Einsatz von eDNA im AmphibienMonitoring
5 Vergleich zwischen eDNA und klassischem
Monitoring
Eine wichtige Frage ist, wie gut eDNA ist im Vergleich mit den herkömmli-chen Feldmethoden, welche seit langem zum Einsatz kommen. Mehrere Studien haben gezeigt, dass die Nachweiswahr-scheinlichkeiten bei eDNA höher sein können als bei den traditionellen Me-thoden (Schmidt und Ursenbacher 2015). Daher lohnt sich aus dem Blick-winkel der Nachweiswahrscheinlichkei-ten der Einsatz von eDNA. Allerdings liegen für Amphibien bisher noch keine Daten hinsichtlich des Vorkommens von falsch-positiven Resultaten vor. Bei der Methodenauswahl für ein Monito-ring respektive auch bei der Kombina-tion von verschiedenen Methoden müs-sen die Ziele des Monitorings genau definiert werden. Es sind zwar
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Foster, J.; Wilkinson, J.W.; Arnell, A.;
Brotherton, P.; Williams, P.; Dunn. F.;
2015: Using eDNA to develop a natio-nal citizen science-based monitoring pro-gramme for the great crested newt (Tri-turus cristatus). Biol. Conserv. 183: 19–28.
Bohmann, K.; Evans, A.; Gilbert, M.T.;
Carvalho, G.R.; Creer, S.; Knapp, M.; Yu, D.W.; de Bruyn, M., 2014: Environmen-tal DNA for wildlife biology and biodi-versity monitoring. Trends Ecol. Evol. 29:
358–367.
Deiner, K.; Fronhofer, E.A.; Mächler, E.;
Walser, J.C.; Altermatt, F., 2016: Envi-ronmental DNA reveals that rivers are conveyer belts of biodiversity informa-tion. Nature Comm. 7: 12544.
Dejean, T.; Valentini, A.; Duparc, A.; Pel-lier-Cuit, S.; Pompanon, F.; Taberlet, P.;
Miaud, C., 2011: Persistence of environ-mental DNA in freshwater ecosystems.
PLoS ONE 6: e23398.
Dufresnes, C.; Pellet, J.; Bettinelli-Ric-ciardi, S.; Thiébaud, J.; Perrin, N.; Fuma-galli, L., 2016: Massive genetic introgres-sion in threatened northern crest newts (Triturus cristatus) by an invasive conge-ner (T. carnifex) in western Switzerland.
Conserv. Gen. 17: 839–846.
Ficetola, G.F.; Miaud, C.; Pompanon, F.; Ta-berlet, P., 2008: Species detection using environmental DNA from water samples.
Biol. Lett. 4: 423–425.
Ficetola, G.F.; Pansu, J.; Bonin, A.; Coissac, E.; Giguet-Covex, C.; de Barba, M.;
Gielly, L.; Lopes, C.M.; Boyer, F.; Pompa-non, F.; Rayé, G.; Taberlet, P., 2015: Re-plication levels, false presences and the estimation of presence/absence from eDNA metabarcoding data. Mol. Ecol.
Res. 15: 543–556.
Kéry, M.; Schmidt, B.R., 2008: Imperfect de-tection and its consequences for moni-toring for conservation. Comm. Ecol. 9:
207–216.
Lahoz-Montfort, J.J.; Guillera-Arroita, G.; Tingley, R., 2016: Statistical approa-ches to account for false-positive errors in environmental DNA samples. Mol. Ecol.
Res. 16: 673–685.
Little, D.P., 2014: A DNA mini-barcode for land plants. Mol. Ecol. Res. 14: 437–446.
MacDonald, A.J.; Sarre, S.T., 2017: A framework for developing and validating taxon-specific primers for specimen iden-tification from environmental DNA. Mol.
Ecol. Res. 17: 708–720.
Meier, R.; Stapfer, A., 2017: Werkzeugkas-ten für genetische Methoden in der Bio-diversitätsförderung. WSL Ber. 60: 49–56.
