1 Oral & Maxillofacial Surgeon, Plastic Surgeon, Department of Prosthetic Dentistry, (Head: Univ.-Prof. Dr. H. Scheller), Johannes Gutenberg Univer-sity, Augustusplatz 2, 55131 Mainz
2 Department of Oral and Maxillofacial Surgery, (Head: Univ.-Prof. Dr. Dr.
W. Wagner), Johannes Gutenberg University, Augustusplatz 2, 55131 Mainz
3 Oral and Maxillofacial Practice, Koblenzer Straße 1-9, 50968 Cologne
4 Transfusion Center, (Head: Dr. W. E. Hitzler), Johannes Gutenberg Univer-sity, Hochhaus Augustusplatz, 55131 Mainz
5 Department of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine, (Head:
Univ.-Prof. Dr. K. Lackner), Johannes Gutenberg University, Langenbeck-straße 1, 55101 Mainz
1 Mund-, Kiefer-, Gesichtschirurg, Klinik und Poliklinik für Zahnärztliche Prothetik, (Direktor: Univ.-Prof. Dr. H. Scheller), Johannes Gutenberg Universität, Augustusplatz 2, 55131 Mainz
2 Klinik und Poliklinik für Mund-, Kiefer-, Gesichtschirurgie, (Direktor:
Univ.-Prof. Dr. Dr. W. Wagner), Johannes Gutenberg Universität, Augustusplatz 2, 55131 Mainz
3 Praxis für Mund-, Kiefer-, Gesichtschirurgie, Koblenzer Straße 1-9, 50968 Köln
4 Transfusionszentrum des Klinikums, (Direktor: Dr. W. E. Hitzler), Johannes Gutenberg Universität, Hochhaus Augustusplatz, 55131 Mainz
5 Abteilung für klinische Chemie und Labormedizin, (Direktor: Univ.-Prof.
Dr. K. Lackner), Johannes Gutenberg Universität, Langenbeckstraße 1, 55101 Mainz
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Introduction
Platelet concentrates can have positive effects on the regeneration of both soft and hard tissues which can be used in the treatment of implant and periodontal patients [2, 16, 17, 18, 27, 28]. The storage conditions routinely used for platelet concentrates at transfusion centers to ensure the vitality and functionality of the platelets intended for transfusion can only be realized in an average dental clinic by a very high effort. Storage-dependent changes in platelet concentrates (produced by discontinu-ous cell separation) include a decrease in the platelet count and reduced aggregation ability with prolonged preservation [29] and shall be avoided by those stringent storage conditions. During storage, the glucose concentra-tion commonly decreases as the lactate level rises and pH falls in the concentrate, which might influence the cell count and cell metabolism [11, 12].
Most of the changes that occur appear to be tempera-ture-sensitive effects that are due to the increased rate of bacterial contamination [11, 13] and enhanced release of bioactive compounds [4]. Storage temperatures can also alter thrombocyte ultrastructure and thrombocyte activa-tion [5, 14]. This can lead to the microvesiculaactiva-tion of interleukins, TNF-α, and substances of anaphylaxis that have the potential to induce fever and transfusion reac-tions under certain circumstances [1, 10].
Up to now, it is not clear whether these stringent stor-age conditions recommended by transfusion centres are necessary for the platelet concentrates used in an implant or periodontal dental practice to speed osseous respective periodontal regeneration.
No studies have evaluated the effects of a simplified storage procedure for platelet concentrates intended for periodontal therapy that is suitable for a dental office, although the bacterial contamination rate of platelet con-centrates using this simple technique was shown to be negligible [6, 7].
Since the platelet concentrate used for bone regenera-tion does not need vital platelets, but requires concentrat-ed growth factors, stringent storage conditions may not be necessary for the platelet concentrate used in preprosthe-tic and periodontal surgery. Therefore, we compared the complicated routine storage procedure of a transfusion center with a simple storage technique using an Eppendorf tube at room temperature which might be easily enabled in a dental practice.
