Untersuchung modifizierter Implantatoberflächen für den orthopädischen Einsatz zur Reduzierung implantatassoziierter Infektionen im Rattenmodell
INAUGURAL – DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin - Doctor medicinae veterinariae -
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Marie-Luise Schröder
aus Neustrelitz
Hannover 2018
Orthopädische Klinik mit Sitz im NIFE, Medizinische Hochschule Hannover
1. Gutachterin/Gutachter: PD Dr. med. vet. Janin Reifenrath
2. Gutachterin/Gutachter: Prof. Dr. med. vet. Peter Stadler
Tag der mündlichen Prüfung: 30.10.2018
Diese Dissertation wurde im Rahmen des Verbundprojektes Biofabrication for NIFE angefertigt und durch die Volkswagenstiftung und das Niedersächsische Ministerium für Wissenschaft und Kultur gefördert.
Für meine Mutter,
die immer hinter mir steht.
I
Inhaltsverzeichnis
3.1. Einteilung und Diagnose von orthopädischen Implantatinfektionen ... 6
3.2. Epidemiologie von Implantatinfektionen ... 8
3.3. Erregerspektrum ... 10
3.4. Entstehung einer Implantatinfektion ... 12
3.4.1. Die Bildung von Biofilm auf der Implantatoberfläche ... 12
3.4.2. Resistenzmechanismen planktonischer und sessiler Bakterien... 15
3.5. Histopathologische Reaktion des Gewebes auf eine Infektion ... 17
3.5.1. Immun- und Fremdkörperreaktion auf ein steriles Implantat ... 17
3.5.2. Immunantwort bei einer bakteriellen Infektion... 18
3.6. Therapiestrategien von Implantatinfektionen ... 20
3.7. Innovative Oberflächenmodifikationen für die Reduktion von implantatassoziierten Infektionen ... 21
3.7.1. Antibakterielle Oberflächenmodifikationen ... 21
3.7.2. Multifunktionale und „smarte“ Beschichtungen ... 23
3.7.3. Antiadhäsive Oberflächenmodifikationen ... 23
3.8. Tiermodelle für die Evaluation neuer Strategien zur Prophylaxe und Therapie von Implantatinfektionen ... 27
3.8.1. Bestimmung der Infektionslast im Tiermodel ... 31
3.9. Ziel der Arbeit ... 33
4.1. Überblick über den Versuchsaufbau ... 34
4.2. Geräte, Programme, Medikamente und Verbrauchsmaterialien ... 35
4.3. In vitro Versuche ... 40
4.3.1. Herstellung und Charakterisierung der Implantate ... 40
4.3.2. Infektionserreger ... 42
4.3.3. Ansatz der Bakteriensuspension ... 43
4.3.4. Vorbesiedlung der Implantate ... 44
4.4. In vivo Versuche ... 45
4.4.1. Versuchstiere ... 45
4.4.2. Gruppenaufteilung der Pilot- und Hauptstudie ... 45
4.4.3. Durchführung der Operation ... 46
4.4.4. Postoperativer Verlauf ... 48
II
4.4.5. Euthanasie und Probenentnahme ... 50
4.4.6. Nachweis des Entzündungsmarkers C-reaktives Protein ... 52
4.4.7. Mikrocomputertomographische Aufnahmen der Tibiae ... 53
4.4.8. Durchführung der konfokalmikroskopischen Aufnahmen ... 54
4.4.9. Durchführung der rasterelektronenmikroskopischen Aufnahmen ... 54
4.4.10. Aufbereitung der Proben für die Histologie ... 55
4.4.11. Herstellung und Färbung der histologischen Schnitte ... 55
4.4.12. Auswertung der Röntgenaufnahmen ... 57
4.4.13. Quantifizierung und morphologische Beurteilung der Besiedlung auf der Implantatoberfläche ... 58
4.4.14. Auswertung der histologischen Schnitte ... 66
4.5. Statistik ... 68
5.1. Charakterisierung der verwendeten Implantate ... 69
5.2. Pilotstudie ... 70
5.2.1. Konzentration der Injektionslösung und der Inkubationssuspension für die vorbesiedelten Implantate ... 70
5.2.2. Tierverluste ... 72
5.2.3. Befunde der täglichen Beurteilung ... 72
5.2.4. Relatives tibiales Gewicht der Tibiae ... 75
5.2.5. Bestimmung der CRP-Konzentration im Serum ... 75
5.2.6. Ergebnisse der mikrobiologischen Evaluation ... 76
5.2.7. Ergebnisse der CLSM Evaluation ... 78
5.2.8. REM Aufnahmen der infizierten explantierten Implantate ... 83
5.2.9. Ergebnisse der radiologischen Beurteilung ... 83
5.2.10. Microcomputertomographische Untersuchung der Tibiae ... 87
5.2.11. Ergebnisse der histopathologischen Auswertung ... 88
5.2.12. Zusammenfassung der Ergebnisse der Pilotstudie ... 93
5.3. Hauptstudie... 94
5.3.1. Konzentration der Bakteriensuspension und Tierverluste ... 94
5.3.2. Befunde der täglichen Beurteilung ... 94
5.3.3. Relatives tibiales Gewicht ... 97
5.3.4. Ergebnisse der mikrobiologischen Evaluation ... 97
5.3.5. Quantifizierung und morphologische Beurteilung der Besiedlung auf der Implantatoberfläche ... 98
5.3.6. Beurteilung der exemplarischen REM Aufnahmen ... 102
5.3.7. Ergebnisse der radiologischen Beurteilung ... 104
5.3.8. Mikrocomputertomographischen Untersuchung der Tibiae ... 106
III
5.3.9. Ergebnisse der histologischen Beurteilung ... 107 5.3.10. Zusammenfassung der Ergebnisse der Hauptstudie ... 111 6.1. Etablierung eines Tiermodells zur Abbildung einer low-grade ähnlichen
implantatassoziierten Infektion ... 112 6.1.1. Tiermodell und verwendete Infektionskonzentrationen ... 113 6.1.2. Beurteilung infektionsbedingter Veränderungen ... 117 6.2. Implementierung einer Quantifizierungsmethode für die bakterielle
Besiedlung auf der Implantatoberfläche in vivo ... 122 6.2.1. Bestimmung der vitalen bakteriellen Biomasse mit der Software Imaris®
x64 ... 123 6.2.2. Bakterielle Besiedlung der Implantatoberfläche in der Pilotstudie ... 126 6.3. Untersuchung der laserstrukturierten Spikeoberfläche im low-grade
ähnlichen Tiermodell ... 129 6.3.1. Bakterielle und zelluläre Besiedlung der Implantatoberflächen... 130 6.3.2. Beurteilung infektionsbedingter Parameter ... 132
12.1. Detaillierte Darstellung des Bewertungssystems für die radiologische Auswertung ... 184 12.2. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der Befunde der täglichen Kontrolle
in der Pilotstudie ... 188 12.3. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der radiologischen Beurteilung der
Pilotstudie ... 193 12.4. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der histologischen Beurteilung der
Pilotstudie ... 195 12.5. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der Befunde der täglichen Kontrolle
in der Hauptstudie ... 196 12.6. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der radiologischen Beurteilung der
Hauptstudie... 200 12.7. Übersichtstabelle über die Ergebnisse der histologischen Beurteilung der
Hauptstudie... 201 12.8. Veröffentlichungen ... 202
IV
Abkürzungsverzeichnis
% Prozent
° Grad
°C Grad-Celsius
µA Mikroampere
µCT Mikrocomputertomographie
µl Mikroliter
µm2 Quadratmikrometer µm3 Kubikmikrometer
A Fläche
A. dest. Aqua destillata Abb. Abbildung
AG Aktiengesellschaft AG und Co.
KGaA
Aktiengesellschaft und Compagnie Kommanditgesellschaft auf Aktien
ANOVA Varianzanalyse (analysis of variance) bzw. beziehungsweise
CFU Kolonie-bildende Einheiten (colony forming units) CLSM Konfokale Laserscanning Mikroskopie
cm² Quadratzentimeter
Co. KG Compagnie Kommanditgesellschaft CRP C-reaktives Protein
DIN Deutsches Institut für Normung DNA Desoxyribonucleinsäure
eDNA Extrazelluläre Desoxyribonucleinsäure EDTA Ethylendiamintetraacetat
ELISA Enzym-linked Immunosorbent Assay EPS extrazelluläre Polymere Substanz
G Gauge
g Gramm
GmbH Gesellschaft mit beschränkter Haftung ISO Internationale Organisation für Normung
J Joule
Kat. Kategorie
KBE Kolonie bildende Einheit
KGW Körpergewicht
kV Kilovolt
l Liter
M Molar
mA Milliampere
mbH Mit beschränkter Haftung
mg Milligramm
Min. Minute
V ml Milliliter
mm Millimeter
mM Millimolar
NaCl Natrium Chlorid
nm Nanometer
OD Optische Dichte
OP Operation
p Signifikanzniveau
PBS Phosphatgepufferte Salzlösung PCR Polymerase Ketten Reaktion
PMN Polymorhkerninge neutrophile Granulozyten
Ra Mittelrauhwert
REM Raster Elektronen Mikroskopie Rmax maximale Rauhtiefe
RNA Ribonukleinsäure ROI Region of Interest
ROS reaktive Sauerstoff Spezies rpm Drehung pro Minute
Rz Rauhtiefe
s Sekunde
Sa mittlere arithmetische Höhe
SD Standardabweichung
Sz maximale Höhe
Ti90/Al6/V4 Titan/Aluminium/Vanadium
TPLO Tibia Plateau Leveling Osteotomie
Tris HCl Tris-(hydroxymethyl)-aminomethanhydrochlorid TSB Tryptische Soja Boullion
V Volt
z.B. zum Beispiel
Einleitung
Sowohl in der Human- als auch in der Veterinärmedizin stellen implantatassoziierte Infektionen schwerwiegende Komplikationen in der orthopädischen Chirurgie dar (PARVIZI et al. 2012, BOZIC u. RIES 2005, TURK u. SINGH 2015, SOONTORNVIPART et al. 2003, BERGH u. PEIRONE 2012, YAP et al. 2015, RAHAL et al. 2003).
