und dem
Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr, München
Zur Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien in deutschen Zoos mittels
Yersinia- und Burkholderia-selektierender Nährmedien
INAUGURAL-DISSERTATION
Zur Erlangung des Grades eines Doktors der Veterinärmedizin
(Dr. med. vet.)
durch die Tierärztliche Hochschule Hannover
Vorgelegt von Pierre Grothmann aus Marne/Dithmarschen
Hannover 2007
Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. med. vet. Michael Böer
1. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Michael Böer
2. Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Gerald-F. Gerlach
Tag der mündlichen Prüfung: 19. November 2007
Mein Mein
Mein Meinen Eltern en Eltern en Eltern en Eltern
2 Schrifttum ...3
2.1 Yersinia spp. ... 3
2.1.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung... 3
2.1.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften ... 4
2.1.3 Klinische Bedeutung der Erreger ... 4
2.1.3.1 Yersinia pestis... 5
2.1.3.2 Yersinia pseudotuberculosis... 6
2.1.3.3 Yersinia enterocolitica... 7
2.1.3.4 Andere Yersinien ... 9
2.1.4 Vorkommen bei Tieren... 9
2.1.4.1 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hornträger (Bovidae)... 10
2.1.4.2 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hirsche (Cervidae)... 12
2.1.4.3 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Kamele (Camelidae)... 13
2.1.4.4 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Echte Schweine (Suidae) ... 13
2.1.4.5 Unpaarhufer (Perissodactyla) ... 14
2.1.4.6 Raubtiere (Carnivora) ... 15
2.1.4.7 Hasentiere (Lagomorpha) ... 16
2.1.4.8 Nagetiere (Rodentia)... 17
2.1.4.9 Herrentiere (Primata) ... 19
2.1.4.10 Beuteltiere (Marsupialia) - Familie: Kängurus (Macropodidae) ... 20
2.1.4.11 Andere Säugetiere (Mammalia) ... 20
2.1.4.12 Gänsevögel (Anseriformes) ... 21
2.1.4.13 Papageienvögel (Psittaciformes) ... 21
2.1.4.14 Laufvögel (Struthioniformes)... 22
2.1.4.15 Andere Vögel (Aves)... 22
2.1.4.16 Reptilien (Reptilia)... 23
2.1.5 Nachweis von Yersinia spp. ... 24
2.2 Burkholderia spp. ... 30
2.2.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung... 30
2.2.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften ... 30
2.2.3 Vorkommen und klinische Bedeutung ... 31
2.2.3.1 Burkholderia cepacia... 31
2.2.3.2 Burkholderia mallei... 32
2.2.3.3 Burkholderia pseudomallei... 33
2.2.4 Nachweis... 34
2.2.4.1 Kultivierung ... 34
2.2.4.2 Biochemische Differenzierung ... 35
2.2.4.3 Molekulare Differenzierung ... 35
2.2.4.4 Spezifische Antikörper zur Antigendetektion... 36
2.2.4.5 Serologische Bestätigung: Antikörpernachweis ... 36
2.3 Differentialdiagnostische Keime ... 37
2.3.1 Enterobacteriaceae... 37
2.3.2 Aeromonas spp. und Vibrio spp. ... 40
2.3.3 Nonfermenter... 41
2.3.4 Weeksella virosa... 41
3 Eigene Untersuchungen ...43
3.1 Material ... 43
3.2 Herkunft des Untersuchungsmaterials und Probennahme... 43
3.3 Methodik ... 46
3.3.1 Vorbereitung und Kälteanreicherung ... 46
3.3.2 Untersuchungen auf Yersinia spp. ... 46
3.3.3 Untersuchungen auf Burkholderia spp. ... 54
3.3.3.1 Anzucht auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar ... 54
3.3.3.2 Biochemische Differenzierung ... 54
3.3.3.3 PCR-Assays und Sequenzierung ... 54
4 Ergebnisse ...57
4.1 Gesamtüberblick isolierter Keime... 57
4.2 Wachstum auf Selektivnährmedien... 62
4.2.1 Wachstum auf Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar... 62
4.2.2 Wachstum auf Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar... 63
4.3 Weitergehende Untersuchungen zu Yersinia spp... 65
4.3.1 Vergleich biochemischer und molekularer Methoden ... 65
4.3.2 Epizootiologie... 68
4.3.2.1 Yersinia-Prävalenzen in den Faeces einzelner Wirtsordnungen... 68
4.3.2.2 Jahreszeitliche Abhängigkeit ... 71
4.3.2.3 Regionale Verteilung... 73
5 Diskussion ...75
5.1 Mikrobiologische Nachweisverfahren... 75
5.1.1 Kälteanreicherung... 75
5.1.2 Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin-Agar ... 75
5.1.3 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar ... 76
5.1.4 Biochemische Systeme API® 20 E und API® 20 NE ... 76
5.1.5 Oxidase-Test... 77
5.1.6 Biochemisches System Merlin MICRONAUT®-BW-Y... 77
5.1.7 Polymerasekettenreaktionen... 78
5.2 Epizootiologische Betrachtungen zu Yersinia spp... 79
5.2.1.5 Nagetiere (Rodentia)... 82
5.2.1.6 Herrentiere (Primata) ... 83
5.2.1.7 Kängurus (Macropodidae) ... 84
5.2.1.8 Gänsevögel (Anseriformes) ... 85
5.2.1.9 Laufvögel (Struthioniformes)... 85
5.2.1.10 Papageienvögel (Psittaciformes) ... 86
5.2.2 Zusammenfassung: Epizootiologische Eingruppierung der Tierarten 87 5.2.3 Jahreszeitliche Abhängigkeit ... 89
5.2.4 Regionale Unterschiede... 89
5.2.5 Infektionswege ... 91
5.2.6 Zoonotisches Potential... 91
5.2.7 Bekämpfung der Yersiniosen in Zoologischen Gärten... 92
5.2.7.1 Tiergärtnerische Maßnahmen... 92
5.2.7.2 Futter und Fütterung ... 93
5.2.7.3 Hygienemaßnahmen... 93
5.2.7.4 Vakzination ... 94
5.3 Prävalenzen anderer Bakterien... 95
5.3.1 Burkholderia spp... 95
5.3.2 Differentialdiagnostische Keime... 95
6 Zusammenfassung...97
7 Summary...99
8 Schrifttumsverzeichnis ...101
9.1.1.1 Yersinia-Selektivagar nach Schiemann (CIN-Agar) ... 133
9.1.1.2 Burkholderia cepacia-Selektiv-Agar (BCA) ... 134
9.1.1.3 Standard-I-Nähragar... 134
9.1.1.4 Blut-Agar... 134
9.1.2 Material für die Biochemie... 135
9.1.2.1 API® 20 E... 135
9.1.2.2 API® 20 NE ... 135
9.1.2.3 MICRONAUT®-BW-Y... 136
9.1.3 Material für die PCR-Assays... 137
9.1.3.1 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (lang) ... 137
9.1.3.2 Mastermix zur 16S rRNA-Gen-PCR (SP1/SP3-PCR) ... 137
9.1.3.3 Mastermix zur Adhäsin-PCR... 138
9.1.3.4 Mastermix zur V-Antigen-PCR... 138
9.1.3.5 Mastermix zur Y. enterocolitica-PCR ... 138
9.1.4 Material für die Gelelektrophorese ... 139
9.1.5 Sonstige Geräte und Gebrauchsgegenstände... 140
9.2 Detailinformationen der isolierten Keime ... 142
9.3 Abbildungsverzeichnis... 150
9.4 Tabellenverzeichnis... 150
Ak Antikörper
Aqua dest. destilliertes Wasser (Aqua destillata)
Aqua bidest. zweifach destilliertes Wasser (Aqua bidestillata) Art. Artikel- oder Bestellnummer
B. Burkholderia
BCA Burkholderia cepacia-Agar
bp Basenpaare
BV Biovar
bzw. beziehungsweise
C Cytosin
C. Citrobacter
Ca Calcium
CDC Zellteilungszyklus (cell-division cycle) CF Cystische Fibrose
Chr. Chryseomonas
CIN Cefsulodin-Irgasan-Novobiocin
cm Zentimeter
°C Grad Celsius
DD Differentialdiagnose d. h. das heißt
DNA Desoxyribonukleinsäure (desoxyribonucleic acid) dNTP Desoxyribonukleosidtriphosphat
DSMZ Deutsche Sammlung von Mikroorganismen und Zellkulturen GmbH, Braunschweig
E. Escherichia
EDTA Ethylendiamintetraacetat
ELISA enzyme-linked immonosorbent assay Ent. Enterobacter
Erw. Erwinia
et al. und Mitarbeiter (et alteri) exkl. exklusiv
f und folgende Seite
f. forma (domestizierte Form der Tierart)
Fa. Firma
Fe Eisen
IE Internationale Einheiten inkl. inklusiv
IUB IUPAC-IUB Commission on Biochemical Nomenclature (CBN)
J Japan
K. Kluyvera
Kap. Kapitel
kbp Kilobasenpaare
Kl. Klebsiella
konz. konzentriert
l Liter
L. Leclercia
LPS Lipopolysaccharid
Lsg. Lösung
M Molar (mol/l)
M. Morganella
mg Milligramm
MgCl2 Magnesiumchlorid
MHC Haupthistokompatibilitätskomplex (major histocompatibility complex)
min Minute
ml Milliliter
µl Mikroliter
mM Millimolar (mmol/l)
mm Millimeter
µm Mikrometer
MMA Mastitis, Metritis und Agalaktie
n Anzahl
NaCl Natriumchlorid (Kochsalz)
NCBI National Center for Biotechnology Information, Bethesda, Maryland, USA
nm Nanometer
o. ä. oder ähnlich(e)
OD Optische Dichte
P. Providencia
Pan. Pantoea
Pr. Proteus
Ps. Pseudomonas
R. Rahnella
rRNA ribosomale Ribonukleinsäure (ribosomal ribonucleic acid)
s Sekunde
S. Seite
S. Serratia
sog. sogenannt
spp. Arten (Spezies)
ssp. Unterart (Subspezies)
St. Stenotrophomonas
SV Serovar
T Thymin
Tab. Tabelle
TAE Tris-Acetat-EDTA-Puffer Taq Thermus aquaticus
u. und
u. a. unter anderem, und andere UAE Vereinigte Arabische Emirate Upm Umdrehungen pro Minute USA Vereinigte Staaten von Amerika UV Ultraviolett
V Volt
V. Vibrio
v. a. vor allem
Y. Yersinia
Y. ent. Yersinia enterocolitica Y. pseudot. Yersinia pseudotuberculosis
YadA Yersinia-Adhäsin A (Yersinia adhesin A) Yop Yersinia outer protein
z. B. zum Beispiel
Zn Zink
% Prozent, prozentig
1 Einleitung
Drei Faktoren lassen Zoologische Gärten zu Brennpunkten für Mikrobiologen werden. Zum einen werden viele Tiere verschiedener Arten in relativ, verglichen zum natürlichen Habitat, kleinen Gehegen gehalten. Zum anderen hat das Personal, allen voran Pfleger und Tierärzte, engen Kontakt zu den meisten dieser Tiere. Ein weiterer wichtiger Aspekt sind die zahlreichen Besucher, die unkontrollierten Kontakt zu Wild- und Haustieren haben können. Daher ist der unerwünschte Austausch von Pathogenen als wahrscheinlich zu betrachten.