Material and Methods
Between 18. February 2002 and 1. March 2002, blood samples from five healthy donors (four men and one woman) aged between 37 and 62 years old (mean ± SD:
Einleitung
Thrombozytenkonzentrate haben einen positiven Einfluss auf die Regeneration von Hart- und Weichgewebe, den man für die Behandlung von Implantatpatienten und Patienten mit parodontalen Erkrankungen nutzen kann [2, 16, 17, 18, 27, 28]. Die Lagerungsbedingungen, unter denen in Transfu-sionszentren routinemäßig Thrombozytenkonzentrate gela-gert werden, um die Vitalität und Funktionalität der Throm-bozyten für Transfusionen zu erhalten, ist in einer normalen Zahnklinik nur mit großem Aufwand realisierbar. Die sehr strikten Lagerungsvorschriften sollen lagerungsbedingte Änderungen des Thrombozytenkonzetrats (bedingt durch eine diskontinuierliche Zellseparation) verhindern, inklusive einer Reduktion der Thrombozytenzahl und ihrer Aggrega-tionsfähigkeit und sie damit länger erhalten [29]. Während der Lagerung kommt es üblicherweise zu einer Abnahme des Glucosespiegels, einer Zunahme des Laktatspiegels und einer Abnahme des pH-Wertes, was die Thrombozytenzahl sowie den Zellstoffwechsel beeinflussen kann [11, 12].
Die meisten der auftretenden Veränderungen scheinen temperatur-sensitive Effekte zu sein, die auf eine Zunahme des Anteils der bakteriellen Kontamination zurückzuführen sind [11, 13] sowie einer verstärkten Freisetzung bioaktiver Komponenten [4]. Die Lagerungstemperatur hat ebenfalls Einfluss auf die Ultrastruktur der Thrombozyten und ihrer Aktivierung [5, 14]. Dies kann zu einer Mikrovesikelbildung von Interleukinen, TNF-αund anaphylaktischen Substan-zen führen, die unter bestimmten Bedingungen Fieber und Transfusionsreaktionen erzeugen können [1, 10].
Bis heute ist nicht bekannt, ob die strikten Lagerungs-bedingungen, welche von Transfusionszentren empfohlen werden, auch für die Anwendung von Thrombozytenkon-zentraten in implantologischen oder parodontologischen Praxen erforderlich sind, wo sie zur Beschleunigung der ossären beziehungsweise parodontalen Regeneration ein-gesetzt werden.
Bis heute existieren keine Studien, die den Einfluss von vereinfachten Lagerungsbedingungen – welche auch für eine zahnärztliche Praxis geeignet wären – für Thrombozy-tenkonzentrate zur Parodontaltherapie untersuchen, obwohl die bakterielle Kontamination bei solchen verein-fachten Lagerungsbedingungen vernachlässigbar ist [6, 7].
Da für die Knochenregeneration die konzentrierten Wachstumsfaktoren, nicht aber die Anzahl an vitalen Thrombozyten von Bedeutung ist, sind die strikten Lage-rungsbedingungen für Thrombozytenkonzentrate, die in der präprothetischen und parodontalen Chirurgie eingesetzt werden, möglicherweise nicht erforderlich. Daher haben wir die komplizierten Routine-Lagerungsbedingungen eines Transfusionszentrums mit einer Lagerungstechnik in Eppen-dorfröhrchen bei Raumtemperatur verglichen, die einfach in einer zahnärztlichen Praxis etabliert werden könnte.
