Untersuchungen zum Flavonoidgehalt im Blut von Rindern

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Tierärztliche Hochschule Hannover

Untersuchungen zum Flavonoidgehalt im Blut von Rindern

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin

der Veterinärmedizin

- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)

vorgelegt von Tanja Hunger

Bielefeld

Hannover 2014

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: Univ.-Prof. Dr. M. Hoedemaker Klinik für Rinder

Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover

1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. M. Hoedemaker

2. Gutachter: PD Dr. med. vet. Sabine Leonhard-Marek

Tag der mündlichen Prüfung: 15.05.2014

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Meinen Eltern in Liebe und Dankbarkeit

„Mein Herz, ich will dich fragen, Was ist nun Liebe, sag? - Zwei Seelen und ein Gedanke,

Zwei Herzen und ein Schlag.“

(Friedrich Halm)

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I

Inhaltsverzeichnis

Seite Inhaltsverzeichnis ... I Abkürzungsverzeichnis ...III

1 Einleitung ... 1

2 Schrifttum ... 2

2.1 Flavonoide ... 2

2.1.1 Allgemeines ... 2

2.1.2 Wirkung der Flavonoide ... 5

2.1.2.1 Allgemeine Wirkungen auf das Säugetier ... 5

2.1.2.2 Spezielle Wirkungen auf das zentrale Nervensystem ... 5

2.1.2.3 Negative Wirkungen auf das Rind ... 6

2.1.3 Anthocyane ... 9

2.1.4 Chalkone ... 12

2.1.5 Flavanole ... 16

2.1.6 Flavanone ... 20

2.1.7 Flavanonole ... 30

2.1.8 Flavone ... 32

2.1.9 Flavonole ... 39

2.1.10 Isoflavone ... 49

2.1.11 Quintessenz aus den Tabellen des Schrifttums ... 66

2.1.11.1 Allgemeines zum Um- und Abbau der Flavonoide ... 66

2.1.11.2 Um- und Abbau der Flavonoide im Pansen ... 66

3 Eigene Untersuchungen ...68

3.1 Versuchsziel ...68

3.2 Material und Methode ...68

3.2.1 Herkunft der Blutproben ... 68

3.2.2 Wahl der Methode ... 69

3.3 Analytik ...71

3.3.1 Auswahl der zu untersuchenden Flavonoide ... 71

3.3.2 Standard-Stammlösungen ... 71

3.3.3 Interne Standards ... 71

3.3.4 Kalibrierung ... 76

3.3.5 Probenaufbereitung ... 79

3.3.5.1 Enzym ... 80

3.3.5.2 Extraktion ... 83

3.3.5.3 Zentrifugation ... 83

3.3.5.4 Rotationsverdampfer ... 84

3.3.5.5 Überprüfung der Methode ... 84

3.3.6 LC-MS/MS-Konditionen ... 86

3.3.7 Messroutine und Auswertung ... 88

3.3.8 Cholesterinbestimmung ... 88

(6)

II

3.3.9 Statistische Auswertung ... 89

3.3.9.1 Chi-Quadrat-Homogenitätstest ... 89

3.3.9.2 Varianzanalyse ... 89

3.3.9.3 Korrelationsanalyse ... 90

3.3.9.4 t-Test ... 90

4 Ergebnisse ...91

4.1 Vorkommen der Einzelflavonoide in den Blutproben ...91

4.2 Einzelgehalte der Flavonoide in den unterschiedlichen Versuchsgruppen ..93

4.3 Vergleich der Mittelwerte aller Flavonoide und der Einzelflavonoide in ... den einzelnen Versuchsgruppen ...98

4.4 Vergleich der Cholesteringehalte in den einzelnen Versuchsgruppen ...102

4.5 Korrelation der Cholesterinwerte mit den einzelnen Flavonoidgehalten ....103

4.6 Zusammenhang zwischen den Flavonoidgehalten und den Cholesterin- werten im Blut der untersuchten Rinder ...106

4.7 Einfluss der Reineiweißanteile am Rohprotein der verfütterten Gras- ... silagen auf die einzelnen Flavonoidgehalte ...106

5 Diskussion ...108

5.1 Intention der Arbeit ...108

5.2 Methode ...110

5.2.1 Wahl der Methode ... 110

5.2.2 Auswahl der zu untersuchenden Flavonoide ... 110

5.2.3 Wahl der internen Standards ... 112

5.2.4 Enzymeinsatz ... 113

5.2.5 Extraktion ... 114

5.2.6 Zentrifugation ... 114

5.2.7 Rotationsverdampfer ... 115

5.2.8 LC-MS/MS-Methode ... 115

5.3 Ergebnisse ...118

5.3.1 Häufigkeiten und Konzentrationen der Flavonoide ... 118

5.3.2 Cholesteringehalte... 122

5.3.3 Reineiweißgehalte ... 123

5.4 Schlussfolgerung und Ausblick ...123

6 Zusammenfassung ...125

7 Summary ...127

8 Schrifttumsverzeichnis ...129

9 Anhang ...152

10 Danksagung ...167

(7)

III

Abkürzungsverzeichnis

1,46E+06 (Bsp.) 1460000 wissenschaftliche Notation zur Darstellung großer Zahlen

4-HBP 4-Hydroxybenzophenon

A. Aspergillus

Ab. Absidia

Abb. Abbildung

Api+Geni Apigenin + Genistein Aqua bidest. 2-fach destilliertes Wasser

Ar. Arthrobacter

Artikel-Nr. Artikelnummer

As. Asaccharobacter

ähnl. ähnlich

B. Bacteroides

Bb. Brevibacterium

Bc. Bacillus

Bf. Bifidobacterium

bes. besonders

Bt. Butyrivibrio

BDO Biphenyl Dioxygenase

bzw. beziehungsweise

° C Grad Celsius

C. Clostridium

Cb. Coriobacteriaceae

Ch. Cunninghamella

Cp. Coprococcus

Cm. Caldariomyces

Ct. Cephalothecium

COMT Catechol O-Methyltransferase

CYP450 Cytochrom P450

DDH Dihydrodiol Dehydrogenase DMA Desmethylangolensin

DMCA Dimethoxycinnamidacid = Dimethoxyzimtsäure

E. Escherichia

Eb. Eubacterium

Ec. Enterococcus

Eg. Eggerthella

F. Fusarium

Fg. Finegoldia

G. Gibberella

g Gramm

GABA Gammaaminobuttersäure

Gesamtflav. Gesamtflavonoide

(8)

IV

Hs. Helminthosporium

i.d.R. in der Regel

Kap. Kapitel

kCounts Kilocounts

kHz Kilohertz

k.n.A. keine näheren Angaben korresp. korrespondierende

L Liter

Lb. Lactobacillus

LC-MS/MS Flüssigkeitschromatographie-Massenspektrometrie

LM Lösemittel

LOD Limit of detection

m meta

M Mol

M. Mortierella

Mb. Microbacterium

mbar Milibar

Mc. Micrococcus

Min. Minute

ml Mililiter

mm Milimeter

mM Milimol

m/z Masse-Ladungs-Verhältnis

n Anzahl

n. näheres

N. Nocardia

ng Nanogramm

n. g. nicht gemessen

nmol Nanomol

n. n. nicht nachgewiesen

o. oder

o. a. oder andere

O-DMA O-Desmethylangolensin

p para

P. Penicillium

Pc. Pichia

PGF2α Prostaglandin F2α

pos. positiv

Pp. Peptostreptococcus

Ps. Pseudomonas

psi Pound-force per square inch = Maßeinheit für den Druck

Rc. Ruminococcus

RE Reineiweiß

rekomb. rekombinant

Rh. Rhizopus

Rp Rohprotein

Rz. Rhizobium

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V

s. siehe

S. Saccharomyces

Sc. Streptococcus

Sl. Selenomonas

Sk. Slackia

Sm. Streptomyces

sp. Spezies

Tab. Tabelle

techn. technisch

u. und

u. a. unter anderem vermutl. vermutlich

VK Variationskoeffizient

vs. versus = gegenüberstellen

Ww. Wojnowicia

xg Mal mittlere Erdbeschleunigung z. B. zum Beispiel

µg Mikrogramm

µm Mikrometer

(10)

(11)

1

1 Einleitung

In Milchviehbetrieben, in denen Grassilage als Hauptfuttermittelgrundlage dient (≥ 50 % der Grundration), kommen seit mehr als zwanzig Jahren Erkrankungen unbekannter Genese vor, die die ganze Herde betreffen und von EICKEN (2005a, 2013) als „Faktorenerkrankung Milchviehherde“ bezeichnet werden.

Zuerst treten verschiedene unspezifische Krankheitssymptome auf, die sich in einer verminderten Futteraufnahme, sinkender Milchleistung sowie erhöhten Milchzellzahlen zeigen und mit einer erhöhten Anfälligkeit für bakterielle und virale Infektionen einhergehen. Im weiteren Verlauf kann es vermehrt u. a. zu Labmagen- verlagerungen, Stoffwechselstörungen, Nachgeburtsverhaltung, Festliegen und vereinzelt zu Todesfällen unbekannter Genese kommen. In chronische Stadien sind vermehrt Lahmheiten und erhöhte Sterilitätsraten möglich. Zudem lassen sich erniedrigte Cholesterinwerte im Blut erkrankter Tiere feststellen (EICKEN 2005a).