Einige Spezies der bakteriellen Gattungen Yersinia und Burkholderia sind pathogene Erreger mit zoonotischem Potential. Seit Jahrzehnten werden immer wieder fatale Yersinia- und Burkholderia-Ausbrüche bei Zootieren beschrieben. Die Epizootiologie dieser Infektionen ist immer noch nicht gänzlich geklärt. Ebenso bestehen keine zuverlässigen Schutzmaßnahmen, so daß die wertvollen Tierbestände teils hochbedrohter Arten in Zoologischen Gärten dieser Gefährdung stets ausgesetzt sind (SCHRÖDER 1990; FLÜGGER 1991; ALLCHURCH 2003). Zudem zeigen weltweite Datenerhebungen einen steten Anstieg humaner Yersiniosen (OSTROFF 1995; TAUXE 1997; GOURDON et al. 1999; WARSHAUER et al. 2003).
Ziel dieser Studie war ein Screening häufig in Zoologischen Einrichtungen gehaltener Tierarten zur Bestimmung der Prävalenz fakultativ pathogener Bakterien, mit Hauptaugenmerk auf das Genus Yersinia. Dazu wurden moderne mikrobiologische Methoden zur Identifizierung und Differenzierung, wie biochemische Testkits, Polymerasekettenreaktionen und die Sequenzierungen von Amplifikaten eingesetzt.
2 Schrifttum
2.1 Yersinia spp.
2.1.1 Geschichtlicher Überblick und taxonomische Einordnung
Das Genus Yersinia (Y.) wurde von VAN LOGHEM (1944) eingeführt, um sie von Pasteurellen zu trennen. Y. pseudotuberculosis wurde von MALASSEZ und VIGNAL (1883) als erste Spezies dieser Gattung nachgewiesen und später von PFEIFFER (1889) als Bacterium pseudotuberculosis beschrieben. Dieser Organismus wurde aus Läsionen von Meerschweinchen und Kaninchen isoliert, die an einer
„Pseudotuberkulose“ gestorben waren.
Während der Pestepidemie in Hong Kong isolierte YERSIN (1894) den Erreger Y. pestis aus erkrankten Patienten. Sowohl der Erreger der Pest als auch der der Pseudotuberkulose zeigen starke Ähnlichkeiten der phänotypischen Eigenschaften zu Pasteurella multocida und wurden damals in die gleiche Gattung eingeordnet.
Einen dritten Organismus isolierten SCHLEIFSTEIN und COLEMAN (1939) von einer granulomatösen Hautwunde eines Menschen, welchen sie später als Bacterium enterocoliticum beschrieben (1943). Kurzzeitig als „Pasteurella X“ bezeichnet wurde dieser von FREDERIKSEN (1964) als dritte Art der Gattung Yersinia zugeordnet.
BERCOVIER und MOLLARET (1984) ordneten das Genus aufgrund seines negativen Gramverhaltens, seiner morphologischen (stäbchenförmig) und seiner metabolischen Eigenschaften der Familie der Enterobacteriaceae zu.
Zur Zeit umfaßt diese Gattung 12 Spezies: Y. pestis, Y. pseudotuberculosis, Y. enterocolitica, Y. intermedia, Y. frederiksenii, Y. kristensenii, Y. aldovae, Y. rohdei,
Y. mollaretii, Y. bercovieri, Y. ruckeri und die neu beschriebene Spezies Y. aleksiciae (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990; SPRAGUE u. NEUBAUER 2005).
2.1.2 Morphologische und Biologische Eigenschaften
Yersinien sind gramnegative kokkoide bis pleomorphe, alkalistabile Kurzstäbchen ohne Sporenbildung. Sie haben runde Enden und gerade oder konvexe Seiten, sind 1-3 µm lang und 0,5-0,8 µm breit. Yersinien sind bei 37 °C unbeweglich, jedoch bei 22-29 °C durch mono- bis peritriche Begeißelung beweglich. Y. pestis ist obligat amotil.
Yersinien zeigen ein aerobes bzw. fakultativ anaerobes Wachstum, ohne besondere Ansprüche an Nährmedien zu stellen. Sie wachsen zwischen 0 und 45 °C, mit einem speziesabhängigen Temperaturoptimum zwischen 22 und 29 °C. Das pH-Optimum zum Wachstum liegt bei pH 7,2-7,4. Sie unterscheiden sich von allen anderen Gattungen der Ordnung der Enterobacteriaceae durch ihr zartes Wachstum von durchscheinenden Kolonien auf Nähragar nach 24 Stunden. Nach 48 Stunden erreichen diese Durchmesser von 2-3 mm (BERCOVIER u. MOLLARET 1984).
Yersinien überleben in keimfreiem Erdboden bis zu 18 Monaten, in abgekochtem Wasser über 12 Monate. Werden sie aber dem Sonnenlicht ausgesetzt, sterben die Bakterien rasch ab.
Yersinien fermentieren Glucose ohne Gasbildung (GLU), sind Urease-positiv (URE) und Arginindehydrolase- (ADH), Lysindecarboxylase- (LDC), Tryptophan- desaminase- (TDA) sowie Oxidase-negativ (OX). Die meisten anderen biochemischen Tests schwanken innerhalb des Genus und können zur Differenzierung herangezogen werden (siehe Kap. 2.1.5.2).
2.1.3 Klinische Bedeutung der Erreger
Die Gattung umfaßt drei medizinisch relevante Spezies: Y. enterocolitica, Y. pestis und Y. pseudotuberculosis. Die beiden letzteren werden genetisch als zwei verschiedene Pathovare einer Spezies gesehen (BERCOVIER et al. 1980), aber aufgrund der unterschiedlichen klinischen Bedeutung weiterhin als eigenständige Art betrachtet.
Alle pathogenen Stämme dieser drei Spezies tragen ein ca. 70 kbp großes Virulenzplasmid. Auf diesem Plasmid liegen Gene, die für verschiedene sezernierte Proteine (Yops) und Proteine des Sekretionsapparates III von Yersinien kodieren (BÖLIN et al. 1988; CORNELIS et al. 1989). Die Bildung von Yops erfolgt nur bei 37 °C im Ca2+-Ionen freien Milieu (PORTNOY et al. 1981; ROSQVIST et al. 1988).
Diese Proteine haben entscheidende Funktionen bei der Autoagglutination, bei der Zelladhärenz sowie bei der Phagozytose- und der Serumresistenz. Ihnen werden auch zytotoxische Effekte zugeschrieben. Ebenfalls plasmidkodiert und seit langem bekannt ist das V-Antigen, das auch mit der Phagozytoseabwehr assoziiert wird (BURROWS 1956; PERRY u. FETHERSTON 1997).