2016). Abhängig ist dies von der Ver-fügbarkeit von DNA-Sequenzen in den entsprechenden Datenbanken, wobei es sich lohnt, für ausgewählte Arten-gruppen eigene und überprüfte Refe-renzdatenbanken aufzubauen. Bestre-bungen in diese Richtung werden zum Beispiel durch die Forscher und For-scherinnen im Swiss Barcode of Life Projekt verfolgt (www.swissbol.ch). Al-lerdings zeigt sich dabei, dass die ver-wendeten Barcoding-Regionen nicht unbedingt für eDNA-Analysen von Gemeinschaften mittels Next-Gene-ration Sequencing geeignet sind. Da-her kann durch das gezielte Sequen-zieren interessanter Arten die Grund-lage geschaffen werden, dass weitere Artengruppen, welche auch in Amphi-biengewässern vorkommen (z. B. Libel-len, Wasserpflanzen oder national pri-oritäre Arten), erfasst werden können.
Später wird vielleicht ein umfassendes Monitoring der aquatischen Biodiver-sität möglich.
Die Anwendung genetischer Metho-den bei naturschutzbiologischen Feld-studien und Monitoringprogrammen versetzt manche Biologen und Arten-kennerinnen in Angst, denn sie haben das Gefühl, dass sie durch die neuen Techniken ersetzt würden. Wir sehen diese Gefahr nicht, da es für die Pro-benentnahme wie auch die Interpre-tation der Daten ausgewiesene Fach-personen mit detaillierten Arten-kenntnissen braucht. Aber wir sind der Überzeugung, dass genetische Metho-den ein wertvolles Werkzeug in der Na-turschutzbiologie sein können und zu-nehmend auch sein werden.
7 Literatur
Baldigo, B.P.; Sporn, L.A.; George, S.D.;
Ball, J.A., 2017: Efficacy of environmen-tal DNA to detect and quantify Brook trout populations in headwater streams of the Adirondack Mountains, New York.
Trans. Amer. Fish. Soc. 146: 99–111.
Bellemain, E.; Carlsen, T.; Brochmann, C.; Coissac, E.; Taberlet, P.; Kauserud, H., 2010: ITS as an environmental DNA barcode for fungi: an in silico approach reveals potential PCR biases. BMC Mi-crobio. 10: 189.
Biggs, J.; Ewald, N.; Valentini, A.; Gabo-riaud, C.; Dejean, T.; Griffiths, R.A.;
bungen im Gang, eDNA in diese Rich-tung zu entwickeln, doch zurzeit kön-nen Abundanzen nur sehr grob abge-schätzt werden (Thomsen et al. 2012).
eDNA liefert ebenfalls keine Hinweise auf das Lebensstadium (bei Amphibien Adulte, Larven etc.). Daher lässt sich über eDNA beispielsweise nicht nach-weisen, ob sich eine Amphibienart er-folgreich in einem Gewässer fortpflanzt.
Auch Alter, Grösse oder Gesundheits-zustand kann eDNA, mindestens bei Amphibien, nicht liefern. Sofern für ein Monitoring derartige Merkmale wich-tig sind, sollte eDNA nur ergänzend eingesetzt werden.
Weitere wichtige Punkte beim Ein-satz von eDNA sind Zeit und Kosten.
Die Probenentnahme für eDNA hat meist folgende Vorteile im Vergleich zu einem herkömmlichen Monitoring:
(i) kleinerer Zeit-Bedarf pro Gewäs-ser, (ii) grössere Unabhängigkeit von der Witterung und der Tageszeit (je-doch nicht von der Jahreszeit!) und da-mit die Möglichkeit, Beprobungen von mehreren Gewässern an einem Tag durchzuführen und keine Nachtarbeit einsetzen zu müssen sowie (iii) allen-falls weniger Besuche am Gewässer, als bei klassischem Monitoring. Dafür ent-stehen neben der eigentlichen Arbeits-zeit im Feld noch zusätzlich Kosten für die Analysen im Labor. Zudem dau-ern die Laboranalysen mehrere Wo-chen, da im Labor die parallele Bear-beitung von möglichst vielen Proben am einfachsten und billigsten ist. Da-her lohnt es sich, die Kosten der un-terschiedlichen Methoden genau abzu-klären (Smart et al. 2016). Letztlich ist es wie bei jedem Projekt wichtig, dass man sich darüber klar wird, welches die Projektziele sind und welche Me-thoden am besten geeignet sind, diese Ziele zu erreichen (Yoccoz et al. 2001).