In der Humanmedizin werden Implantate, wie Platten, Schrauben oder Nägel häufig zur Versorgung von Frakturen eingesetzt (AARON et al. 2013, SCHULTE et al. 2014, MITCHELL et al. 2014). Implantate, die dauerhaft im Körper verbleiben, dienen zum Großteil dem künstlichen Gelenkersatz. Hüft- und Knieendoprothesen spielen eine große Rolle, aber auch Schulter- und Ellenbogenendoprothesen gewinnen zunehmend an Bedeutung (GARCIA et al. 2016). Für den Patienten ist eine gute Mobilität bis ins hohe Alter wichtig, welche bei vielen Patienten nur durch den Einsatz eines künstlichen Gelenkes erhalten werden kann (GRAYSON u. DECKER 2012, MARICONDA et al. 2011, CASTRICINI et al. 2013). Im Hinblick auf den demographischen Wandel ist hier eine deutliche Steigerung der Primärimplantationen von Endoprothesen zu verzeichnen (GARCIA et al. 2016, STATISTISCHES BUNDESAMT 2018). In der Veterinärmedizin werden Implantate vor allem zur Therapie von Frakturen bei Klein- und Großtieren oder zur Therapie bei Kreuzbandrissen eingesetzt (SOONTORNVIPARAT et al. 2003, YAP et al. 2015, BERGH u. PEIRONE 2012, AUER u. WATKINS 1996, WITTE et al. 2004, HIRVINEN et al. 2009). Hüftendoprothesen werden auch bei Hunden oder Katzen implantiert (FORSTER et al. 2012, LISKA 2010, GUERRERO u. MONTAVON 2009). In der Veterinärmedizin werden im Vergleich zur Humanmedizin mehr Implantate verwendet, die nach der Erfüllung ihrer Funktion wieder explantiert werden können (AUER u. WATKINS 1996, WITTE et al. 2004).
Der Anspruch an die Haltbarkeit und Funktionalität eines Implantates ist insbesondere für Dauerimplantate hoch. Für Endoprothesen gilt, dass diese im Idealfall bis zum Tod des Patienten im Körper verbleiben. Allerdings gibt es Gründe, die zu einer notwendigen Implantatrevision führen können. Neben der aseptischen Lockerung sind implantatassoziierte Infektionen eine Hauptursache für den frühzeitigen Austausch von Implantaten, wodurch deren durchschnittliche Lebensdauer deutlich verkürzt wird (BOZIC et al. 2009, BOZIC et al. 2010). Die Infektionen führen zum einen zu einer hohen Belastung des Gesundheitssystems, zum anderen zu einer Belastung für den Patienten durch Revisionsoperationen, langandauernde Krankenhausaufenthalte und antimikrobielle Therapien (PARVIZI et al. 2012, BOZIC u. RIES, 2005, KURTZ et al. 2005, AGGARWAL et al. 2013, ZIMMERLI et al. 2004). Im veterinärmedizinischen Bereich treten implantat- assoziierte Infektionen häufiger bei temporären Implantaten auf, wie beispielsweise
nach der Therapie des Kreuzbandrisses (VERWILGHEN u. SINGH 2015, GATINEAU et al. 2011, PRATESI et al. 2015).
Auf Grund vieler Antibiotikaresistenzen, die sowohl in der Human- als auch in der Veterinärmedizin zunehmend auftreten, ist die Therapie von Implantatinfektionen häufig erschwert (FURUSTRAND TAFIN et al. 2012, ZAJONZ et al. 2016a). Akute Infektionen treten meist wenige Tage nach dem operativen Eingriff auf und zeigen deutliche klinische Symptome wie Schmerzhaftigkeit und/oder Wundsekretion (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017). Problematischer in der Diagnostik sind die verzögerten oder so genannten low-grade Infektionen, die oft schlecht von einer aseptischen Lockerung zu unterscheiden sind (SCHMIDT et al. 2011, TRAMPUZ u.
WIDMER 2006). Dadurch werden diese Infektionen oft spät erkannt und die Infektionserreger haben Zeit, sich am Implantat anzulagern und sich dort über die Ausbildung eines Biofilms und der Produktion von extrazellulärer Matrix zu schützen (FLEMMING u. WINGENDER 2010, DAVIES 2003). Diese Matrix dient als physikalische Schutzschicht vor der Abtötung durch das Immunsystem und vor antimikrobiellen Therapien (PENESYAN et al. 2015, DAVIES 2003). Außerdem zeigen Bakterien in einem Biofilm eine verringerte Wachstums- und Teilungsrate, was den Wirkmechanismus vieler antimikrobieller Substanzen umgehen kann (WOOD et al. 2013, MEISSNER et al. 2013, STERNBERG et al. 1999, DAVIES 2003). Der Biofilm bietet den Bakterien zusätzlich die Möglichkeit zum Gentransfer zwischen verschiedenen Stämmen oder Spezies, wodurch Resistenzgene gegen Antibiotika ausgetauscht werden können (SAVAGE et al. 2013).
Wegen der klinischen Ausgangslage in Bezug auf implantatassoziierte Infektionen der Human- als auch der Veterinärmedizin besteht ein großes Interesse an neuen, antibakteriell wirksamen orthopädischen Implantatmaterialien. Wichtige Aspekte sind die Wirksamkeit, Biokompatibilität, Haltbarkeit und Langlebigkeit dieser neuen Implantate (GALLO et al. 2014, CORVEC et al. 2012, ROMANO et al. 2015). Neue Werkstoffe oder Oberflächenmodifikationen sollten einerseits einen bakterien- abweisenden Effekt haben, andererseits die Besiedlung mit körpereigenen Zellen zulassen oder sogar fördern und dadurch das Einwachsen in den Knochen begünstigen. Besonders Endoprothesen benötigen eine gute postoperative Stabilität und sollten schnell in die umgebende Knochenmatrix einheilen (GALLO et al. 2014).
Optimalerweise sollten diese neuen Oberflächenmodifikationen schnell und großflächig herstellbar sein (JAGGESSAR et al. 2017).
Ein Ansatz zur Prävention von Implantatinfektionen bereits vor deren Manifestation ist die spezifische Strukturierung von Implantatoberflächen. Das Ziel ist dabei, die initiale Anlagerung von Bakterien zu reduzieren (CHUNG et al. 2007, DOLL et al.
2016a, ZHU et al. 2014). Hier bietet die ultra-kurz gepulste Laserablation eine gute Methode auch großflächig eine Strukturierung auf sehr harten Materialien wie Titan aufzubringen (JAGGESSAR et al. 2017). Mit diesem Verfahren wurden in einer
vorangegangenen Studie Spikestrukturen in verschiedenen Größen (2 bis 20 µm) auf Silizium hergestellt und mit Titan besputtert. Diese Strukturen wurden in vitro im Hinblick auf die Anlagerung von humanen und murinen Fibroblasten und Osteoblasten getestet (SCHAESKE et al. unveröffentlichte Daten). Dabei zeigten die Zellen eine verbesserte flächige Anlagerung mit abnehmender Spikegröße. In anderen Publikationen ließ sich durch eine Spikestruktur mit der Größe von circa 6 µm ein proliferierender Effekt auf Osteoblasten und ein osteogener Effekt auf die Stammzelldifferenzierung nachweisen (FADEEVA et al. 2009, SCHLIE et al. 2011).
Die bakterielle Adhäsion verhielt sich dagegen tendenziell umgekehrt. Mit steigender Spikegröße wurde nach Adhäsion mit Staphylococcus aureus eine vermehrte Oberflächenbesiedlung bei den größeren Spikes durch Bakterien im Vergleich zu kleinen und mittelgroßen Spikes beobachtet (SCHAESKE et al. unveröffentlichte Daten). Kleinere Spikestrukturen stellen daher eine vielversprechende Oberfläche dar, welche in in vitro Untersuchungen tendenziell einen bakterienabweisenden Effekt aufwiesen, gleichzeitig aber die günstigsten Eigenschaften für die zelluläre Besiedlung lieferten. Daraus ließ sich die Hypothese für die vorliegende Arbeit ableiten, dass eine laserstrukturierte Implantatoberfläche mit kleiner Spikestruktur durch ein „Race for the Surface“ von körpereigenen Zellen und Bakterien zugunsten der körpereigenen Zellen zu einer reduzierten Infektionslast an der Implantatoberfläche führen könnte (GRISTINA 1987).
Für die Überprüfung dieser Hypothese ist die Testung der Oberflächenstrukturierung in präklinischen Modellen notwendig. Für die in vivo Testung müssen geeignete Tiermodelle zur Verfügung stehen, die auf die jeweilige Anwendung und den eingesetzten Infektionskeim angepasst sind (OLSON et al. 2006, HOU et al. 2012).
In vivo können im Gegensatz zu in vitro weitere Parameter untersucht werden, wie die klinischen Befunde und Wechselwirkungen mit dem umgebenden Gewebe.