Aus Untersuchungen verdächtiger Futtermittel schließt EICKEN (2005a) auf einen Zusammenhang mit Grassilagen, bei denen der Reineiweißanteil am Rohprotein vermindert ist. Als Ursache für den veränderten Reineiweißanteil am Rohprotein in den Grassilagen führt GAST (2010) einerseits Einflüsse auf den gesteigerten Proteinabbau durch Jahreszeitpunkt, Tageszeit und Anwelken beim Ernten und Silieren des Grases sowie andererseits Stresssituationen wie Wassermangel, Kälte und Salzüberangebot während des Wachstums und des Erntens an, wodurch es zu einem verringerten Eiweißanteil in der Pflanze kommt.

Durch die Verfütterung solcher Grassilagen über einen längeren Zeitraum, kommt es vermutlich zu einer Veränderung der Pansenflora, wobei die Bakterienanzahl steigt und die Protozoenanzahl sinkt (GAST 2010). GRESNER (2011) unterstellt eine Verschiebung der Mikroorganismenpopulation im Pansen zugunsten der amino- säurefermentierenden und desaminierenden Bakterienspezies und zu Ungunsten der proteo- und peptidolytisch aktiven Bakterien und damit einen veränderten Pansenstoffwechsel. Die proteo- und peptidolytischen Bakterienspezies sind u. a. für den Abbau von Flavonoiden im Pansen verantwortlich. Flavonoide sind sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe höherer Pflanzen und werden besonders unter Stressbedingungen in erhöhten Konzentrationen in der Pflanze gebildet.

Möglicherweise steigt die Konzentration der Flavonoide im Blut von Rindern an, wenn durch die Beeinflussung des verfütterten Grases beim Ernten, veränderter Reineiweißanteile am Rohprotein und einem veränderten Pansenstoffwechsel der ruminalen Abbau der Flavonoide gestört ist. Für die Flavonoide sind einige negative Wirkungen auf den Säugetierorganismus bekannt, so dass eine erhöhte Konzentration der Flavonoide möglicherweise zu einer pharmakologischen Wirkung im Rind führt. Damit wäre es denkbar, dass Flavonoide eine Rolle im Krankheitsgeschehen der „Faktorenerkrankung Milchviehherde“ spielen.

In der vorliegenden Arbeit soll untersucht werden, ob im Blut von Rindern unterschiedliche Gehalte an ausgewählten Flavonoiden nachzuweisen sind und damit eine Beteiligung der Flavonoide an Krankheiten beim Rind denkbar ist.

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2

2 Schrifttum

Im Schrifttum der vorliegenden Arbeit werden die bisherigen Erkenntnisse über die Abbauprodukte der Flavonoide zusammengestellt, die im Säugetierorganismus oder durch bakteriellen Abbau in vitro entstehen.

In mehreren Tabellen (Tab. 2. 2 - Tab. 2. 9) werden die verschiedenen Flavonoide nach ihren chemischen Untergruppen eingeteilt. Das Hauptaugenmerk liegt auf den Zwischen- bzw. Endprodukten, die beim Abbau der Flavonoide in in-vivo- oder in-vitro-Studien gefunden wurden. Wenn bekannt, wurden die beteiligten Enzyme sowie die Reaktionsmechanismen aufgeführt.

Innerhalb der einzelnen Tabellen erfolgt die Reihung der verschiedenen Flavonoide zuerst alphabetisch und danach nach in-vivo- und in-vitro-Studien. Die weitere Auflistung erfolgt je nach Praktikabilität innerhalb der Untergruppe entweder gemäß dem umsetzenden Organismus oder chronologisch.

2.1 Flavonoide

2.1.1 Allgemeines

Flavonoide kommen in allen höheren Pflanzen vor und sind sekundäre Pflanzeninhaltsstoffe, die zu den Polyphenolen zählen.

Die Grundstruktur leitet sich vom Flavan (Abb. 2. 1) ab, das aus zwei aromatischen Ringen (A- u. B-Ring) und einem O-heterozyklischem Ring (C-Ring) besteht (BRAVO 1998).

Abb. 2. 1: Grundstruktur der Flavonoide: Flavan

Abhängig vom Oxidationszustand der Kohlenstoffatome am heterozyklischen Ring werden die Flavonoide in sechs Unterklassen eingeteilt: Flavanone, Flavone, Flavonole, Flavanole, Flavanonole und Isoflavone. Des Weiteren findet man Anthocyane und Chalkone als verwandte Untergruppen.

Innerhalb der Untergruppen existiert eine Vielzahl verschiedener Flavonoide, die sich durch Substitution funktioneller Gruppen wie Hydroxy- und Methoxygruppen aus dem

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3

Grundgerüst bilden. Ebenso werden durch die Bindung mit Zuckern, Sulfat- oder Acetylresten Derivate gebildet (HARBORNE u. WILLIAMS 2000).

Tab. 2. 1: Alphabetische Übersicht der Flavonoid-Gruppen

Untergruppe Beispiele Grundgerüst Tabellenverweis Anthocyane Cyanidin

Malvidin

Tab. 2. 2

Chalkone Isoliquiritigenin Xanthohumol

Tab. 2. 3

Flavanole Catechin Epicatechin

Tab. 2. 4

Flavanone Hesperitin Naringenin

Tab. 2. 5

Flavanonole Taxifolin Aromadendrin

Tab. 2. 6

Flavone Apigenin Luteolin

Tab. 2. 7

Flavonole Quercetin Rutin

Tab. 2. 8

Isoflavone Daidzein Genistein

Tab. 2. 9

(14)

4

Die Biosynthese der Flavonoide geht von Phenylalanin aus, das aus dem Shikimisäure-Weg kommt. Dieses wird stufenweise zu p-Coumaryl-CoA umgewandelt, welches sich schließlich mit 3 Malonyl-CoA zu einem Chalkon verbindet. Durch Ringschluss wird daraus ein Flavanon, von dem sich die weiteren Untergruppen der Flavonoide ableiten (näheres s. ÖZMEN 2014).

In der Grundform liegen die Flavonoide als Aglykone vor, jedoch kommen sie in Pflanzen hauptsächlich an Zucker gebunden als Glycoside vor.

Die Resorption der Flavonoide nach oraler Aufnahme ist nicht eindeutig geklärt. In Untersuchungen von HOLLMANN et al. (1995) werden Flavonoide sowohl in Glycosid-Form als auch in Form freier Aglykone aus dem Dünndarm resorbiert.

WALLE et al. (2000) hingegen vermuten, dass die Flavonoid-Glycoside vor der Resorption komplett hydrolisiert und nur als Aglykone resorbiert werden.

Grundsätzlich können Aglykone jedoch einfacher über Membranen transportiert werden als Flavonoid-Glycoside, da sie aufgrund ihrer Struktur passiv transportiert werden.

Ein Großteil der Flavonoide wird bereits im Dünndarm durch Enzyme im Bürstensaum (Laktase-Phlorizin-Hydrolase) hydrolisiert und als Aglykon über die Darmwand resorbiert (DAY et al. 2000). Die Dünndarmwand hat auch Bedeutung für die Metabolisierung, da bereits hier Glucuronidierungs- und Methylierungssvorgänge ablaufen (CRESPY et al. 1999; MANACH et al. 1998; SFAKIANOS et al. 1997).

Flavonoide, die nicht im Dünndarm resorbiert werden, gelangen weiter in den Dickdarm und werden dort durch Bakterien in Aglykone und Zucker gespalten, so dass die freien Aglykone resorbiert werden können (SCALBERT et al. 2002).

Zusätzlich bauen die Darmbakterien die Aglykone bereits vor der Resorption zu kleineren, phenolischen Verbindungen ab (GRIFFITHS u. BARROW 1972).

Nach der Resorption liegen die Flavonoide an Albumin gebunden im Blut vor und werden u. a. zur Leber transportiert (MANACH et al. 1996), wo sie durch Glucuronidierung und Sulfatierung weiter metabolisiert werden. Nach der Konjugation in der Leber werden die Flavonoid-Konjugate teilweise mit der Galle erneut dem Darm zugeführt. Dort werden sie erneut abgebaut, resorbiert und zirkulieren im enterohepatischen Kreislauf oder werden mit der Fäzes ausgeschieden (CRESPAY et al. 1999; MANACH et al. 1996; s. Abb. 2. 2).

Als weiteren Stoffwechselweg gelangen Flavonoid-Konjugate aus der Leber mit dem Blut in die Nieren, wo sie über den Urin ausgeschieden werden (YASUDA et al.

1994, 1995).