Bei der Benutzung des Begriffs „Pseudotuberkulose“ kann es zu Verwirrungen kommen, weil dieser auch für Erkrankungen durch andere Erreger, die ebenfalls pseudotuberkulöse Erscheinungen hervorrufen, insbesondere Corynebacterium pseudotuberculosis, verwandt wird. Da das Wirtspektrum aber meist ein anderes ist und der Begriff sowohl häufig in der Literatur vorliegt als auch unter Fachkollegen bekannt ist, wird dieser dennoch in der vorliegenden Arbeit verwendet, jedoch ausschließlich für Erkrankungen von Tieren durch Y. pseudotuberculosis. Unter dem Begriff der Yersiniosen werden Erkrankungen sowohl des Menschen als auch der
Tiere zusammengefaßt, die entweder durch Y. enterocolitica oder durch Y. pseudotuberculosis hervorgerufen werden.
2.1.3.1 Yersinia pestis
Y. pestis ist ein parasitäres Bakterium bei Nagetieren, von denen mindestens 200 Arten als empfänglich identifiziert wurden. Unter natürlichen Bedingungen wird der Organismus über Flohbisse von einem Tier zum anderen übertragen und kann bestimmte Zeit in kontaminierten Böden wie in Nagerbauen überleben. Der Mensch und andere Nichtnagetiere (Herbi- wie Carnivoren) sind Fehlwirte und werden ebenfalls über Flohbisse infiziert. Natürliche enzootische Gebiete sind charakterisiert durch ländlichen Raum, dem typischen Klima sowie der Präsenz empfänglicher Wirte, hauptsächlich Nagetieren, und deren spezifischen Flöhen als Vektoren
sowie Nord- und Südamerikas sind auch heute noch enzootische Gebiete mit Y. pestis-Infektionen bekannt (PERRY u. FETHERSTON 1997).
Die durch die Haut eingedrungenen Erreger rufen Bläschen an der Eintrittspforte hervor und befallen die regionären Lymphknoten. Letztere schwellen entzündlich an und bilden dicke Knoten, sog. Bubonen (Beulen-, Bubonen- oder Drüsenpest). Die
weitere Ausbreitung erfolgt lymphogen oder hämatogen, so daß Bubonen zweiter Ordnung entstehen. Die Bubonenpest führt bei Nichtbehandlung zum Tod
oder zum epidemiologisch bedeutenden Sekundärbefall der Lunge (Lungenpest).
Durch Tröpfcheninfektion kann der Erreger jetzt massenhaft direkt auf gesunde Personen und Tiere übertragen werden, die dann mit hoher Wahrscheinlichkeit an einer primären Lungenpest erkranken (MOLLARET 1982).
2.1.3.2 Yersinia pseudotuberculosis
Die Stämme von Y. pseudotuberculosis zeigen sich biochemisch homogen (THAL 1978), lassen sich aber in 14 Serotypen mit sechs Subtypen einteilen, sowie in sechs genetische Gruppen, die verschiedene Kombinationen chromosomal-kodierter Pathogenitätsfaktoren zeigen. Diese genetischen Gruppen rufen unterschiedliche klinische Bilder hervor und zeigen sich in Kombination mit bestimmten Serotypen regional beschränkt. So gibt es grobe Unterschiede zwischen den ostasiatischen einerseits und den europäischen, amerikanischen und australasischen Stämmen andererseits (FUKUSHIMA et al. 2001). In Europa wird der Serotyp I zu ca. 75 %, Typ II und III zu je 12,5 % isoliert (WEBER 1988). Bei Menschen und Wildtieren in Japan hingegen wird vorwiegend Serotyp Vb isoliert (TSUBOKURA et al. 1984;
FUKUSHIMA et al. 2001). Die gleiche Verteilung der Serotypen bei Mensch und Tier in einer Region spricht für einen Erregeraustausch zwischen diesen (FUKUSHIMA u.
GOMYODA 1991; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996). Eine Übersicht der pathogenen Serovare ist in Tab. 1 dargestellt.
Y. pseudotuberculosis ist ein Parasit mit einem sehr weiten Wirtsspektrum innerhalb der Vögel und Säugetiere (siehe Kap. 2.1.4) einschließlich des Menschen. Nach meist oraler Aufnahme penetriert Y. pseudotuberculosis die Darmschleimhaut. Die
Bakterien zeigen eine Affinität zu lymphatischem Gewebe wie Tonsillen und mesenterialen Lymphknoten. Die Tiere können (per-)akut an einer Bakteriämie sterben. Hämatogen kommt es zu Streuungen in verschiedene Organe. Das pathomorphologische Bild kann tierartspezifisch schwanken, wird aber im Allgemeinen von multiplen miliaren bis haselnußgroßen Granulomen bzw.
Abszessen in den Eingeweiden bestimmt. Dieses gab der Krankheit auch den Namen „Pseudotuberkulose“.
Bei humanen Infektionen in Deutschland herrschen Symptome wie abdominaler Schmerz, Lymphadenitis und Pseudoappendizitis vor (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).
Tab. 1 Übersicht über die Serovare von Y. pseudotuberculosis
(nach BARTLING et al. 2004 a)
Serovar Herkunft Vorkommen
IA Chinchilla Europa, USA
IB Wildtiere, Kaninchen, Affe Kanada, Europa
IIA Mensch, Katze, Schwein, Hund, Ratte IIB Mensch, Lebensmittel
Europa, Kanada, Japan, Australien, Südamerika
IIC Mensch, Hund, Affe, Wildtiere, Milch Deutschland, Niederlande, Japan, Australien, USA, Kanada
III Mensch, Haustiere, Trinkwasser Kanada, Japan, (Italien, Niederlande) IVa Mensch, Schwein, Hund, Katze, Ratte Europa, Japan
IVb Mensch USA
V Hase, Kaninchen, Ziervögel,
Meerschweinchen Europa, Japan
VI Meerschweinchen Japan
2.1.3.3 Yersinia enterocolitica
Anhand der Antigen-Reaktivität der Saccharidketten des Zellwand-LPS läßt sich Y. enterocolitica in über 70 Serovare einteilen, von denen sich die wenigsten als pathogen erwiesen haben. Die Prävalenz der einzelnen Serovare unterscheidet sich regional. In Deutschland sind vorwiegend die Serovare O:3, O:5,27 und O:9 für Erkrankungen des Menschen verantwortlich (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).
werden (WAUTERS et al. 1987). Im Biovar 1A wird die große Anzahl apathogener Umweltisolate zusammengefaßt. Die Biovare 2 - 5 enthalten die pathogenen europäischen, das Biovar 1B die pathogenen, erstmals in Amerika isolierten Stämme (ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1990). Anhand der 16S rRNA-Gen-Sequenz lassen sich zwei Subspezies unterscheiden, denen die Biovare zugeordnet werden können.
Zu Y. enterocolitica ssp. enterocolitica gehören die amerikanischen Isolate vom Biovar 1B, zu Y. enterocolitica ssp. palearctica die Biovare 1A, 2, 3, 4 und 5 (NEUBAUER et al. 2000 a). Eine Übersicht der pathogenen Sero/Biovar- Kombinationen ist in Tab. 2 dargestellt.
Y. enterocolitica besetzt eine weite ökologische Nische und wurde bisher bei zahlreichen Tierarten sowie beim Menschen nachgewiesen. Yersiniosen treten vor allem in der kalten Jahreshälfte zwischen September und April auf (BOCKEMÜHL et al. 1978; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).
Die Inzidenz der Yersiniosen des Menschen, die hauptsächlich durch Y. enterocolitica, seltener durch Y. pseudotuberculosis hervorgerufen werden, ist in
Deutschland seit Jahren konstant. Betroffen sind vorwiegend Kleinkinder.
Abnehmende Inzidenzen im Alter lassen sich mit im Kindesalter erworbener Immunität erklären (KIESEWALTER 1992; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996;
VERHAEGEN et al. 1998). Nach einer Inkubationszeit von vier bis sieben Tagen tritt eine akute Enteritis oder Enterocolitis auf. Die klinischen Symptome sind Durchfall (überwiegend beim Kleinkind), kolikartiger Schmerz aufgrund akuter mesenterialer Lymphadenitis, akute terminale Ileitis, Pseudoappendizitis, Fieber, Übelkeit, blutiger Stuhl und Entzündungen des Halsbereiches (TAUXE et al. 1987; LARSEN 1991;
ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).
Die Epidemiologie und Klinik bei den verschiedenen Haustierarten wurde von NEUBAUER et al. (2001 a) übersichtlich abgehandelt. Obwohl weit verbreitet verlaufen Infektionen meist symptomlos, so daß Y. enterocolitica bei Tieren weit seltener klinisch in Erscheinung tritt als Y. pseudotuberculosis. Erkrankungen manifestieren sich zumeist als unspezifische Allgemeininfektionen und/oder Erkrankungen des Darmtraktes.