Neben der Wahl der geeigneten Tiermodelle ist die Wahl geeigneter und möglichst akkurater Quantifizierungsmethoden für die bakterielle Besiedlung sehr wichtig. Die bisher übliche Methode zur Quantifizierung der bakteriellen Besiedlung auf der Implantatoberfläche ist die Auszählung von auf Agarplatten wachsenden Kolonie- bildenden Einheiten (KBE). Die KBE werden von Gewebehomogenisaten oder von mittels Ultraschall vom Implantat abgelösten Biofilm bestimmt (LUCKE et al. 2003a, HOENE et al. 2010, HAENLE et al. 2013, JØRGENSEN et al. 2014, HARRASSER et al. 2016). Die Ablösung der Bakterien stellt hierbei den kritischsten Schritt der Quantifizierung dar. DOLL et al. (2016b) hat in einer in vitro Untersuchung die Quantifizierung der bakteriellen Besiedlung auf der Implantatoberfläche durch zwei Verfahren verglichen. Bei dem ersten Verfahren wurden die Bakterien mittels Ultraschall von der Implantatoberfläche abgelöst, das erhaltende Homogenisat nach Durchführung einer Verdünnungsreihe ausgestrichen und die KBE ausgezählt.
Dieses Verfahren wurde mit der Quantifizierung über eine direkte Darstellung der
bakteriellen Besiedelung auf der Implantatoberfläche über konfokale Laserscanning Mikroskopie (CLSM) nach Lebend/Tot- Färbung der Bakterien verglichen. In dieser Studie wurde festgestellt, dass bei der Ablösung im Ultraschallbad Bakterien abgetötet werden und bei der Quantifizierung mittels Lebend/Tot- Färbung 10 bis 30-fach mehr lebende Bakterien auf der Oberfläche ermittelt wurden. Zusätzlich dazu muss beachtet werden, dass sich Bakterien in einem Biofilm in unterschiedlichen Wachstumszuständen befinden und viele Bakterien in ihrer sessilen und damit stoffwechselreduzierten Form vorliegen (DAVIES 2003). Diese Bakterien lassen sich schlecht bis gar nicht in vitro kultivieren, sind aber lebensfähig und stellen ein Infektionsrisiko dar (WOOD et al. 2013, LEWIS 2010). Die Auszählung der KBE hat weiterhin den Nachteil, dass die Bakterien nicht in ihrem ursprünglichen Siedlungsverband dargestellt werden können und somit eine Biofilmbildung auf der Oberfläche nicht detektiert werden kann.
Um im Rahmen einer konfokalmikroskopischen Untersuchung die Morphologie der Bakterien auf der Implantatoberfläche zu beschreiben, wurde ein semiquantitativer Score von GLAGE et al. (2017) etabliert. In diesem neurochirurgischen Modell wurde eine Schraube in die Schädelkalotte der Ratte implantiert und mit Staphylococcus aureus infiziert. Nach Entnahme und Lebend/Tot- Färbung der Besiedlung auf der Oberfläche der Schraube wurde konfokalmikroskopisch die bakterielle Besiedlung über den semiquantitativen Score beschrieben. Er reicht von 0-5 und beschreibt vereinzelte Bakterien bis hin zur großflächigen Biofilmformation. Dieses Auswertungsmodell hat den Vorteil, die Morphologie der bakteriellen Besiedlung mit einzubeziehen, kann aber die Bakterienlast nicht quantitativ erfassen. Um die Wirksamkeit neuer Oberflächen eingehender zu evaluieren, wäre eine Quantifizierungsmethode optimal, die sowohl eine quantitative als auch eine morphologische Beurteilung der bakteriellen Besiedlung ermöglicht. Eine solche Methode ist jedoch bisher noch nicht für in vivo Modelle zur Anwendung gekommen.
Das erste Ziel dieser Arbeit war es, im Rahmen einer Pilotstudie eine low-grade ähnliche Implantatinfektion mit Staphylococcus aureus in der Ratte zu etablieren und dabei die geeignete Infektionsdosis und den Infektionsweg zu bestimmen. Die bakterielle Besiedlung der Implantatoberfläche, sowie die Entzündungsreaktion des Knochens auf das Implantat sollten mittels bildgebender und histologischer Verfahren charakterisiert werden.
Das zweite Ziel der Arbeit war die Einführung einer Methodik für die Quantifizierung und morphologische Beurteilung der bakteriellen Besiedlung auf Implantat- oberflächen in dem etablierten in vivo Model, die auf der Analyse der Besiedlung mittels CLSM basiert.
Basierend auf den Ergebnissen der Pilotstudie sollte im Rahmen der Hauptstudie die Hypothese überprüft werden, dass eine laserstrukturierte Implantatoberfläche mit
einer definierten Spikestruktur zu einer reduzierten Infektionslast an der Implantatoberfläche führt.
Literaturübersicht
3.1. Einteilung und Diagnose von orthopädischen Implantatinfektionen
Eine implantassozierte Infektion bezeichnet die Entzündung des Gewebes, welches das Implantat umgibt (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017). Die Entzündungen vom Dauerimplantaten betrifft meist künstliche Gelenke und erstreckt sich sowohl auf das Gelenk als auch auf das Umgebungsgewebe, weshalb meistens von periprothetischen Gelenkinfektionen gesprochen wird (OTTO-LAMBERTZ et al.
2017). Frakturstabilisierende Implantate, wie Schrauben oder Platten, können auch von einer Infektion betroffen sein (HULL et al. 2014, TRAMPUZ u. WIDMER 2006).
Das klinische Bild einer Implantatinfektion variiert stark in Abhängigkeit der Infektionsroute, der Virulenz des Infektionserregers, der Immunantwort des Patienten und der Involution des umgebenden Gewebes (SENDI et al. 2011a, KUIPER et al.
2014). Symptome schließen Schmerzen, Fieber, Rötung, Wärme und möglicher- weise Funktionsverlust oder Gelenkschwellung ein (TANDE u. PATEL 2014, SCHMIDT et al. 2011). Postoperativ kann es auch zur Sekretion aus der Wunde oder vor allem bei chronischen Infektionen zur Bildung einer Fistel kommen (KUIPER et al. 2014, SCHMIDT et al. 2011, ACHERMANN et al. 2014).
Implantatinfektionen können nach der Infektionsroute (perioperativ, hämatogen oder kontagiös) oder dem zeitlichen Beginn der Infektionssymptome postoperativ (frühe, verzögerte bzw. low-grade oder späte) klassifiziert werden (TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2005). Die meisten Infektionen erfolgen perioperativ und sind damit exogenen Ursprungs (OCHSNER et al. 2014). Sie entstehen durch das Einwandern von Bakterien durch die offene oder geschädigte Hautbarriere (OCHSNER et al. 2014).
Hochgradige Schäden des umgebenden Weichgewebes, oder eine extensive Devaskularisation des Gewebes führen zu einer verringerten Immunantwort am Implantatinterface und ermöglichen eine leichtere Kolonisierung des Implantates und des Gewebes mit Bakterien (OCHSNER et al. 2014). Akute Infektionen sind meistens auf intra- oder perioperativ erworbene Infektionen mit hochvirulenten Keimen zurückzuführen (TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2005). Verzögerte oder so genannte low-grade Infektion sind zumeist auch intra- und perioperativ erworbene Infektionen, die sich aber auf Grund der niedrig virulenten Infektionskeime wie Koagulase-negative Staphylococcen erst verspätet manifestieren (TRAMPUZ u.
ZIMMERLI 2005). Neben der Infektion exogenen Ursprungs kann das Implantat auch durch eine hämatogene Absiedlung von Erregern infiziert werden (SENDI et al.
2011b). Ursächlich für die Implantatinfektion sind Entzündungen in anderen Bereichen des Körpers, von denen sich die Bakterien absiedeln, hämatogen streuen und am Implantat ideale Bedingungen für eine Neuansiedlung finden. (BERBARI et al. 2010, GUPTA et al. 2014, SENDI et al. 2011b, OCHSNER et al. 2014).
Infektionsursachen können Zahninfektionen, Hautinfektionen, aber auch Pneumonien
oder Harnwegsinfektionen sein (BERBARI et al. 2010, SENDI et al. 2011b, GUPTA et al. 2014, OCHSNER et al. 2014). In der frühen postoperativen Phase bis circa ein Jahr post OP überwiegt der Anteil der perioperativ erworbenen Infektionen, während danach der Anteil der hämatogenen Infektionen an Bedeutung gewinnt (OCHSNER et al. 2014).
Die Diagnose von periprothetischen Infektionen ist sehr anspruchsvoll (SCHMIDT et al. 2011). Insbesondere low-grade Infektionen lassen sich auf Grund fehlender oder unspezifischer Symptome oft schwer von einer aseptischen Lockerung unterscheiden (TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2008).
Durch die Kombination von verschiedenen diagnostischen Verfahren wird die Wahrscheinlichkeit eines Infektionsnachweises erhöht (OTTO-LAMBERTZ et al.
2017). Es handelt sich hierbei um eine Kombination aus mikrobiologischen, histopathologischen und bildgebenden Verfahren. Als Goldstandart gilt der mikrobielle Nachweis der Infektionserreger am Implantat durch Punktion des Gelenkes (BAUER et al. 2006). Problematisch sind Verunreinigungen der Probe oder antibiotische Vorbehandlung des Patienten, welche zu falsch positiven bzw.
negativen Ergebnissen führen können (ESPOSITO et al. 2009, FROMMELT 2004).
Wichtig ist hier die ausreichend lange Bebrütungszeit von 5-14 Tagen (PARVIZI u.
