Aus der Klinik für Pferde
der Tierärztlichen Hochschule Hannover und dem
Institut für Neuropathologie der Heinrich Heine Universität Düsseldorf
Untersuchungen der Skelettmuskulatur bei Pferden mit chronischen Pneumopathien
INAUGURAL- DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin (Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
vorgelegt von Lydia Oey aus Oberhausen
Wissenschaftliche Betreuung: Univ. – Prof. Dr. P. Stadler Prof. Dr. T. Bilzer
1. Gutachter: Univ. – Prof. Dr. P. Stadler 2. Gutachter: Univ. – Prof. Dr. H. Gasse
Tag der mündlichen Prüfung: 31.05.2006
Teile dieser Dissertation wurden im Rahmen der DVG- Tagung (Deutsche
Veterinärmedizinische Gesellschaft) Fachgruppe „Pferdekrankheiten“ (Februar 2006) unter folgendem Titel veröffentlicht:
„Auswirkungen chronischer Pneumopathien auf die Skelettmuskulatur bei Pferden“
Meinen Eltern in Dankbarkeit
für ihre treue Unterstützung
Kapitel Seite
1 EINLEITUNG 15
2 LITERATURÜBERSICHT 17
2.1 Anatomie und Histologie der Skelettmuskulatur 17
2.1.1 Aufbau und Funktion der Muskulatur 17 2.1.2 Histologischer Aufbau der Muskelzelle 19 2.2 Physiologie der Skelettmuskulatur 21
2.2.1 Mechanismen der Kontraktion 21
2.2.2 Energiebereitstellung in der Muskulatur 21 2.2.2.1 Energiemobilisation in der Pferdemuskulatur und beeinflussende Faktoren 23 2.2.2.2 Sauerstoffbedarf des Pferdes bei Belastung 25 2.2.2.3 Die Sauerstoffschuld und die anaerobe Schwelle des Pferdes bei Belastung 27 2.2.2.4 Die aerobe Stoffwechsellage 29 2.2.2.5 Die anaerobe Stoffwechsellage 29 2.2.2.6 Ursachen für Ermüdungserscheinungen 31
2.3 Die Muskelbiopsie 32
2.3.1 Indikation zur Entnahme 32
2.3.2 Entnahme der Muskelbiopsie beim Pferd 32
2.3.3 Struktur der gesunden Muskulatur 33
2.3.3.1 Differenzierung der verschiedenen Muskelfasertypen beim Pferd 33 2.3.3.2 Einfluss von Rasse, Alter und Geschlecht auf die Muskulatur 35 2.3.3.3 Trainingseinfluss auf die Zusammensetzung der Muskelfasertypen beim
Pferd 36
2.3.3.4 Blutversorgung der Muskulatur des Pferdes 36 2.3.3.5 Metabolisches Enzymmuster der Pferdemuskulatur 37 2.3.3.6 Der Muskelfaserquerschnitt bei Pferden 37
2.3.4 Strukturveränderungen an erkrankter Muskulatur 39 2.3.4.1 Faserkaliberspektrum 39 2.3.4.1.1 Faseratrophien 39 2.3.4.1.2 Faserhypertrophien 39 2.3.4.2 Fasertypengruppierungen 40
2.3.4.3 zentrale Kerne 40
2.3.4.4 mitochondriale Aktivierung/Hyperplasie, metachromatische Randsäume,
Ragged-Red-Fasern 40
2.3.4.5 Faserteilungen, Fasersplitting 41
2.4 Enzymdiagnostik bei Muskelerkrankungen des Pferdes 42
2.4.1 Creatinkinase (CK) 42
2.4.2 Aspartat- Aminotransferase (AST) 43
2.4.3 Laktatdehydrogenease (LDH) 44
2.5 Elektromyographie beim Pferd 45
2.5.1 Prinzipien 45
2.5.2 Einsatz der Elektromyographie beim Pferd 45
2.6 Generalisierte Erkrankungen der Skelettmuskulatur beim Pferd 46
2.6.1 Equine Rhabdomyolyse 46
2.6.2 Equine Polysaccharid-Speichermyopathie 50
2.6.3 Postanästhetische Myopathie 52
2.6.4 Vitamin E/Selenmangel-Myopathie 53
2.6.5 Hyperkaliämische Periodische Paralyse 55 2.6.6 Atypische Myopathie der Weidepferde 56
2.7 Lungenerkrankungen bei Pferden 57
2.7.1 Chronisch obstruktive Bronchitis 57
2.7.2 Interstitielle Pneumopathie 59
2.7.3 Lungenbluten 60
3.1 Pferde 69
3.2 Klinische Untersuchung 69
3.2.1 Vorbericht 69
3.2.2 Allgemeinuntersuchung 70
3.2.3 Spezielle Untersuchung des Atmungsapparates 70 3.2.3.1 Arterielle Blutgasanalyse 70 3.2.3.2 Bronchoskopische Untersuchung 71 3.2.3.3 Tracheobronchialsekretanalyse 71 3.2.3.4 Bronchoalveoläre Lavage 72 3.2.3.5 Radiologische Untersuchung der Lunge 72 3.2.3.6 Lungenbiopsie 74 3.2.3.7 Einteilung nach dem Grad der Lungenerkrankung 74
3.2.4 Belastungsuntersuchung 76
3.2.5 Spezielle Untersuchung der Muskulatur 76 3.2.5.1 Adspektion und Palpation 76 3.2.5.2 Elektromyographische Untersuchung 76 3.2.5.3 Analyse der Muskelenzyme und Laktat 77
3.3 Muskelbiopsieentnahme und weitere Bearbeitung 78 3.3.1 Entnahme der Muskelbiopsien und Versand 78
3.3.2 Bearbeitung der Muskelproben 80
3.3.3 Färbemethoden 80
3.4 Mikroskopische Auswertung 82
3.4.1 Histologische Untersuchungen 82
3.4.2 Histochemische Untersuchungen 83
3.4.3 Einteilung nach dem Grad der Muskelveränderungen 83
3.5 Statistische Auswertung 86
4 ERGEBNISSE 87
4.1. Ergebnisse der klinischen Voruntersuchungen 87 4.1.1 Ergebnisse der klinischen Allgemeinuntersuchung 87 4.1.2 Ergebnisse der speziellen Lungenuntersuchung 87 4.1.2.1 Blutgasanalytische Untersuchung 87 4.1.2.2 Endoskopie der tiefen Atemwege 88 4.1.2.3 Ergebnisse der bronchoalveolären Lavage 91 4.1.2.4 Radiologische Untersuchung der Lunge 92 4.1.2.5 Ergebnisse der Lungenbiopsie 93 4.1.3 Klassifizierung und Graduierung der Lungenerkrankung 93
4.1.4 Weitere Erkrankungen 94
4.1.5 Belastungsuntersuchung 95
4.2 Analyse der Muskelenzyme und des Laktatwertes 97
4.2.1 Creatinkinase 97
4.2.2 Aspartat- Aminotransferase 99
4.2.3 Laktatdehydrogenase 100
4.2.4 Laktat 101
4.3 Ergebnisse der elektromyographischen Untersuchung 102
4.4 Ergebnisse der Muskelbiopsien 103
4.4.1 Histologische Auswertung 103
4.4.2 Histochemische Auswertung 111
4.4.2.1 NADH- Tetrazoliumreduktase 111 4.4.2.2 Oil Red- Färbung 111 4.4.2.3 Saure Phosphatase 111 4.4.2.4 Periodic Acid Schiff ohne Diastase 112 4.4.2.5 Periodic Acid Schiff mit Diastase 114 4.4.3 Veränderungen der Muskulatur der Pferde in Abhängigkeit vom Schweregrad
der Lungenerkrankung 114
4.4.6 Zusammenfassung der Ergebnisse 115
5 DISKUSSION 117
5.1 Diskussion der Patienten und der Methodik der Lungenuntersuchung 117
5.2 Diagnostik zum Ausschluss von Myopathien 119 5.3 Der Einfluss des Trainings auf die Veränderungen der Skelettmuskulatur 120 5.4 Entnahme und Präparation der Muskelbiopsie 122 5.5 Interaktion zwischen Lunge und Skelettmuskulatur 124
6 ZUSAMMENFASSUNG 129
7 SUMMARY 131
8 LITERATURVERZEICHNIS 133
9 ANHANG 164
Abkürzungsverzeichnis
A Arteria
AaDO2 Arterio- alveoläre Sauerstoffdifferenz
Abb. Abbildung
ALD Aldolase
α- HBDH alpha- Hydroxy- Butyrat- Dehydrogenase
AP Aktionspotential
Aqua dest. Aqua destillata
AST Aspartat- Aminotransferase
ATP Adenosin- Triphosphat
BAL Bronchoalveoläre Lavage
BMI engl.: body mass index
bzw. beziehungsweise
°C Grad Celsius
CK Creatinkinase
cm Zentimeter
COB chronisch- obstruktive Bronchitis COPD engl.: chronic- obstrucive pulmonary disease,
chronisch obstruktive Lungenerkrankung
COX Cyclooxygenase c
CS Citratsynthetase
DVG deutsche Veterinärmedizinische Gesellschaft EIHP engl.: exercise induced pulmonary hemorrhage;
belastungsbedingtes Lungenbluten
EMG Elektromyographie
EMND engl.: equine motor neuron disease,
engl. Englisch
FT- Fasern engl. : fast- twitch Fasern; schnell kontrahierende Fasern
g Gramm
G- 6- P Glukose- 6- Phosphat
GLDH Glutamatdehydrogenase
GLUT- 4 Glukosetransporter 4
γGT Gamma- Glutamyl- Transferase
HADH 3- Hydroxy- Coenzym A- Dehydrogenase
H. E. Hämatoxilin- Eosin
HK Hexokinase
HYPP Hyperkaliämische Periodische Paralyse
IL-1 Interleukin 1
IL-2 Interleukin 2
IL-6 Interleukin 6
IL-8 Interleukin 8
J Jahre
kg Kilogramm
l Liter
LDH Laktatdehydrogenase
M. Musculus
Mm. Musculi
mATPase myofibrilläre Adenosin- Triphosphatase
min Minute
MH maligne Hyperthermie
MHC engl.: myosin heavy chains; schwere Myosinketten
MK Myokinase
ml Milliliter
mmol Millimol
mm Millimeter
mmHg Millimeter Quecksilbersäule
mV Millivolt
n Anzahl
NADH - TR Nicotinamid- adenin- dinucleotid- Tetrazoliumreduktase
NBT Nitro Blue Tetrazolium
NF-κB nucleärer Transkriptionsfaktor kappa B
Nr. Nummer
N. Nervus
n. s. nicht signifikant
o.b.B. ohne besonderen Befund
P Phosphat
PAM postanästhetische Myopathie
PAS engl.: Periodic Acid Schiff PAS + PAS mit Diastase- Vorinkubation PAS - PAS ohne Diastase- Vorinkubation PBS engl.: phosphate buffered saline
pCO2 Kohlenstoffdioxidpartialdruck
pCO2art arterieller Kohlenstoffdioxidpartialdruck
Pfd. Pferd
PFK Phosphofructokinase
pO2 Sauerstoffpartialdruck
pO2art arterieller Sauerstoffpartialdruck PSSM Polysaccharid- Speicher- Myopathie REE engl.: Respiratory Energy Expenditure,
Ruheumsatz
SR Sarkoplasmatisches Retikulum
ST- Fasern engl.: slow- twitch Fasern; langsam kontrahierende Fasern
Std. Stunde
T3 Triiodthyronin
T4 Thyroxin
Tab. Tabelle
TBS Tracheobronchialsekret
TNF- α Tumor- Nekrose Faktor alpha
ein Blutlaktat von 4 mmol/l erreicht wird
VO2 Sauerstoffaufnahme
VO2 max maximale Sauerstoffaufnahmekapazität
z. B. zum Beispiel
1 EINLEITUNG
Die Skelettmuskulatur des Pferdes stellt das größte parenchymatöse Organ im Körper dar und benötigt während einer körperlichen Belastung einen Großteil des im Körper verfügbaren Sauerstoffs.