Tab. 2 Übersicht über die pathogenen Sero- und Biovare von Y. enterocolitica
(nach BARTLING et al. 2004 a)
O-Antigen Biovar Herkunft Vorkommen
1, 2a, 3 3 Chinchilla Europa, USA
2a, 2b, 3 3 Hase, Ziege, Kaninchen, Affe Europa
3 4 Mensch, Katze, Schwein, Hund,
Ratte, Hühnerfleisch
Europa, Kanada, Japan, Australien, Südamerika, USA
4, 32 1B Mensch, Lebensmittel USA
5, 27 2, 3 Mensch, Hund, Affe, Wildtier,
Milch Deutschland, Niederlande, Japan,
Australien, USA, Kanada
8 1B Mensch, Milch, Schwein,
Trinkwasser
USA, Kanada, (Italien, Niederlande)
9 2, 3 Mensch, Schwein, Hund, Katze,
Ratte Europa, Japan
13, 18, 20, 21 1B Mensch USA
2.1.3.4 Andere Yersinien
Y. ruckeri parasitisiert in Fischen und hat als Erreger der „Redmouth Disease“ bei Forellen und Lachsen in deren Zucht eine Bedeutung (EWING et al. 1978).
Die apathogenen Yersinia-Arten (Y. frederiksenii, Y. kristensenii, Y. intermedia, Y. rohdei, Y. aldovae, Y. mollaretii, Y. bercovieri und Y. aleksiciae) sind primär Umweltkeime mit gelegentlicher saprophytärer oder passagerer Besiedelung warm- und kaltblütiger Tiere. Insbesondere Y. mollaretii, Y. intermedia, Y. frederiksenii und Y. ruckeri sind an Oberflächenwasser adaptiert (EWING et al. 1978; ALEKSIC u.
BOCKEMÜHL 1988).
2.1.4 Vorkommen bei Tieren
Das Vorkommen von Yersiniosen und die klinische Bedeutung von Y. enterocolitica und Y. pseudotuberculosis unterscheiden sich bei den verschiedenen Tierarten, so daß eine taxonomische Betrachtung folgt.
Postmortale Untersuchungen von 2885 Paarhufern ergaben bei vier Tieren (0,14 %) eine Y. pseudotuberculosis-Infektion als Todesursache (SCHRÖDER 1990).
Rinder
Yersinia-Infektionen verlaufen bei Rindern meist asymptomatisch. Als seltene klinische Komplikationen traten Fälle von Diarrhöe, Fieber, Mastitis, mesenterialer Lymphadenitis, Aborte oder Endokarditis auf (MOLLARET et al. 1979; BEHRA et al.
1984; NATTERMANN et al. 1986). Bei Y. enterocolitica scheint dafür das SV O:9 BV 2 oder 3, bei Y. pseudotuberculosis das SV III vorherrschend zu sein. Es gibt teilweise mittel- und hochempfängliche Tiere, bei denen über längere Zeiträume Yersinien isoliert werden konnten (GARIN-BASTUJI et al. 1999). Diese Tiere dürften auch für die subklinische Durchseuchung eines Bestandes verantwortlich gemacht werden können (NEUBAUER et al. 2001 a). Die Anzahl der mit Y. enterocolitica SV O:9 infizierten Bestände nimmt in Frankreich ständig zu (GOURDON et al. 1999).
1999 wurden aufgrund der Routineuntersuchungen auf Brucellose 1123 deutsche Milchrinder differentialdiagnostiosch auf Anti-Y. enterocolitica-Ak untersucht.
Seropositiv waren 25,3 %, davon 11 % gegen SV O:9 und 1,5 % gegen SV O:3. Alle 288 untersuchten Kälber waren seronegativ (HARTUNG 2000). Deutlich höher lag die Prävalenz einer Studie in Bayern, bei der 65,7 % der 600 untersuchten Rinder Anti-Yop/V-Antigen-Ak, also Antikörper gegen pathogene Yersinia spp., zeigten (BARTLING et al. 2004 a).
Schafe und Ziegen
Y. enterocolitica wird gelegentlich bei kleinen Wiederkäuern nachgewiesen. In Deutschland lag die Prävalenz von 515 Schafen bei knapp 1 %, die von 52 Ziegen bei 3,9 % (HARTUNG 2000). In Niedersachsen lag die Prävalenz mit 3 % der 575 untersuchten Ziegenkotproben ähnlich hoch. Bei allen Isolaten handelte es sich um apathogene Y. enterocolitica BV 1A-Stämme (ARNOLD et al. 2006). Der sog.
„Hasentyp“ (Bio/Serovar 5/O:2a,2b,3b,c) wurde aus dem Rektuminhalt von 3,1 % der untersuchten, gesunden Schlachtschafe in Südengland isoliert (LUDES u. WEISS 1984). Ansonsten wird der Typ bei Haustieren selten beschrieben. Es sind
sporadische Infektionen. Von 1000 untersuchten Schafkörpern wurde er lediglich bei einem Schaflamm mit hochgradigem Darmkatarrh, welches aus einem mit Durchfällen geplagten schleswig-holsteinischen Schafstall stammte, nachgewiesen (WUTHE u. ALEKSIC 1997). Mit einer Mortalität von knapp 20 % erkrankten vornehmend Ziegenlämmer an katarrhalischen Enteritiden bei der Winteraufstallung 1972 in Norwegen (KROGSTAD et al. 1972; KROGSTAD 1975). Als Infektionsweg wird die Aufnahme kontaminierten Futters angesehen. Infestationen mit Endoparasiten (Helminthen, Kokzidien) sind begünstigende Faktoren (SLEE u.
BUTTON 1990 b; WUTHE u. ALEKSIC 1997). Diese in Europa hauptsächlich bei kleinen Wiederkäuern vorkommende Yersinia dürfte mit infizierten Schafen auch in alle Schafzuchtländer wie Australien und Neuseeland exportiert worden sein (NEUBAUER et al. 2001 a). CORBEL (1990) beschrieb Infektionen tragender Schafe mit Bio/Serovar 1A/O:6,30, welche bei Laboruntersuchungen keine Pathogenitätsmarker aufwiesen. Dennoch wurden bei den Mutterschafen Plazentitiden hervorgerufen, welchen Totgeburten oder Geburten lebensschwacher Lämmer mit generalisierter Infektion nachfolgten. In einer chinesischen Studie wurde nach der Infektion von Schafen mit Y. enterocolitica BV 3 und fraglichem Serovar eine Mortalität von 34 % festgestellt. Betroffene Tiere entwickelten hohes Fieber, Husten, Tachypnoe und Pusteln auf der Haut. Läsionen wurden in Lunge, Leber und Darm gefunden (BIN-KUN et al. 1994).
Aus dem aus Zoos stammenden Sektionsmaterial wurde Y. pseudotuberculosis bei einem Markhor (Capra falconeri) (STOLL 1965), einem Steinbock (Capra ibex), einer Zwergziege (Capra aegagrus f. hircus) (JENTZSCH et al. 1969), einem Mähnenspringer (Ammotragus lervia) und jeweils einem Mufflon (Ovis gmelini musimon) (SCHRÖDER 1990; PARSONS 1991) nachgewiesen. Am Serotyp IA starb in Amerika ein einjähriges Schaf (HUBBERT 1972).
In Niedersachsen zeigten 66 % der 681 untersuchten Ziegen sowie 56,1 % der 139 untersuchten Schafe Anti-Yop/V-Antigen-Ak. Nur bei zwei von 28 Betrieben waren alle Ziegen seronegativ. In kleineren Beständen waren die Prävalenzen relativ niedrig, stiegen aber mit zunehmenden Herdengrößen rasch an. Als Hauptursache
(NIKOLAOU 2003; NIKOLAOU et al. 2005).
Die durch Y. pseudotuberculosis SV IA hervorgerufene Erkrankung in Kanada wildlebender Moschusochsen (Ovibos moschatus) verlief innerhalb weniger Tage bei über 100 Exemplaren letal und stellt somit den bedeutendsten Fall aller bisher beschriebenen Yersiniosen wildlebender Huftiere dar (BLAKE et al. 1991).
„Antilopen“
Zu einem Teil der exotischeren, in Zoos gehaltenen Boviden liegen ebenfalls Fallberichte vor. Yersinia-Infektionen wurden z. B. beim Kirk-Dikdik (Madoqua kirki) und beim Bleßbock (Damaliscus pygargus) (BASKIN et al. 1977), bei der Saiga (Saiga tatarica) (HERCEG et al. 1979), bei der Säbelantilope (Oryx dammah) (PARSONS 1991), bei der Nilgauantilope (Boselaphus tragocamelus), beim Impala (Aepyceros melampus) sowie bei Tieren der Unterfamilien Hippotraginae (Pferdeböcke), Reduncinae (Riedböcke) und Antilopinae (Gazellenartige) (ZWART et al. 1988) nachgewiesen.
Ein Einzelfall und zwei Herdenerkrankungen wurden bei der Hirschziegenantilope (Antilope cervicapra) beschrieben (KIUPEL 1988; SCHRÖDER 1990; PLESKER et al. 1990).