DELLA VALLE 2010). Labordiagnostische Verfahren werden meistens in Kombination miteinander verwendet und schließen die Bestimmung der Leukozytenzahl, die Höhe des C-reaktiven Proteins (CRP) und Interleukin-6 oder die Blutsenkungsgeschwindigkeit ein (OSMON et al. 2013, PARVIZI u. DELLA VALLE 2010, ETTINGER et al. 2015). Allerdings können gerade low-grade Infektionen hier unauffällige Befunde aufweisen (TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2008). Typische Befunde der radiologischen Diagnostik sind periimplantäre Osteolysen oder Lockerungs- säume, die aber bei low-grade Infektionen sehr gering ausgeprägt sein oder fehlen können (PARVIZI u. DELLA VALLE 2010, VASSO u. SCHIAVONE 2015, KALORE et al. 2011). Die Ultraschallbehandlung nach Entnahme des Implantates und anschließender mikrobieller Untersuchung kann dank der hohen Spezifität gut zum Erregernachweis dienen, besitzt aber eine geringere und in Abhängigkeit von der Studienlage wechselnde Sensitivität (VAN DIEK et al. 2017, TRAMPUZ et al. 2007).
Auf Grund der häufig fehlenden Symptome der low-grade Infektion, wird diese vor der OP häufig nicht erkannt und kann dadurch in der Revisions-OP zu erheblichen Problemen führen (VASSO u. SCHIAVONE 2015).
3.2. Epidemiologie von Implantatinfektionen
Der periprothetische Gelenkersatz, aber auch die Frakturversorgung sind ein häufiges Einsatzgebiet für Implantate in der humanmedizinischen orthopädischen Chirurgie (GARCIA et al. 2016, TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2006, STATISTISCHES BUNDESAMT 2018). Die Primärimplantationsraten im Bereich des periprothetischen Gelenkersatzes steigen jährlich an (STATISTISCHES BUNDESAMT 2018).
Beispielsweise betrug der Anstieg der Primärimplantationsrate von Knieendoprothesen im Zeitraum von 2005 (128.041 Implantationen pro Jahr) bis 2013 (142.704 Implantationen pro Jahr) circa 10 %. Die Implantationsrate von Schultertotalendoprothesen stieg im gleichen Zeitraum um 402 % (2005: 2321 und 2013: 11.649 Primärimplantationen pro Jahr). Gründe für die steigenden Primärimplantationsraten sind der demographische Wandel und der Anspruch auch im höheren Alter noch mit wenigen Einschränkungen mobil zu sein. Die Primärimplantationsrate von Endoprothesen ist bei älteren Patienten deutlich höher als bei jüngeren. Beispielsweise liegt die Primärimplantationsrate von Endoprothesen bei Patienten mit einem Alter über 65 Jahren bei circa 72 % (GARCIA et al. 2016).
Für Deutschland ist keine Studie bekannt, die den Anstieg der Primärimplantationen für die nächsten Jahre schätzt, aber KURTZ et al. (2007) rechnet in den USA bis 2030 mit einem Anstieg der Primärimplantationen von Hüft- bzw. Knieendoprothesen auf 572.000 bzw. 3,48 Millionen, welches einem Anstieg von 174 % bzw. 673 % entspricht. Folglich wird auch die Anzahl der Implantatinfektionen ansteigen.
Die Inzidenz von Implantatinfektionen in der Humanmedizin variiert stark. In Abhängigkeit von der Lokalisation wurden Infektionsinzidenzen bei periprothetischen Infektionen im Bereich von 0,5-7,5 % festgestellt (DALE et al. 2009, PHILLIPS et al.
2006, MORTAZAVI et al. 2010, SINGH et al. 2012, ACHERMANN et al. 2011, VOLOSHIN et al. 2011). Bei der Frakturversorgung wurde eine Inzidenz von 0,5-5 % ermittelt, die auf Grund des Kontaminationsrisikos bei offenen Frakturen bis zu 20 % erreichen kann (TRAMPUZ u. ZIMMERLI 2006, HULL et al. 2014). Neben der aseptischen Lockerung, z.B. durch Fremdkörperreaktionen, sind implantatassoziierte Infektionen mit circa 20 % Ursache einer notwendigen Revision und damit sowohl für den Patienten als auch für das Gesundheitssystem ein erhebliches Problem (KURTZ et al. 2005, BOZIC et al. 2009, BOZIC et al. 2010).
In der Veterinärmedizin werden Implantate in ähnlichen Funktionen verwendet wie im humanen Bereich. Die wichtigsten Einsatzgebiete sind im Gegensatz zur Humanmedizin nicht die Endoprothesen, sondern die Frakturversorgung, die Versorgung der Kreuzbandruptur durch z. B. durch eine Tibia Plateau Levelling Osteotomie (TPLO) oder Operationen an der Wirbelsäule (AUER u. WATKINS 1996, SMITH u. WRIGHT 2014, GOODRICH et al. 2014, ROSSIGNOL et al. 2016, ROUSH 2005, GATINEAU et al. 2011, PRATESI et al. 2015, AUGER et al. 2000). Es werden
vor allem Platten und Schrauben, aber auch externe Fixateure und intramedulläre Nägel eingesetzt (AUER u. WATKINS 1996, SMITH u. WRIGHT 2014, RIJKENHUIZEN et al. 2012, GOODRICH et al. 2014). Hüftimplantate werden vor allem beim Hund aber auch bei der Katze implantiert (FORSTER et al. 2012, LISKA 2010). Auch wenn Endoprothesen nicht den ähnlichen Stellenwert haben wie in der Humanmedizin, werden sie dennoch verwendet. Studien zu implantatassoziierten Infektionen sind in der Veterinärmedizin nur in geringem Umfang vorhanden (GOODRICH 2006). Der Fokus der durchgeführten Studien zu chirurgischen Infektionen wird in der Veterinärmedizin vor allem auf die postoperativen Wundinfektionen gelegt (YAP et al. 2015, WEESE 2008, VERWILGHEN u. SINGH 2015, TURK et al. 2015, NELSON 2011). Zu den tiefen postoperativen Wundinfektionen zählen auch die Implantatinfektionen (VERWILGHEN u. SINGH 2015, TURK et al. 2015). Als Gesamtinfektionsrate in der orthopädischen Kleintierchirurgie konnte TURK et al. (2015) einen Wert von 5,2 % ermitteln. 50 % dieser Infektionen waren implantatassoziiert. Besonders hervorzuheben ist die chirurgische Versorgung des Kreuzbandrisses mittels TPLO, die in diesem Bereich sehr gut beschrieben ist. Die Inzidenz für eine Implantatinfektionen nach erfolgter TPLO lag je nach Studie zwischen 3,8 % und 13,3 % (GATINEAU et al. 2011, PRATESI et al. 2015) und trägt damit im Bereich der Kleintiermedizin ein erhebliches Infektionsrisiko.
Risikofaktoren für die Entstehung einer Wund- bzw. Implantatinfektion sind in der Human- und Veterinärmedizin ähnlich (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017, TURK et al.
2015, NELSON 2011). Sie lassen sich in Vorerkrankungen des Patienten, operationsbedingte Faktoren und Implantat-abhängige Faktoren einteilen (OTTO- LAMBERTZ et al. 2017).
Vorerkrankungen, die das Infektionsrisiko des Patienten erhöhen, sind Diabetes, rheumatoide Arthritis und medikamentöse Therapien, wie beispielsweise eine Immunsuppression (KUNUTSOR et al. 2017, NELSON 2011, BERBARI et al. 2012, KUNUTSOR et al. 2017, NELSON 2011). Außerdem erhöhen Über- und Untergewicht, vorhandene Wundkontaminationen oder Infektionen an anderen Lokalisationen im Körper die Infektionsinzidenz (BERBARI et al. 2012, PULIDO et al.
2008, TANDE u. PATEL 2014, NELSON 2011, TURK et al. 2015, BERBARI et al.
2010, OCHSNER et al. 2014, PULIDO et al. 2008).
Operationsbedingte Risikofaktoren sind beispielsweise eine verlängerte OP-Zeit, ein narkosebedingter Abfall des Blutdrucks oder eine Hypothermie während der OP (KUNUTSOR et al. 2017, NAMBA et al. 2013, NELSON 2011, TURK et al. 2015, NELSON 2011). Drainagen oder eine verzögerte Wundheilung können die Inzidenz von implantatassoziierten Infektionen erhöhen (BERBARI et al. 2012, OTTO- LAMBERTZ et al. 2017). Ein verlängerter postoperativer Klinikaufenthalt beeinflusste
die Ausbildung einer postoperativen Wundinfektion zusätzlich negativ (NELSON 2011).
Implantate stellen grundsätzlich einen Risikofaktor dar (NELSON 2011, LENTINO 2003). Außerdem steigt das Infektionsrisiko mit zunehmender Anzahl an Operationen. Die Infektionsinzidenzen nach Revisionsoperationen sind beispiels- weise viel höher als die nach Primärimplantationen auf Grund von voraus- gegangenen Infektionen des Implantates (BERBARI et al. 2012, KUNUTSOR et al.
2017).
3.3. Erregerspektrum
Das Errgerspektrum von Implantatinfektionen im humanmedizinischen Bereich varriert in Abhänigkeit von der Studienlage, der Lokalisation des Implantates und der Menge der untersuchten Fälle (DAPUNT et al. 2016b, ARCIOLA et al. 2015, AGGARWAL et al. 2014, TANDE u. PATEL 2014)
Staphylococcus aureus und Staphylococcus epidermidis sind die beiden häufigsten Erreger von Implantatinfektionen in der orthopädischen Chirurgie (DAPUNT et al.