Bei einsetzender körperlicher Belastung müssen in kurzer Zeit große Mengen an Energie in Form von energiereichen Phosphatverbindungen (Adenosintriphosphat, ATP) frei werden.
Die umfangreichen Glykogenspeicher der Pferdemuskulatur sind bei kurzen, kraftvollen, anaeroben Leistungen die Hauptenergiequelle. Außerdem dienen sie bei Ausdauerleistungen zur Überbrückung, bis das langsamere aerobe System, das von einer adäquaten Funktion der Lunge abhängig ist, die Energieversorgung übernimmt.
Respiratorische Insuffizienzen gehen mit schlechter Lungenventilation und –diffusion sowie verminderten Sauerstoffgehalten im peripheren Blut einher. Bei Pferden, die unter chronischen Pneumopathien leiden und dem Tierarzt mit Leistungsinsuffizienz, verlängerter Beruhigung der Atemfrequenz nach Belastung oder Dyspnoe im Ruhezustand vorgestellt werden, könnte die Versorgung der Skelettmuskulatur mit Sauerstoff durch die eingeschränkte Lungenfunktion beeinträchtigt werden.
Die Humanmedizin beschäftigt sich seit etwa zehn Jahren mit den Auswirkungen chronisch obstruktiver Lungenerkrankungen auf die Skelettmuskulatur. Neben klinischen Symptomen wie Muskelkatabolismus und verminderte Muskelkraft konnten in histopathologischen Untersuchungen von Muskelbiopsien des Menschen Muskelfaserkaliberverschiebungen, Faseratrophien und Variationen der mitochondrialen Enzymprofile beobachtet werden.
Untersuchungen der equinen Skelettmuskulatur wurden in den vergangenen 30 Jahren vielfach zur Diagnostik von Myopathien und bei Studien zur Leistungsphysiologie des Pferdes eingesetzt.
Dagegen wurde bisher noch nicht untersucht, ob sich chronische Pneumopathien auf die
Deshalb soll in dieser Studie evaluiert werden, ob und auf welche Art sich respiratorische Insuffizienzen beim Pferd auf die Skelettmuskulatur auswirken, ob der Schweregrad der Lungenerkrankung Einfluss auf eventuelle Skelettmuskelveränderungen hat und inwieweit der Trainingszustand der Tiere bei diesen Untersuchungen zu berücksichtigen ist.
2 LITERATURÜBERSICHT
2.1 Anatomie und Histologie der Skelettmuskulatur
2.1.1 Aufbau und Funktion der Muskulatur
Die Skelettmuskulatur gilt als größtes parenchymatöses Organ und nimmt beim Pferd zwischen 45 und 55% der Körpermasse ein (GUNN 1987).
Man unterscheidet beim Pferd über 700 verschiedene paarige und unpaarige Muskeln, die durch nervöse Reize die Bewegung des Gesamtorganismus, einzelner Körperteile, beziehungsweise die Aufnahme der Körperlast gewährleisten (SEIFERLE u. FREWEIN 1992, CUNNINGHAM 1997). Zusätzlich dienen sie zur Erhaltung des Gleichgewichtes (Statik). Sie bilden einen Teil der Wandung der großen Körperhöhlen und unterstützen unter anderem diverse Tätigkeiten der inneren Organe, wie z. B. Atembewegungen und Bauchpresse (SEIFERLE u. FREWEIN 1992).
Die Muskeln sind morphologisch deutlich voneinander abgrenzbar. Der einzelne Muskel kann in Muskelkopf, Muskelbauch und Muskelschwanz unterteilt werden (SEIFERLE u.
FREWEIN 1992).
Jeder Muskelbauch besteht aus zahlreichen Muskelzellen, die mehrere Zentimeter lang sein können (s. Abbildung 1). Einzelne Muskelzellen oder Muskelfasern sind vom Endomysium überzogen. Mehrere Muskelfasern werden durch das Perimysium zu Primärfasern zusammengefaßt. Durch den Zusammenschluß von Faserbündeln entstehen Sekundär- und Tertiärbündel. Das Perimysium führt zahlreiche Blutgefäße und Nerven. Die Gesamtheit der Fasern wird beim Pferd und beim Menschen vom Epimysium umgeben (LOCKHART 1972).
Außerdem gehören Hilfseinrichtungen wie Fascien, Schleimbeutel und Sehnenscheiden zum Muskel (SEIFERLE u. FREWEIN 1992).
Abbildung 1: Der Skelettmuskel (nach BLOOM u. FAWCETT aus HODGSON u. ROSE 1994)
Legende zu Abbildung 1: A: M. glutaeus medius F: I- Streifen
B: Muskelfaserbündel G: H- Streifen
C: Muskelfaser H: M- Streifen
D: Muskelfibrille I: A- Streifen
E: Myofilament
Muskelfaserbündel
Muskelfaser
Muskelfibrille
Myofilament
Myofilamente im Querschnitt
2.1.2 Histologischer Aufbau der Muskelzelle
Die Muskelzelle des Pferdes ist eine mehrkernige Zelle mit über 100 randständigen Zellkernen (LIEBIG 1999). In unmittelbarer Nähe der Zellkerne befindet sich bei Pferd und Mensch das glatte und raue endoplasmatische Retikulum, der Golgi-Apparat und Lysosomen.
In der Muskelzelle sind außerdem Myoglobin sowie Glykogengranula und Lipidtropfen lokalisiert (SNOW u. VALBERG 1994, BUCHER u. WARTENBERG 1997, LIEBIG 1999).
Zusätzlich liegen an der Basalmembran die sogenannten Satellitenzellen, die als myoblastische Stammzellen gelten und eine wichtige Rolle im postnatalen Wachstum und bei Regenerationsprozeßen spielen (KAKULAS u. ADAMS 1985, SNOW u. VALBERG 1994, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
Die Mitochondrien liegen in der quergestreiften Muskulatur von Pferd und Mensch in paralleler Anordnung zwischen den Myofilamentbündeln und in direkter Nähe zu den Kapillaren (BUCHER u. WARTENBERG 1997). Es sind elliptische bis runde Zellorganellen von einer Größe zwischen 2 und 7 μm, die sich bei erhöhtem Stoffwechsel durch Querteilung vermehren können (LIEBIG 1999). Sie dienen der Energiegewinnung durch ATP-Synthese und werden daher auch als „Kraftwerke der Zellen“ bezeichnet (LEHNINGER et al.1994).
Eine Vielzahl oxidativer und glykolytischer Enzyme ist in den Mitochondrien zu finden.
Zwischen den Myofibrillen befinden sich das sarkoplasmatische Retikulum sowie die schlauchförmigen T-Tubuli, die strukturell unabhängig, funktionell jedoch miteinander verbunden sind (BUCHER u. WARTENBERG 1997, CUNNINGHAM 1997, LIEBIG 1999).
Das sarkoplasmatische Retikulum (SR) ist ein gefenstertes Membransystem, das in seinem Inneren die Kalzium-Magnesium-abhängige ATPase und intrazellulär gespeichertes, freies Kalzium enthält. Das gespeicherte Kalzium gelangt bei Induktion einer Muskelkontraktion ins Sarkoplasma und wird während der Relaxation durch die ATPase-abhängigen Transporter zurück in das SR befördert (BUCHER u. WARTENBERG 1997, CUNNINGHAM 1997, LIEBIG 1999, RÜEGG 2000).
An seinen Enden erweitert sich das SR zu den Terminalzisternen (LIEBIG 1999).
Die T-Tubuli oder transversalen Tubuli liegen zum größten Teil quer zu den Myofibrillen, stellen sich als verzweigtes Netzwerk dar und stehen in Verbindung mit dem Extrazellularraum. Sie leiten das Aktionspotential von der Oberfläche in das Faserinnere und
Der Bereich, an dem jeweils zwei Terminalzisternen und ein transversaler Tubulus nebeneinander liegen, wird als Triade bezeichnet (LIEBIG 1999, JERUSALEM u. ZIERZ 2003, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001).