2.1.4.2 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Hirsche (Cervidae)
Einige Hirscharten gelten als für Pseudotuberkulose empfänglich, so z. B. das einheimische Reh (Capreolus capreolus), besonders aus geschlossener Haltung (WEIDENMÜLLER 1968; SCHOON et al. 1983; ALEKSIC u. BOCKEMÜHL 1996).
Aus Australien und Neuseeland liegen viele Berichte fataler Pseudotuberkulosen von als Farmwild gehaltenen Cerviden, insbesondere Axishirschen (Axis axis) und Rothirschen (Cervus elaphus) vor. Als Hauptfaktor wird hier der Überbesatz genannt.
Bis zu 64 % der gestorbenen Tiere waren Kälber unter einem Jahr (HENDERSON 1983; JERRETT et al. 1990). In Japan ist u. a. 3,7 % des Sikawilds (Cervus nippon) Träger von Y. pseudotuberculosis (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991).
Fallberichte von Pseudotuberkulosen in Zoos gibt es z. B. zum Davidshirsch (Elaphurus davidianus) (STOLL 1965), zum Virginiahirsch (Odocoileus virginianus virginianus) (JENTZSCH et al. 1969), zum Wasserreh (Hydropotes inermis) (STEGER u. LACKERMEIER 1985) und zum Ren (Rangifer tarandus) (KIUPEL 1988).
2.1.4.3 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Kamele (Camelidae)
Großkamele werden teils in Zusammenhang mit der Pest genannt, jedoch kaum in Bezug auf Yersiniosen. Bei der Sektion eines Dromedars (Camelus dromedarius) wurde eine Yersiniose festgestellt (KIUPEL 1988). Im Zoo 11 wurde zum Zeitpunkt der Probennahme ein durch Y. pseudotuberculosis erkranktes Dromedar antibiotisch therapiert (pers. Mtlg. von M. Tanner, Magdeburg, 15.03.2005).
2.1.4.4 Paarhufer (Artiodactyla) - Familie: Echte Schweine (Suidae)
Hausschweine (Sus scrofa f. domestica) gelten allgemein als asymptomatische Träger und als Reservoirwirte für Yersiniosen des Menschen. Klinisch treten Infektionen vor allem bei Jungtieren auf (NEUBAUER et al. 2001 a). Neben katarrhalischen Enteritiden, Serositiden und Arthritiden beherrschten überwiegend Pneumonien das Bild einer Ferkel-Bestandsinfektion mit Y. enterocolitica Bio/Serovar 4/O:3 (NATTERMANN et al. 1985). Dies führte zu Minderleistung, Mißbildungen und Jungtierverlusten (NATTERMANN et al. 1986).
Die Prävalenzen von Y. enterocolitica und Y. pseudotuberculosis in den Tonsillen gesunder deutscher Schlachtschweine wurden mit 9,4 % und 5,8 % (WEBER u.
KNAPP 1981 b) und im Kot mit 2,7 % bzw. 0,6 % (WEBER u. KNAPP 1981 a) ermittelt. Im europäischen Ausland wie Schweden (HURVELL et al. 1979), Dänemark (CHRISTENSEN 1980), Belgien und Frankreich liegen die Ergebnisse ähnlich hoch. Während Y. pseudotuberculosis aus den Tonsillen finnischer Sauen nicht nachgewiesen werden konnte, lag die Prävalenz in denen finnischer Schlachtschweine bei 4 % (NISKANEN et al. 2002).
Rachenabstrichen selten erkranken, wurde Y. enterocolitica als normaler Bestandteil der suinen Mundhöhlenflora diskutiert (WAUTERS u. JANSSENS 1976). Bei allen feingeweblichen Untersuchungen Yersinia-positiver Tonsillen klinisch gesunder Schweine lag eine Tonsillitis mit Mikroabszessen vor (SHIOZAWA et al. 1991).
Durch die übliche Gruppen- bis hin zur Massentierhaltung breitet sich der Erreger rasch horizontal über einen Bestand aus, sobald sich ein ausscheidendes Individuum darin befindet. Die Hauptinfektionsursache ist jedoch im natürlichen Verhalten der Schweine zu sehen. Das Durchwühlen des Bodens mit ihren Rüsseln erleichtert die orale Aufnahme der darin befindlichen Erreger. Daß die Haltungsart eine Rolle spielt, bestätigen hohe Yersinia-Prävalenzen von 6,7 % bis 49,4 % in den Tonsillen der Schweine aus Weidehaltung (CHRISTENSEN 1980).
In Bayern wurden bei 96,3 % der 1002 Fleischsaftproben von Schlachtschweinen Anti-Yop-Ak nachgewiesen (HENSEL et al. 2004). In der Bundesrepublik konnte die Prävalenz von Y. enterocolitica bei 7220 Schweinen mit 2,9 % ermittelt werden. In
Sachsen-Anhalt waren 20,3 % von 1506 Wildscheinen (Sus scrofa) seropositiv für Y. enterocolitica, was aber aufgrund diagnostischer Unsicherheiten (DD: Brucella
spp.) mit Vorbehalt zu betrachten ist (HARTUNG 2000). In 37 % der untersuchten japanischen Wildschweine wurden Yersinien gefunden, darunter Y. frederiksenii, Y. aldovae und für Menschen apathogene Y. enterocolitica. Bei fünf Tieren unter zwei Jahren (4 % aller Tiere), konnte Y. pseudotuberculosis Serotyp IVb inkl.
Virulenzplasmid nachgewiesen werden (HAYASHIDANI et al. 2002).
Als Fallbericht aus einem Zoo kann der Nachweis einer Pseudotuberkulose bei einem Warzenschwein (Phacochoerus africanus) genannt werden (STOLL 1965).
2.1.4.5 Unpaarhufer (Perissodactyla)
Zu Unpaarhufern liegen wenige Berichte über Yersinia-Infektionen vor. Sie beschränken sich auf Einzelbeobachtungen bei Pferden (Equus caballus). MAIR und ZIFFO (1974) beschrieben einen akut tödlichen Verlauf einer Y. pseudotuberculosis- Infektion bei einem Fohlen. Bei drei von neun abortierten Pferdefohlen konnten
NATTERMANN et al. (1986) Y. enterocolitica nachweisen. Die Y. enterocolitica- Prävalenz bei Pferden in Deutschland lag 1999 unter 0,9 % (HARTUNG 2000).
2.1.4.6 Raubtiere (Carnivora)
Die Yersinia-Prävalenzen in Faeces von Hauskatzen und -hunden liegen meist relativ niedrig. So lag die Y. enterocolitica-Prävalenz in Deutschland Anfang der 80er Jahre bei 0,8 % (WEBER u. LEMBKE 1981 a), 1999 noch niedriger (HARTUNG 2000). In Japan liegen die Prävalenzen teilweise deutlich höher, z. B. beim Hund mit 19,8 % Y. enterocolitica und 6,3 % Y. pseudotuberculosis (FUKUSHIMA et al. 1984).
Epidemiologisch spielt der Kot von Kleintieren v. a. in Japan als Überträger von Yersinia spp. auf den Menschen eine wichtige Rolle (MAIR 1973; FUKUSHIMA et al.
1984; 1989).
In Nordamerika sind einige Katzen Y. pestis-infiziert, so daß 23 humane Fälle in den westlichen USA auf eine Infektion durch Kratzer, Bisse und anderem Kontakt zu Katzen zurückgeführt wurden (GAGE et al. 2000).
Für klinische Yersiniosen scheinen die Feliden unter den Carnivoren am empfänglichsten zu sein. Aus 841 sezierten Carnivoren isolierte SCHRÖDER (1990) dreimal Y. pseudotuberculosis (0,36 %), alle bei Kleinkatzen (Felis sylvestris).
Mehrfach beschrieben sind Infektionen beim Geparden (Acinonyx jubatus) (HERCEG et al. 1979; SCHOON et al. 1983) und beim Jaguarundi (Puma yaguarondi) (DOLLINGER 1974; ZWART et al. 1989). SCHÜPPEL et al. (1984) zählen weiterhin Fälle bei Löwe (Panthera leo), Tiger (P. tigris), Puma (Puma concolor), Irbis (Uncia uncia), Karakal (Caracal caracal) und Ozelot (Leopardus pardalis) auf.
Als Infektionsquelle der Raubtiere wird die orale Aufnahme infizierter Beutetiere (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991) oder bei Haushunden die Aufnahme kontaminierten, nicht durcherhitzten (Schweine-)Fleisches angenommen (CHRISTENSEN 1987; FREDRIKSSON-AHOMAA et al. 2001 b).
Die Pseudotuberkulose gilt als eine der wichtigsten Krankheiten freilebender Feldhasenpopulationen (Lepus europaeus) Deutschlands. Einem Überbesatz wirkt sie durch schnelle Erregerverbreitung und streßbedingte Immunsuppression der Tiere regulierend entgegen. Zunehmend setzt sie den Tieren bei naßkalter Witterung zu, da diese keine Baue graben, sondern sich nur in die Sasse drücken (WEBER u.