2016b, ARCIOLA et al. 2015). Zusammen sind sie zu ähnlichen Anteilen verantwortlich für bis zu zwei Drittel der Implantatinfektionen von Hüft- und Knieendoprothesen (DAPUNT et al. 2016b, ARCIOLA et al. 2015). In einer anderen Studie wurde Staphylococcus aureus allein als Infektionserreger von Hüft- und Knieinfektionen in circa 40 % der Fälle diagnostiziert (ARCIOLA et al. 2015).
Pseudomonas aeruginosa kann in bis zu in 15 % der Fälle ursächliches Pathogen sein und Streptococcen in circa 9 % der Implantatinfektionen (DAPUNT et al. 2016b).
Polymikrobielle Infektionen können bis zu 15 % der Implantatinfektionen bedingen (ARCIOLA et al. 2015). Enterococcus spp. kann in bis zu 10 % der Implantat- infektionen detektiert werden (DAPUNT et al. 2016b). Vor allem bei Hüftendo- prothesen wird Escherichia coli in bis zu 10% der Infektionen diagnostiziert (ARCIOLA et al. 2015).
Infektionen von Schulter- und Ellenbogenendoprothesen zeigten ein geringgradig unterschiedliches Keimspektrum. Staphylococcus aureus und Koalgluase-negative Staphylococcen waren auch hier die Hauptinfektionserreger (TANDE u. PATEL 2014). Cutibacterium acnes, ein anaerobes Bakterium, welches in den Talgdrüsen der Haarfollikel vor allem in der Achselhöhle lebt, war verantwortlich für bis zu 24 % der Schulterprotheseninfektionen (PERRY u. LAMBERT 2006, TANDE u. PATEL 2014).
Hämatogene Infektionen haben ihren Ursprung in einem anderen Infektionsherd und entstehen durch Bakteriämien (OCHSNER et al. 2014). Infektionserreger waren in diesem Fall häufig Staphylococcus aureus durch beispielsweise Hautinfektion,
Salmonellen aus dem Gastrointestinaltrakt oder Escherichia coli auf Grund von Harnwegsinfektionen (SENDI et al. 2011b, GUPTA et al. 2014, OCHSNER et al.
2014).
Für den veterinärmedizinischen Bereich analysierte TURK et al. (2015) das Vorkommen von postoperativen Wundinfektionen bei Hunden (n=846) bis zu einem Zeitraum von 45 Wochen postoperativ (siehe Abbildung 1). Dabei stellte er als Erreger in circa 58 % der Infektionen Staphylococcus pseudointermedius fest. Dieser zeigte in 47,4 % der untersuchten Fälle Methicillin-Resistenzen. Methicillin resistente Staphylococcus aureus waren zu 15,8 % Erreger einer Infektion. Enterococccus spp.
wurden in circa 11 % der Wundinfektionen isoliert. Klebsiellen, Pasteurella spp. und Streptococcus spp. wurden zu jeweils 5 % als ursächliche Keime nachgewiesen (TURK et al. 2015). In einer anderen Studie wurde aus postoperativen Wundinfektionen Staphylococcus pseudointermdius mit einem Anteil von 46 % isoliert, beta-hämolysierende Streptococcen in 24 % und Staphylococcus aureus in 8 % der Infektionen isoliert. Escherichia coli wurde mit einem Anteil von 11 % und Pasteurella multocida mit einem Anteil von 3 % isoliert. Weniger häufige Erreger waren Proteus mirabilis mit 2 %, Pseudomonas aeruginosa mit 2 % und Staphylococcus schleiferi coagulans zu 4 % (WINDAHL et al. 2015).
Abbildung 1: Infektionserreger von postoperativen Wundinfektionen in der Veterinärmedizin.
Diese Abbildung wurde nach den Angaben in TURK et al. (2015) erstellt.
Auch wenn gramnegative Erreger in ihrer Wichtigkeit nicht unterschätzt werden dürfen, nehmen Staphylococcen als am häufigsten isolierte Erreger von implantatassoziierten Infektionen den größten Stellenwert ein (ARCIOLA et al. 2015, DAPUNT et al. 2016b, TURK et al. 2015). Auf Grund ihres Biofilmbildungsvermögens und der häufig vorkommenden Antibiotikaresistenzen sind sie eine besondere Herausforderung für die Therapie von implantatassoziierten Infektionen (IZANO et al.
2008, MÜHLHOFER et al. 2017, SHEEHY et al. 2010).
3.4. Entstehung einer Implantatinfektion
Eine Implantatinfektion entsteht dann, wenn Bakterien die Implantatoberfläche kolonisieren und dadurch im Körper eine Entzündungsreaktion auslösen (WAGNER u. HÄNSCH 2017). Die Menge an Bakterien, welche notwendig ist, um eine Infektion am Ort des Geschehens hervorzurufen, ist bei dem Vorhandensein eines Implantates deutlich geringer als ohne Implantat, wie eine Studie in einem Meerschwein-Infektionsmodell mit einem subkutanen Implantat zeigte (ZIMMERLI et al. 1982). Eine 100.000-fache geringere Infektionskonzentration war ausreichend, um in dieser Studie bei Vorhandensein eines Implantates eine Infektion mit Staphylococcus aureus hervorzurufen.
GRISTINA (1987) postulierte die Theorie des „Race for the Surface“. Die Entscheidung, ob eine Infektion entsteht oder nicht, hängt nach dieser Theorie davon ab, ob körpereigene oder Bakterienzellen zuerst das Implantat besiedeln. Mit der Anhaftung und Kolonisierung der Oberfläche geben sie der anderen Zellspezies keine Möglichkeit für eine Anlagerung auf der Implantatoberfläche. In Abhängigkeit von der Zellspezies (eukaryotische Zellen oder Bakterien), welche die Implantatoberfläche als erstes kolonisiert, entsteht eine Implantatinfektion oder wird verhindert. Sie postuliert, dass eine Oberfläche, auf der sich eukaryotische Zellen optimal anlagern können, eine Möglichkeit sein kann, um die Entstehung einer Implantatinfektion zu verhindern. Dieses Modell bezieht die Biokompatibilität und Gewebeintegration von Implantaten in den Körper mit ein und kann als Theorie auf die Erforschung und Wirksamkeitsprüfung von bakterienabweisenden Oberflächen angewendet werden (GALLO et al. 2014).
Ein anderer wesentlicher Aspekt ist die Möglichkeit von verschiedenen Bakterienspezies, nach der Anlagerung und Vermehrung einen Biofilm auf Implantatoberflächen zu bilden (DAVIES 2003). Bakterien können sich durch diesen Biofilm vor der Abtötung durch körpereigene und therapeutische Strategien schützen (DAVIES 2003, FUENTE-NUNEZ et al. 2013). Um zu verstehen, warum durch Biofilmbildung Probleme bei der Therapie vom implantatassoziierten Infektionen entstehen und welche Forschungsansätze vielversprechend für die Bekämpfung der Biofilmbildung sind, wird in den folgenden Abschnitten die Bildung von Biofilm erklärt und auf die Mechanismen eingegangen, die den Biofilm resistenter gegenüber einer antimikrobiellen Therapie machen.
3.4.1. Die Bildung von Biofilm auf der Implantatoberfläche
Als Biofilm wird eine Masse aus Bakterien und hydrierter extrazellulärer Matrix definiert, welche fest auf einer Grenzfläche zweier Aggregatzustände haften, was in
vielen Fällen eine feste Oberfläche in einer flüssigen Umgebung ist (FLEMMING u.
WINGENDER 2010). Mehr als 80 % der chronischen bakteriellen Infektionen entstehen durch Biofilmbildung (COSTERTON et al. 1999). Diese wird initialisiert als Antwort auf eine negative Änderung von Umweltfaktoren (JEFFERSON 2004) und kann beispielsweise durch die Exposition von subinhibitorischen antimikrobiellen Substanzen entstehen (KAPLAN 2011).
Die Bildung von Biofilm erfolgt in fünf Phasen (DAVIES 2003). Diese Phasen sind in Abbildung 2 graphisch dargestellt.
In der ersten Phase kommt es zu einer reversiblen Anlagerung der Bakterien an die Implantatoberfläche (DAVIES 2003). Auf den Transport und die reversible Anlagerung von Bakterien an das Implantat haben physikalische Kräfte, wie Gravitations- und Scherkräfte des Mediums sowie van der Waals Kräfte einen Einfluss (KATSIKOGIANNI u. MISSIRLIS 2004, GOTTENBOS et al. 2000). Daneben sind auch chemische Bindungen, hydrophobe Interaktionen und Chemo- oder Haptotaxis von Bedeutung für die Anlagerung der Bakterien (MAYER et al. 1999, KIROV 2003). Die Anlagerungskapazität der Bakterien an das Implantat ist abhängig von den Eigenschaften der Oberfläche, aber auch vom pH-Wert, der Umgebungs- temperatur, der Expositionszeit und der Bakterienkonzentration, sowie dem (Nicht-) Vorhandensein von antimikrobiellen Substanzen (SONG et al. 2015, BUNT et al.
1993, KATSIKOGIANNI u. MISSIRLIS 2004, SCHIERHOLZ et al. 2000).
In der zweiten Phase binden sich die Bakterien fest an die Implantatoberfläche (KATSIKOGIANNI u. MISSIRLIS 2004). Dieser Prozess kann auf zwei Wegen stattfinden: Durch die Anhaftung auf der Implantatoberfläche über Zellfortsätze und Adhäsine oder durch die spezifische Bindung von körpereigenen Proteinen auf der Implantatoberfläche (MCKENNEY et al. 1998, CRAMTON et al. 1999, VAN HOUDT u. MICHIELS 2005, ARCIOLA et al. 2004, FOWLER et al. 2000, HERRMANN et al.