Jede einzelne Muskelfaser enthält etwa 1000 Myofibrillen (LIEBIG 1999). Die Myofibrillen bestehen aus sich wiederholenden Sarkomeren, die die kleinste funktionelle Einheit der Muskelzelle darstellen (s. Abbildung 1). Ein Sarkomer wird von den Z-Streifen begrenzt (WELS 1987, CUNNINGHAM 1997). Der Abstand zwischen den Z-Streifen beträgt bei den langsam kontrahierenden Fasern des Pferdes 50 nm und 65 nm bei den schnell kontrahierenden Fasern (SNOW u. VALBERG 1994). Es folgt der isotrope I-Streifen, bestehend aus Aktin. Aktin ist eine aus G-Aktin-Molekülen polymerisierte α-Helix (SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001). An Aktin sind Tropomyosin und Troponin gebunden (WELS 1987, CUNNINGHAM 1997, RÜEGG 2000, SILEBRNAGEL u.
DESPOPOULOS 2001). Diese Proteine regulieren die Interaktion zwischen den Myosinköpfchen und Aktin (SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001). Auf den I-Streifen folgt der dunkle, anisotrope A-Streifen, der aus Myosinmolekülen, Myofilament, Protein C und Titin besteht. Die Myosinmoleküle sind aus leichtem Meromyosin und aus kugeligem, schwerem Meromyosin aufgebaut. Das schwere Meromyosin hat eine ATP-Bindungsstelle und kann die Phosphatverbindung unter Energiefreisetzung enzymatisch spalten. Durch Querbrücken sind Aktin und Myosin zum Aktinmyosinkomplex verbunden (LIEBICH 1999, RÜEGG 2000, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001).
Auf den A-Streifen folgt der hellere H-Streifen; die Myosinmoleküle weisen in diesem Abschnitt keine schweren Meromyosinköpfchen auf (JERUSALEM u. ZIERS 2003, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001).
Der zentral im Sarkomer liegende M-Streifen wird von den H-Banden begrenzt und erscheint als schmale dunkle Struktur. Hier ist die Creatinkinase (CK) lokalisiert (JERUSALEM u.
ZIERZ 2003).
2.2 Physiologie der Skelettmuskulatur
2.2.1 Mechanismen der Kontraktion
Die Muskelkontraktion wird durch einen Impuls an der motorischen Endplatte eingeleitet.
Acetylcholin wird freigesetzt und es entsteht ein Aktionspotential (AP) (CUNNINGHAM 1997, RÜEGG 2000, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001). Durch das Aktionspotential resultieren Konformationsänderungen am spannungsabhängigen Ryanodinrezeptor (RÜEGG 2000, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001). Gespeicherte Kalziumionen werden aus dem sarkoplasmatischen Retikulum frei. Diese können an die freie Bindungsstelle des Troponin-C Molekül binden. Hierdurch wird der Hemmeffekt des Tropomyosins aufgehoben und das Myosinköpfchen kann sich an Aktin binden. Am Myosinköpfchen befindet sich ein Molekül ATP. Durch die Aktin-Myosinbindung wird die ATP-ase des Myosins aktiviert, vom ATP-Molekül wird ein Phosphatatom abgespalten und das Myosinköpfchen bewegt sich aus seiner ursprünglichen 90 Grad-Position auf die 50 Grad-Position. Nach Abgabe des entstandenen ADP wandert das Myosinköpfchen um weitere 5 Grad. In Gegenwart von ATP kann sich eine neue energiereiche Phosphatverbindung in die Bindungsstelle am Myosin setzen und das Köpfchen kehrt auf seine ursprüngliche Position (bei 90 Grad) zurück (WELS 1987, BUCHER u. WARTENBERG 1997, RÜEGG 2000, SZENTKUTI u. EHRLEIN 2000, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001). Wenn kein ATP mehr vorhanden ist, bleibt der Aktin-Myosinkomplex bei 45° fixiert. Dies ist bei der Totenstarre der Fall (SZENTKUTI u.
EHRLEIN 2000, SILBERNAGL u. DESPOPOULOS 2001).
Nach Beendigung der Muskelkontraktion wird das Kalzium zurück ins sarkoplasmatische Retikulum gepumpt und Tropomyosin hemmt die Aktin-Myosin Bindung (WELS 1987, CUNNINGHAM 1997).
2.2.2 Energiebereitstellung in der Muskulatur
Die wichtigste Energieeinheit in der Zelle ist das Adenosintriphosphat (ATP), welches durch hochenergetische Phosphatbindungen charakterisiert wird (NEEDHAM 1971).
Die hierbei freiwerdende Energie wird zur Bewegung der kontraktilen Elemente genutzt.
Durch Bewegung des Myosinköpfchens resultiert die Muskelkontraktion (SILBERNAGL u.
DESPOPOULOS 2001).
Die Konzentration an ATP in der Zelle ist nur sehr gering und reicht bei Bewegung nur für wenige Sekunden (LINDHOLM u. SALTIN 1974, LINDHOLM 1979, McMIKEN 1983).
Daher müssen andere regulative Mechanismen für ausreichende ATP-Gehalte in der Muskelzelle sorgen (s. Abbildung 2).
Abbildung 2: Energieversorgung im Muskel (nach ECKERT 2002)
2.2.2.1 Energiemobilisation in der Pferdemuskulatur und beeinflussende Faktoren
Die Muskulatur des Pferdes beinhaltet umfangreiche Glykogenspeicher (SNOW u. GUY 1976, LINDHOLM 1979, HODGSON et al. 1984), die bei Bedarf zur Energiebereitstellung mobilisiert werden können.
Während eine geringe Reduktion der Glykogenvorräte keinen Einfluss auf die Leistungsfähigkeit auf höchstem Niveau hat, werden bei größeren Glykogenverminderungen deutliche Leistungseinbußen bei maximalen Leistungen gesehen (LACOMBE et al. 2001).
LINDHOLM und SALTIN (1974) zeigten, daß der Glykogenverbrauch mit steigender Laufgeschwindigkeit zunimmt. LINDHOLM et al. (1974b), SNOW et al. (1981, 1982), HODGSON et al. (1983) und LACOMBE et al. (2001) konnten Ermüdungserscheinungen bei sinkenden Glykogengehalten in der Muskulatur des Pferdes feststellen. Weitere Faktoren wie das Alter (LINDHOLM u. PIEHL, 1974), die Fütterung (PAGAN et al. 1987, ESSÉN- GUSTAVSSON et al. 1991) oder der Trainingszustand (GUY u. SNOW 1977, NIMMO et al.
1982, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1989) spielen eine Rolle für den Glykogenstoffwechsel.
Die Belastungsintensität und -dauer beeinflussen die Glykogenentleerung der einzelnen Fasertypen (ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1984, HODGSON et al. 1983, 1984, SNOW et al.
1981, VALBERG 1986). Während bei Ausdauerleistungen wie Distanzritten der Glykogengehalt mit zunehmender Belastungsdauer erst in den Typ I und IIA-Fasern und erst später in den Typ IIB-Fasern abnimmt (ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1984, HODGSON et al. 1983, 1984, SNOW et al. 1981), werden bei Galopprennen Glykogenverluste während der ersten Minuten vor allem in den Typ IIA und IIB Fasern gefunden (HODGSON et al. 1984).
Erkrankungen wie die Polysaccharid-Speicherkrankung üben ebenfalls Einfluss auf den Glykogengehalt der Muskelzellen aus (VALBERG et al. 1993b). LACOMBE et al. (2001) beobachteten bei Pferden mit verringerten Glykogenspeichern eine Verminderung der anaeroben Leistung im maximalen Belastungsbereich. Dies äußerte sich in einer rascheren Ermüdungszeit, einer geringeren Sauerstoffschuld und einen verminderten, venösen Blutlaktatanstieg. Bei wiederholten maximalen Belastungen, wie zum Beispiel bei Reitsportveranstaltungen oder Wettkämpfen, wird ein fortschreitender Abbau der intramuskulären Glykogenvorräte als leistungslimitierende Faktoren verantwortlich gemacht (LACOMBE et al. 1999). Die Zeit zwischen den einzelnen Belastungsintervallen ist zu kurz, um eine ausreichende Wiederauffüllung der Glykogenspeicher zu gewährleisten (SNOW und
Während aerober Leistungen dienen außerdem freie Fettsäuren und Triglyceride als Energiereserven, um neue energiereiche Phosphatverbindungen zu synthetisieren.
Abbildung 3: Energielieferanten für die Erzeugung vonAdenosintriphosphat (nach ECKERT 2002)
2.2.2.2 Sauerstoffbedarf des Pferdes bei Belastung
Während Belastung sind gleichzeitig der aerobe und der anaerobe Stoffwechsel zu unterschiedlichen Anteilen aktiv (HODGSON 1985a). Ob ein überwiegend aerober oder anaerober Stoffwechsel vorliegt, hängt von Dauer und Intensität der Belastung, von den beanspruchten Muskelfasertypen, der Sauerstoffverfügbarkeit im Muskel sowie von der Konzentration mitochondrialer Enzyme ab.
