Tierärztliche Hochschule Hannover
Vergleichende Untersuchungen zur Effizienz der Antikörperbildung und Antikörperfunktion nach
Mehrfachimmunisierung von Schweinen gegen Mycoplasma hyopneumoniae
INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer
Doktorin der Veterinärmedizin – Doctor medicinae veterinariae –
(Dr. med. vet.)
vorgelegt von Anja Kloker Ehingen (Donau)
Hannover 2019
Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. Karl-Heinz Waldmann
Klinik für kleine Klauentiere und forensische Medizin und Ambulatorische Klinik
1. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Karl-Heinz Waldmann
2. Gutachter: Univ.-Prof. Dr. Peter Valentin-Weigand
Tag der mündlichen Prüfung: 11. November 2019
Für meine Familie
Teile dieser Arbeit wurden bereits als Poster publiziert.
Posterpräsentation auf dem 7. Leipziger Doktorandenforum am 14. Februar 2019 in Leipzig, Deutschland und auf dem Zentrumstag des Zentrums für Infektionsmedizin der Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover am 4. Juli 2019 in Hannover, Deutschland:
Anja Kloker, Doris Höltig, Karl-Heinz Waldmann, Peter Valentin-Weigand, Jochen Meens. Systemic and local immune response in pigs intramuscularly injected with four different inactivated Mycoplasma hyopneumoniae vaccines
Inhalt
1 Einleitung ... 15
2 Literaturteil ... 17
2.1 Mycoplasma hyopneumoniae ... 17
2.1.1 Ätiologie ... 17
2.1.2 Epidemiologie ... 18
2.2 Enzootische Pneumonie ... 20
2.2.1 Pathogenese ... 20
2.2.2 Klinische Symptomatik ... 26
2.2.3 Diagnostische Möglichkeiten... 28
2.2.4 Therapie ... 34
2.2.5 Weitere Kontrollmaßnahmen ... 35
2.3 Weitere Mykoplasmenarten des Schweines ... 42
3 Material und Methoden ... 44
3.1 Mikrobiologische Methoden ... 44
3.1.1 Kulturelle Anzucht ... 44
3.1.2 Ernte der Bakterien ... 44
3.1.3 Herstellung von Ganzzelllysaten ... 45
3.1.4 Wachstumshemmtest ... 45
3.2 Molekularbiologische Methoden ... 46
3.2.1 Ligation spezifischer DNA-Sequenzen in Plasmide von E. coli ... 46
3.2.2 Etablierung einer Standardkurve ... 48
3.2.3 DNA-Isolierung aus Probenmaterial ... 49
3.2.4 Untersuchung von Probenmaterial mittels qPCR ... 51
3.3 Herstellung und Untersuchung von Hyperimmunseren ... 51
3.3.1 Herkunft und Haltung der Tiere ... 51
3.3.2 Auswahl der Impfstoffe ... 52
3.3.3 Immunisierungsschema ... 53
3.3.4 Blutprobengewinnung ... 53
3.3.5 Sektion ... 54
3.3.6 Bestimmung des Gesamtgehaltes an IgG- und IgA-Antikörpern... 55
3.3.7 Bestimmung des Gehaltes an spezifischen IgA mittels IDEXX ELISA .. 55
3.3.8 Messung der Harnstoffkonzentration ... 56
3.4.1 Messung der Proteinkonzentration ... 56
3.4.2 SDS-PAGE ... 57
3.4.3 Proteinfärbung von SDS-Gelen ... 57
3.4.4 Western Immunoblot ... 58
4 Ergebnisse ... 60
4.1 Herstellung von Hyperimmunseren ... 60
4.1.1 Versuchsablauf ... 60
4.1.2 Auswertung der klinischen Parameter ... 61
4.1.3 Sektion ... 63
4.1.4 Ergebnis der mikrobiologischen Untersuchung ... 64
4.1.5 Nachweis spezifischer DNA-Sequenzen im Lungengewebe ... 64
4.2 Untersuchung der Hyperimmunseren ... 66