Material und Methode
Zwischen dem 18. Februar 2002 und 1. März 2002 wurden Blutproben von fünf gesunden Spendern (vier Männer und eine Frau) im Transfusionszentrum (TZ) der Johannes Guten-52-60.qxd 17.02.2006 14:35 Seite 53
49.2 ± 10.85) with a platelet count of 311.400 ± 57.366/ µl (leukocyte count 7.060 ± 1.450/µl) were drawn at Johannes Gutenberg University Transfusion Center (TC) for the production of platelet concentrates using discontinu-ous cell separation (see below). Via an intravendiscontinu-ous approach, 50 ml of whole blood were taken for serologic analysis before the platelet separation process. After pro-ducing the five platelet concentrates, each specimen was divided into two fractions. One fraction was stored in the original bag under the conditions recommended by the transfusion center (TC samples – see below), while the sec-ond fraction was simply stored in 2-ml Eppendorf tubes at room temperature (ET samples). No special climate condi-tioning or equalization of sample components was per-formed. To assess the effect of platelet concentrate stor-age, the platelet count and volume, and levels of PDGF-AB and TGF-β1 were measured after 0, 7, 9, and 12 h and 1, 1.5, 2, 4, 4.5, 5, 7, 9, and 14 days. The platelet counts and volumes were determined automatically (Cell Dyn 3500, Abbott, Wiesbaden-Erbenheim, Germany) at the Transfu-sion Center, while the growth factor analysis was performed in the Department of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine using commercial Elisa kits (see below).
Production of platelet concentrates by discontinuous cell separation
The Transfusion Center prepared approximately 300 ml of platelet concentrate by discontinuous cell separation. As the criterion for platelet donation, all the donors had platelet counts > 150.000/µl. Discontinuous cell
separa-G. Weibrich et al. | Effects of storage conditions on thrombocyte counts and growth factor levels 54
berg Universität zur Gewinnung von trat entnommen. Die Gewinnung des Thrombozytenkonzen-trates erfolgte durch diskontinuierliche Zellseparation (siehe unten). Das Alter der Spender reichte von 37 bis 62 Jahren (Mittelwert ± Standardabweichung: 49,2 ± 10,85), die Thrombozytenzahl betrug 311.400 ± 57.366/µl (Leukozyten-zahl 7.060 ± 1.450/µl). Vor der Durchführung des Separa-tionsprozesses zur Herstellung des Thrombozytenkonzentrats wurden 50 ml des venös gewonnenen Blutes für eine serolo-gische Untersuchung abgezweigt. Nach der Herstellung der fünf Thrombozytenkonzentrate wurde jede einzelne Probe in zwei Fraktionen aufgeteilt. Die eine Fraktion wurde in dem Originalbeutel und unter den vom Transfusionszentrum emp-fohlenen Bedingungen gelagert (TZ Proben, siehe unten), während die zweite Fraktion einfach in 2 ml Eppendorfröhr-chen bei Raumtemperatur gelagert wurde (ER Proben). Dabei wurden weder spezielle Klimabedingungen eingehalten noch wurde eine Equilibrierung der Probenbestandteile vorgenom-men. Um den Effekt der Lagerungsbedingungen auf das Thrombozytenkonzentrat zu beurteilen, wurde die Thrombo-zytenzahl sowie das Volumen und die PDGF-AB sowie TGF-β1 Spiegel nach folgenden Zeiträumen bestimmt: 0, 7, 9 und 12 Stunden sowie 1, 1,5, 2, 4, 4,5, 5, 7, 9 und 14 Tage. Die Thrombozytenzahl sowie das Volumen wurden automatisiert im Transfusionszentrum bestimmt (Cell Dyn 3500, Abbott, Wiesbaden-Erbenheim, Deutschland), während der Analyse der Wachstumsfaktoren in der Abteilung für klinische Chemie und Labormedizin unter Verwendung von kommerziell erhält-lichen Elisa-Testsets durchgeführt wurde (siehe unten).