Der Sauerstoffumsatz (VO2) beträgt in Ruhe bei einem 500 kg schweren Pferd 3-5 ml/kg/ min oder 1,5-2,5 l/min (THORNTON et al. 1983, EATON 1994). VO2 kann durch verschiedene Faktoren wie Laufgeschwindigkeit (HOYT u. TAYLOR 1981, EVANS u. ROSE 1987, 1988, ROSE et al. 1990, EATON 1994), zu bewältigende Steigung (THORNTON et al. 1987, EATON et al. 1995), Dauer (ROSE u. EVANS 1986) oder Geläuf erhöht werden. Bei Erhöhung der Geschwindigkeit beobachtet man eine proportionale Steigerung des VO2 bis zu einem bestimmten Ausmaß. Danach geht die lineare Beziehung zwischen VO2 und der Geschwindigkeit verloren und die Sauerstoffaufnahme erreicht ein Plateau, die maximale Sauerstoffaufnahmekapazität (VO2max). Ab diesem Plateau ist die aerobe Energieversorgung ungenügend und bei weiterer Leistungssteigerung greifen anaerobe Mechanismen ein. Der Organismus geht währenddessen eine Sauerstoffschuld ein. Bei maximaler Belastung wird eine verminderte arterielle Sauerstoffsättigung beobachtet (WAGNER et al. 1989, GAUVREAU et al. 1996, McDONOUGH et al. 2002)
Die maximale Sauerstoffaufnahmekapazität wird durch die Sauerstoffkonzentration in der Luft, durch die Ventilation der Lunge, durch die Diffusion des Sauerstoffs durch die Alveolenwand und durch die Lungendurchblutung beeinflusst. Bei Erkrankungen des Atmungsapparates sind diese Leistungen beeinträchtigt (ART et al. 1998). Außerdem spielen die Affinität des Sauerstoffes zu Hämoglobin, die Verteilung in der Peripherie und die Metabolisierung des Sauerstoffs in den Mitochondrien eine bedeutende Rolle für den Sauerstoffmetabolismus des Pferdes (GERARD u. HODGSON 2001).
Abbildung 4: Die Sauerstofftransportkette und beeinflussende Faktoren (nach BACK u.
CLAYTON, 2001)
Höhenlage
Atmungswiderstand Ventilationsrate Atemzugvolumen
AaDO2
Verhältnis Ventilation zur Perfusion O2 in der
Atmosphäre
O2-Transport durch die luftführenden Wege in die Alveolen
O2 -Diffusion durch die alveolokapilläre Membran
O2 –Affinität zu Hämoglobin
O2 –Verteilung über das zirkulierende Blut
O2-Aufnahme in den Muskel
O2-Verbrauch in den
Mitochondrien Hämatokrit
Hämoglobin- Konzentration
Herzfrequenz Schlagvolumen Blutvolumen
Kapillarisation
oxidative Enzyme Mitochondriendichte
2.2.2.3 Die Sauerstoffschuld und die anaerobe Schwelle des Pferdes bei Belastung
Bei Beginn einer Muskeltätigkeit steigt der Energiebedarf des Pferdes deutlich an. Das langsame aerobe System kann diesen Bedarf nicht rechtzeitig decken. Daher greifen Mechanismen zur anaeroben Energiebereitstellung vorerst ein. Der Muskel geht eine Sauerstoffschuld ein, die erst nach Beendigung der Belastung durch eine vermehrte Sauerstoffaufnahme wieder ausgeglichen werden kann (WELS 1987, POOLE 2003).
Abbildung 5: Entstehung und Ausgleich einer Sauerstoffschuld bei leichter Arbeit (nach LEHMANN aus SCHEUNERT u. TRAUTMANN 1987)
Aufgrund der beschränkten Sauerstoffaufnahmekapazität des Pferdes wird die aerobe Energiebereitstellung bei steigender Arbeitsleistung ungenügend (POOLE 2003).
Ausgleichend findet eine vermehrte anaerobe Energiemobilisierung statt. Der Übergang von aerober zur anaeroben Energiebereitstellung wird als anaerobe Schwelle bezeichnet
Arbeit
0 250 500 750
O2 Aufnahme ml/min
Sauerstoffschuld O2 Nachatmung
Arbeits- umsatz
Ruheumsatz
Zeit
1000
Abbildung 6: Sauerstoffschuld bei sehr schwerer Arbeit (nach BRECHT aus SCHEUNERT u. TRAUTMANN 1987)
Die aerobe Schwelle des Menschen, bzw. die Leistung, bei der gleichermaßen eine aerobe und anaerobe Energiebereitstellung erfolgt, wurde experimentell bei einem Blutlaktatwert von 4 mmol/l ermittelt (ÅSTRAND u. RODAHL 1986). Beim Pferd gibt der VLA4-Wert die experimentell ermittelte Laufgeschwindigkeit an, bei der ein Blutlaktatwert von 4 mmol/l erreicht wird (PERSSON 1983, THORNTON et al. 1983, ROSE et al. 1990). Da sich dieser Wert mit steigendem Training vergrößert (THORNTON et al. 1983, EATON 1999), wird er zur Charakterisierung der Fitness genutzt (ROSE u. HODGSON 1994). Von STRAUB et al.
(1984) wird der VLA4 sowie die Herzfrquenz bei einer bestimmten Laufgeschwindigkeit ebenfalls als geeignete Parameter zur Beurteilung der Leistungsfähigkeit, der Trainierbarkeit und zur Festlegung der optimalen Belastungsintensität im Intervalltraining beschrieben.
Arbeit
Anaerobe Energiedeckung (O2- Schuld)
Aerobe Energiedeckung
O2 Nachatmung
Ruheumsatz
2 4 6 8 10 12 14 Zeit in Minuten 12
10 8 6 4 2
Relative Steigerung des Ruheumsatzes
2.2.2.4 Die aerobe Stoffwechsellage
Bei der Glykolyse wird Glukose über mehrere Schritte zu Pyruvat umgebaut. Ein wichtiges Schrittmacherenzym ist hierbei die Phosphofruktokinase (PKF). Die PKF wird durch einen hohen Gehalt an Adenosinmonophosphat (AMP) gesteigert und durch hohe Konzentrationen an Adenosisntriphosphat (ATP) gehemmt. Durch die Glykolyse entsteht Pyruvat, welches in die äußere Mitochondrienmembran gelangt. Pyruvat wird unter aeroben Verhältnissen zu Acetyl-Coenzym A umgebaut und anschließend im Zitratzyklus und in der Atmungskette zu ATP metabolisiert. Hierbei werden 38 Mol ATP pro Mol Glukose frei (BUDDECKE 1989, KARLSON et al. 1994, LEHNINGER et al. 1994).
Als weitere Energiereserve bei aeroben Belastungen dienen freie Fettsäuren (FFA). Bei submaximalen Belastungsintensitäten werden verstärkt freie Fettsäuren aus dem Fettgewebe freigesetzt. Die FFAs zirkulieren in der Blutbahn und gelangen in die Muskelzelle. Dort werden sie in die Mitochondrien transportiert und mit Hilfe verschiedener mitochondrialer Enzyme unter aeroben Verhältnissen oxidiert. Bei der ß-Oxidation können bis zu 146 Moleküle ATP frei werden (BUDDECKE 1989, KARLSON et al. 1994, LEHNINGER et al.
1994).
Die Oxidation der freien Fettsäuren ist der wichtigste Weg der Energiegewinnung bei aeroben Ausdauerleistungen wie zum Beispiel Distanzritten. Während der Glykogenverbrauch im Muskel mit 0,49-1,47 mmol Glukose/kg Muskel/min nur moderat war (HODGSON et al.
1983), konnte ROSE (1983) einen Anstieg des Plasmagehaltes an freien Fettsäuren von 47 auf 1254 μmol/l nach submaximaler, aerober Belastung feststellen.
Trainierte Pferde haben höhere aerobe Kapazitäten und bedürfen weniger glykolytisch bereitgestellter Energie als untrainierte Pferde. Sie sind durch niedrigere Plasmalaktatwerte bei gleicher Arbeitsleistung als untrainierte Pferde gekennzeichnet (PERSSON 1983, PERSSON et al. 1983, STRAUB et al. 1984, GAUVREAU et al. 1996).
2.2.2.5 Die anaerobe Stoffwechsellage
Bei hohen Geschwindigkeitsleistungen oder bei sehr kraftaufwendigen Tätigkeiten werden in
notwendige Energieversorgung für diese schweren körperlichen Leistungen erfolgt daher in erster Linie über anaerobe Mechanismen (HODGSON 1985a).
Das durch Glykolyse aus Glykogen oder Glukose entstandene Pyruvat kann unter anaeroben Verhältnissen nicht im Zitratzyklus verwendet werden, sondern wird zu Laktat umgewandelt.
Die Energieausbeute ist mit zwei Molekülen ATP pro Molekül Glukose im Vergleich zur aeroben Energieausbeute gering (BUDDECKE 1989, KARLSON et al. 1994, LEHNINGER et al. 1994).
Die anaerobe Energiegewinnung ist die schnellere Energiebereitsstellung als die langsameren, aeroben Mechanismen. Des Weiteren können auch nach Erreichen der maximalen Sauerstoffaufnahmekapazität (VO2max) unter anaeroben Bedingungen weitere Leistungen erbracht werden (WELS 1987, POOLE 2003).
Durch die Laktatakkumulation im Muskel sinkt der pH-Wert, und die anaerobe Glykolyse limitiert sich selbst. Folglich treten Ermüdungserscheinungen auf (DANFORTH 1965).
Außerdem können die begrenzten intramuskulären Glykogenspeicher die Leistungen unter anaeroben Verhältnissen limitieren (LACOMBE et al. 1999)
Durch die Phosphocreatin-Reaktion werden weitere ATP-Moleküle unter anaeroben Bedingungen synthetisiert (GROSS et al. 1989, GERARD u. HODGSON 2001):
CP + ADP CK Creatin + ATP
Die Phosphocreatin-Reaktion dient als Energiereserve und überbrückt die Zeit bis zum Einsetzen der Glykolyse.
Durch die Myokinase-Reaktion kann ebenfalls eine ATP-Gewinnung unter anaeroben Bedingungen erfolgen (GERARD u. HODGSON 2001):
ADP + ADP MK ATP + AMP
2.2.2.6 Ursachen für Ermüdungserscheinungen
Ermüdungserscheinungen treten auf, wenn die Glykogenvorräte zur Neige gehen oder eine Laktatakkumulation im Muskel entsteht (SALTIN u. KARLSSON 1971, VALBERG et al.
1985).
