in diesem Schritt nicht in die weitere Auswertung mit einbezogen.
Ausgeschlossen wurden bei der Durchsicht der Excel-Tabelle auch potentiell redundante Variablen. Da bei der Vorbereitung der Studie für einige Variablen nicht absehbar war, ob detaillierte Befunde in ausreichender Menge dokumentiert worden waren, war zunächst der übergeordnete Befund, wie z.B. „Lungenveränderung“ als auch die Detailbefunde, z.B. „interstitielle Pneumonie“ oder „katarrhalisch-eitrige Bronchiopneumonie“ erfasst worden. Sofern die Auswertungen der Häufigkeiten
gezeigt haben, dass die Detailinformationen weitgehend vollständig erfasst waren, wurde die übergeordnete Variable wegen der bestehenden Redundanz nicht in die weiteren Auswertungen einbezogen.
Für alle auswertbaren Vergleiche der nominalen oder ordinalen Variablen wurde der Chi-Quadrat-Test durchgeführt. P-Werte ≤ 0,05 wurden als statistisch signifikant und Werte, die sich im Bereich von > 0,05 bis 0,2 befanden, als statistisch auffällig bewertet.
Alle auswertbaren Variablen einschließlich der Ergebnisse der Chi-Quadrat-Tests (p-Werte) wurden zusammengestellt; redundante Variablen wurden berücksichtigt und ggf. entsprechend gestrichen. Die ermittelten Ergebnisse finden in der univariablen Auswertung ihre Anwendung, um eine mögliche Assoziation des PCV2-Klassifikations- bzw. PCV2-Untersuchungsstatus mit den verschiedenen Variablen darzustellen.
Zur Ermittlung der Ergebnisse in der multivariablen Auswertung wurden in einem weiteren Schritt die im vorangegangenen Chi-Quadrat-Test als signifikant bzw.
tendenziell signifikant ermittelten Variablen herangezogen.
Hierbei wurden nur die negativ auf PCV2 getesteten Tiere mittels des Statistikprogramms SAS® Enterprise Guide selektiert und auf dieser Basis für alle aus dem zuvor erstellten Vergleich ermittelten Variablen die Korrelationen / Assoziationen zueinander ermittelt. Ebenfalls wurden die nicht auswertbaren Variablen nach dem zuvor angewandten Prinzip herausgefiltert.
Für die verbliebenen auswertbaren Variablenkombinationen wurde über die Durchführung eines Fishers Exact Test (zweiseitiger Test Pr <= P), p-Wert mittels Chi-Quadrat-Test sowie Cramers V das Signifikanzniveau in der Prozedur FREQ berechnet. Hier wurden ebenfalls Ergebnisse ≤ 0,05 als signifikant und Ergebnisse im Bereich von > 0,05 bis 0,2 als tendenziell signifikant eingestuft.
Mittels SAS® Enterprise Guide erstellte Variablenkombinationen wurden zur optimalen Übersicht in ein Word-Dokument kopiert und diese Kombinationen gestrichen, sofern eines der Tabellenfelder Werte von weniger als 5 enthielt oder wenn die Anzahl der fehlenden Werte bei mehr als 195 Tieren (von 391 untersuchten Tieren) lag. Potentiell redundante Parameter wurden auch hier berücksichtigt und entsprechend gestrichen.
Nachdem die Variablen identifiziert wurden, die sehr stark miteinander assoziiert sind, wurde aus diesen je eine Variable nach diagnostischen Gesichtspunkten für die weitere Auswertung ausgewählt, um diese in die multivariable Modellierung einfließen zu lassen. In der multivariablen Modellierung wurde die Abhängigkeit der PCV2-Klassifikation (positiv/negativ) bzw. die Abhängigkeit des PCV2-Untersuchungsstatus (untersucht/nicht untersucht) zu verschiedenen Variablen ermittelt. Hierzu wurde mittels des Statistikprogramms SAS® Enterprise Guide eine multiple logistische Regression durchgeführt und der Punktschätzwert (Odds ratio), der p-Wert sowie das 95 % Wald-Konfidenzintervall für jede Variable berechnet. Im Zuge dieser Berechnungen wurden die Variablen, welche ein Signifikanzniveau von
> 0,15 aufwiesen, aus dem Modell entfernt. Zudem erfolgte eine deskriptive Auswertung der Variablen, welche für das Endmodell ausgewählt wurden.
Für den Vergleich PCV2-positiver zu PCV2-negativen Schweinen wurden im Endmodell die Variablen „Altersklasse“, „Ernährungszustand“, „Haut“,
„Inguinallymphknoten“, „Atelektasen“, „Bronchien“ und „Pneumonie“ ausgewählt. Die Variablen „Todesart“, „Altersklasse“, „Ernährungszustand“, „Hyperämie“, „Bronchien“,
„PRRSV-EU“ sowie „Erregernachweis Brusthöhle“ wurden für den Vergleich der auf PCV2 untersuchten zu nicht untersuchten Schweinen herangezogen.
4. Ergebnisse
4.1 Retrospektive Auswertung der Daten
Die Untersuchung basiert auf einer retrospektiven Auswertung von Befunddaten von insgesamt 1700 Schweinen, die im Zeitraum 01/2013 bis 12/2016 zur Diagnostik an die Außenstelle für Epidemiologie eingesandt worden waren. Von den 1700 Schweinen waren 850 Schweine auf PCV2 untersucht und weitere 850 Schweine nicht auf PCV2 untersucht worden. Die mittels PCR auf PCV2 untersuchten Schweine wurden entsprechend dem Ergebnis als positiv oder negativ klassifiziert und vergleichend ausgewertet. Diese Gruppe PCV2-untersuchter Schweine wurde abschließend mit der Gruppe der nicht-untersuchten Schweine verglichen.
4.2 PCV2-Klassifikation und PCV2-Untersuchungsstatus der Schweine 4.2.1 Klassifizierung PCV2-positiver und -negativer Schweine
Die Klassifizierung in PCV2-positive und -negative Schweine wurde anhand einer Untersuchung von Organmaterial mittels PCR-Verfahren vorgenommen. Das Organmaterial umfasste Proben von Lymphknoten (n = 779), Lunge (n = 120) und/oder Herzmuskel (n = 2); von 51 Tieren waren zwei Organe auf PCV2 untersucht worden.
Von den 850 auf PCV2 untersuchten Schweinen wurden 459 Tiere (54 %) als PCV2-positiv und 391 Tiere (46 %) als PCV2-negativ klassifiziert.
4.2.2 PCV2-Gehalt in Lungen- und Lymphknotengewebe
Bei einem Teil der Schweine wurde nicht nur eine qualitative Klassifizierung des PCV2-Status vorgenommen, sondern mittels einer quantitativen PCR (qPCR) der Gehalt an PCV2 in den jeweils untersuchten Organen festgestellt. Der Virusgehalt in