Abb. 2. 2: Metabolismusrouten der Flavonoide modifiziert nach Scalbert und Williamson (2000)

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5 2.1.2 Wirkung der Flavonoide

2.1.2.1 Allgemeine Wirkungen auf das Säugetier

Den Flavonoiden werden vielfältige und hauptsächlich positive Wirkungen auf den Säugetierorganismus zugeschrieben. So zeigen Übersichten von HAVSTEEN (2002), HEIM et al. (2002) und ROSS und KASUM (2002), dass viele Flavonoide u. a. antioxidative, antiallergische, antimikrobielle, antivirale, anxiolytische, antikonvulsive und immunmodulierende Eigenschaften haben und einzelne Flavonoide das Risiko für Herz-Kreislauf- und Krebserkrankungen reduzieren.

Zudem werden vielfältige Effekte auf Enzymsysteme von Säugetieren beschrieben (MIDDLETON et al. 2000).

2.1.2.2 Spezielle Wirkungen auf das zentrale Nervensystem

Einen negativen Aspekt der Flavonoide und ihrer Derivate stellt ihre Wirkung auf das zentrale Nervensystem dar.

Schon in den 1980iger Jahren konnten LUK et al. (1983) Diazepam-ähnliche Moleküle (u. a. Formononetin, Euqol) im Urin von Rindern nachweisen und MEDINA et al. (1991) isolierten Benzodiazepin-ähnliche Moleküle aus dem Pansensaft.

Ein sedativer Effekt auf das zentrale Nervensystem von Mäusen wurde bereits Anfang der 1990iger Jahre nachgewiesen (PICQ et al. 1991). Nach intraperitonealer Gabe von Quercetin und Penta-O-Ehtylquercetin zeigten die Mäuse eine verminderte Aktivität und Hypothermie.

Viele natürlich in Pflanzen vorkommende und synthetische Flavonoide gelten auf Grund ihrer hohen Affinität als potente Liganden für Benzodiazepin-Rezeptoren und rufen ähnlich wie Benzodiazepine anxiolytische Effekte in Mäusen hervor (MEDINA et al. 1997; REN et al. 2010; ZANOLI et al. 2000).

Flavonoide (z. B. Quercetin, Kaempferol, Naringinin und Hesperetin) können auf Grund ihrer Lipophilie die Blut-Hirn-Schranke überwinden und sind nach Aufnahme im Gehirn nachweisbar (RANGEL-ORDÓÑEZ 2008; YOUDIM et al. 2004).

Dort wirken sie durch ihre chemische Struktur als Modulatoren des GABAA- Rezeptors und beeinflussen die inhibierende Wirkung des Neurotransmitters GABA im Gehirn, indem sie mit der Bindungsstelle des GABA-Rezeptor interagieren.

Zudem zeigen die Flavonoide u. a. sedative, anxiolytische und antikonvulsive Wirkung und erfüllen damit ein ähnliches Wirkungsspektrum wie Gammaaminobuttersäure (HANRAHAN et al. 2010; JÄER u. SAABY 2011).

Isoliquiritigenin (ILTC), ein Chalkon, scheint möglicherweise ein allosterischer Modulator von GABAA-Benzodiazepin-Rezeptoren zu sein und kann so hypnotische Wirkungen auslösen. Studien an Mäusen zeigten, dass ILTC den Schlaf einer mit Pentobarbital durchgeführten Narkose deutlich verstärkt. Außerdem hat ILTC eine vielfach höhere Affinität zum GABAA-Benzodiazepin-Rezeptor als Diazepam selbst und lässt sich durch einen GABA-Rezeptor-Antagonist hemmen (CHO et al. 2011).

In-vivo zeigen Flavonoide (z. B. Formononetin, Apigenin, Kaempferol und Luteolin) und ihre Derivate Affiniäten zu GABA-Rezeptoren. In-vivo wirken Flavon-Derivate als

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6

Agonisten, partielle Agonisten oder Antagonisten von GABA und in-vitro als positive, neutrale oder negative Modulatoren des GABAA-Rezeptors (HANRAHAN et al. 2010;

WASOWSKI u. MARDER 2012).

Auf die negativen Wirkungen der Flavonoide auf das zentrale Nervensystem wurde hier anhand einiger Bespiele speziell eingegangen, da ein möglicher Zusammenhang zwischen den zentralnervösen Wirkungen der Flavonoide und den Symptomen der

„Faktorenerkrankung Milchviehherde“ vermutet werden kann. Besonders die Gruppe der Flavone und teilweise der Flavonole sowie deren Derivate, die häufig als Liganden für den GABA-Rezeptor Typ A genannt werden, scheinen einen denkbaren Einfluss auf das zentrale Nervensystem zu haben und könnten damit zum Krankheitsbild der „Faktorenerkrankung Milchviehherde“ beitragen.

2.1.2.3 Negative Wirkungen auf das Rind

Es gibt nur wenige Untersuchungen über die Wirkung und den Abbau der Flavonoide beim Rind. Viele Ergebnisse stammen aus Studien an Menschen, kleinen Versuchstieren wie Mäusen und Ratten oder aus in-vitro-Versuchen mit Bakterienkulturen. Deshalb wurde für die Erstellung der Tabellen (Tab. 2. 2 - Tab. 2.

9) auch auf dieses Literaturwissen zurückgegriffen.

Im Vordergrund der beschriebenen Wirkungen der Flavonoide beim Wiederkäuer stehen Störungen der Reproduktion. Nachdem es in Australien in den Jahren ab 1940 bei Schafen, die auf Weiden mit Klee (Trifolium subterraneum) grasten, gehäuft zu vorübergehender Unfruchtbarkeit kam (BENNETTS et al. 1946), folgten eine Reihe von Untersuchungen. In vielen Futterpflanzen wurden Stoffe mit östrogener Wirkung nachgewiesen. Zu diesen Phytoöstrogenen gehören auch die Isoflavone, von denen in Rotklee Formononetin, Biochanin A, Daidzein, Equol, Genistein und Prunetin häufig vorkommen (STEINSHAMN et al. 2008) und die auch in anderen Kleearten sowie Leguminosen nachweisbar sind (ADAMS 1995). Während für Schafe vielfältige Wirkungen auf die Fruchtbarkeit beschrieben sind, sind bei Rindern trotz ähnlich hoher Isoflavonoidspiegel im Plasma (LUNDH et al. 1990) selten klinische Symptome beobachtet und nur wenige Fälle in der Literatur beschrieben worden.

Unfruchtbarkeit, Ovarialzysten und Anöstrus sowie Veränderungen am äußeren Genitale, vergrößerte Euter und Milchsekretion traten in Tasmanien bei Färsen auf.

Vermutlich wurden diese Veränderungen durch Kleefütterung hervorgerufen (THAIN 1965).

Zum Einsetzen des Milchflusses bei nichttragenden Färsen kam es nach der Verfütterung von Klee mit hohen Formononetingehalten (ELGHAMRY et al. 1969).

Zyklusstörungen, Frühreife, unphysiologischer Vaginalausfluss und erhöhte Embryonensterblichkeit traten in Studien auf, bei denen Rotklee-Silagen verfüttert wurden (KALLELA et al. 1984).

Erniedrigte Konzeptionsraten und milchähnliche Sekretion bei Färsen konnten auf die östrogenen Komponenten im Weißklee zurückgeführt werden (WADA et al. 1988).

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7

Fruchtbarkeitsstörungen, Vulvaödeme, erhöhter Vaginalausfluss, vergrößerte Zitzen und ein erhöhtes Uterusgewicht wurden bei ovarektomierten Färsen nach Verfütterung von Weißklee festgestellt. Es wurde vermutet, dass die in dem Klee enthaltenen Isoflavone die Ursache der Störungen sind (NWANNENNA et al. 1994).

Für das Auftreten von Vaginalprolapsus, die bei Rindern in Finnland zu beobachten waren, wurden ebenfalls die Phytoöstrogene des Rotklees verantwortlich gemacht (SARELLI et al. 2002).

Phytoöstrogene können die Funktion des Corpus luteum beeinflussen und zu Störungen im Fortpflanzungszyklus führen. Metaboliten der Phytoöstrogene aus Soja, wie z. B. Equol, stimulieren die Produktion von PGF2α (Prostaglandin F2α) in Zellen des Corpus luteum, indem sie an den Östrogen-Rezeptor binden (WOCLAWEK-POTOCKA et al. 2006).

Neben den Einflüssen auf die Reproduktion sind bei Rindern vereinzelt auch negative Wirkungen der Flavonoide auf die Aktivität von Pansenbakterien, auf das Immunsystem, auf Enzyme und Tumortransformation in der Literatur beschrieben.

Flavonoide haben einen Einfluss auf die Population und Aktivität der Pansenmikroorganismen und führen damit zu veränderten Gasproduktionen, Enzymhemmungen und reduzierter Proteinsynthese (OSKOUEIAN et al. 2013).

Genistein hat einen modulierenden Einfluss auf das Immunsystem, indem es die Proliferation von PBMC (Peripheral Blood Mononuclear Cell), die Aktivität der PTK p56^Ick (Protein-Tyrosinkinase), die IL-2-Synthese (Interleukin-2) und die LTB4-Produktion (Leukotrien B4) hemmt (ATLURU u. GUDAPATY 1993).