Bei Pferden konnte gezeigt werden, daß zuerst die Muskelfasern Typ I und IIA ihren Glykogengehalt verringern. Bei weiterer Belastung wurde dies bei allen Fasertypen beobachtet (VALBERG et al. 1985). Die Glykogenauffüllung findet in entgegengesetzter Reihenfolge stattfand (SNOW et al. 1981, HODGSON et al. 1983). 72 Stunden nach der Belastung sind die Glykogenspeicher wieder vollständig gefüllt. In der Studie von VALBERG et al. (1985) zeigte sich ein umgekehrt proportionales Verhältnis von Laktat und Glykogen im Verlauf einer Belastung.
Die Ermüdungserscheinungen bei intensiven Belastungen werden mit einem Abbau der energiereichen Phosphatverbindungen (ATP und CP) und des Muskelglykogens in der Skelettmuskulatur, einer Akkumulation von Laktat und einem sinkendem pH-Wert begründet (McMIKEN 1983, HODGSON u. ROSE 1994 und ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1999).
SNOW et al. (1983) zeigten einen Laktatanstieg nach Galopprennen (1000-2400m) auf 25 mmol/l und mehr. Durch diesen Blutlaktatanstieg sinkt der pH-Wert im venösen Blut auf 7,0.
Durch die Laktatakkumulation im Muskel entstehen azidotische Verhältnisse, die die Glykolyse und die respiratorischen Kapazitäten der Mitochondrien beeinträchtigen und somit eine ATP-Verminderung im Muskel bewirken (SNOW u. VALBERG 1994).
Eine Schwellung der Mitochondrien mit einzelnen prominenten Cristae in der Skelettmuskulatur nach Belastung wurde beobachtet, die sich nach etwa einer Stunde zurückbildet (McCUTCHEON et al. 1992).
Bei niedrigeren Belastungsintensitäten wie Ausdauerleistungen sind die Ermüdungserscheinungen in erster Linie durch Hyperthermie, Flüssigkeits- und Elektrolytmängel und mangelnde Motivation der Pferde zu erklären (VALBERG 1996)
2.3 Die Muskelbiopsie
2.3.1 Indikation zur Entnahme
Die Indikationen für Muskelbiopsien sind vielfältig. Einerseits können klinisch apparente Muskelerkrankungen neurogenen oder metabolischen Ursprungs diagnostiziert werden.
Andererseits werden in der Humanmedizin Muskelbiopsien bei dezenten Störungen wie unerklärlichen Ermüdungserscheinungen, multifaktoriellen Erkrankungen oder Muskelschwäche untersucht (EDWARDS et al. 1980, LYNCH et al. 1993, O’ ROURKE et al.
1994).
2.3.2 Entnahme der Muskelbiopsie beim Pferd
In der Literatur werden verschiedene Entnahmestellen beim Pferd beschrieben. Der bevorzugte Muskel ist der M. glutaeus medius, da dieser eine wichtige Rolle bei der Fortbewegung des Pferdes spielt (ESSÉN-GUSTAVSSON u. LINDHOLM 1985, RONEUS u. LINDHOLM 1991, RONEUS et al. 1992, RONEUS 1993, RIVIERO-LOPEZ et al. 1993).
Während dieser Muskel in erster Linie bei trainingsphysiologischen Untersuchungen zum Beispiel zur Bestimmung des Trainingszustands oder der Leistungsfähigkeit der Pferde bioptiert wurde, beschreibt VALENTINE (1998) unterschiedliche Entnahmestellen in der Diagnostik der Equine Motor Neuron Disease (EMND) und der Polysaccharid- Speicherkrankheit (PSSM). Bei der EMND sind vor allem die Typ I-Muskelfasern betroffen.
Daher ist die bevorzugte Biopsiestelle der M. sacrococcygeus dorsalis, der zahlreiche Typ I- Muskelfasern aufweist. Bei der PSSM wird die Biopsie bevorzugt am M. semimembranosus entnommen, der einen großen Anteil der betroffenen Typ II-Fasern enthält.
Die Biopsie kann als offene Biopsie oder mit der Stanze nach Bergström durchgeführt werden. Im Jahre 1974 beschrieben LINDHOLM und PIEHL die Technik der perkutanen Nadelbiopsie, die von mehreren Autoren in diversen Studien eingesetzt wurde (SNOW u.
GUY 1976, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1985, RONEUS et al. 1992, LINDNER et al.
2002). Die Stanzbiopsie stellt einen komplikationslosen Eingriff dar. SNOW (1983) bioptierte über 1000 Pferde und beobachtete nur bei zwei Patienten leichte Infektionen und vereinzelt geringe Hämatome. Die Pferde konnten unmittelbar nach der Probenentnahme weiter im
Trainingsprogramm eingesetzt werden, was essentiell bei sportphysiologischen Untersuchungen ist.
Abbildung 7: Muskelbiopsiestanze nach Bergström
2.3.3 Struktur der gesunden Muskulatur
2.3.3.1 Differenzierung der verschiedenen Muskelfasertypen beim Pferd
Skelettmuskelfasern können in zwei Hauptfasertypen unterteilt werden: Typ I und Typ II. Sie werden durch die unterschiedlichen Myosin-ATPase-Aktivitäten differenziert. (BROOKE u.
KAISER, 1970). Nach einer Vorinkubation bei einem pH-Wert von 10,3 wird die ATPase Reaktion durchgeführt (BROOKE u. KAISER, 1970).
Die Typ I-Fasern stellen sich aufgrund der geringeren Myosin-ATPase-Aktivität heller dar,
Nach einer Inkubation bei einem pH-Wert zwischen 4 und 5 und der ATPase-Reaktion können die Typ II Fasern in Typ IIA und IIB eingeteilt werden (SNOW u. VALBERG 1994).
Mit der NADH-Tetrazoliumreduktase können ebenfalls die einzelnen Muskelfasertypen differenziert werden (HENCKEL et al. 1998)
Nach der Nomenklatur von LINDHOLM u. PIEHL (1974) können die Fasern auch nach ihren Eigenschaften benannnt werden. So werden die Typ I Fasern als ST (slow-twitch, high oxidative= langsam kontrahierend, hoch oxidativ), die Typ IIA Fasern als FTH (fast twitch, high oxidative = schnell kontrahierend, hoch oxidativ) und die Typ IIB Fasern als FT (fast twitch, low oxidative = schnell kontrahierend, wenig oxidativ) bezeichnet.
Zwischenformen, sogenannte Typ IIAB Fasern, werden ebenfalls gefunden (WHITE u.
SNOW 1985).
Der Fasertyp IIC kommt gelegentlich in regenerativen Muskeln oder bei jungen Pferden vor und liegt unter 1%. (ESSÉN et al. 1980, SNOW u. VALBERG 1994).
Eine weitere Differenzierung der Fasertypen erfolgt durch eine Bestimmung der schweren Myosinketten (MHC= Myosin heavy chain) mit Hilfe von Antikörpern. So entsprechen die mit der ATPase-Reaktion identifizierten Muskelfasertypen I und IIA den Muskelfasertypen, die durch die MHC-I und MHC-II Antikörper identifiziert werden. Die Muskelfaser IIB stimmt mit dem MHC-IIX überein. Die Antikörperbestimmungen der schweren Myosinketten sind exakter als die histochemische Differenzierung, aber sehr kostenintensiv und werden daher bei der Begutachtung von Pferdemuskulatur nur selten verwendet (VALBERG 2002).
LINDHOLM u. PIEHL (1974) und ESSÉN et al. (1980) stellten Unterschiede in der Muskelfaserzusammensetzung in den verschiedenen Muskeln fest. Im M. vastus lateralis wurde ein größerer Anteil an Typ IIA-Fasern beschrieben als in den anderen untersuchten Muskeln. Der M. semitendinosus hatte den höchsten Anteil an Typ IIB-Fasern.
Auch innerhalb eines Muskels ist die Faserverteilung nicht homogen. BRUCE u. TUREK (1985), LOPEZ-RIVIERO et al. (1992, 1993b) und BRUCE et al. (1993) untersuchten den M.
glutaeus medius, der einen der wichtigsten lokomotorischen Muskeln des Pferdes repräsentiert. Je tiefer der M. glutaeus medius bioptiert wurde, desto größer war der Anteil an Typ I-Fasern. In den oberflächlichen Regionen wurden vermehrt Typ IIB-Fasern angetroffen.
Das Verhältnis der Typ IIA Fasern zu den übrigen Muskelfasern war im gesamten Muskel konstant.
2.3.3.2 Einfluss von Rasse, Alter und Geschlecht auf die Muskulatur
Die Muskelfaserverteilung wird durch die Pferderasse, das Alter und das Geschlecht beeinflusst (HODGSON 1985b, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1989, RONEUS et al. 1991, 1992, RONEUS 1993, LOPEZ-RIVIERO et al. 1993a).
STULL und ALBERT (1980) untersuchten den Einfluss der Pferderasse auf die Muskelfaserkomposition und fanden dabei heraus, dass bei Belgiern der Anteil der anaeroben, schnellen Fasern im Vergleich zu anderen Rassen höher ist. Auch von anderen Autoren wurden Variationen in der Muskelfaserzusammensetzung bei verschiedenen Rassen, abhängig von ihrem Verwendungszweck, beschrieben (SNOW u. GUY 1980, LINDHOLM u. PIEHL 1974). So wurden bei Quarter-Horses, die als schnellste Pferderasse auf kurzen Distanzen gelten, ein sehr geringer Anteil an langsamen, oxidativen, aber ein hoher Anteil schneller, anaerober Muskelfasern gefunden. Beim Warmblut fand man etwa gleich große Anteile an Typ I- und Typ IIB-Fasern. Die Ergebnisse von SNOW (1983) sind in Tab. 1 dargestellt.