Herstellung der Thrombozytenkonzentrate durch diskontinuierliche Zellseparation
Im Transfusionszentrum wurden ca. 300 ml Thrombozyten-konzentrat durch diskontinuierliche Zellseparation gewon-nen. Das Einschlusskriterium für die Spender war eine Thrombozytenkonzentration von > 150.000/µl. Die diskon-tinuierliche Zellseparation wurde durchgeführt direkt nach der Blutentnahme, welche über die bereits liegende Kanüle erfolgte. Das Spenderblut wurde mit Antikoagulantien
ver-Figure 1 Platelet counts in platelet concentrates stored for 14 days (time) using two different storage conditions (TC = stored in the original bag under the conditions recommended by the trans-fusion center, ET = stored in 2-ml Eppendorf tubes at room temper-ature). The variance analysis revealed the influence of time (p = 0.009), but not storage technique (p = 0.027).
Abbildung 1 Thrombozytenzahl in den Thrombozytenkonzen-traten bei 14-tägiger Lagerung (Zeit) unter zwei verschiedenen Lagerungsbedingungen (TZ = Lagerung im Originalbeutel gemäß den Lagerungsvorschriften des Transfusionszentrums, ER = Lage-rung in 2 ml Eppendorfröhrchen bei Raumtemperatur). Die Vari-anzanalyse zeigte einen Einfluss der Lagerzeit (p = 0,009), nicht aber der Lagerungsbedingungen (p = 0,027).
(Grafiken: G. Weibrich)
Platelet Count [*1000/µl] Thrombozytenzahl [*1000/µl]
Time [h/d]
Zeit in h/Tage
0 7h 9h 12h1d 1,5d2d 4d 4,5d5d 7d 9d 14d
Storage Condition Lagerungs-bedingung
TC/TZ E T/ER 1800
1600
1400
1200
1000
800
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tion was carried out immediately after the blood was drawn using the cannula in place. The donor blood was supplemented with an anticoagulant to allow intermitted blood flow to a rotating centrifuge cup. The separation process divides the blood into erythrocytes, platelets (including some leukocytes), and plasma (containing few cells) via a two-step sedimentation process. As the cup is filled, the three different fractions leave through automa-tic pressure valves and enter separate storage bags. A smaller volume of blood is allowed to recirculate into the cup to increase the platelet output. This separation process is terminated by the retransfusion of erythrocytes and plasma, and is performed several times until a prede-fined amount of platelet concentrate is obtained.
Storage of TC Samples
Following the Transfusion Center’s criteria for platelet storage, one sample from each patient was stored in a bag (Thrombocyte set with filter, 994CF-E, Haemonetics) at a steady temperature of 21°C. For a constant climate, the samples were placed on a vibrating grate with double-sided continuous airflow exposure. Here, these samples are called the TC samples.
Growth Factor Analysis
To quantify the concentrations of growth factors PDGF-AB and TGF-β1, each of the specimens was analysed using commercial enzyme-linked immunosorbent assay kits (Quantikine Elisa kits, R&D Diagnostics). The quantitative Elisa procedures were performed on samples that had been stored frozen. Immediately before analysis, each sample (which had been stored frozen at -78°C) was thawed and centrifuged at 10.000 rpm in a microcentrifuge at room temperature. Freezing liberates intracellular thrombocyte
setzt, um einen intermittierenden Blutfluss in ein Zentri-fugenröhrchen zu ermöglichen. Durch den Separationspro-zess wird das Blut über eine zweistufige Sedimentation in Erythrozyten, Thrombozyten (inklusive einiger Leukozy-ten) und Plasma (welches nur wenige Zellen enthält) auf-geteilt. Sobald das Zentrifugenröhrchen gefüllt ist, können die drei Fraktionen durch automatische Ventile abgelassen und in separate Beutel eingeleitet werden. Ein kleines Blutvolumen lässt man in dem Zentrifugenröhrchen rezir-kulieren, um den Output an Thrombozyten zu erhöhen.
Beendet wird der Separationsprozess durch eine Retransfu-sion von Erythrozyten und Plasma. Er wird mehrfach wiederholt, bis man eine definierte Menge von Thrombozy-tenkonzentrat gewonnen hat.