WEIDT 1986; ZWART 1993). Die ihr zuzuschreibenden Todesfälle sind regionalen, jahreszeitlichen, witterungs- sowie Populationsdichte bedingten Schwankungen unterlegen und liegen zwischen etwa 13 % und 34,5 % (SCHELLNER 1982; WUTHE u. ALEKSIC 1995). Die Nachweisrate von Y. pseudotuberculosis aus dem Rektuminhalt gesunder, erlegter Feldhasen liegt bei 1,2 % (WEBER u. WEIDT 1986).
Auch pathogene Serovarietäten von Y. enterocolitica, insbesondere Bio/Serovar 5/O:2a,2b,3b,3c werden bei Feldhasen nachgewiesen. Dieser sog. „Hasentyp“ wurde zuerst 1953 in Großbritannien, dann gehäuft in Frankreich und auch Belgien isoliert, sowie 1995 einmal in Schleswig-Holstein. Das pathologische Bild kann mit dem von Y. pseudotuberculosis verwechselt werden (WUTHE u. ALEKSIC 1997). Weiterhin konnten die Bio/Serovare 2/O:5,27, 3/O:5,27 sowie 3/O:3 bei Hasen nachgewiesen werden (WUTHE u. ALEKSIC 1995).
Feldhasen in Nordrhein-Westfalen zeigen eine Prävalenz von Anti-Yop-Ak gegen pathogene Yersinien von 89,6 %. Eine Infektkette vom Schwein über ausgebrachte Gülle und der Aufnahme kontaminierter Pflanzen bzw. kontaminierten Wassers wird hier diskutiert (BARTLING et al. 2004 b).
Auch bei amerikanischen Hasentieren wurde Y. pseudotuberculosis nachgewiesen, z. B. beim Schneeschuhhasen (Lepus americanus), Eselhasen (Lepus californicus) und Florida-Wildkaninchen (Sylvilagus floridanus) (HUBBERT 1972).
Berichte zum Wildkaninchen (Oryctolagus cuniculus) und den domestizierten Formen gibt es im Vergleich zu den Feldhasen wenige (MAIR 1973). Besonders dichte Gruppenhaltung hingegen unterstützte die Erkrankung von Hauskaninchen an Pseudotuberkulose mit einer Prävalenz von 5,1 % (WEIDENMÜLLER 1968).
2.1.4.8 Nagetiere (Rodentia)
Bei Nagetieren tritt die Pseudotuberkulose besonders häufig klinisch in Erscheinung, wodurch auch der Name „Rodentiose“ entstand. Insbesondere Meerschweinchen (Cavia aperea porcellus) (HERCEG et al. 1979) und Große Maras (Dolichotis patagonum) (STOLL 1965; SCHOON et al. 1983; HAGENBECK 1986; PARSONS
1991; HOLZ 1994) sind davon betroffen. ZWART et al. (1989) wiesen Y. pseudotuberculosis bei 18 von 43 Marasektionen nach. Als bedeutender Faktor
für die hohe Mortalität unter Maras wird Streß durch hohe Bestandsdichten erörtert.
Pseudotuberkulosen sind ebenfalls bei vielen weiteren südamerikanischen Nagerarten beschrieben, so bei Nutria (Myocastor coypus) (MAIR 1973), Paka (Cuniculus paka) (MÜNCHAU 1986), Viscacha (Lagostomus maximus) (RÜBEL et al.
1989) und Capybara (Hydrochoerus hydrochaeris) (ISENBÜGEL u. HAUSER 1990), bei Wieselmeerschweinchen (Galea musteloides), Goldagouti (Dasyprocta aguti), Greifstachler (Coendou spp.) und Jamaika-Ferkelratte (Geocapromys brownii) (ZWART et al. 1989; PARSONS 1991).
Bei den zur Pelzgewinnung gehaltenen Chinchillas (Chinchilla spp.) wurden in Europa (Schweden, Dänemark, Deutschland, Niederlande, Belgien Frankreich, Schweiz) und in Amerika (Kanada, USA, Mexiko) Infektionen durch Y. enterocolitica Bio/Serovar 3/O:1,2a,3 nachgewiesen. Der Erreger scheint sich über Jahre subklinisch in den Zuchten zu halten und wird immer wieder für Ausbrüche verantwortlich gemacht. Häufige Todesfälle und Granulome in Leber, Milz, Lunge und der intestinalen Mukosa gleichen dem klinischen Bild der Pseudotuberkulose (HUBBERT 1972; WUTHE u. ALEKSIC 1992; NEUBAUER et al. 2001 a).
Auch zu Nagetieren anderer Kontinente gibt es Berichte, wenn auch in geringerer Zahl. HUBBERT (1972) wies tödliche Y. pseudotuberculosis-Infektionen bei wildlebenden Kanadischen Bibern (Castor canadensis) und einem Weißschwanz- Antilopenziesel (Ammospermophilus leucurus) nach, SCHRÖDER (1990) bei einem
Ziesel (Citellus citellus). Im Zoo Zagreb fanden HERCEG et al. (1979) Y. pseudotuberculosis bei Stachelschweinen (Hystrix spp.) und Y. enterocolitica bei
Eichhörnchen (Sciurus spp.).
unter den gehaltenen Tieren versucht, Yersinien aus gefangenen Schadnagern nachzuweisen. FROLKA (1980) gelang es nicht, nach einer Enzootie bei 34 im Dezember 1979 im Affenhaus gefangenen Mäusen Y. pseudotuberculosis nachzuweisen, RÜBEL (1986) nicht bei etwa 500 Kleinnagern aus dem Zoo Zürich.
Andererseits waren drei von 83 Mäusen (Mus musculus), die 5-6 Monate nach Ausbruch einer Epidemie in einer Totenkopfäffchen-Kolonie (Saimiri sciureus) gefangen wurden (BUHLES et al. 1981), sowie sechs von 14 Mäusen, die im Zoo Bristol nach einem Ausbruch in der Nähe des Vogelhauses gefangen wurden (MAIR
1973), Träger von Y. pseudotuberculosis. Nach einem fatalen Ausbruch von Y. enterocolitica SV O:8 im Primatenbestand eines japanischen Zoos betrug die
Prävalenz bei 33 gefangenen Hausratten (Rattus rattus) 15,2 %, bei 65 getesteten, klinisch gesunden Primaten jedoch 32,3 % (IWATA et al. 2005). Bei einer Langzeitstudie auf einem britischen gemischten Bauernhof zeigten die Kotproben von Hausmäusen (Mus musculus domesticus) eine Yersinia-Prävalenz von 3,2 %, die Umweltabstriche hingegen eine von 15,8 %. Bis auf ein Y. pseudotuberculosis- Isolat waren alle anderen apathogen (POCOCK et al. 2001).
Bei wildlebenden Nagern und anderen Kleinsäugern Skandinaviens beträgt die Prävalenz von Y. enterocolitica bis zu 10 % (KAPPERUD 1975; 1977). In Südbayern lag die Y. pseudotuberculosis-Prävalenz bei 25,4 % der 126 sezierten Wühl- und Langschwanzmäuse (WEIDENMÜLLER 1968). Weiterhin wurden in Frankreich aus 1893 gefangenen, klinisch gesunden Exemplaren der Feldmaus (Microtus arvalis) und der Kleinen Waldmaus (Apodemus sylvaticus) 163 Y. enterocolitica-Stämme isoliert (SERVAN et al. 1979).
Unter Laborbedingungen wurden Mäuse mit verschiedenen Dosierungen der humanpathogenen Serotypen Y. enterocolitica O:3, O:9 und O:8 infiziert. Alle Serotypen riefen Todesfälle hervor. Serotyp O:8 zeigte Mortalitätraten bis zu 80 %.
Noch nach Tagen konnten aus den Faeces eines Teils der überlebenden Tiere die geimpften Stämme nachgewiesen werden, O:9 sogar bis zum Untersuchungsende 135 Tage post infectionem (RICCIARDI et al. 1978).
2.1.4.9 Herrentiere (Primata)
Aus nahezu allen Gattungen der Primaten liegen Berichte über tödliche Yersiniosen vor. Als Erreger wurde überwiegend Y. pseudotuberculosis, aber im Vergleich zu anderen Tiergruppen auch relativ häufig Y. enterocolitica nachgewiesen (BAGGS et al. 1976; POELMA et al. 1977; BRESNAHAN et al. 1984; SASAKI et al. 1989;
SCHRÖDER 1990; IWATA et al. 2005; FREDRIKSSON-AHOMAA et al. 2007). Beide Erreger rufen bei Primaten ähnliche, typische pathologische Bilder mit Abzedierungen in Leber und Milz, teilweise auch in den Nieren und in der Lunge, sowie Ulzerationen und Nekrosen verschiedener Darmabschnitte mit Darmlymphknotenschwellungen hervor.