1988).
In der dritten Phase der Biofilmbildung kommt es zu einer deutlichen Vermehrung der Zellen auf der Implantatoberfläche und zu einer Bildung von multiplen Zelllayern (SPEZIALE et al. 2009). Dadurch erfolgt die Bildung einer stabilen Mikrokolonie, welche die Grundlage für die Biofilmreifung darstellt (VEERACHAMY et al. 2014, SRIRAMULU et al. 2005).
Nach der Bildung von multiplen Zellschichten erfolgt in der vierten Phase eine weitere Vermehrung von Bakterien und die Reifung des Biofilms über die die Bildung von extrazellulärer Polymer-Substanz (EPS) (FLEMMING u. WINGENDER 2010).
Bei der Reifung des Biofilms werden hunderte von Genen aktiviert (TAYLOR et al.
2014, WHITELEY et al. 2001). Dadurch verändern die Bakterien ihre Lebensweise von einer planktonischen, freischwimmenden in eine sessile Form (GARRETT et al.
2008). Diese sessile Form ist durch eine geringere metabolische Aktivität, sowie einer verringerten Teilungs- und Wachstumsrate gekennzeichnet (WOOD et al. 2013,
MEISSNER et al. 2013).
In der fünften Phase erfolgt die Abgabe von einzelnen, plankonischen Bakterien aus dem Biofilm in die Umgebung, was zu einer Absiedlung von Bakterien in einen anderen Körperteil und dadurch zu einer neuen Infektion führen kann (VEERACHAMY et al. 2014). Diese Ablösung ist eine Antwort auf Änderungen der Umwelt, wie einem Über- oder Unterangebot an Nährstoffen (SAUER et al. 2004).
In einem Biofilm bilden sich verschiedene Mikroökosysteme aus, welche durch speziell darauf angepasste Subpopulationen oder Stämme besiedelt werden (DAVIES 2003). Ein Einfluss auf das innere Milieu des Biofilms haben verschiedene Faktoren, wie die Nähe zu Wasserkanälen, die Verfügbarkeit von Nährstoffen und Sauerstoff oder der pH-Wert (MARTINELLI et al. 2002). Die Versorgungs- bedingungen haben also auch einen wichtigen Einfluss auf die Wachstums- und Teilungsraten der Subpopulationen in einem Biofilm.
Viele Biofilme bestehen zu über 90 % aus EPS, welche zum größten Teil von den Mikroorgansimen selbst produziert wird. Sie besteht aus Polysacchariden, Proteinen, Nukleinsäuren und Lipiden (FLEMMING u. WINGENDER 2010). Diese sorgen für die mechanische Stabilität, die Adhäsion an die Oberfläche oder für die interzelluläre Adhäsion und bilden daher ein dreidimensionales Grundgerüst, welches die Zellen untereinander verbindet und immobilisiert (FLEMMING u. WINGENDER 2010, MCKENNY et al. 1998, CRAMTON et al. 1999, LASA u. PENADES 2006, OTZEN u.
NIELSEN 2008). Die Zusammensetzung der EPS variiert in Abhängigkeit der Spezies sowie des Stammes und in Abhängigkeit von äußeren Einflüssen (FLEMMING et al. 2007). Extrazelluläre DNA (eDNA) ist in Staphylococcus aureus Biofilmen eine wichtige Komponente (IZANO et al. 2008). Sie wird von den Bakterien selbst produziert oder entsteht durch Zelllyse (THOMAS et al. 2008, ALLESEN- HOLM et al. 2006). eDNA stabilisiert die EPS, ist aber auch für Genetransfermechanismen verantwortlich, wodurch Resistenzgene zwischen verschiedenen Bakterienstämmen oder -spezies übertragen werden können (SAVAGE et al. 2013).
Abbildung 2: Die fünf Phasen der Biofilmbildung.
Die Abbildung ist adaptiert nach DAVIES (2003).
3.4.2. Resistenzmechanismen planktonischer und sessiler Bakterien
Resistenzmechanismen sind ein häufiger Grund für das Versagen von antimikrobieller Therapie (DAVIES 2003). Sie werden unterteilt in eine zelluläre und eine Gemeinschaftsresistenz (PENESYAN et al. 2015). Des Weiteren können sie die Immunantwort des Wirtes beeinflussen (THURLOW et al. 2011, HANKE u. KIELIAN 2012, WATTERS et al. 2016).
Die Gemeinschaftsresistenz ist ein adaptiver Resistenzmechanismus im Biofilm, welcher durch Umweltfaktoren oder Wachstumskonditionen entsteht (TAYLOR et al.
2014). Beispielsweise können Biofilmbakterien zusätzliche antimikrobielle Resistenz erlangen, die bis zu 1000-fach höher ist als die ihrer planktonischen Gegenstücke (FUENTE-NUNEZ et al. 2013). Vor allem die Zellen tief im Biofilm zeigen verringerte Wachstums- und Teilungsraten (WOOD et al. 2013, MEISSNER et al. 2013, DAVIES 2003, STERNBERG et al. 1999). Da viele antimikrobielle Substanzen genau diese bakteriellen Prozesse angreifen, haben sie auf Biofilme eine deutlich verringerte Wirkung. Die produzierte Biofilmmatrix dient als Diffusionsbarriere, wodurch Antibiotika schwerer den Biofilm durchdringen können (HUANG et al. 1995, CAMPANAC et al. 2002). Bakterien in einem Biofilm bilden verschiedene zusätzliche Schutzfaktoren, wie Multidrug Efflux Pumpen (PAULSEN 2003, SOTO 2013). Diese spielen eine Rolle in der erhöhten Resistenz gegenüber Antibiotika und antimikrobiellen Wirkstoffen (FUENTE-NUNEZ et al. 2013).
Das Vorhandensein von Persister Bakterien ist ein weiterer Grund für antimikrobielle Resistenzen von Bakterien (WOOD et al. 2013). Bei der Vermehrung der Bakterien können sie bis zu 1 % der Gesamtpopulation ausmachen (LEWIS 2006). Diese Subpopulation des Inokulums ist metabolisch inaktiv und ruht. Dadurch können sie
schlecht durch antimikrobielle Substanzen behandelt werden und bilden einen Herd für rekurrierende und chronische Infektionen (LEWIS 2010).
Zelluläre Resistenzen entstehen durch die Mutation oder den Transfer von Genen (TAYLOR et al. 2014, WRIGHT 2007). Über verschiedene Mechanismen werden die Bakterien resistent gegenüber antimikrobiellen Stoffen (PAULSEN 2003, SOTO 2013).
Die Bildung von so genannten „Small Colony Variants“ ist eine phänotypische Änderung in der exponentiellen Wachstumsphase der Bakterien (EDWARDS 2012).
Sie kommen bei verschiedenen Spezies vor, wie Staphylococcus aureus, Pseudomonas aeruginosa oder Escherichia coli (KAHL 2014). Sie sind gekennzeichnet durch eine kleinere Koloniegröße auf normalen Agarplatten und der herabgesetzten Pigmentation sowie Hämolyse der Kolonien (PROCTOR et al. 2006).
Das Auftreten von „Small Colony Variants“ wurde vor allem nach Exposition von selektiven Wachstumskonditionen, wie einer Antibiotikagabe beschrieben (OCHSNER et al. 2014). „Small Colony Variants“ sind häufig resistent gegenüber Antibiotika oder Desinfektionsmitteln (OCHSNER et al. 2014). Diese Eigenschaften führen zu einer erhöhten Erregerpersistenz, weshalb diese Keime schwer zu behandeln sind und mit chronischen und persistierenden Infektionen in Verbindung gebracht werden (PROCTOR et al. 2006). Oft ist bei dem Auftreten von „Small Colony Variants“ ein radikales Therapiemanagement mit mehreren Operationen und langen Antibiotikabehandlungen erforderlich (OCHSNER et al. 2014).
Bakterien im Biofilm können zudem die Immunantwort des betroffenen Patienten beeinflussen (THURLOW et al. 2011, HANKE u. KIELIAN 2012, WATTERS et al.
2016). Ein reifer Biofilm auf der Implantatoberfläche kann vom Immunsystem schlechter eliminiert werden als planktonische Bakterien (LEID et al. 2002). Das liegt unter anderem an verschiedenen Schutz- und Eversionsmechanismen, die den Biofilm vor der Elimination durch Immunzellen schützen (THURLOW et al. 2011, GÜNTHER at al 2009, WATTERS et al. 2016). Einige dieser Mechanismen sind im folgenden Abschnitt kurz erläutert.
Der reife Biofilm beeinflusst die Phagozytosefähigkeit der Leukozyten. Immunzellen können schlechter in den Biofilm eindringen und deren Phagozytoseaktivität wird reduziert (THURLOW et al. 2011, GÜNTHER et al. 2009).
Staphylococcus aureus Biofilme können die natürliche Immunantwort durch die Reduktion des proinflammatorischen Milieus absenken, weil sie die Produktion proinflammatorischer Zytokine modellieren (THURLOW et al. 2011). Diese Modulation führt zu einer Differenzierung von proinflammatorischen in antiinflammatorische Makrophagen und zu einer fibrösen Abkapselung des Biofilms (HANKE u. KIELIAN 2012). Diese Abkapselung verstärkt die Resistenzmechanismen
des Biofilms noch und führt dazu, dass antimikrobielle Wirkstoffe oder Immunzellen diesen schlechter erreichen können (HANKE u. KIELIAN 2012).