Kaempferol wirkt negativ auf die Kontraktionsfähigkeit der glatten Muskulatur, da es in in-vitro-Versuchen die Myosin-leichte-Ketten-Kinase hemmt (ROGERS u.

WILLIAMS 1989).

Flavone und Flavonole in ihrer Aglykon-Form hemmen die bovine Pankreas- Ribonuklease und haben damit Einfluss auf das Prozessieren und den Abbau der Ribonukleinsäure. Die inhibitorische Wirkung ergibt sich scheinbar aus Hydroxy- Gruppen an Position 5, 6 und 7 am A-Ring und aus Hydroxygruppen an 3´, 4´, und 5´

am B-Ring, wobei v. a. die Hydroxy-Gruppen an Position 7 und 4´ unerlässlich für die Inhibition scheinen. Die Glycosid-Formen der gleichen Substanzen hingegen zeigen so gut wie keinen hemmenden Effekt (MORI u. NOGUCHI 1970).

Flavonoide haben einen Einfluss auf die Permeabilität von Geweben, da sie Hyaluronidasen kompetitiv hemmen, wobei sich Luteolin > Apigenin > Kaempferol als stärkste Inhibitoren erwiesen. Liegen die Flavonoide als Aglykone vor, ist die Hemmung stärker als in der Glycosid-Form. Als Voraussetzung für eine starke Hemmung sind folgende Strukturen wichtig: Doppelbindung zwischen C-2 und C-3, unsubstituierte OH-Gruppen an Position 5, 7, 4´ und eine Keton-Gruppe an Position 4 (KUPPUSMAY et al. 1990).

Quercetin ist eines der stärksten Mutagene in Adlerfarn (Pterdium aquilinum) (EVANS et al. 1992) und wirkt in in-vitro-Versuchen als natürlicher Initiator für Tumortransformation in Rinderzellen (bei Anwesenheit des Bovinen-Papilloma- VirusTyp 4 und eines aktivierten ras-Gens; PENNIE u. CAMPO 1992).

Chromosomen-Aberrationen wurden in mit dem bovinen Papilloma-Virus infizierten Blutzellen von Rindern gefunden, die mit Adlerfarn gefüttert wurden. Es wird vermutet, dass die im Adlerfarn enthaltenen Substanzen die Umwandlung von

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8

benignen zu malignen Neoplasien fördern könnten, wobei nicht geklärt ist, ob Quercetin tatsächlich die verantwortliche mutagene Substanz im Adlerfarn ist (MOURA et al. 1988).

Es wird deutlich, dass nur wenig über den Einfluss der Flavonoide direkt auf Rinder beschrieben ist und sich der Großteil davon auf Veränderungen in der Reproduktion bezieht. Möglicherweise gelten viele der beim Menschen oder bei kleinen Versuchstieren beschriebenen Wirkungen auch für das Rind. Jedoch ist zu berücksichtigen, dass es beim Wiederkäuer mit einem physiologisch arbeitenden Pansen im Gegensatz zu den monogastrischen Spezies zu Unterschieden im Abbau und in der Wirkung der Flavonoide kommen kann. Aktuelle Studien haben beispielsweise gezeigt, dass die Bioverfügbarkeit von Quercetin beim Wiederkäuer deutlich niedriger ist als bei einigen Monogastriern (BERGER 2012; BERGER et al. 2012).

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9 2.1.3 Anthocyane

Bei den Anthocyanen werden Anthocyanidine (Aglykone) und Anthocyanine (Glycoside) unterschieden, deren Grundstruktur sich als Flavyliumkation mit einer positiven Ladung am C-Ring darstellt (Abb. 2. 3). Diese positive Ladung wird häufig durch ein Chlorid-Ion als Gegenpol ausgeglichen.

Durch unterschiedliche Hydroxy- und Methoxy-Substitutionsmuster des B-Rings entstehen die verschiedenen Anthocyanidine, von denen Cyanidin, Delphinidin, Malvidin, Pelargonidin, Peonidin und Petunidin als die wichtigsten in der Natur vorkommen (WATZL et al. 2002).

Bei den Glycosiden ist das Zuckermolekül i.d.R. über eine O-glycosidische Bindung mit dem C-3 verbunden. Als Zucker kommen Glucose, Galactose, Arabinose, Rhamnose und Xylose als Mono-, Di- oder Trisaccharide vor, wodurch eine höhere Stabilität und Wasserlöslichkeit gegeben ist.

Abb. 2. 3: Grundgerüst der Anthocyane

(20)

10 Stoffname System Organismus /

Matrix

Enzym Mechanismus Zwischen- / Endprodukt

Autor / Jahr Anthocyanine in-vitro Schweine-

Mikroflora

Deglycosi- dierung

Anthocyanidine + Zuckerreste

KEPPLER u.

HUMPF 2005

in-vitro alkalische

Hydrolyse

Hydroxy- benzoesäuren

SCHUSTER u.

HERRMANN 1986

Cyanidin in-vitro techn.

Enzym (k.n.A.) ¹

enzymatische Hydrolyse

Protocatechusäure SCHUSTER u.

HERRMANN 1986

in-vitro Schweine- Mikroflora

Protocatechusäure Phloroglucinaldehyde Phloroglucinolsäure

KEPPLER u.

HUMPF 2005 Cyanidin-3-O-

rutinoside

in-vitro humane

Darmmikroflora

Cyanidin-3-O- glycoside

Cyanidin-Aglykone Protocatechusäure

AURA et al. 2005

Delphinidin in-vivo Ratte Resorcinol GRIFFITHS u.

SMITH 1972

in-vitro techn.

Enzym (k.n.A.)

Gallussäure SCHUSTER u.

HERRMANN 1986

Malvidin in-vitro Schweine- Mikroflora

Syringasäure Gallussäure Phloroglucinaldehyde Phloroglucinolsäure

KEPPLER u.

HUMPF 2005

1 k.n.A. = keine näheren Angaben

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11

Fortsetzung Tab. 2. 2

Peonidin in-vitro Schweine- Mikroflora

Vanillinsäure Protocatechusäure Phloroglucinaldehyde Phloroglucinolsäure

KEPPLER u.

HUMPF 2005

Pelargonidin in-vitro techn.

Enzym (k.n.A.)

p-Hydroxy- benzoesäure

SCHUSTER u.

HERRMANN 1986

(22)

12 2.1.4 Chalkone

Chalkone gehören nicht im eigentlichen Sinne zu den Flavonoiden, da sie in ihrer Grundstruktur (Abb. 2. 4) nicht das typische Flavan-Grundgerüst aufweisen, sondern der A- und der B-Ring mit einer offenen Kohlenstoffkette verbunden sind. Diese strukturelle Ähnlichkeit und der Umstand, dass Chalkone als Vorläufer für die Flavonoidsynthese dienen, führen dazu, dass die Chalkone hier mit aufgeführt werden.

Durch verschiedene Substituenten, vornehmlich Hydroxy- und Methoxy-Gruppen, gibt es eine Vielzahl an Chalkonen, wobei Isoliquiritigenin eines der am häufigsten in Pflanzen vorkommenden Chalkone ist.

Abb. 2. 4: Grundstruktur der Chalkone

(23)

13

Tab. 2. 3: Metabolismus der Chaolkone mit Darstellung der Zwischen- und Endprodukte aus in-vivo- und in-vitro-Versuchen

Stoffname System Organismus / Matrix

Enzym Mechanismus Zwischen-/

Endprodukt

Autor / Jahr 3-(2´´,3´´-Di-

methoxypheny) -1-(2´-hydroxyphenyl)propenon(2´-hydroxy -2,3-dimethoxy- chalkon

in-vitro A. alliaceus Cyklase O-De- methy- lase

Cyklierung O-Demethy- lierung

2´,3´-Dimethoxy- flavanon

3´-Hydroxy- 2´-methoxyflavanon

SANCHEZ- GONZALEZ u.

ROSAZZA 2004

in-vitro A. alliaceus O-De- methy- lase Cyklase

O-Demethy- lierung

Cyklierung

3-(2´´-Methoxy- 3´´-hydroxyphenyl)-1- (2´-hydroxyphenyl)- propenon

3´-Hydroxy- 2´-methoxyflavanon

ROSAZZA 2004

3-(2´´-Methoxy- 3´´-hydroxyphenyl)-1-(2´- hydroxyphenyl) -propenon

in-vitro A. alliaceus Hydroxy- lase

Cyklase

Hydroxylierung

Cyklierung

3-(2´´-Methoxy-3´´- hydroxyphenyl)- 1-(2´,3-´dihydroxyphenyl)-propenon 3´,8-Dihydroxy- 2´-methoxyflavanon

ROSAZZA 2004

Naringenin- Chalkon

in-vitro rekomb.

S. cerevisiae

Chalkon- Iso- merase

Cyklisierung Naringenin JIANG et al. 2005

Pinocembrin- Chalkon

in-vitro rekomb.

S. cerevisiae

Chalkon- Iso- merase

Cyklisierung Pinocembrin JIANG et al. 2005

(24)

14 (Trans-)

Chalkon

in-vitro rekomb. E. coli mit bphA1- (2072)A2A3A4

BDO 3-(2Hydroxyphenyl)-

1-phenylpropan-1-on

SHINDO et al.