Lagerung der TZ Proben
Entsprechend den Richtlinien des Transfusionszentrums für die Lagerung von Thrombozytenkonzentraten wurde von jedem Patienten eine Probe in einem Beutel (Thrombozyten Set mit Filter, 994CF-E, Haemonetics) bei einer konstanten Temperatur von 21°C aufbewahrt. Um ein konstantes Klima zu schaffen wurden die Proben auf einem Rüttler mit einer doppelseitigen kontinuierlichen Luftstromexposition plat-ziert. Diese Proben wurden als TZ Proben bezeichnet.
Analyse der Wachstumsfaktoren
Zur Quantifizierung der Wachstumsfaktoren PDGF-AB und TGF-β1 wurde jede Probe mit Hilfe eines kommerziell erhältlichen Elisa-Kits (enzyme-linked immunosorbent assay kit) analysiert (Quantikine Elisa kits, R&D Diagnos-tics). Die quantitative Elisa-Analyse erfolgte an Proben, die zur Lagerung gefroren worden waren. Jene Proben, welche bei -78°C gefroren gelagert wurden, wurden unmittelbar vor der Analyse aufgetaut und bei Raumtemperatur in einer Mikrozentrifuge (10.000 U/min) zentrifugiert.
Einfrieren setzt die intrazellulären Thrombozyten-Wachstumsfaktoren [19] frei, hat aber hat keinen Einfluss auf biologisch aktive PDGF-Spiegel [3].
Figure 2 Platelet volume in platelet concentrates stored for 14 days (time) using two different storage conditions (TC = stored in the original bag under the conditions recommended by the trans-fusion center, ET = stored in 2-ml Eppendorf tubes at room temper-ature). The variance analysis revealed the influence of storage time (p = 0.001) and storage technique (p < 0.0005).
Abbildung 2 Thrombozytenvolumen in den Thrombozytenkon-zentraten bei 14-tägiger Lagerung (Zeit) unter zwei verschiedenen Lagerungsbedingungen (TZ = Lagerung im Originalbeutel gemäß den Lagerungsvorschriften des Transfusionszentrums, ER = Lage-rung in 2 ml Eppendorfröhrchen bei Raumtemperatur). Die Vari-anzanalyse zeigte sowohl einen Einfluss der Lagerzeit (p = 0,001) als auch der Lagerungsbedingungen (p < 0,0005).
Platelet Volume [fl] Thrombozytenvolumen [fl]
Time [h/d]
Zeit in h/Tage
0 7h 9h 12h 1d 1,5d2d 4d 4,5d5d 7d 9d 14d
Storage Condition Lagerungs-bedingung
TC/TZ E T/ER 14
12
10
8
6
4
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growth factors [19] and has no effect on biologically active PDGF levels [3].
Using commercial Quantikine Elisa kits, the samples were assayed for PDGF-AB (Catalogue No. #DHD00). The manufacturer reports that the sensitivity of this kit is 8.4 pg/ml. Following the manufacturer’s protocol, all assays were performed in duplicate. The TGF-β1 levels were assayed using commercial Quantikine Elisa kits (Catalo-gue No. #DB100). The reported lower detection limit is 7 pg/ml. Since a large proportion of the TGF-β1 in biologic samples is often present in a latent state [21], TGF-β1 must be transformed into its biologically active form to determine the total TGF-β1; this was done as recommen-ded by the manufacturer. The total TGF-β1 content of the supernatant fraction was assayed according to the manu-facturer’s protocol.
Statistical Methods
All the quantitative measurements were described using summary statistics (n, mean, standard deviation, median, minimum, maximum, and other quantiles). To illustrate the relationship between time, thrombocyte count, vol-ume, and growth factor content (PDGF-AB and TGF-β1) box plots were used. To analyse the possible influence of stor-age conditions and storstor-age time on the platelet count, platelet volume, and growth factor content, a univariate analysis of variance (using the storage condition as the fixed factor and the storage time as the covariate) was performed with platelet count, platelet volume, PDGF-AB, and TGF-β1 as the respective dependent variables. Bonfer-roni’scorrection of the p-value was provided with 0.05/4 = 0.0125.