Oft sind nicht nur Einzeltiere betroffen, sondern mehrere Exemplare einer Sozialgruppe. Bei Y. pseudotuberculosis-Infektionen von Javaneraffen (Macaca fascicularis) bzw. Totenkopfaffen (Saimiri sciureus) traten neben dem Tod mehrerer Gruppenmitglieder auch temporär gehäufte Aborte der Weibchen auf (ROSENBERG et al. 1980; BUHLES et al. 1981).
Äußerst empfänglich scheinen Meerkatzen (Cercopithecus spp.) (APPLEBY 1962;
BRACK 1967; FROLKA 1980; SCHOON et al. 1983; SCHRÖDER 1990; BRACK u.
GATESMAN 1991; PLESKER u. CLAROS 1992; RIEDMILLER 1997) sowie Krallenaffen (Callitrichidae) (POELMA et al. 1977; TAFFS u. DUNN 1983; ZWART et al. 1989; PARSONS 1991; ZENKER 1996; RIEDMILLER 1997; BIELLI et al. 1999;
WESCHE et al. 2002; ALLCHURCH 2003; BAKKER et al. 2007; FREDRIKSSON- AHOMAA et al. 2007) und Totenkopfaffen (Saimiri spp.) zu sein (BUHLES et al.
1981; PARSONS 1991; BRACK u. GATESMAN 1991; PLESKER u. CLAROS 1992;
IWATA et al. 2005; MEZÖSI et al. 2006). Weiterhin liegen mehrere Berichte zu Makaken (Macaca spp.) (BRONSON et al. 1972; ROSENBERG et al. 1980;
KAGEYAMA et al. 2002), zu Nachtaffen (Aotus spp.) (BAGGS et al. 1976; ZWART et al. 1989; RIEDMILLER 1997) sowie zu verschiedenen Halbaffen (Prosimiae) vor (MAIR et al. 1970; POELMA et al. 1977; CHANG et al. 1980; BRESNAHAN et al.
1984; PARSONS 1991; RIEDMILLER 1997).
Menschenaffen hingegen erkranken scheinbar selten ernsthaft an Yersiniosen. Es liegt ein fataler Einzelfall bei einem Gibbon vor (MÜNCHAU 1986).
Klinische Erkrankungen traten bei Kängurus bisher relativ selten in Erscheinung.
SCHRÖDER (1990) beschrieb nach der Sektion von 173 Beuteltieren nur einen Fall von Pseudotuberkulose bei einem Roten Riesenkänguru (Macropus rufus), MORTELMANS et al. (1977) einen Fall bei einem Flinkwallaby (M. agilis). In Illinois, USA, war Y. pseudotuberculosis Serotyp IB im Jahr 1958 die Todesursache von sechs Westlichen Grauen Riesenkängurus (M. fuliginosus melanops) (HUBBERT 1972). Aus einer Gruppe von über 350 Bennettkängurus (M. rufogriseus) im Whipsnade Park verstarben 1981 drei an Pseudotuberkulose. Über den gesamten Beobachtungszeitraum ergab dies jedoch nur eine jährliche Inzidenz von 0,1 % und damit die niedrigste aller 31 angeführten Tierarten (PARSONS 1991).
2.1.4.11 Andere Säugetiere (Mammalia)
Yersiniosen sind auch bei weiteren Säugern, die nicht den oben beschriebenen Taxa angehören, bekannt. So starb z. B. ein Großer Ameisenbär (Myrmecophaga tridactyla) in Washington an einer Pseudotuberkulose (BASKIN et al. 1977).
Auch die aus Afrika stammenden Schliefer (Hyracoidea) scheinen sehr empfänglich für Y. pseudotuberculosis-Infektionen zu sein. So sind gehäufte fatale Fälle bei Klippschliefern (Procavia capensis) bekannt (RÜBEL 1986; PARSONS 1991), während SCHOON et al. (1983) elf Fälle nicht näher spezifizierter Arten aufführen.
Als Sektionsbefund eines Rodriguez-Flughundes (Pteropus rodricensis) fand TAGG (1987) zuerst eine Y. pseudotuberculosis-Infektion. ALLCHURCH (2003) berichtet von regelmäßigen letalen Infektionen bei dieser bedrohten Art im Jersey Zoo, wo deren Erhaltungszuchtprogramm 1976 gestartet wurde. Zwischen 1987 und 2000 wurde Y. pseudotuberculosis bei 28 Sektionen isoliert. Die Todesfälle traten in einem 2-3-Jahres-Rhythmus auf. Allein im ersten Jahr starben zwölf Tiere.
2.1.4.12 Gänsevögel (Anseriformes)
Lediglich 0,12 % von 2456 bzw. 0,18 % von 1137 obduzierten Gänsevögeln ergaben als Todesursache eine Y. pseudotuberculosis-Infektion. Im ersten Fall entsprach dies der niedrigsten Rate aller untersuchten Vogelordnungen (BORST et al. 1977;
SCHRÖDER 1990).
Im Zoo Hannover konnten aus Kotproben frei fliegender Stockenten (Anas platyrhynchos) keine Yersinien isoliert werden (FLÜGGER 1991; PFEIFFER 1991).
Eine breite Untersuchung von ziehendem Wassergeflügel führten KAWAOKA et al.
(1984) durch. In zehn von 296 Reiherenten (Aythya fuligula), in acht von 223 Pfeifschwänen (Cygnus columbianus), aber in keiner von 121 Spießenten (Anas acuta) wiesen sie Yersinien nach. FUKUSHIMA und GOMYODA (1991) fanden zwei Y. pseudotuberculosis- und viele andere Yersinia-Stämme in diversen Enten der japanischen Shimane-Halbinsel. In Schweden wurde bei zehn ziehenden Nonnengänsen (Branta leucopsis) das humanpathogene Y. enterocolitica Bio/Serovar 3/O:3 isoliert (NISKANEN et al. 2003).
2.1.4.13 Papageienvögel (Psittaciformes)
Berichte von klinischen Yersiniosen bei Papageienvögeln sind vergleichsweise selten. Bei umfangreichen Sektionen von 4457 bzw. 752 Psittaciformen wurden bei 0,9 % Yersinien als Todesursache beschrieben bzw. nicht nachgewiesen (BORST et al. 1977; SCHRÖDER 1990). Bei letzteren liegt der Prozentsatz deutlich unter denen anderer Vogelordnungen, die ebenfalls aus tropischen und subtropischen Regionen stammen (siehe Kap. 2.1.4.14). Die meisten Fälle wurden bei den am häufigsten gehaltenen Wellensittichen (Melopsittacus undulatus) beschrieben (DORRESTEIN et al. 1977; HARCOURT-BROWN 1978; GILES u. CARTER 1980; CARPENTER u.
GENTZ 1997). Andere Papageien- und Sitticharten werden vereinzelt innerhalb größerer Untersuchungen genannt (OBWOLO u. WATERMAN 1983; WEBER 1988;
PARSONS 1991).
Berichte über Yersinia-Infektionen bei Laufvögeln gibt es wenige. Während von Straußen und Nandus keine klinischen Fälle bekannt sind, beschreibt MÜNCHAU (1986) den Nachweis von Y. enterocolitica aus abgestorbenen Emu-Embryonen.
2.1.4.15 Andere Vögel (Aves)
Meist nehmen Yersiniosen bei Vögeln einen (per-)akuten Verlauf und enden letal.
Diarrhöe und Lähmung prägen das klinische Bild, katarrhalische und noduläre Läsionen das pathologische.
Innerhalb umfangreicher Untersuchungen werden von vielen Arten nur Einzelfälle berichtet, in denen sie infolge einer Yersiniose starben bzw. als Ausscheider dieser Bakterien genannt werden. Den besten Gesamtüberblick über die Anfälligkeit einzelner Ordnungen geben die Sektionsergebnisse von 18315 Vögeln (BORST et al. 1977). Besonders die in Zoos und Privathand gehaltenen tropischen und subtropischen Volierenvögel zeigen hohe Todesraten durch Yersinien, so die Familie der Tukane incl. Arassaris (Ramphastidae) innerhalb der Spechtvögel (Piciformes) mit 16,3 %, die Kuckucksvögel (Cuculiformes), insbesondere die Familie der Turakos (Musophagidae) mit 7,3 %, die Mausvögel (Coliiformes) mit 6,7 %, die Rabenvögel (Coraciiformes) mit 4,8 %, die große Ordnung der Finkenvögel (Passeriformes) mit 2,1 % sowie die Taubenvögel (Columbiformes) mit 1,4 %. Die Anfälligkeit einiger dieser Gruppen, insbesondere der Tukane und der Turakos, wird durch die Ergebnisse weiterer Autoren unterstrichen (APPLEBY 1962; ROSSI et al. 1965;
STOLL 1965; HUBBERT 1972; GUTKNECHT 1972; OBWOLO 1976; DORRESTEIN et al. 1977; OBWOLO u. WATERMAN 1983; WEBER 1988; PARSONS 1991).