6 Ausblick
Trotz rasantem Fortschritt bei der Me-thodenentwicklung ist eDNA noch eine neue Methode. Die methodischen Ent-wicklungen bei der eDNA werden wei-ter gehen und diese mit grosser Wahr-scheinlichkeit in Zukunft noch inte-ressanter machen. Es ist jetzt bereits möglich, viele Artengruppen in einer Wasserprobe zu erfassen (Deiner et al.
Valentini, A.; Taberlet, P.; Miaud, C.;
Civade, R.; Herder, J.; Thomsen, P.F.;
Bellemain, E.; Besnard, A.; Coissac, E.;
Boyer, F.; Gaboriaud, C.; Jean, P.; Pou-let, N.; Roset, N.; Copp, G.H.; Geniez, P.;
Pont, D.; Argillier, C.; Baudoin, J.-M.;
Peroux, T.; Crivelli, A.J.; Olivier, A.;
Acqueberg, M.; Le Brun, M.; Moller, P.R.; Willerslev, E.; Dejean, T., 2016:
Next generation monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding. Mol. Ecol. Res. 25: 929–
942.
Yoccoz, N.G.; Nichols, J.D.; Boulinier, T., 2001: Monitoring of biological diversity in space and time. Trends Ecol. Evol. 16:
446–453.
2016: Assessing the cost-efficiency of en-vironmental DNA sampling. Methods Ecol. Evol. 7: 1291–1298.
Thomsen, P.F.; Kielgast, J.; Iversen, L.L.;
Wiuf, C.; Rasmussen, M.; Gilbert, M.T.P.;
Orlando, L.; Willerslev, E., 2012: Mo-nitoring endangered freshwater biodi-versity using environmental DNA. Mol.
Ecol. 21: 2565–2573.
Turner, C.R.; Uy, K.L.; Everhart, R.C., 2015: Fish environmental DNA is more concentrated in aquatic sediments than surface water. Biol. Conserv. 183: 93–102.
Weber, D.; Hintermann, U.; Zangger, A., 2004: Scale and trends in species richness:
considerations for monitoring biological diversity for political purposes. Global Ecol. Biogeo. 13: 97–104.
Meusnier, I.; Singer, G.A.C.; Landry, J.F.;
Hickey, D.A.; Hebert, P.D.N.; Hajibabaei, M., 2008: A universal DNA mini-barcode for biodiversity analysis. BMC Genomics 9: 214.
Schmidt, B.R.; Kéry. M.; Ursenbacher, S.;
Hyman, O.J.; Collins, J.P., 2013: Site oc-cupancy models in the analysis of envi-ronmental DNA presence/absence sur-veys: a case study of an emerging am-phibian pathogen. Methods Ecol. Evol. 4:
646–653.
Schmidt, B.R.; Ursenbacher, S., 2015: Um-welt-DNA als neue Methode zum Art-nachweis in Gewässern. Z. Feldherpetol.
22: 1–10.
Smart, A.S.; Weeks, A.R.; van Rooyen, A.R.;
Moore, A.; McCarthy, M.A.; Tingley, R.,
Abstract
Use of environmental DNA in amphibian monitoring
Monitoring is an essential part of conservation biology because the results of mo-nitoring programs inform management decisions and allow an assessment of the effectiveness of conservation action. Classical monitoring methods are based on direct observations of species or species groups in the field. However, these field studies can be very labour-intensive and there are many species which are hard to monitor due to their natural history. New methods were recently developed where the species are detected based on DNA present in the environment (eDNA). In the present article we give an overview of monitoring methods of aquatic orga-nisms based on eDNA and discuss the advantages and limitations of these me-thods with a strong focus of monitoring amphibian species in ponds and wetlands.
Keywords: environmental DNA (eDNA), DNA barcoding, conservation biology, monitoring
Forum für Wissen 2017: 63–69 63