Exopolysaccharide der EPS können die Aktivität von Toll-like-Rezeptoren reduzieren, über welche Bakterien erkannt werden oder sie setzen die Aktivität der PMN herab (WATTERS et al. 2016). Andere Exopolysaccharide stimulieren wiederum die Immunantwort, was zu einer Gewebedestruktion führt und in postoperativen Wundinfektionen eine ideale Umgebung für das Wachstum und die Vermehrung der Bakterien schafft (WATTERS et al. 2016).
3.5. Histopathologische Reaktion des Gewebes auf eine Infektion
Die Immunantwort spielt bei der Integration und späteren Stabilität des Implantates eine wichtige Rolle. Daher ist es von großer Bedeutung die pathologischen Veränderungen zu verstehen, die durch die Infektion des Implantates und Biofilmbildung auf der Oberfläche entstehen. Daher wird im folgenden Abschnitt die Immunantwort auf ein steriles und infiziertes Implantat erklärt, sowie auf einige Eversionsmechanismen von Bakterien im Biofilm eingegangen.
3.5.1. Immun- und Fremdkörperreaktion auf ein steriles Implantat
Durch das Einbringen eines Implantates in einen knöchernen Bereich entsteht im betreffenden Bereich ein zellulärer Gewebeschaden. Blutungen und das Austreten von Gewebeflüssigkeit sind die Folge (YU et al. 2015). Das Implantat wird nach dem Einbringen sofort von Blut- und Gewebeflüssigkeit überzogen, dem so genannten
„Conditioning Film“ (GOTTENBOS et al. 2002). Dieser enthält unter anderem Thrombin und Fibrin (HIGGINS et al. 2009). Nach Aggregation und Aktivierung bildet sich ein Fibrin-Thrombin-Netz aus (SCHMIDT et al. 2009). Diese proinflammatorische Oberfläche lockt Zellen des Immunsystems an die Implantatoberfläche. Die ersten Zellen sind neutrophile oder polymorphkernige Granulozyten (PMN), die die Phagozytose von Geweberesten übernehmen (YU et al.
2015, SHEIKH et al. 2015). PMN sezernieren proteolytische Enzyme und reaktive Sauerstoffspezies, um die eingedrungenen Fremdkörper, in diesem Fall das Implantat, abzutöten und anschließend zu phagozytieren (DAPUNT et al. 2016a, FRANZ et al. 2011). Dieser Prozess kann zu einer Gewebeschädigung führen (FRANZ et al. 2011). Die PMN sezernieren außerdem proinflammatorische Zytokine und Chemokine, welche weitere Immunzellen anlocken (ROCHFORD et al. 2016).
Die dabei angelockten Monozyten spielen eine kritische Rolle in der Wundheilung und Geweberegeneration (FRANZ et al. 2011). Sie differenzieren sich in
Makrophagen (SPILLER et al. 2014). Diese neuen Makrophagen phagozytieren die Gewebereste und produzieren Chemokine, wodurch weitere Immunzellen angelockt werden (FRANZ et al. 2011, BROUGHTON et al. 2006). Die angelockten Immunzellen sezernieren Interleukine, welche bewirken, dass die Makrophagen die Gewebeheilung einleiten. Dabei wird das proinflammatorische in ein antiinflammatorisches Milieu umgewandelt, welches die Wundheilung verbessert (STEIN et al. 1992). Makrophagen sezernieren Enzyme und Zytokine, die eine Reorganisation des Gewebes bewirken und Fibroblasten anlocken sowie deren Proliferation fördern (BROUGHTON et al. 2006). Fibroblasten produzieren Kollagen und extrazelluläre Matrix um das Implantat (DARBY et al. 2014). Im weiteren Heilungsverlauf wird dieses Gewebe vaskularisiert und Osteoblasten wandern ein, die neues Knochengewebe bilden (KUZYK u. SCHEMITSCH 2011). Die Entzündungsphasen sollten nicht als ein streng chronologischer Prozess betrachtet werden, weil sich die pathophysiologischen Vorgänge überschneiden und ineinander übergehen (SILVA 2011).
Kommt es zu einer Fremdkörperreaktion auf das sterile Implantat, wird der Prozess der Remodellierung und der Wundheilung unterbrochen und die chronische Entzündung fortgesetzt (LICKORISH et al. 2004). Die vorhandenen Makrophagen versuchen weiterhin das Implantat durch Phagozytose, die Sekretion von Enzymen und der Produktion von reaktiven Spezies zu entfernen (BAKER et al. 2014). Die chronische Entzündungsreaktion persistiert (LICKORISH et al. 2004). Da es sich bei dem Implantat um einen Fremdkörper handelt, der durch die Makrophagen nicht entfernt werden kann, fusionieren die Makrophagen zu Fremdkörperriesenzellen (YU et al. 2015, YANG et al. 2014). Dieser Prozess wird auch „frustrierte Phagozytose“
genannt (KZHYSHKOWSKA et al. 2015). Fremdkörperriesenzellen fördern die Einwanderung von Fibroblasten zum Implantat, die Kollagen um das Implantat ausscheiden (BAKKER et al. 1988). Es kommt zur Bildung von Granulationsgewebe.
Über einen längeren Zeitraum bildet sich eine Kapsel um das Implantat, welche als Hauptmerkmal der Fremdkörperreaktion angesehen wird. Durch die Bildung der Kapsel und die daraus resultierende mangelnde Einheilung in den Knochen, verliert auch das Implantat seine Funktion und es kommt zur aseptischen Lockerung (BAKKER et al. 1988).
3.5.2. Immunantwort bei einer bakteriellen Infektion
Die Bildung des „Conditioning Films“, also die Anlagerung von Blut- und Gewebe- proteinen auf der Implantatoberfläche bildet ideale Voraussetzungen für die Absiedlung von Bakterien in diesen Bereich (YU et al. 2015). Das gebildete Fibrin- Thrombin-Netz erleichtert die initiale Infektion (GOTTENBOS et al. 2002). Durch die
Zerstörung der natürlichen Hautbarriere und der inerten Oberfläche des Implantates können Bakterien leichter einwandern und sich gut anlagern (WAGNER u. HÄNSCH 2017). Dadurch ist eine geringere initiale bakterielle Inokulationsdosis ist für das Auslösen einer Infektion bei Vorhandensein eines Implantates notwendig als ohne Implantat (ZIMMERLI et al. 1982). Ein starker Gewebeschaden oder eine ausgedehnte Nekrose fördern das Überleben der Bakterien in der Wunde (ROCHFORD et al. 2012, SCHLEGEL u. PERREN 2006, ARENS et al. 1999).
Durch das Vorhandensein des Implantates, aber auch durch den infektiösen Stimulus der Bakterien, kommt es zu einem massiven Einwandern von Immunzellen an den Infektionsort. Die ersten Zellen sind PMN (WAGNER u. HÄNSCH 2017). Sie setzen proinflammatorische Zytokine und Chemokine frei, die das proinflammatorische Milieu begünstigen und PMN, Makrophagen, aber auch andere Immunzellen, wie T-Lymphozyten anlocken (ROCHFORD et al. 2016, DAPUNT et al.
2014, WAGNER et al. 2008). Die PMN erkennen Lipopolysaccharide, Pathogen- assoziierte und mikrobiell-assoziierte molekulare Muster der Bakterien über Toll-like- Rezeptoren und werden dadurch aktiviert (OZINSKY et al. 2000, MEDZHITOV u.
JANEWAY 2002). Sollte es den PMN nicht möglich sein die Bakterien durch Phagozytose zu eliminieren, kommt es zur Freisetzung von proteolytischen Enzymen, um die Bakterien abzutöten (ARCIOLA 2010). Dadurch wird das proinflammatorische Milieu aufrechterhalten und das Gewebe um das Implantat wird zerstört (ARCIOLA 2010, DAPUNT et al. 2016a). Auch Osteoklasten zerstören den Knochen durch die Lyse der Knochensubstanz (WAGNER u. HÄNSCH 2017, GAIDA et al. 2012). Die Eliminierung des Biofilms ist nicht unbedingt von der Anzahl der PMN abhängig, sondern von der Stärke der Immunantwort durch die oxidative Aktivität der PMN (NGUYEN et al. 2013).
Bakterien besitzen die Möglichkeit, die Antwort der Zellen auf die Infektion zu modellieren. Staphylococcus aureus konnte in vitro die Differenzierung in proinflammatorische Makrophagen fördern (TROUILLET-ASSANT et al. 2015). Diese Makrophagen förderten die Differenzierung und Resorptionskapazität von Osteoklasten in einem in vitro Infektionsmodell, wodurch der Knochen stärker abgebaut wird. Staphylococcus aureus konnte die Knochenresorptionskapazität der Osteoklasten auch durch eine Förderung der Zellfusion erhöhen (TROUILLET- ASSANT et al. 2015). In Biopsien von Osteomyelitis Patienten wurde eine Korrelation der Anzahl von PMN und Osteoklasten im Cortex festgestellt. (GAIDA et al. 2012).
Eine Persistenz des proinflammatorischen Milieus, welches durch Immunzellen aufrechterhalten wird, fördert folglich die Lyse von Knochenmatrix durch Osteoklasten (DAPUNT et al. 2016a). Das lysierte Knochengewebe wird durch fibrotisches Material ersetzt, bis wieder neuer Knochen gebildet wird (CYTEVAL 2016, TRINDADE et al. 2016).
3.6. Therapiestrategien von Implantatinfektionen
Bei der Entscheidung für ein Therapiekonzept ist die genaue Einordnung der Symptome wichtig, um festzustellen, ob es sich um eine akute oder chronische Infektion handelt (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017). Entscheidend ist auch, ob die Funktion des Implantates erhalten ist (OCHSNER et al. 2014, OTTO-LAMBERTZ et al. 2017).