2003 in-vitro rekomb. E. coli

mit bphA1- (2072)A2A3A4 + bphB

BDO + DDH

3-(2,3-Dihydroxy- phenyl)-1-phenylpropan-1-on

SHINDO et al.

2003

Isoliquiritigenin in-vitro A. alliaceus CYP450, Katechol- oxidase

Hydroxylierung Cyklisierung

Butein Sulfuretin DAS u.

ROSAZZA 2006 Phloretin in-vitro Eb. ramulus aus

Humanfäzes

4-Hydroxyphenyl- essigsäure

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000

Phloridzin in-vitro Schweinefäzes Phloretin

Phloroglucin, 3- (4-Hydroxyphenyl)- propionsäure 3- Phenylpropionsäure

LABIB 2006

Xanthohumol in-vitro Pc. membrane- faciens

(2S)-2´´-(2´´´- hydroxyisopropyl)- dihydrofurano[2´´,3´´:

7,8]-4´-hydroxy-5- methoxyflavanon

HERATH et al.

2003

in-vitro Pc. membrane- faciens

(E)-2´´-(2´´´-hydroxyisopropyl)-dihydrofurano[2´´,3´´:4´,3´]- 2´,4-dihydroxy-6´- methoxychalkon

HERATH et al.

2003

(25)

15

Xanthohumol in-vitro Pc. membrane- faciens

(E)-2´´-(2´´´-hydroxyisopropyl)-dihydrofurano[2´´,3´´:2,´,3´]- 4´-hydroxy-5-

methoxychalkon

HERATH et al.

2003

in-vitro P. chrysogenum Glycosylierung Xanthohumol 4´O-ß- glukopyranosid, Xanthohumol 4,4´O- ß-diglukopyranosid,

KIM u. LEE 2006

in-vitro Ch. elegans Cyklisierung 5-Methoxy-8-prenylnaringenin 7-O-ß- glukopyranosid

KIM u. LEE 2006

in-vitro Rh. oryzae Cyklisierung Isoxanthohumol KIM u. LEE 2006

(26)

16 2.1.5 Flavanole

Flavanole kommen als Monomere (Catechine) und Polymere aus Catechinen (Proanthycyanidine) vor. Sie weisen als Grundgerüst ein 2-Phenyl-3,4-dihydro-2H- chromen-3-ol auf (Abb. 2. 5). Bekannte Monomere sind Catechin, Epicatechin und Epigallocatechin, die sich über C-C-Bindungen zu Polymeren verbinden können.

Anders als die restlichen Untergruppen der Flavonoide, liegen die Flavanole in der Nahrung nicht als Glycoside, sondern als Aglykone vor.

Abb. 2. 5: Grundgerüst der Flavanole

(27)

17

Tab. 2. 4: Metabolismus der Flavanole mit Darstellung der Zwischen- und Endprodukte aus in-vivo- und in-vitro-Versuchen

Autor / Jahr

Catechin in-vitro Humanfäzes Hydrolyse

+ Ringspaltung

Catechin 4-Hy- droxybenzoesäure, Phloroglucinol, 2,4,6- Trihydoxybenzoe- säure, 4-Methoxy- salicylsäure

KIM et al. 1998

(+)-Catechin in-vitro Ratte p-Hydroxyphenyl-

essigsäure, p-Hy- droxyphenylpropion- säure, p-Hydroxy- benzoesäure, m-Hydroxyhippur- säure, p-Hydroxy- phenylpropionsäure

GRIFFITHS 1964

in-vitro Ratte, Meer-

schweinchen

Phenolsäuren, Phenyl-γ-valerolactone

DAS u.

GRIFFITHS 1969

in-vivo Mensch Phenolsäuren,

Phenyl-γ- valerolactone

DAS u.

GRIFFITHS 1971 in-vitro Sm. griseus COMT O-Methylierung 3´-O-methyl-(+)-

catechin 3´,4´-O- dimethyl-(+)-catechin

HOSNY et al.

2001;

DHAR u.

ROSAZZA 2000

(28)

18

(+)-Catechin in-vitro P. expansum Dihydroquercetin

Protocatechusäure + Phloroglucinolcarbon säure

CONTRERAS et al. 2006

in-vitro humane fäkale Mikrobiota

3,4-Dihydroxyphenyl- propionsäure

3-Hydroxyphenyl- propionsäure

AURA et al. 2006

(-)-Epicatechin in-vitro humane fäkale Mikrobiota

3-Hydroxyphenyl- propionsäure

AURA et al. 2006 verschiedene

Flavan-3-ol Enantiomere

in-vitro Eb. sp. aus Humanfäzes

C-Ringspaltung 1,3-diphenylpropan- 2-ol - Derivate

WANG et al. 2001

(3S)-Flavan- 3-ole:

(+)-Catechin (+)-Epicatechin

in-vitro Eb. sp. Stamm SDG-2

Ringspaltung (2R)-1-(3´,4´-Di- hydroxyphenyl)-3- (2´´,4´´,6´´-trihydroxy- phenol)propan-2-ol

WANG et al. 2001

(3R)-Flavan- 3-ole:

(-)-Catechin (-)-Epicatechin

in-vitro Eb. sp. Stamm SDG-2 aus Humanfäzes

Ringspaltung + Dehydroxy- lierung

(2S)-1-(3´,4´-Di- hydroxyphenyl)-3- (2´´,4´´,6´´-trihydroxy- phenol)propan-2-ol, 2S)-1-(3´-hydroxyphenyl)-3-

(2´´,4´´,6´´-trihydroxy- phenol)propan-2-ol

WANG et al. 2001

(29)

19

(-)-Gallo- catechin, (-)-Epigallo- catechin

in-vitro Eb. sp. Stamm SDG-2 aus Humanfäzes

Ringspaltung + Dehydroxy- lierung.

(2S)-1(3´,5´-dihydroxyphenyl)-3- (2´´,4´´,6´´-trihydroxy- phenol)propan-2-ol

WANG et al. 2001

(-)-Epicatechin- -O-gallate

in-vitro Humanfäzes 1-(3´-hydroxyphenyl)-

3-(2´´,4´´,6´´-trihy- droxyphenyl)propan- 2-ol, 1-(3´,4´-

dihydroxy-phenyl)-3- (2´´,4´´,6´´-trihydroxy- phenyl)pro-pan-2-ol, 2´´,3´´-dihydroxy- phenoxyl-3-(3´,4´- dihydroxyphenyl)pro- pionat

MESELHY et al.

1997

(30)

20 2.1.6 Flavanone

Das Grundgerüst der Flavanone besteht aus einem 2,3-Dihydro-2-phenylchromen- 4-on (Abb. 2. 6). Auf Grund der fehlenden Doppelbindung zwischen C-2 und C-3, ist das C-2 mit einem Phenolring und einem H-Atom verbunden und das C-3 mit 2-H-Atomen. Dadurch kommen alle Flavanone in zwei Stereoisomeren vor, wobei das C-2 das Asymmetriezentrum bildet. Die Mehrheit der Flavanone kommen in Pflanzen als (2S)-Form vor.

Durch verschiedene Substituenten an den C-Atomen des Grundgerüsts existiert eine Vielzahl von Derivaten, von denen Naringenin, Hesperitin und Eriodictyol die bekanntesten sind. Eine Glycolisierung erfolgt üblicherweise am C-7 mit einem Disaccharid.

Abb. 2. 6: Grundgerüst der Flavanone

(31)

21

Tab. 2. 5: Metabolismus der Flavanone mit Darstellung der Zwischen- und Endprodukte aus in-vivo- und in-vitro-Versuchen

Autor / Jahr

Flavanon in-vivo Ratte Reduktion,

Hydroxylierung

Flavan-4α-ol, Flavan-4ß-ol, trans-3-Hydroxy- flavanon, trans-3- Hydroxy-flavan-4α- on, trans-3-Hydroxy- flavan-4ß-on, Flavon- 3-ol, 6-Hydroxyflava- non, 6-Hydroxyfla- van-4α-ol, 6-Hy- droxyflavan-4ß-ol, 4´- Hydroxy-flavanon, 4- Hydroxy-flavan-4α-ol, 4-Hydroxyflavan-4ß- ol, cis-3-Hydroxyfla- vanon, 3,6-Di-

hydroxyflavan-4α-ol, 3,6-Dihydroxyflavan- 4ß-ol,Dihydroxyfla- van-4-ol, 3,4-Di- hydroxyflavan-4α-ol, 3,4-Dihydroxyflavan- 4αß-ol, 3´,4´-Di- hydroxyflavanon, Hydroxymethoxy-3- hydroxyflavan-4-ol, Dihydroxyflavan-4-ol

BUSET u.

SCHELINE 1979

(32)

22

Flavanon in-vitro G. fujikuroi (-)-Flavan-4 α -ol UDUPA et al.