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Die Proben wurden mit Hilfe der kommerziellen Quanti-kine Elisa kits auf PDGF-AB untersucht (Bestell Nr.
#DHD00). Nach Herstellerangaben beträgt die Sensitivität der Kits 8,4 pg/ml. Entsprechend den Empfehlungen des Herstellers wurden alle Untersuchungen doppelt durchge-führt. Die TGF-β1 Spiegel wurden mit Hilfe des kommerziell erhältlichen Quantikine Elisa Kits (Bestell Nr. #DB100) bestimmt. Die Nachweisgrenze ist mit 7 pg/ml angegeben.
Da große Anteile von TGF-β1 in Proben häufig in einem latenten Zustand vorliegen [21], muss das TGF-β1 zunächst in seine biologisch aktive Form transformiert werden, um den gesamten Gehalt an TGF-β1 bestimmen zu können; dies erfolgte gemäß den Empfehlungen des Her-stellers. Der Gesamtgehalt an TGF-β1 im Überstand wurde anschließend gemäß Herstellerangaben untersucht.
Statistische Methoden
Sämtliche quantitative Messungen wurden mit Methoden der deskriptiven Statistik untersucht (n, Mittelwert, Stan-dardabweichung, Median, Minimum, Maximum und andere Quantile). Zur graphischen Darstellung der Beziehung zwi-schen Zeit, Thrombozytenzahl, Thrombozytenvolumen und Gehalt an Wachstumsfaktoren (PDGF-AB, TGF-β1) wurden Boxplots verwendet. Zur statistischen Analyse eines mög-lichen Einflusses der Lagerungsbedingungen und Lagerzeit auf die Thrombozytenzahl, das Thrombozytenvolumen und den Gehalt an Wachstumsfaktoren wurden univariate Vari-anzanalysen herangezogen (die Lagerungsbedingungen wurde als fester Faktor und die Lagerzeit wurde als Covari-ate definiert). Die Thrombozytenzahl, das Thrombozyten-volumen sowie die PDGF-AB- und TGF-β1-Spiegel repräsen-tierten dabei die abhängigen Variablen. Die Bonferroni-Korrektur des p-Werte betrug 0,05/4 = 0,0125.
Figure 3 PDGF-AB content in platelet concentrates stored for 14 days (time) using two different storage conditions (TC = stored in the original bag under the conditions recommended by the trans-fusion center, ET = stored in 2-ml Eppendorf tubes at room temper-ature). The variance analysis revealed the influence of storage time and storage technique (both p < 0.0005).
Abbildung 3 PDGF-AB Gehalt in den Thrombozytenkonzentra-ten bei 14-tägiger Lagerung (Zeit) unter zwei verschiedenen Lage-rungsbedingungen (TZ = Lagerung im Originalbeutel gemäß den Lagerungsvorschriften des Transfusionszentrums, ER = Lagerung in 2 ml Eppendorfröhrchen bei Raumtemperatur). Die Varianzanalyse zeigte einen Einfluss der Lagerzeit und Lagerungsbedingung (für beide p < 0,0005).
PDGF-AB [ng/ml] PDGF-AB [ng/ml]
Time [h/d]
Zeit in h/Tage
0 7h 9h 12h1d 1,5d2d 4d 4,5d5d 7d 9d 14d
Storage Condition Lagerungs-bedingung
TC/TZ E T/ER 80
70
60
50
40
30
20
10
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Results
The mean platelet count in the platelet concentrates at the beginning of the study was 1.338,400 ± 143.420/µl (± SD). The leukocyte count was 49 ± 37/µl. With time, the mean platelet count in the TC group decreased slightly to 1.284.000 ± 94.447/µl, while that in the ET group decreased to 1.201.000 ± 161.796/µl (Fig. 1). Taking all measurements into account, the mean platelet count in the TC group was 1,321.100 ± 141.059/µl versus 1.257.717 ± 165.643/µl in the ET group. The variance analysis showed an influence of storage time on the platelet count (p = 0.009), but not storage condition (p = 0.027).