4.2.1 Verlauf der M.-hyopneumoniae-spezifischen Antikörpertiter ... 66
4.2.2 Proteinbestimmung ... 68
4.2.3 Nachweis und Quantifizierung von IgG- und IgA-Antikörpern ... 69
4.2.4 Nachweis M.-hyopneumoniae-spezifischer IgG- und IgA-Antikörper .... 70
4.3 Untersuchung der BALF ... 72
4.3.1 Proteinbestimmung ... 72
4.3.2 Nachweis und Quantifizierung von IgG- und IgA-Antikörpern ... 74
4.3.3 Nachweis M.-hyopneumoniae-spezifischer IgG- und IgA-Antikörper .... 76
4.3.4 Quantifizierung spezifischer IgA-Antikörper mittels IDEXX ELISA ... 78
4.4 Bestimmung des Antigengehaltes in einer Impfdosis ... 79
4.5 Wachstumshemmtest ... 80
5 Diskussion ... 85
6 Zusammenfassung... 96
7 Summary ... 98
8 Literaturverzeichnis ... 100
9 Anhang ... 124
9.1 Abbildungen ... 124
9.2 Tabellen ... 125
9.3 Puffer und Lösungen ... 126
Tabellenverzeichnis
Tabelle 1: Übersicht über häufig eingesetzte kommerzielle
M.-hyopneumoniae-Impfstoffe nach MAES et al. (2018)*. ... 38 Tabelle 2: Bedingungen für die Durchführung der singleplex PCR... 48 Tabelle 3: Gene und korrespondierende Primerpaare für die Amplifikation
der speziesspezifischen Sequenzen von M. hyopneumoniae (Mhp),
M. hyorhinis (Mhr), M. flocculare (Mfloc). ... 48 Tabelle 4: Bedingungen für die Durchführung der qPCR bei der Etablierung
der Standardkurve. ... 49 Tabelle 5: Auflistung der angewendeten Impfstoffe. Informationen laut
Herstellerangaben. ... 52 Tabelle 6: Proteinart und Proteinmenge, die abhängig von der jeweiligen
Verwendung eines Gels in der SDS-PAGE pro Slot eingesetzt wurde. ... 57 Tabelle 7: Ablauf der Hyperimmunisierung. Auflistung der tatsächlich
angewendeten Impfdosen (ID), durchgeführten Blutentnahmen (BP) und Zeitpunkte der Serumgewinnung (SG). ... 60 Tabelle 8: Nachweis der speziesspezifischen DNA-Sequenzen von
M. hyopneumoniae (Mhp), M. hyorhinis (Mhr) und M. flocculare (Mfloc)
mittels qPCR im Lungengewebe von Versuchstieren. ... 66 Tabelle 9: P/PK Werte des IDEXX M. hyo ELISA. ... 67 Tabelle 10: Protein-, Albumin-, IgG- und IgA-Konzentration der
Hyperimmunseren. ... 69 Tabelle 11: Harnstoff-, Protein-, IgG- und IgA-Konzentrationen der
BALF-Proben. ... 74 Tabelle 12: Absorptionswerte des IDEXX M. hyo ELISA mit BALF bei
Verwendung eines IgA-spezifischen Sekundärantikörpers. ... 78 Tabelle 13: Absorptionswerte des IDEXX M. hyo ELISA mit Serum bei
Verwendung eines IgA-spezifischen Sekundärantikörpers in
verschiedenen Verdünnungen. ... 79 Tabelle 14: Gehalt an Antigen in einer Impfdosis. ... 80 Tabelle 15: Nachweis der speziesspezifischen DNA-Sequenzen von
M. hyopneumoniae (Mhp), M. hyorhinis (Mhr) und M. flocculare (Mfloc)
mittels qPCR in Lungenproben. ... 125
Abbildungsverzeichnis
Abbildung 1: Ablauf der Hyperimmunisierung. ... 53 Abbildung 2: Gemessene Körperinnentemperatur während des
Versuchszeitraumes. ... 61 Abbildung 3: Ermittelte Atemfrequenz während des Versuchszeitraumes. ... 61 Abbildung 4: Verlauf des Gehaltes an M.-hyopneumoniae-spezifischen