1968 in-vitro rekomb. Sm.

lividans mit bphA1(2072)- A2A3A4 Gen

BDO Hydroxylierung 2´,3´-Dihydroxy- flavanon, 2´-Hydroxy- flavanon, 3´-Hydroxy- flavanon

CHUN et al. 2003

BDO Hydroxylierung 1´-Hydroxyflavanon, 2´-Hydroxyflavanon, 1´,2´-Dihydroxy- flavanon

SHINDO et al.

2003

in-vitro rekomb. E. coli mit bphA1- (2072)A2A3A4 + bphB

BDO + DDH

2-(2,3-Dihydroxy- phenyl)chroman-4-on

SHINDO et al.

2003

(±)-Flavanon in-vitro A. niger Dehydrierung an C-2 + C-3

Flavon KOSTRZEWA-

SUSLOW et al.

2006

in-vitro A. niger Dehydrierung

an C-2+C-3 + Hydroxylierung an C-3

3-Hydroxyflavon KOSTRZEWA- SUSLOW et al.

2006

in-vitro A. niger Reduktion der

Carbonylgruppe

Flavan-4-ol KOSTRZEWA-

SUSLOW et al.

2006

(33)

23

(±)-Flavanon in-vitro A. niger Reduktion an C-4 +

Hydroxylierung an C-7

7-Hydroxyflavan-4-ol KOSTRZEWA- SUSLOW et al.

2006

in-vitro A. niger 3-Hydroxyflavon,

2´,3,4-Trihydroxy- dihydrochalkon, 2´,5´-Dihydroxy- dihydrochalkon, 2´-Hydroxydibenzoyl- methan

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

in-vitro Ab.

blackesleeana

Flavon, 4´-Hydroxy- flavan-4 α-ol

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

in-vitro G. fujikuroi Hydroxylierung (-)Flavan-4α-ol, 2´-Hydroxychalkon 2´-4-Dihydroxy- dihydrochalkon, 2´,4-Dihydroxy- chalkon,

(±)-4´-Hydroxy- flavanon,

(-)4´-Hydroxyflavan- 4α -ol

UDUPA et al.

1969

(34)

24

(±)-Flavanon in-vitro P. chrysogenum 2´-Hydroxydihydro-

chalkon

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

in-vitro Sm. fulvissimus 4´-Hydroxyflavanon,

3´,4´-Dihydroxy- flavanon,

2´,4-Dihydroxy- dihydrochalkon

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

6-Hydroxy- flavanon

in-vitro A. niger Reduktion der

Carbonylgruppe

6-Hydroxyflavan-4-ol KOSTRZEWA- SUSLOW et al.

2006

in-vitro A. niger Dehydrierung

an C-2 + C-3

6-Hydroxyflavon KOSTRZEWA- SUSLOW et al.

2006 in-vitro rekomb. Sm.

BDO Hydroxylierung 6,3´-Dihydroxy- flavanon

CHUN et al. 2003

in-vitro rekomb. E. coli mit bphA1- (2072)A2A3A4 + bphB

BDO + DDH

2-(2,3-Dihydroxy- phenyl)-6-hydroxy- chroman-4-on

SHINDO et al.

2003

Eriocitrin in-vitro B. distasonis, B. uniformis aus Humanflora

Hydrolyse Eriodictyol + Zuckerrest

MIYAKE et al.

1997

(35)

25

Eriodictyol in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

propionsäure, m-Cumarinsäure, freie u. glucuroni- dierte Aglykone

BOOTH et al.

1958

in-vitro Ch. butyricum aus Humanflora

Ringspaltung 3,4-Dihydroxyhydro- zimtsäure u.

Phloroglucinol

MIYAKE et al.

1997 in-vitro Eb. ramulus aus

Humanfäzes

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000 Homo-

eriodictyol

in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

BOOTH et al.

1958

Hesperidin in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

BOOTH et al.

1958

in-vivo Mensch 3-Hydroxy-4-

methoxyphenyl- hydracrylsäure

BOOTH et al.

1958 in-vitro Mikroflora aus

dem Pansensaft

wasserlösliche Produkte

SIMPSON et al.

1969 in-vitro Bt. sp. C3 aus

Rinderpansen

Hesperitin + 2 lösliche Phenole

CHENG et al.

1969

(36)

26 Hesperidin in-vitro Humanfäzes α-Rham-

nosidase u. ß-Gly- cosidase

Hydrolyse Hesperitin KIM et al. 1998

in-vitro Humanfäzes Hydrolyse

+ Ringspaltung

Hesperitin Phloro- glucinol,Resorcinol, 2,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure

KIM et al. 1998

in-vitro Mikroflora aus Humanfäzes

Hesperitin 3-oder 4-Hydroxy- phenylpropionsäure, 3-Hydroxy-4-

methoxyphenyl- essigsäure, 3-Hydroxyphenyl- propionsäure

JUSTESEN et al.

2000

Hesperetin in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

BOOTH et al.

1958

in-vitro Lebermikro- somen d. Ratte

CYP450 Hydroxylierung an C-3´ u. C-4

Eriodictyol NIELSEN et al.

1998

in-vitro Cm. fumago Halogenierung

an C-6 u./o. C-8

6,8-Dibrom- hesperetin

6-Bromherperetin 6,8-Dichlorhesperetin 6-Chlorhesperetin

YAIPAKDEE u.

ROBERTSON 2001

(37)

27

Hesperitin in-vitro Schweinefäzes Eriodictyol

Phloroglucin,

3-(3-Hydroxyphenyl)- propionsäure

LABIB 2006

(±)-Isoflavanon in-vitro Ab.

blachesleeana

4´-Hydroxyisoflava- non, 6,4´-Dihydroxy- isoflavanon

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

in-vitro A. niger 2-Hydroxyiso-

flavanon, Isoflavon, 3´,4´-Dihydroxy- isoflavon

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990b

Iso-

xanthohumol

in-vitro Eb. limosum aus Human- fäzes

O-Demethy- lierung

8-Prenylnaringenin POSSEMIERS et al. 2005

Naringenin in-vitro C. sp. Stamm 257, 258, 264, 265 aus

Humanfäzes

C-Ringspaltung Phenylessigsäure + Phloroglucinol

WINTER et al.

1989

in-vitro Rz.

leguminosarum bv. viciae

C-Ringspaltung Phloroglucinol, p-Cumarinsäure + p-Hydroxy-

benzoesäure

RAO u. COOPER 1994

CYP450 Hydroxylierung an C-3´ u. C-4

Eriodictyol NIELSEN et al.

1998

in-vitro Ch. elegans Sulfatierung Naringenin-7-sulfat IBRAHIM 2000 in-vitro Eb. ramulus aus

Humanfäzes

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000

(38)

28 Naringenin in-vitro Cm. fumago Chloro-

per- oxidase

Halogenierung an C-6 u./o. C-8

6,8-Dibrom- naringenin

6-Bromnaringenin 6,8-Dichlornaringenin 6-Chlornaringenin

YAIPAKDEE u.

ROBERTSON 2001

in-vitro Schweinefäzes 3-(4-Hydroxyphenyl)-

propoinsäure, 3- Phenylpropionsäure

LABIB 2006

Naringin in-vitro Mikroflora aus dem Pansensaft

wasserlösliche Produkte, vorübergehend Phloroglucinol

SIMPSON et al.

1969

in-vitro Bt. sp. C3 aus Rinderpansen

CHENG et al.

1969 in-vitro Bt. sp. C3 aus

Rinderpansen C-Ringspaltung

Naringenin Phloroglucin p-Hydroxyphenyl- propionsäure

CHENG et al.

1971

in-vitro A. flavus Naringi- nase

Prunin, Naringenin CIEGLER et al.

1971 in-vitro Ct. roseum Naringi-

nase

1971 in-vitro G. fujikuroi Naringi-

nase

Naringenin CIEGLER et al.

1971 in-vitro Hs. sativum Naringi-

nase

1971 in-vitro P. nigricans Naringi-

nase

1971

(39)

29

Naringin in-vitro P. charlesii Naringi- nase

1971 in-vitro Ww. graminis Naringi-

nase

1971 in-vitro Humanfäzes α-Rham-

Hydrolyse Naringenin KIM et al. 1998

+ Ringspaltung

Naringenin 4-Hy- droxybenzoesäure, 4-Hydroxyphenyl- essigsäure, Phloro- glucinol, 2,4,6-Tri- hydoxybenzoesäure

KIM et al. 1998

in-vitro Mikroflora aus Humanfäzes

Naringenin Phloroglucinol

JUSTESEN et al.

2000 Poncirin in-vitro Humanfäzes α-Rham-

Hydrolyse Ponciretin KIM et al. 1998

+ Ringspaltung

Ponciretin 4-Hy- droxybenzoesäure, Phloroglucinol, Pyro- gallol, 2,4-Di-

hydroxyacetophenon

KIM et al. 1998

(40)

30 2.1.7 Flavanonole

Das Grundgerüst der Flavanonole besteht aus einem 3-Hydroxy-2,3-dihydro- 2-phenylchromen-4-on (Abb. 2. 7) und hat im Vergleich zu den Flavanonen eine zusätzliche Hydroxygruppe am C-3, das damit das Asymmetriezentrum bildet.