Bei humanmedizinischen Endoprothesen ist ein prothesenerhaltender Therapie- versuch gerechtfertigt, wenn eine akute Infektion vorliegt, das Implantat fest im Knochen sitzt, das Weichteilgewebe intakt ist und die Erreger gut therapierbar sind (OSMON et al. 2013, PARVIZI et al. 2013, PARVIZI u. DELLA VALLE 2010). In diesem Fall kann operativ ein umfassendes chirurgisches Debridement erfolgen und wenn möglich der Austausch von nicht fest im Knochen verankerten Prothesenteilen, um eine maximale Keimreduktion zu erreichen. Diese Operationstechnik kann mehrfach wiederholt werden (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017).
Wichtig ist die zusätzliche Therapie mit einem knochengängigen und gut bioverfügbaren Antibiotikum, auf das der Keim sensibel reagiert (OCHSNER et al.
2014). Bei grampositiven Biofilm- bildenden Keimen kann zusätzlich Rifampicin gegeben werden (KÖNIG et al. 2001). Intravenös sollte die Therapie begonnen werden und bei gutem Ansprechen oral über zwei bis sechs Wochen, bei Bedarf sogar bis zu maximal drei Monate weitergeführt werden (OSMON et al. 2013).
Bei chronischen Infektionen mit Symptomen ab drei bis vier Wochen nach der Implantation ist die Therapie mit Antibiotika, wie beispielsweise Rifampicin, sehr schwierig und nicht unbedingt erfolgversprechend (REITER et al. 2012). Deshalb sollte hier ein ein- oder zweizeitiger Prothesenwechsel erfolgen (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017).
Es sollte immer eine gezielte antimikrobielle Therapie nach Resistenztest erfolgen, die ausreichend lange fortgesetzt wird (OCHSNER et al. 2014, OTTO-LAMBERTZ et al. 2017). Antibiotika sollten gut bioverfügbar, knochengängig und Biofilm- penetrierend sein (OTTO-LAMBERTZ et al. 2017). Die Biofilmpenetrationsfähigkeit ist dabei abhängig vom Erreger (DAROUICHE et al. 1994, JEFFERSON et al. 2005, RODRIGUEZ-MARTINEZ et al. 2007, SINGH et al. 2010). Gut biofilmgängige Antibiotika sind beispielsweise Cirpofloxacin, Levofloxacin, Fosfomycin bei Escherichia coli- Biofilmen und Vancomycin bei Staphylococcus epidermidis- Biofilmen (RODRIGUEZ-MARTINEZ et al. 2007, SINGH et al. 2010, JEFFERSON et al. 2005). Rifampicin kann Biofilme von Staphylococcus aureus gut penetrieren, allerdings gibt es schon erste Resistenzen gegen dieses Antibiotikum (GREIMEL et al. 2017, KÖNIG et al. 2001 und REITER et al. 2012). Im veterinärmedizinischen Bereich ist Rifampicin für die Behandlung von nicht- Lebensmittel liefernden Tieren zugelassen. Allerdings sind im Moment in Deutschland keine Tierarzneimittel zugelassen, die Rifampicin enthalten (VETIDATA 2018c). Für Levofloxacin,
Vancomycin und Fosfomycin gilt die gleiche Situation und für den Einsatz dieser Antibiotika müssen daher humanmedizinische Arzneimittel umgewidmet werden (VETIDATA 2018a, 2018b, 2018d). Da die zunehmende Anzahl an Resistenzen ein großes Problem darstellt, muss zusätzlich nach alternativen Methoden zur Reduktion von Implantatinfektionen gesucht werden.
3.7. Innovative Oberflächenmodifikationen für die Reduktion von implantatassoziierten Infektionen
Die Modifikation von Implantatoberflächen kann eine Möglichkeit sein, um Infektionen präventiv zu bekämpfen (GALLO et al. 2014, ROMANO et al. 2015). Vor ihrer klinischen Anwendung muss die antiinfektive Wirkung in vitro und in vivo nachgewiesen sein (DIEFENBECK et al. 2016). Neue Oberflächenmodifikationen müssen neben der antiinfektiven Wirkung auch biokompatibel und ohne Nebenwirkungen sein (GALLO et al. 2014, ROMANO et al. 2015). Sie sollten eine hohe mechanische Stabilität besitzen, um den mechanischen Stress während und nach der Operation auszuhalten (GALLO et al. 2014). Vor allem in der Endoprothetik spielt die Dauerstabilität des Implantates postoperativ eine wichtige Rolle. Deshalb sollte für diese Implantate ein Ansatz gewählt werden, der Bakterien schadet oder deren Anhaftung verhindert, aber die Anlagerung von körpereigenen Zellen nicht hemmt, sondern diese im Idealfall sogar fördert (GALLO et al. 2014). Im Hinblick auf hämatogene Infektionen ist ein langanhaltender antiinfektiver Effekt wichtig (CORVEC et al. 2012).
Bei der Wirkungsweise wird unterschieden zwischen antiadhäsiven bzw.
antiadsorptiven Oberflächen, die die initiale Adhäsion von Bakterien hemmen, und antibakteriellen Oberflächen, die die Bakterien bei Kontakt abtöten. Des Weiteren kann zwischen mono- und multifunktionalen Oberflächen oder so genannten
„smarten Coatings“, unterschieden werden (GALLO et al. 2014).
3.7.1. Antibakterielle Oberflächenmodifikationen
Oberflächenbeschichtungen, die darauf abzielen Bakterien abtöten, lassen sich in anorganische oder organische Oberflächenbeschichtungen einteilen (GALLO et al.
2014).
Die Modifikation von Implantatoberflächen mit anorganische Materialien umfasst die Beschichtung mit Silber, Kupfer- und Zink-Ionen oder mit Magnesium (CHENG et al.
2014, FUNAO et al. 2016, BRAISSANT et al. 2015, CHAI et al. 2011, PETRINI et al.
2006, QIN et al. 2015, ZENG et al. 2013). Die Beschichtungen wirken über die
Freisetzung von Kationen, die in die Zellatmung, Zellteilung oder Zellmembranformation eingreifen und dadurch die Zellen abtöten (LEMIRE et al.
2013). Bei der Beschichtung mit Metallionen muss bedacht werden, dass diese ab einer bestimmten Konzentration zytotoxisch auch auf eukaryotische Zellen wirken.
Das gilt vor allem für Kupfer und Zink, aber auch für Silber (HODGKINSON u.
PETRIS 2012, MIJNENDONCKX et al. 2013, PETRINI et al. 2006). Bakterien sind außerdem in der Lage, Resistenzen gegen Metallionen auszubilden (SILVER 2003).
Einige Silberbeschichtungen sind bereits erhältlich und können bei Bedarf hergestellt werden (ROMANO et al. 2015). Magnesium hat in vitro ebenfalls eine antibakterielle Wirkung gezeigt, die in einigen in vivo Studien bestätigt wurde (QIN et al. 2015, ZENG et al. 2013). ZENG et al. (2013) implantierte Magnesiumgranula in die Kaninchentibia und QIN et al. (2015) untersuchte die Wirkung eines Magnesium- Neodym-Zink-Zirconium-Kirschner Drahtes im Rattenfemur mit artifizieller Staphylococcus aureus Infektion. In beiden Studien wurde eine Reduktion der KBE/Knochen in der Magnesiumgruppe im Vergleich zu der Kontrollgruppe festgestellt. Eine andere Studie zeigte allerdings keinen antibakteriellen Effekt durch Magnesium in einem in vivo Maus-Modell, in dem die Implantate subkutan eingebracht und mit Staphyloccocus aureus infiziert wurden (RAHIM et al. 2016).
Neben Metallen werden auch organische Verbindungen für antibakterielle Oberflächenbeschichtungen eingesetzt. Organisch gekoppelte Substanzen können antimikrobielle Peptide oder Antibiotika sein. Diese Substanzen werden entweder durch ein Linkermolekül, wie beispielsweise Poly-DL-Lactid oder Polyetherether- ketone, kovalent an die Oberfläche gebunden oder direkt auf die Oberfläche aufgesprüht (VESTER et al. 2010, DAROUICHE 2007, DIEFENBECK et al. 2016).
Verschiedene Antibiotika können so an die Oberfläche gekoppelt werden (DIEFENBECK et al. 2016, DAROUICHE 2007, VESTER et al. 2010). Studien haben bereits die Wirksamkeit von mit Antibiotika beschichteten Implantaten bestätigt.
Getestete Antibiotika waren beispielsweise Vancomycin, Rifampicin, Ciprofloxacin oder Gentamycin (ANTOCI et al. 2007, DAROUICHE 2007, CASTRO et al. 2003, DIEFENBECK et al. 2016). Die Anwendbarkeit dieser Formulierungen ist allerdings begrenzt, da sie nur gegen sensible Bakterien eingesetzt werden können. Auf Grund der Resistenzlage gegenüber Antibiotika muss vorher klar sein, wie lange die minimale Hemmkonzentration überschritten wird. Aus diesen Gründen eigene sie sich nur für die Kurzzeitbehandlung und weniger für die Prävention (GALLO et al.
2014).
Antimikrobielle Peptide, wie beispielsweise Enoxacin oder Bacitracin (NIE et al.
2017a, 2017b) zeigten eine antibakterielle Wirkung in vivo und in vitro.
Resistenzbildungen traten bei antimikrobiellen Peptiden weniger schnell auf als bei Antibiotika (DOBSON et al. 2013). Daher stellen sie eine alternative Behandlungsmethode zu Antibiotika dar.