Tabelle 1: Muskelfaserzusammensetzung im M. glutaeus medius bei verschiedenen Pferderassen (Fasertypen in %) (modifiziert nach SNOW 1983)
n Typ I Typ IIA Typ IIB
Quarter Horses 28 8,7 +/-0,8 51 +/-1,6 40,3 +/-1,6 50 (untrainiert) 11,0 +/-0,7 57,1 +/-1,3 32,0 +/-1,3 Vollblüter
22 (trainiert) 7,3 +/-0,9 61,2 +/-1,5 28,8 +/ 1,5 Araber 6 14,4 +/-2,5 47,8 +/-3,2 37,8 +/-2,8 8 24,0 +/-3,6 49,0 +/-3,1 27,0 +/-3,3 Warmblüter
9 18,1 +/-1,6 55,4 +/-2,2 26,6 +/-2,0 Ponys 8 22,5 +/-2,6 40,4 +/-2,3 37,1 +/-2,8
Innerhalb der verschiedenen Rassen treten aber auch interindividuelle, genetisch bedingte Unterschiede zwischen den einzelnen Tieren auf (LOPEZ-RIVIERO et al 1993a, 1993c).
RONEUS et al. (1991, 1994), RONEUS (1993) und LOPEZ-RIVIERO et al. (1993a) untersuchten die altersabhängigen Veränderungen der Muskelfaserzusammensetzung. Es wurde eine prozentuale Zunahme der Typ I-Muskelfasern mit steigendem Alter der Pferde festgestellt (RONEUS et al. 1991, RONEUS 1993, LOPEZ-RIVIERO et al. 1993a).
Anteil der Typ IIB-Fasern verringerte sich (ESSÉN et al. 1980, RONEUS 1993, RONEUS et al. 1994 und LOPEZ-RIVIERO et al. 1993a).
RONEUS (1993) und LOPEZ-RIVIERO et al. (1993a) untersuchten die Abhängigkeit der Fasertypenverteilung vom Geschlecht und stellten dabei signifikante Unterschiede zwischen Stuten und Wallachen/Hengsten fest. RONEUS (1991) konnte bei Hengsten einen um 5%
höheren Anteil an Typ IIA-Fasern als bei Stuten feststellen.
2.3.3.3 Trainingseinfluss auf die Zusammensetzung der Muskelfasertypen beim Pferd
Nicht zuletzt übt auch der Trainingszustand der Pferde einen Effekt auf die Zusammensetzung der Muskulatur aus (ESSÉN-GUSTAVSSON u. LINDHOLM 1985, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1989, HODGSON et al. 1986, LOPEZ-RIVIERO et al. 1991, RONEUS et al. 1992, GOLLNICK 1982).
Bei trainierten Pferden konnte im Vergleich zu untrainierten Pferden ein höherer Prozentsatz an Typ IIA- und ein geringer Anteil an Typ IIB-Fasern im M. glutaeus medius vorgefunden werden (ESSÉN-GUSTAVSSON u. LINDHOLM 1985, LOPEZ-RIVIERO et al. 1991 und RONEUS et al. 1992). Währendessen wurden im M. sternocephalicus keine trainingsbedingten Auswirkungen auf die Muskelfasertypenzusammensetzung beobachtet (ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1989).
Bei jungen Rennpferden werden die beobachteten Veränderungen in der Muskulatur mehr auf das Training als auf das körperliche Wachstum zurückgeführt (ESSÉN et al. 1980, RONEUS et al. (1992).
2.3.3.4 Blutversorgung der Muskulatur des Pferdes
Neben den Untersuchungen der Muskelfaserzusammensetzung wurde ebenfalls die kapilläre Blutversorgung der Skelettmuskulatur studiert (NIMMO et al. 1982, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1989, KARLSTRÖM et al. 1991).
Während ESSÉN-GUSTAVSSON et al. (1989) einen Anstieg der Kapillardichte um 17% bei trainierten Pferden im Vergleich zu untrainierten Pferden beschrieben, konnten NIMMO et al.
(1982) keine Veränderungen der Kapillarenanzahl bei Vollblütern erkennen.
KARLSTRÖM et al. (1991) untersuchten bei Warmblutpferden einerseits das Verhältnis von Kapillaren/Fasern sowie das Verhältnis der Kapillaren zur Faserfläche (Tab.2).
Tabelle 2: Blutversorgung der equinen Muskulatur (KARLSTRÖM et al. 1991) Typ I-Faser Typ IIA-Faser Typ IIB-Faser
Kapillaren pro Faser 5,0 5,6 5,9
Kapillaren pro μm2 2,6 2,3 1,5
HENCKEL (1983a) beobachtete mit wachsender aerober Kapazität der Muskelfasern einen Anstieg der kapillären Blutversorgung.
2.3.3.5 Metabolisches Enzymmuster der Pferdemuskulatur
Das metabolische Enzymprofil der equinen Muskulatur wird durch das Alter und durch den Trainingszustand beeinflusst (ESSÉN et al. 1980, ESSÉN-GUSTAVSSON et al. 1984, LOPEZ-RIVIERO et al. 1991, RONEUS et al. 1992, 1994).
In der Skelettmuskulatur von Pferden wurde mit zunehmendem Alter eine erhöhte Aktivität des Enzyms Citratsynthetase, welches als Marker der oxidativen Muskelkapazität gilt, beschrieben (RONEUS et al. 1994). Die Citratsynthetase-Aktivität, die Aktivität der 3- Hydroxy-CoA-Dehydrogenase (HAD, ein Enzym der ß-Oxidation der Fettsäuren) (McGOWAN et al. 2002) und der Hexokinase (RONEUS et al. 1991, 1992, RONEUS 1993) nahmen ausserdem mit gesteigerter körperlicher Kondition zu (ESSÉN-GUSTAVSSON et al.
1983, RONEUS et al. 1992, McGOWAN et al. 2002).
STRAUB et al. (1983) konnten ebenfalls einen Anstieg der aeroben Enzyme und eine Volumenvergrößerung der Mitochondrien bei verbessertem Trainingszustand feststellen.
2.3.3.6 Der Muskelfaserquerschnitt bei Pferden
Auch der Muskelfaserquerschnitt wurde zur Beurteilung einer Muskelbiopsie herangezogen
Der Querschnitt der Typ I Fasern war kleiner als der Querschnitt der Typ IIA-Fasern. Der Querschnitt der Typ IIB-Fasern hingegen stellte sich doppelt so groß wie der der Typ IIA- Fasern dar (SNOW 1983, HENCKEL 1983b, LOPEZ-RIVIERO et al. 1993).
Mit steigendem Alter der Pferde wurden vergrößerte Faserquerschnitte insbesondere bei den Typ I- und Typ IIA-Muskelfasern gefunden (LOPEZ-RIVIERO et al. 1993a, RONEUS 1993). Die Querschnitte der Typ IIA-Fasern bei Hengsten waren größer als bei Stuten (LOPEZ-RIVIERO et al. 1993a).
Der Muskelfaserquerschnitt wird nicht nur durch das Alter und das Geschlecht der Pferde, sondern auch durch den Trainingszustand beeinflusst. Der Faserquerschnitt der Typ I-Fasern ist bei trainierten und untrainierten Pferden vergleichbar groß, während der durchschnittliche Faserquerschnitt der Typ II-Fasern bei trainierten Pferden kleiner war als bei Untrainierten (ESSÉN-GUSTAVSSON u. LINDHOLM 1985).
2.3.4 Strukturveränderungen an erkrankter Muskulatur
In der humanen Skelettmuskulatur treten Muskelzellveränderungen aufgrund primärer Myopathien auf. Aber auch infolge von systemischen Erkrankungen können sekundäre pathologische Reaktionen der Muskulatur vorgefunden werden, die sich während der histologischen Muskeluntersuchung darstellen lassen. Die häufigsten pathologischen Skelettmuskelvariationen werden im Folgenden kurz erläutert.
2.3.4.1 Faserkaliberspektrum
Veränderungen im Faserkaliberspektrum mit einer Variation im Durchmesser der Muskelzelle gehören zu den häufigsten pathologischen Befunden in der erkrankten Muskulatur (ENGEL u.
FRANZINI-ARMSTRONG 1994, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
Es wird zwischen der unimodalen und der bimodalen Variation differenziert. Während bei der bimodalen Variation des Faserkaliberspektrums sowohl Atrophien als auch Hypertrophien auftreten, werden bei unimodalen Variationen entweder Atrophien oder Hypertrophien beobachtet.
2.3.4.1.1 Faseratrophien
Faseratrophien können als Einzelfaseratrophien sowie als Gruppierungen von atrophischen Fasern bei Denervationen, verschiedenen Myopathien und Myositiden gefunden werden (ÅSTRÖM u. ADAMS 1981, KAKULAS u. ADAMS 1985, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
Die Typ I-Atrophie kommt bei verschiedenen Myopathieformen oder bei spinalen Muskelatrophien in den Muskelbiopsien vor. Die selektive Typ II-Atrophie kann Folge von Inaktivität oder Kachexie sein, ist aber auch bei der hyperkaliämischen periodischen Paralyse (HYPP), der Steroidmyopathie und Myopathien infolge von Hypothyreose, Hyper-/
Hypoparathyreose sowie Vit. E-Mangel zu beobachten (JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
2.3.4.1.2 Faserhypertrophien
Faseratrophien werden in chronischen Stadien myopathischer und neurogener Krankheiten
Denervierung mit paralleler Faseratrophie als kompensatorische Mechanismen auf (JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
Eine Typ II-Faserhypertophie entsteht nach Muskelaufbautraining (ÅSTRÖM u. ADAMS 1981, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
2.3.4.2 Fasertypengruppierungen
Eine Fasertypengruppierung tritt neurogen bei Ausfall von Motoneuronen und gleichzeitiger, kollateraler Reinnervation auf (BANKER u. ENGEL 1994, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
Die typische mosaikartige Faserverteilung der gesunden Muskulatur fehlt und ein uniformes Auftreten einzelner Muskelfasertypen herrscht vor.
2.3.4.3 zentrale Kerne
Die Kerne der Muskelzelle liegen physiologischerweise randständig. Dagegen sind zentrale Kerne im Wachstum oder bei regenerativen Vorgängen zu finden. Während der physiologischen Myogenese wandert der Zellkern vom Zentrum in die Peripherie. Bei Regenerationsvorgängen geschieht dieses jedoch nicht (CULLEN u. MASTAGLIA 1982).