The mean platelet volume was initially 7.62 ± 0.93 fl.
Like the platelet count, the platelet volume remained rela-tively constant in the TC samples (7.5 ± 0.86 fl), while it increased in the ET samples after 24 h (8.3 ± 1.4 fl). The difference between the groups was smaller after day 7 (Fig. 2). The platelet volume was influenced by storage time and storage conditions (p = 0.001 and p < 0.0005, respectively).
The mean PDGF-AB was 29.9 ± 4.7 ng/ml initially, and increased with time in both groups, although the increase was greater for the ET samples (e.g., day 2, ET 52.8 ± 13.5 ng/ml, TC 27.2 ± 6.0 ng/ml, Fig. 3). The maximum PDGF-AB was 58.6 ± 10 ng/ml for the ET samples on day 4.5 and 41.4 ± 5.3 ng/ml for the TC samples on day 5. The variance analysis showed major effects of storage time and storage mode on the resulting growth factor level in the platelet concentrate (all p < 0.0005).
The mean TGF-β1 was initially 225.0 ± 45.2 ng/ml and increased slightly in both groups (Fig. 4). The influence of storage time was significant (p < 0.0005), while that of storage mode was not (p = 0.352).
Ergebnisse
Der Mittelwert der Thrombozytenzahl im Thrombo-zytenkonzentrat betrug zu Beginn der Studie 1.338.400 ± 143.420/µl (± Standardabweichung). Die Leu-kozytenzahl lag bei 49 ± 37/µl. Im Laufe der Zeit verrin-gerte sich der Mittelwert der Thrombozytenzahl in der TZ-Gruppe geringfügig auf 1.284.000 ± 94.447/µl, während er in der ER-Gruppe auf 1.201.000 ± 161.796/µl (Abb. 1) absank. Betrachtet man alle Messungen, betrug der Mittelwert der Thrombozytenzahl in der TZ-Gruppe 1.321.100 ± 141.059/µl gegenüber 1.257.717 ± 165.643/µl in der ER-Gruppe. Die Varianzanalyse zeigte einen Einfluss der Lagerzeit auf die Thrombozytenzahl (p = 0,009), nicht aber der Lagerungsbedingungen (p = 0,027).
Der Mittelwert des Thrombozytenvolumens betrug initial 7,62 ± 0,93 fl. Das Thrombozytenvolumen blieb, wie auch die Thrombozytenzahl, relativ konstant in der TZ-Gruppe (7,5 ± 0,86 fl), während sich in der ER-Gruppe ein Anstieg nach 24 h zeigte (8,3 ± 1,4 fl). Nach sieben Tagen war der Unterschied zwischen den Gruppen geringer (Abb. 2). Das Thrombozytenvolumen wurde sowohl durch die Lagerzeit als auch durch die Lagerungsbedingungen beeinflusst (p = 0,001 beziehungsweise p < 0,0005).
Der Mittelwert für PDGF-AB lag initial bei 29,9 ± 4,7 ng/ml und wuchs über die Zeit in beiden Gruppen an, wobei der Anstieg in der Gruppe der ER-Proben größer war (z.B. Tag 2, ER 52,8 ± 13,5 ng/ml, TZ 27,2 ± 6,0 ng/ml,
Der Mittelwert für PDGF-AB lag initial bei 29,9 ± 4,7 ng/ml und wuchs über die Zeit in beiden Gruppen an, wobei der Anstieg in der Gruppe der ER-Proben größer war (z.B. Tag 2, ER 52,8 ± 13,5 ng/ml, TZ 27,2 ± 6,0 ng/ml,