RÜBEL (1986) nahm nach dem fehlenden Nachweis von Y. pseudotuberculosis aus 500 Kleinnagern an, das der Erreger aus dem Norden in die mitteleuropäischen Gebiete getragen wird und dort für Ausbrüche sorgt. Auch einige Untersuchungen bei Wildvögeln ergaben keinen Yersinia-Nachweis (KINJO et al. 1983; FLÜGGER 1991). Andere ergaben geringe Yersinia-Prävalenzen bei Wildvögeln, teilweise mit höheren bei Rabenvögeln (Corvidae) und Möwen (KAPPERUD u. OLSVIK 1982;
KAPPERUD u. ROSEF 1983; PFEIFFER 1991). Ziehende Wildvögel Schwedens
trugen zu 12,8 % Yersinien (NISKANEN et al. 2003). In Endemiegebieten können aber auch 32,8 % (0,8%) der Vögel Yersinia spp. (Y. pseudotuberculosis) ausscheiden (FUKUSHIMA u. GOMYODA 1991).
2.1.4.16 Reptilien (Reptilia)
Yersiniosen stellen bei Reptilien äußerst selten die Todesursache dar. Bei 5000 postmortalen Untersuchungen fand SCHRÖDER (1990) keine einzige Infektion. Je einen Nachweis von Y. pseudotuberculosis bei einer Wasseragame (Physignatus cocincinus) erbrachten STOLL (1965) und MORTELMANS et al. (1977).
GÖBEL und SCHILDGER (1990) isolierten Y. enterocolitica aus zwei Schlangen (Serpentes) bei den Sektionen von 146 Reptilien. KWAGA und IVERSEN (1993) konnten Y. enterocolitica Bio/Serovar 2/O:5,27 aus dem Darminhalt einer Gewöhnlichen Strumpfbandnatter (Thamnophis sirtalis) isolieren und das Virulenzplasmid nachweisen.
2.1.5 Nachweis von Yersinia spp.
In der Sektion liefert das pathomorphologische Bild schon den ersten Hinweis auf eine vorliegende Yersiniose. Zur Bestätigung muß allerdings immer ein Erregernachweis erbracht werden (BRONSON et al. 1972).
2.1.5.1 Kultivierung
Bei stark kontaminierten Untersuchungsmaterialien von Tieren, Lebensmitteln oder Umweltproben (Wasser, Boden) sind zur Unterdrückung der Begleitflora in der Regel spezifische Anreicherungsverfahren notwendig. Bewährt haben sich eine Kälteanreicherung bei 4 °C in 0,15 M phosphatgepufferter Kochsalzlösung (PBS, pH 7,4) (WEBER u. LEMBKE 1981 b) sowie eine zweitägige Inkubation bei 22 °C in modifizierter Rappaport-Bouillon (Zusatz von 2,4 mg Carbenicillin pro Liter) (WAUTERS 1973) oder eine Irgasan-Ticarcillin-Kaliumchlorat (ITC)-Bouillon mit Bebrütung bei 24 °C über 2-3 Tage (WAUTERS et al. 1988). Zur Differenzierung kann auch die Alkalitoleranz von Y. enterocolitica herangezogen werden (SCHIEMANN 1983 b).
Subkulturen der Kälteanreicherung werden nach 7, 14 oder 21 Tagen auf selektiven Agarplatten angelegt und entsprechend bebrütet. Neben pathogenen Yersinien reichern sich auch apathogene an. Ebenfalls können solche Kälteanreicherungen von Pseudomonaden überwuchert werden, die durch anaerobe Subkultivierung auf festen Nährböden unterdrückt werden können.
Erste Selektivnährböden für Enterobakterien waren MacConkey-Agar und Salmonella-Shigella-Agar. Auf diesen wächst Y. enterocolitica gut, aber meist langsam, so daß es zu Überwucherungen durch Begleitkeime kommen kann.
Y. pestis und Y. pseudotuberculosis hingegen wachsen nicht auf letztem und nur schlecht auf erstem Agar. Ihr Wachstum wird gefördert durch Blut- oder Hämin- Zugaben, besonders in Primärkulturen.
Im Vergleich zu fünf weiteren Nährmedien war der Yersinia-Selektivagar nach WAUTERS (1973) zur Anzucht von Y. enterocolitica aus Tonsillen gesunder
Schweine der selektivste (WEBER u. LEMBKE 1981 b). Hingegen eignete sich dieser Agar nicht zur Isolierung von Y. pseudotuberculosis aus Schweinekot und -tonsillen. Hier erwies sich Natriumdesoxycholat-Citrat-Mannit-Agar als geeigneter (WEBER u. KNAPP 1981 a; 1981 b).
SCHIEMANN (1979) entwickelte einen Yersinia-Selektivagar (CIN-Agarmedium), der störende Begleitflora durch die Antibiotika Cefsulodin, Irgasan und Novobiocin (CIN) sowie Kristallviolett und Gallensalze weitestgehend hemmt. Typischerweise verstoffwechseln Yersinien im CIN-Agar enthaltenen Mannit unter Säurebildung und wachsen nach 24-48 h aerober Inkubation mit dunkelrotem Zentrum (Farbumschlag des Indikators Neutralrot) und klarem Rand (sogenannte „Kuhaugenform“ oder
„Bullseye“). Koloniegröße, Randbreite und Oberflächenstruktur schwanken zwischen den Serotypen. Ähnliche Morphologien können z. B. Aeromonas-, Citrobacter-, Enterobacter-, Klebsiella- und Proteus-Kolonien zeigen, was den Nachweis erschwert (DEVENISH u. SCHIEMANN 1981; HARMON et al. 1983; DE BOER u.
SELDMAN 1987). In Vergleichsuntersuchungen mit anderen festen Nährböden konnte gezeigt werden, daß der CIN-Agar der selektivste Nährboden für Yersinia- Arten ist (SCHIEMANN 1983 a; HEAD et al. 1982; PRIMAVESI u. LORRA-EBERTS 1983; WEBER et al. 1983). Er ist derzeit der am breitesten eingeführte Selektivnährboden, wird kommerziell angeboten und eignet sich für alle Yersinia- Spezies und Probenmaterialien.
Zur Bestätigung CIN-verdächtiger Kolonien können diese auch auf Eisen-III-Zucker- Schrägagar (Kligler-Agarmedium) überimpft und bei 30 °C für 24-30 h inkubiert werden, wobei Y. enterocolitica-verdächtige Stämme Glukose-positiv sowie Laktose- und H2S-negativ sind und keine Gasbildung zeigen. Eine positive Urease-Reaktion wird mittels eines Teststreifens überprüft (DEVENISH u. SCHIEMANN 1981).
Speziell für virulente Isolate wurde das Virulent-Y. enterocolitica-Agarmedium (VYE) entwickelt, welchem zusätzlich zum Cefsulodin-Irgasan noch Josamycin, Oleandomycin sowie Äskulin zugesetzt werden. Die Inkubation erfolgt für 24-48 h aerob bei 32 °C. Aufgrund unterschiedlicher Äskulinhydrolyse kann zwischen pathogenen (rote Kolonien) und apathogenen Isolaten (dunkle Kolonien) unterschieden werden (FUKUSHIMA 1987).
Manche biochemische Reaktionen sind charakteristisch für Genus, Spezies und Biovar. Früher wurden Reihen zur Bestimmung mittels klassischer Röhrchentestung entwickelt (BISPING u. AMTSBERG 1988), welche zur endgültigen biochemischen Identifikation von Yersinien immer noch das Mittel der Wahl sind (ALEKSIC u.
BOCKEMÜHL 1990; NEUBAUER u. SPRAGUE 2003). Zur Differenzierung der Yersinia-Spezies veröffentlichten ALEKSIC und BOCKEMÜHL (1990) eine Tabelle, WAUTERS et al. (1987) zur Unterscheidung der Biovare von Y. enterocolitica.
NEUBAUER et al. (1998) verglichen vier kommerzielle Testsysteme in Hinblick auf die Identifikation und Differenzierung der Yersinia-Spezies. API® 20 E wurde gegenüber API® Rapid 32 IDE, MICRONAUT® E und dem PCR-basierten Yersinia enterocolitica-Amplification-Set® als System der Wahl zur Identifizierung pathogener Yersinien, besonders in der Routinediagnostik, herausgestellt. Das biochemische System hat eine hohe Trefferquote, ist relativ einfach anwendbar und hat das beste Preis-Leistungsverhältnis.
Da oben genannte Systeme eine ungenügende Anzahl an Reaktionen haben, die zur Unterscheidung von Yersinia-Spezies bzw. der Biovare von Y. enterocolitica nötig sind, entwickelten NEUBAUER et al. (2000 e) das semiautomatisierte Yersinia- Identification-Set MICRONAUT®-BW-Y. Die Platten mit lyophilisierten Substraten sind bei Raumtemperatur über mindestens zwei Jahre haltbar. Während unter Feldbedingungen Y. pestis-Isolate leicht mit dem Auge identifiziert werden können, ermöglicht das System mittels eines speziellen Scanners und einer Software eine Idenfikation der Yersinien-Biovare mit einer Gesamtsensitivität von 98 % im Labor.