Dadurch existieren für jedes Molekül vier Stereoisomere, wobei die (2R, 3R)-Form am häufigsten vorkommt. Auch hier entsteht wie bei den Flavanonen durch verschiedene Substitution eine Vielzahl an Derivaten, wobei Taxifolin eines der häufigsten ist.

Abb. 2. 7: Grundgerüst der Flavanonole

(41)

31

Tab. 2. 6: Metabolismus der Flavanonole mit Darstellung der Zwischen- und Endprodukte aus in-vivo- und in-vitro-Versuchen

Autor / Jahr Taxifolin in-vitro Ps. sp. Taxifolin-

Hydroxy- lase

Hydroxylierung A-Ringspaltung

Dihydrogossypetin Oxalessigsäure + 5-(3,4-Dihydroxy- phenyl)-4-hydroxy-3- oxovalero-δ-lacton

JEFFREY et al.

1972

in-vitro Eb. ramulus aus Humanfäzes

3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000 (+) Taxifolin in-vitro Eb. sp. Stamm

SDG-2 aus Humanfäzes

α,2´,3,4,4´,6´-Hexa- hydroxydihydro- chalcon

WANG et al. 2001

(42)

32 2.1.8 Flavone

Das Grundgerüst der Flavone besteht aus einem 2-Phenyl-1-benzopyran-4-on (Abb.

2. 1), das aus zwei Benzolringen und einem sauerstoffhaltigen Heterozyklus besteht, der zudem eine Ketongruppe enthält. Die Vielfalt der Flavone entsteht vor allem durch die Substitution von Hydroxy- und Methoxygruppen.

In Pflanzen kommen Flavone vorzugsweise als Glycoside vor, von denen Luteolin und Apigenin zu den Hauptvertretern zählen.

Abb. 2. 8: Grundgerüst der Flavone

(43)

33

Tab. 2. 7: Metabolismus der Flavone mit Darstellung der Zwischen- und Endprodukte aus in-vivo- und in-vitro-Versuchen

Stoffname System Organismus Enzym Mechanismus Zwischen- / Endprodukt

Autor / Jahr Flavon in-vitro diverse

Pilzspezies

Hydroxylierung + C-Ring- spaltung, Reduktion

4´-Hydroxyflavon 3´,4´-Dihydroxy- flavon, o-Hydroxy- phenylhydroxymethyl keton, o-Hydroxy- phenylethandiol

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1990a

BDO Hydroxylierung 1´-Hydroxyflavon, 1´,2´-Dihydroxyflavon

SHINDO et al.

2003 in-vitro rekomb. E. coli

BDO + DDH

2-(2,3-Dihydroxy- phenyl)chromen-4-on

SHINDO et al.

2003

in-vitro rekomb.Sm.

BDO Hydroxylierung 3´-Hydroxyflavon, 2´,3´-Dihydroxyflavon

CHUN et al. 2003

5-Hydroxy- flavon

in-vitro Sm. fulvissimus Hydroxylierung 5,4´-Dihydroxyflavon, 5,3´,4´-Trihydroxy- flavon

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1989 in-vitro Sm. fulvissimus Hydroxylierung

+ Sulfatierung

5,4´-Dihydroxyflavon- 4´-sulfat

IBRAHIM u.

ABUL-HAJJ 1989 5,7-Dihydroxy-

3´,4´,5´-tri- methoxyflavon

in-vivo Ratte 3,5-Dihydroxyphenyl-

propionsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972

(44)

34 6-Hydroxy-

flavon

BDO Hydroxylierung 1´-Hydroxy-6-flavon SHINDO et al.

2003 in-vitro rekomb. E. coli

BDO + DDH

2-(2,3-Dihydroxy- phenyl)-6-hydroxy- chromen-4-on

SHINDO et al.

2003

in-vitro rekomb.Sm.

BDO Hydroxylierung 6,2´-Dihydroxyflavon CHUN et al. 2003

7,4´-Dihydroxy- flavon

in-vitro Rz. legumino- sarum bv. trifolii

C-Ringspaltung Resorcinol + p-Hydroxybenzoe- säure

RAO u. COOPER 1994

Apigenin in-vitro Rz. sp. strain NGR234

C-Ringspaltung Phloroglucinol, p-Hy- droxybenzoesäure + Phenylessigsäure

RAO u. COOPER 1994

CYP450 Hydroxylierung an C-3´

Luteolin NIELSEN et al.

1998

in-vitro Schweinefäzes 3-(4-Hydroxyphenyl)-

propionsäure, 3-Phe- nylpropionsäure

LABIB 2006

Apigenin 7-O- Glucosid

in-vitro Stamm CG19-1 aus Human- fäzes

Deglyco- sylierung

Apigenin

BRAUNE u.

BLAUT 2011 Apigenin 7-O-

Glucosid

in-vitro Eb.

cellulosolvens

Deglyco- sylierung

Apigenin BRAUNE u.

BLAUT 2012

(45)

35

Baicalin in-vitro Humanfäzes Hydrolyse

+ Ringspaltung

Baicalein 4-Hy- droxybenzoesäure, 3,4-Dihydroxyben- zoesäure, Pyrogallol, Phenylessigsäure

KIM et al. 1998

Baicalin in-vitro Humanfäzes ß-Glycu- ronidase

Hydrolyse Baicalein KIM et al. 1998 Chrysin in-vitro Lebermikro-

somen d. Ratte

CYP450 Hydroxylierung an C-3´ u. C-4´

Luteolin NIELSEN et al.

1998 in-vitro Lebermikro-

somen d. Ratte

3´-Hydroxychrysin NIELSEN et al.

1998

Diosmetin in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

BOOTH et al.

1958

Diosmin in-vivo Ratte m-Hydroxyphenyl-

BOOTH et al.

1958

Hispidulin in-vitro Schweinefäzes O-Demethy- lierung

Scutellarein 3-(4-Hydroxyphenyl)- propionsäure

LABIB 2006

Homoorientin in-vitro Humanfäzes Deglyco- sylierung

Luteolin HATTORI et al.

1988

(46)

36

Homoorientin in-vitro Humanfäzes Reduktion, Deglyco- sylierung, Ringspaltung

6-C-Glucosylerio- dictyol Eriodictyol

3,4-Dihydroxy- phenylpropionsäure + Phloroglucinol

HATTORI et al.

1988

Deglyco- sylierung

3-(3,4-Dihydroxy- phenyl)-propionsäure

BRAUNE u.

BLAUT 2011 in-vitro Eb.

cellulosolvens

Deglyco- sylierung

Luteolin BRAUNE u.

BLAUT 2012 in-vitro Stamm CG19-1

aus Human- fäzes

Deglyco- sylierung

BRAUNE u.

BLAUT 2012 Luteolin in-vitro Rz. meliloti C-Ringspaltung Phloroglucinol,

Phloroglucinol- Carbonsäure, Kaffeesäure,

Protocatechusäure + Phenylessigsäure

RAO u. COOPER 1994

Luteolin in-vitro Eb. ramulus aus Humanfäzes

Eridictyol korresp.

Chalkon Phloretin Phloroglucinol 3-(3,4-Dihydroxy- phenyl)propionsäure

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000

in-vitro Eb. ramulus aus Humanfäzes

Reduktion + C-Ringspaltung

Eriodictyol 3-(3,4- Dihydroxyphenyl)- propionsäure + Phloroglucinol

BRAUNE et al.

2001

(47)

37

Luteolin in-vitro Schweinefäzes 3-(3-Hydroxyphenyl)-

propionsäure

LABIB 2006 Luteolin 3´-O-

Glucosid

Deglyco- sylierung

Luteolin 3-(3,4- Dihydroxy-phenyl)- propionsäure

BRAUNE u.

BLAUT 2011 in-vitro Eb.

cellulosolvens

Deglyco- sylierung

Luteolin BRAUNE u.

BLAUT 2012 Luteolin 5-O-

Glucosid

Deglyco- sylierung

BRAUNE u.

BLAUT 2011 Luteolin-7-

glucosid

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000 Luteolin 7-O-

Glucosid

in-vitro Eb.

cellulosolvens

Deglyco- sylierung

Luteolin BRAUNE u.

BLAUT 2012 Psiadiaradin in-vitro Ch. elegans Glycosylierung korrespondierende

3-O- α-D-Glycosid - Konjugate

IBRAHIM et al.

1997 6-Desmethoxy-

psiadiarabin

in-vitro Ch. elegans Glycosylierung korrespondierende 3-O- α-D-Glycosid- Konjugate

IBRAHIM et al.

1997

Sinensetin in-vitro A. niger O-Demethy-

lierung

4´-Hydroxy-5,6,7,3´- tetramethoxyflavon

OKUNO u.

MIYAZAWA 2006 Tangeretin in-vitro Lebermikro-

somen d. Ratte

CYP450 4´-Demethy- lierung

4´-Hydroxy-5,6,7,8- tetramethoxyflavon

NIELSEN et al.

1998

(48)

38 Tangeretin in-vitro Lebermikro-

somen d. Ratte

CYP450 4´-Demethy- lierung+

Hydroxylierung an C-3´

3´,4´-Dihydroxy- 5,6,7,8-tetramethoxyflavon

NIELSEN et al.