Bei mehr als 3% zentral liegender Kerne liegt eine pathologische Veränderung der Muskulatur vor, wobei eine Differenzierung der Myopathien jedoch nicht möglich ist (ENGEL u. FRANZINI-ARMSTRONG 1994, JERUSALEM u. ZIERZ 2003).
2.3.4.4 mitochondriale Aktivierung/ Hyperplasie, metachromatische Randsäume, Ragged-red-Fasern
Ragged-red-Fasern sind durch prominente, subsarkolemmale und intermyofibrilläre Ablagerungen membranösen Materials charakterisiert. Das membranöse Material entspricht akkumulierten Mitochondrien. Die Aktivitäten der mitochondrialen, oxidativen Enzyme (NADH-Dehydrogenase, Succinat-Dehydrogenase und Cytochrom-C-Oxidase) sind dabei erhöht. In der modifizierten Gomori-Trichrom-Färbung zeigen sich die veränderten Fasern
mit charakteristischen roten Randsäumen. Bei der elektronenmikroskopischen Untersuchung werden parakristalline Einschlüsse beobachtet (JERUSALEM u. ZIERTZ 2003).
Bei 1-30% betroffener Muskelfasern wird beim Menschen von mitochondrialen Myopathien gesprochen (ENGEL u. FRANZINI-ARMSTRONG 1994).
Vergrößerte, abnormale Mitochondrien oder Mitochondrien mit kristallinen Einschlüssen treten bei Maligner Hyperthermie, muskulärer Dystrophie, hyperkaliämischer periodischer Paralyse und Steroidmyopathie auf (KAKULAS u. ADAMS 1985). Veränderungen der Skelettmuskulatur mit Ragged-Red-Fasern werden in der Humanmedizin bei diversen Mitochondropathien beobachtet (CHINNERY u. TURNBULL 1997, BOURGEOIS u.
TARNOPOLSKY 2004)
Geschwollene Mitochondrien können als Artefakt bei mangelhafter Fixation, Ermüdung oder Anorexie (ENGEL u. FRANZINI-ARMSTRONG 1994) gefunden werden.
2.3.4.5 Faserteilungen, Fasersplitting
Faserteilungen sind die Folge von adaptiven Prozessen, die nach Hypertrophien auftreten können. Zuvor erreichen die hypertrophen Fasern eine kritische Grösse und eine ausreichende Sauerstoffversorgung und der Austausch der Metaboliten ist nicht mehr gewährleistet (CULLEN u. MASTAGLIA 1982).
ÅSTRÖM und ADAMS (1981) erklären das Auftreten geteilter Fasern als Folgeerscheinung irreversibler Muskelfaserschäden. Die Muskelfasern sind dann nicht in der Lage, sich eigenständig zu reparieren.
2.4 Enzymdiagnostik bei Muskelerkrankungen des Pferdes
Enzyme sind Proteine mit katalytischen Fähigkeiten. Sie beschleunigen Stoffwechselreaktionen im Körper und sind in der Lage bestimmte Substrate in einer Zeiteinheit umzusetzen (SCHMIDT u. SCHMIDT 1987). Die Halbwertszeit der Enzyme liegt zwischen Minuten und Tagen (SCHMIDT u. SCHMIDT 1987). Man unterscheidet beim Pferd zwischen muskelspezifischen Enzymen und unspezifischen Enzymen, die zu diagnostischen Zwecken im Plasma bestimmt werden.
Zu den muskelspezifischen Enzymen gehört die Creatinkinase. Sie ist in erster Linie in der Skelettmuskulatur und in der Herzmuskulatur zu finden (KRAFT 1999). Die unspezifischen Enzyme Laktatdehydrogenase (LDH), Aspartat-Aminotransferase (AST) und Aldolase (ALD) kommen in der quergestreiften Muskulatur und auch in anderen Geweben vor und sind daher nur in Verbindung mit dem Nachweis der anderen Enzyme bei der Diagnostik von Myopathien aussagekräftig (KRAFT 1999).
2.4.1 Creatinkinase (CK)
Die Creatinkinase ist ein im Zytosol vorkommendes muskelspezifisches Enzym. Es katalysiert die Phosphocreatin-Reaktion:
Creatinphosphat + ADP ' Creatin + ATP
Creatinphosphat dient als Energiespeicher (GERBER 1964, SILEBERNAGL u.
DESPOPOULUS 2001). Durch die Phosphocreatinreaktion ist eine schnelle ATP- Bereitstellung im Muskel möglich (HODGSON 1985a).
Man unterscheidet bei der Creatinkinase die Isoenzyme CK-MM, CK-MB und CK-BB (ARGIROUDIS 1982, KRAFT 1999).
In geringen Konzentrationen kommt die CK in der Herzmuskulatur (CK-MB), der Niere, dem Gehirn (CK-BB) und der Milz vor. Die größten Konzentrationen werden jedoch in der quergestreiften Muskulatur gefunden (CK-MM) (ANDERSON 1976). Aus diesem Grund ist die CK ausschließlich als muskelspezifisches Enzym anzusehen (KRAFT 1999).
GLITZ (1997) ermittelte eine Halbwertszeit der Creatinkinase von 9 Stunden.
Die Referenzwerte in Ruhe wurden von mehreren Autoren folgendermaßen ermittelt:
Tabelle 3: Referenzwerte der Creatinkinase verschiedener Autoren Autor (Jahr) Normwert CK [U/l]
DVG (1982) < 90
VALBERG et al. (1993a) 10-350
GLITZ (1997) < 90
KRAFT (1999) Bis 130 (190)
SLOET u. GOEHRING (2000) 75-160
2.4.2 Aspartat-Aminotransferase (AST)
Die Aspartat-Aminotransferase gehört zu den gewebeunspezifischen Enzymen. Die AST ist nicht nur im Muskelgewebe, sondern ebenfalls in der Leber (KRAFT 1999) als zelluläres Enzym vorhanden, das sowohl im Zytosol als auch in den Mitochondrien lokalisiert ist (BICKHARDT 1992, REJ et al. 1990).
Durch dieses Enzym wird die folgende Reaktion katalysiert:
α-Ketoglutarat + L-Aspartat ' L-Glutamat + Oxalacetat
Die AST gilt als Indikator für akute Zellnekrosen (GERBER 1969, BOYD 1983, KRAFT 1999) und ist bei Schäden der Muskulatur erhöht (GERBER 1969).
Die AST ist jedoch gewebeunspezifisch und bei einer Erhöhung kann nicht immer auf eine Schädigung der Muskulatur geschlossen werden. Bei erhöhtem AST-Spiegel und parallelem Anstieg der GLDH- und γGT-Werte kann eine Erkrankung der Leber vorliegen (KRAFT u.
DÜRR).
Bei einem parallelen Anstieg von AST und CK ist von einer Schädigung der Muskulatur auszugehen (PLONAIT 1980, KRAFT u. DÜRR 1999).
Die von GLITZ (1997) bestimmte Halbwertszeit der AST beträgt 58,28 +/-17,1 Stunden.
Die CK und die AST unterscheiden sich in ihren Halbwertszeiten. Der Quotient CK/AST kann zur Ermittlung des Zeitpunktes des Muskelschadens hilfreich sein (GLITZ 1997).
Die Referenzwerte der AST in Ruhe wurden von verschiedenen Autoren folgendermaßen ermittelt:
Tabelle 4: Referenzwerte der Aspartat-Aminotransferase verschiedener Autoren Autor (Jahr) Normwert AST [U/l]
DVG (1982) < 240
GLITZ (1997) < 240
KRAFT u. DÜRR (1999) < 240
SLOET u. GOEHRING (2000) 125-275
2.4.3 Laktatdehydrogenase (LDH)
Die Laktatdehydrogenase katalysiert folgende Reaktion der Glykolyse:
Laktat + NAD+ ' Pyruvat + NADH + H+
Die LDH kommt ubiquitär im Organismus vor und ist kein muskelspezifisches Enzym (ISSELSTEIN 1977). Nach ANDERSON (1976) findet man die LDH vor allem in der Herz- und Skelettmuskulatur und in der Niere.
Die Werte der LDH steigen nach einer Belastung an, erreichen nach 24 Stunden ihr Maximum und fallen danach wieder ab (ANDERSON 1975).
GLITZ (1997) gibt die Halbwertszeit des Enzyms mit 7,65 +/-2,98 Stunden an.
Als Referenzbereiche werden folgende Werte angegeben:
Tabelle 5: Referenzbereiche der Laktatdehydrogenase verschiedener Autoren Autor (Jahr) Normwert LDH [U/l]
DVG (1982) < 400
KRAFT u. DÜRR (1999) < 400
SLOET u. GOEHRING (2000)
< 2 Jahre
> 2 Jahre
240 – 600 150 – 420
Durch elektrophoretische Untersuchungen werden fünf Isoenzyme der LDH differenziert.
Die von GLITZ (1997) ermittelte Halbwertszeit für die α-HBDH beträgt 12,76 +/-8,23 Stunden. Der Referenzbereich der α-HBDH wird von der DVG bis zu 170 U/l angegeben.
ANDERSON (1976) und COFFMAN (1981) konnten in der Skelettmuskulatur vor allem die Isoform LDH5 isolieren.
2.5 Elektromyographie beim Pferd
2.5.1 Prinzipien
Das Ruhepotential der Muskelzellmembran liegt bei – 70 bis – 90 mV. Bei Kontraktion des Muskels wird durch den nervalen Impuls an der neuromuskulären Endplatte Acetylcholin freigesetzt, das ein Aktionspotential in der Muskelzelle initiiert. Das Membranpotential der Zelle ändert sich und die kontraktilen Mechanismen innerhalb der Muskelzelle bewirken eine Verkürzung der Zelle.
Die Summation der elektrischen Veränderungen wird bei der elektromyographischen Untersuchung festgehalten (VAN WESSUM et al. 1999, STEISS 2003).
Zur Aufzeichnung der elektrischen Impulse im Muskel werden verschiedene Elektroden genutzt. Die perkutane Elektrode ist wenig invasiv und kann bei Belastungsuntersuchungen eingesetzt werden (VAN WESSUM 1999, COLBOURNE et al. 2001, LICKA et al. 2004).