1998

Tangeretin in-vitro Lebermikro- somen d. Ratte

CYP450 5, 4´-Demethy- lierung

Xanthomicrol NIELSEN et al.

1998

Tricetin in-vitro Ratte 3,5-Dihydroxyphenyl-

propionsäure, 3-Hydroxyphenyl- propionsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972

Tricin in-vitro Ratte 3,5-Dihydroxyphenyl-

propionsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972 in-vitro Darm-Mikro-

organismen der Ratte

GRIFFITHS u.

SMITH 1972 Vitexin in-vitro Stamm CG19-1

aus Human- fäzes

Deglyco- sylierung

BRAUNE u.

BLAUT 2011 in-vitro Stamm CG19-1

aus Human- fäzes

Deglyco- sylierung

BRAUNE u.

BLAUT 2012

(49)

39 2.1.9 Flavonole

Das Grundgerüst der Flavonole besteht aus einem 3-Hydroxy-2-phenylchromen-4-on (Abb. 2. 9) und stellt die verbreiteste Gruppe der Flavonoide dar (NUHN 1997).

Durch die Bindung von Hydroxy- und Methoxygruppen am Grundgerüst existiert eine Vielzahl von Derivaten, wobei Quercetin und Kaempferol am häufigsten in Pflanzen vorkommen (KNAUP 2008). Dort liegen sie i.d.R. als an Zucker gebunde Glycoside vor, wobei die Zuckerart abhängig von der jeweiligen Pflanzenspezies ist (MACHEIX et al. 1990). Am häufigsten kommen als Zuckerrest Glukose, Galaktose, Rhamnose, Arabinose und Apiose vor.

Abb. 2. 9: Grundgerüst der Flavonole

(50)

40 Stoffname System Organismus /

Matrix

Autor / Jahr Fisetin in-vitro Sm. griseus O-Methylierung Geraldol

3,7,3´-Trihydroxy- 4´-methoxyflavon

3,7-Dihydroxy- 3´,4´-dimethoxy- flavon

HOSNY et al.

2001

in-vitro Sm. griseus Hydroxylierung

am A-Ring

7,8,3´,4´-Tetra- hydroxyflavon

HOSNY et al.

2001 Galangin in-vitro Lebermikro-

somen d. Ratte

Kaempferol NIELSEN et al.

1998

Galangin in-vitro Schweinefäzes C-Ringspaltung Phenylessigsäure LABIB 2006 Isoquercitrin in-vitro Ec. casseli-

flavus aus Humanfäzes

vermutl.

ß-Glyco- sidase

Hydrolyse des Zuckerrests

Quercetin + Glukose Glukose Formiate, Acetate, L-Laktat, Ethanol

SCHNEIDER et al. 1999

Deglycolysie- rung und C- Ringspaltung (nur wenn Glukose vorh.)

Quercetin, Glukose, Phloroglucinol, 3,4-Dihydrophenyl- essigsäure, Butyrate, Acetate, CO2, H2, Ethanol,

SCHNEIDER et al. 1999

Kaempferol in-vitro alkalische

Hydrolyse

p-Hydroxybenzoe- säure + Phloroglucin

SCHUSTER u.

HERRMANN 1986

Quercetin NIELSEN et al.

1998

(51)

41

Kaempferol in-vitro Eb. ramulus aus Humanfäzes

Dihydrokaempferol korresp. Chalkon Phloroglucinol + 2-Keto-3-(4-hydroxyphenyl)propionsäure

4-Hydroxyphenyl- acetaldehyd

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000

in-vitro Schweinefäzes C-Ringspaltung, Decarboxy- lierung

4-Hydroxyphenyl- essigsäure, 4-Methylphenol

LABIB 2006

Myricetin in-vivo Ratte 3,5-Dihydroxyphenyl-

essigsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972 in-vitro Darm-Mikro-

3,5-Dihydroxyphenyl- essigsäure,

3-Hydroxyphenyl- essigsäure, 3,4,5-Trihydroxy- phenylessigsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972

Myricitrin in-vivo Ratte 3,5-Dihydroxyphenyl-

essigsäure,Myricetin, 3-Hydroxyphenyl- essigsäure

GRIFFITHS u.

SMITH 1972

(52)

42 Myricitrin in-vitro Darm-Mikro-

3,5-Dihydroxyphenyl- essigsäure, 3-Hy- droxyphenylessig- säure, 3,4,5-Tri- hydroxyphenylessig- säure, Myricetin

GRIFFITHS u.

SMITH 1972

Quercetin in-vivo Kaninchen 3,4-Dihydroxyphenyl-

essigsäure

MURRAY et al.

1954 in-vivo Ratte, Mensch,

Kaninchen, Meer-

schweinchen

Ringspaltung Dehydroxy- lierung Methylierung

m-Hydroxyphenyl- essigsäure

Homovanillinsäure

BOOTH et al.

1956

in-vivo Ratte

Dehydroxy- lierung O-Methyli- sierung

Homovanillinsäure

MASRI et al.

1959

in-vitro saures Medium Protocatechusäure,

Phloroglucinolcarbon säure, Phloroglucinol

MASRI et al.

1959 in-vitro B. cereus aus

Bodenproben

O-Glycosy- lierung

Isoquercitrin + Protocatechusäure

RAO u.

WEISNER 1981

(53)

43

Quercetin in-vitro Pansensaft von Ziegen

3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure +

p-Hydroxyphenyl- essigsäure

flüchtige Fettsäuren

SHARMA et al.

1981

in-vitro Eb. oxido- reducens aus Stierpansen

3,4-Dihydroxy- phenylessigsäue, Butyrate, Acetate

KRUMHOLZ et al.

1986 in-vitro C. sp. Stamm

257, 258, 264, 265 aus

Humanfäzes

C-Ringspaltung 3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure

WINTER et al.

1989

in-vitro C. sp. Stamm 257, 258, 264, 265 aus

Humanfäzes

C-Ringspaltung 4-Hydroxyphenyl- essigsäure

WINTER et al.

1989

in-vitro C. orbiscindens sp. nov. aus Humanfäzes

Ringspaltung 3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure + vermutl.

Phloroglucinol

WINTER et al.

1991 in-vitro Rz. legumino-

sarum bv.

phaseoli

C-Ringspaltung Phloroglucinol + Protocatechusäure

RAO u. COOPER 1994

in-vitro Ps. putida A-Ringspaltung Oxalessigsäure + Protocatechusäure

RAO u. COOPER 1994

(54)

44 Quercetin in-vitro Eb. ramulus aus

Humanfäzes

Taxofolin

korresp. Chalkon Phloroglucinol + 2-Keto-3-(3,4-di-hydroxyphenyl)- propionsäure

3,4-Dihydroxy- phenylacetaldehyd

3,4-Dihydroxy- phenylessigsäure

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000

in-vitro Eb. ramulus aus Humanfäzes

Reduktion + C-Ringspaltung

Taxifolin Alphitonin 3,4-Dihydro-

phenylessigsäure + Phloroglucinol

BRAUNE et al.

2001

in-vitro Sm. griseus O-Methylierung Isorhamnetin Dillenetin

HOSNY et al.

2001

am A-Ring + O-Methylierung

Gossypetin 8-Methoxy- quercetin

HOSNY et al.

2001

am B-Ring

Myricetin HOSNY et al.

2001

in-vivo Schwein Methylierung Isorhamnetin,

Tamarixetin

LANDGRAF 2003

in-vitro Schweinefäzes Phloroglucinol,

3,4-Dihydroxytoluol, 3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure

LABIB 2006

Quercitrin in-vitro humane Darm- bakterien

α -Glyco- sidase

Hydrolyse Quercetin + Zuckerrest

MACDONALD et al. 1983

(55)

45

Quercitrin

CHENG et al.

1969 in-vitro Mikroflora aus

dem Pansensaft

wasserlösliche Produkte, vorübergehend Phloroglucinol

SIMPSON et al.

1969

Glycosi- dase

Hydrolyse Phloroglucinol, 3,4-Dihydroxyphenyl- essigsäure, CO2, 3,4-Dihydroxybenz- aldehyd

KRISHNAMURTY et al. 1970

in-vitro Bc. distasonis, Bc. uniformis, Bc. ovatus aus Humanfäzes

α-Rham- nosidase

bakterielle Hydrolyse

Quercetin BOKKEN-

HEUSER et al.

1987 in-vitro Eb. ramulus aus

Humanfäzes

SCHNEIDER u.

BLAUT 2000 Robinin in-vitro Bc. distasonis

aus Human- fäzes

α-Rham- nosidase

bakterielle Hydrolyse

Kaempferol BOKKEN-

HEUSER et al.

1987

Rutin in-vivo Kaninchen 3,4-Dihydroxyphenyl-

essigsäure

MURRAY et al.

1954 in-vivo Ratte, Mensch,

Kaninchen, Meer-

schweinchen

Ringspaltung Dehydroxy- lierung Methylierung

Homovanillinsäure

BOOTH et al.

1956