Hingegen können bipolare Nadelelektroden direkt im Muskel platziert werden und liefern sensitivere Ergebnisse (VAN WESSUM 1999). WIJNBERG et al. (2003a, b) verwenden Sedativa (Detomidin) bei Tieren, die die Untersuchung mit der Nadelelektrode nicht tolerieren.
2.5.2 Einsatz der Elektromyographie beim Pferd
Die elektromyographische Untersuchung wird beim Pferd zur Diagnostik neurologischer Erkrankungen, wie der Equine Motor Neuron Disease (EMND), Läsionen der Wirbelsäule, Myotonien oder der Hyperkaliämischen Periodischen Paralyse (HYPP) eingesetzt (VAN WESSUM 1999, WIJNBERG et al. 2004).
Bei der Diagnostik neuromuskulärer Erkrankungen werden die Muskeln des klinisch verdächtigen Innervationsgebietes zur elektromyographischen Untersuchung herangezogen.
Der M. subclavius, der M. triceps brachii und der M. vastus lateralis wurden zu Forschungszwecken an gesunden Pferden elektromyographisch untersucht (WIJNBERG et al.
2001, 2002, 2003a).
2.6 Generalisierte Erkrankungen der Skelettmuskulatur beim Pferd
2.6.1 Equine Rhabdomyolyse
Das Krankheitsbild der Rhabdomyolyse ist seit langem bekannt. Synonyme für diese Erkrankung sind Feiertagskrankheit, Azoturia, Lumbago, paralytische Myoglobinurie, Kreuzverschlag und Tying-up (VALBERG et al. 1999a, SLOET u. GOEHRING 2000).
Da als Ursache körperliche Belastung oder Stress beschrieben werden, wurde die Erkrankung von LINDHOLM et al. (1974a) und FREESTONE und CARLSON (1991) als
„belastungsbedingte Rhabdomyolyse“ und von BEECH et al. (1988) aufgrund des rezidivierenden Auftretens als „chronisch intermittierende Rhabdomyolyse“ bezeichnet.
HARRIS und SNOW (1986) bevorzugen die Bezeichnung equine Rhabdomyolyse (ER), da das Krankheitsbild auch bei minimaler Belastungsintensität auftreten kann.
Die equine Rhabdomyolyse kann in verschiedenen Schweregraden auftreten. Die Feiertagskrankheit wird als schwerwiegende Form verstanden, während das Tying-up eine milde Verlaufsform der Erkrankung darstellt (SLOET u. GOEHRING 2000).
Die „Feiertagskrankheit“ wurde vor allem bei schweren Arbeitspferden beschrieben. Mit Rückgang dieser Pferdeart wird dieses Krankheitsbild heutzutage seltener beobachtet.
Die equine Rhabdomyolyse ist bei beiden Geschlechtern und allen Altersgruppen anzutreffen, jedoch wird die Erkrankung von einigen Autoren bei Stuten häufiger als bei Hengsten und Wallachen beschrieben (FRAUENFELDER et al. 1986, FREESTONE u. CARLSON 1991 und BEECH 1997). Ein Zusammenhang zwischen dem Zyklusstand und erhöhten Muskelenzymwerten lag jedoch nicht vor (FRAUENFELDER et al. 1986). Stuten mit Granulosazelltumoren und nymphomanischem Verhalten zeigen vermehrt Symptome dieser Erkrankung (HODGSON 1985c). SLOET und GOEHRING (2000) beschrieben ein vermehrtes Auftreten der ER bei jungen Pferden.
Nur beim Englischen Vollblut und beim Quarter Horse konnte bisher eine Heredität der ER nachgewiesen werden (MACLEAY et al. 1999).
HARRIS (1991) beobachtete ein vermehrtes Auftreten in kalten Jahreszeiten und während oder unmittelbar nach einer körperlichen Belastung.
Die klinischen Symptome variieren in Abhängigkeit des Schweregrades der ER. Bei einigen Pferden wurden verminderte Leistungsfähigkeit, „Stehenbleiben“ während eines Rennens oder Angaloppieren bei Trabrennpferden beobachtet. Es treten verkürzte Schrittlängen, Bewegungsunlust, Muskelsteifheit und eventuell kolikähnliche Symptome auf. Häufig liegt
eine Tachykardie, Tachypnoe sowie eine Erhöhung der Körpertemperatur vor. Das erkrankte Pferd schwitzt, die Glutaealmuskulatur ist angeschwollen und verhärtet (BEECH 2000, SLOET u. GOEHRING 2000).
Bei schweren Formen dieser Erkrankung scheidet das Pferd kaffeefarbenen Urin aus. Die Pferde sind unfähig sich fortzubewegen oder liegen später fest. Aus der geschädigten Muskulatur werden große Mengen an Myoglobin frei und gelangen in den Blutkreislauf. In der Niere bewirkt Myoglobin durch seine nephrotoxischen Effekte auf das Tubulussystem das Entstehen einer irreversiblen Nephrose (SLOET u. GOEHRING 2000).
Labordiagnostisch kann der Anstieg der CK, der LDH und der AST festgestellt werden (McEWEN u. HULLAND 1986, BEECH 2000, SLOET u. GOEHRING 2000). Während der Enzymanstieg bei leichten Formen der ER moderat ausfällt, können bei schweren Krankheitsbildern wie der Feiertagskrankheit die Werte der Creatinkinase weit über 10000 U/l ansteigen (BEECH 2000).
Das Auftreten der klinischen Erscheinungen äußert sich diskontinuierlich. So kommt es vor, dass Pferde nach hartem Training keine Anzeichen der Erkrankung, an anderen Tagen mit leichtem Training jedoch Symptome des Tying-up aufweisen (VALBERG et al. 1993b, BEECH 1997).
Bei der ER sind hauptsächlich die schnell kontrahierenden Typ II-Muskelfasern betroffen (VALBERG et al. 1993a).
PATHOGENESE:
Es werden unterschiedliche Pathomechanismen der ER wie kohlenhydratreiche Ernährung, mangelnde Bewegung, Abnormalitäten der Mitochondrien oder des Sarkolemms, Störungen des Kalziumstoffwechsels und weitere Elektrolytimbalancen, Vitamin E/Seelenmangel, Hypothyreose und die Polysaccharid-Speicherkrankheit (PSSM) in Betracht gezogen (BEECH 1997, HARRIS 1998). Im Zusammenhang mit infektiösen Erkrankungen des Respirationstraktes bei Pferden wurde eine höhere Inzidenz für Muskelsteifheit und ER festgestellt (HARRIS et al. 1990, FREESTONE u. CARLSON 1991).
Eine kohlenhydratreiche Fütterung kombiniert mit Stallruhe wurde bereits früher als Auslöser für die „Feiertagskrankheit“ bei schweren Arbeitspferden verantwortlich gemacht (CARLSTRÖM 1931, BRENNAN 1959, GERBER 1994).
Muskelzelle zu und die kapilläre Blutversorgung sinkt. Bei körperlicher Belastung werden dann die großen Muskelglykogenspeicher durch raschen Einsatz der Glykolyse mit intrazellulärer Laktatanhäufung verstoffwechselt. Störungen der Muskelhomöostase sind die Folge (CARLSTRÖM 1931).
Nach neueren Studien (VAN DEN HOVEN et al. 1986, VALBERG et al. 1993a, 1993b, BEECH 1997, 2000) wird die alte Theorie von CARLSTRÖM jedoch in Frage gestellt.
SNOW et al. (1985) beobachteten bei klinisch unauffälligen Rennpferden einen Anstieg des Blutlaktates auf über 40 mmol/l ohne Krankheitssymptome einer Rhabdomyolyse. Bei klinisch gesunden Pferden wurde ein deutlich höherer Laktatwert als bei an ER erkrankten Pferden festgestellt (LINDHOLM et al. 1974, VALBERG 1987). Somit scheint die anaerobe Glykolyse mit Laktatanhäufung nicht die Ursache für die Rhabdomyolyse zu sein (VALBERG et al. 1993b), obwohl histologisch vor allem die anaerob arbeitenden Typ II- Muskelfasern mit großen Glykogenvorräten und einer geringen Kapillarversorgung betroffen sind (LINDHOLM et al. 1974b, HODGSON 1985c, McMIKEN 1985, McEWEN u.
HULLAND 1986, VALBERG et al. 1993a). Die Theorie der laktatbedingten ER ist insbesondere deshalb fraglich, weil auch bei geringen Belastungen, bei denen die Typ II- Fasern selten beteiligt sind, equine Rhabdomyolysen auftreten. Ausserdem wurden in einigen Studien bei Pferden mit ER metabolische Alkalosen, jedoch keine Azidosen festgestellt (KOTERBA u. CARLSON 1982, ROSE et al. 1979).
Bei einzelnen ER-Fällen wurden Abnormalitäten der Mitochondrien beobachtet (VAN DEN HOVEN et al. 1986, VALBERG et al. 1994a).
So lag bei einer Araberstute mit Leistungsinsuffizienz und steifen Bewegungen ein Defekt eines Enzyms der Atmungskette vor. Die Stute entwickelte bei geringen Belastungen eine starke Laktatazidose. Die histologische Untersuchung der Skelettmuskulatur ergab eine Akkumulation der Mitochondrien mit Verformungen der Cristae (VALBERG et al. 1994a).
In einer anderen Studie wurden ebenfalls Mitochondrienveränderungen bei einem Pferd mit ER beobachtet (VAN DEN HOVEN 1986). Histologisch zeigten sich bis zu zwei Prozent vergrößerte, runde Fasern mit einer intensiven roten (H.E.-Färbung), bzw. rötlichen Färbung (Gomori-Trichrom Färbung). Die Fasern unterschieden sich von den Ragged-Red-Fasern.
Einige Autoren (WALDRON-MEASE u. ROSENBERG 1978, HILDEBRAND et al. 1990) sehen einen Zusammenhang zwischen der ER und der seltenen malignen Hyperthermie (MH),