Antikörpern im Serum. ... 67 Abbildung 5: Coomassie-Brillantblau-Proteinfärbung der Hyperimmunseren
nach SDS-PAGE. ... 68 Abbildung 6: Nachweis von IgG und IgA in den Hyperimmunseren nach SDS-
PAGE. . ... 70 Abbildung 7: Vergleich der IgG- und IgA-vermittelten M.-hyopneumoniae-
spezifischen Reaktionen. . ... 71 Abbildung 8: M.-hyopneumoniae-spezifische IgG-Antikörper im Serum bei BP
0 und BP 3. ... 72 Abbildung 9: Coomassie-Brillantblau-Proteinfärbung der BALF-Proben. ... 73 Abbildung 10:Nachweis von IgG und IgA in BALF-Proben. . ... 75 Abbildung 11:Nachweis M.-hyopneumoniae-spezifischer Antikörper in
BALF-Proben. ... 77 Abbildung 12:Einfluss spezifischer Antikörper im Serum auf das kulturelle
Wachstum von M. hyopneumoniae. . ... 82 Abbildung 13:Impfstoffabhängeger Einfluss spezifischer Antikörper im Serum
auf das Wachstum von M. hyopneumoniae in vitro. ... 82 Abbildung 14:Einfluss spezifischer Antikörper in der BALF auf das kulturelle
Wachstum von M. hyopneumoniae. . ... 84 Abbildung 15:Impfstoffabhängeger Einfluss spezifischer Antikörper in BALF auf
das Wachstum von M. hyopneumoniae. ... 84 Abbildung 16:Beispiel einer Dissoziationskurve der Mhp165 basierten qPCR. . ... 124 Abbildung 17:Beispiel einer Dissoziationskurve der I-141 basierten qPCR. ... 124
Abkürzungsverzeichnis
°C Grad Celsius
Øα-Mhp frei von M.-hyopneumoniae-spezifischen Antikörpern
A A Absorption
A. Actinobacillus
A. dest destilliertes Wasser AP alkalische Phosphatase B B. Bordetella
BAL bronchoalveoläre Lavage BALF BAL Flüssigkeit
BALT Bronchus-assoziiertes lymphatisches Gewebe
bp Basenpaare
BP Blutprobe
bzw. beziehungsweise C
ca. circa
CCU colour changing units
Ct Schwellenwert-Zyklus (threshold cycle) D
DNA Desoxy-Ribonuklein-Säure (deoxyribonucleic acid) dNTP Desoxyribonukleosidtriphosphat
E E. Escherichia
ELISA Enzyme-linked Immunosorbent Assay G
g Gramm
H H. Haemophilus
HRP Meerrettich Peroxidase I
i. d. intradermal
ID Impfdosis
IFN-γ Interferon gamma IFT Immunofluoreszenztest IHC Immunhistochemie
IL Interleukin
i. m. intramuskulär
ISH In-situ-Hybridisierung
kb Kilobasen
kDa Kilodalton
kg Kilogramm
km Kilometer
L l Liter
lat. lateinisch M
m Meter
M Molar
M. Mycoplasma
mA Milliampere Mfloc M. flocculare
mg Milligramm
MHDCE M. hyopneumoniae DNA-Zelläquivalente Mhp M. hyopneumoniae
Mhr M. hyorhinis
M. hyo M. hyopneumoniae
min Minute
ml Milliliter
ML Mycoplasma Liquid
mm Millimeter
mM Millimolar
N ng Nanogramm
NK Negativkontrolle
nm Nanometer
O
OD optische Dichte
P P Probe
P. Pasteurella
PAGE Polyacrylamid Gelelektrophorese PBS Phosphatgepufferte Salzlösung PBST PBS mit Tween 20®
PCR Polymerase-Kettenreaktion (polymerase chain reaction) PCV-2 Porcine Circovirus Typ 2
PK Positivkontrolle
pmol Pikomol
PMWS Post-weaning Multisystemic Wasting Syndrome PRDC Porcine Respiratory Disease Complex
Q qPCR real-time PCR R
RAPD zufällig vervielfältigte polymorphe DNA (randomly amplified polymorphic DNA)
RPE relative-Potenz-Einheiten
RT Raumtemperatur
RU relative ELISA-Einheiten S
s. siehe
SDS Natriumdodecylsulfat
sek Sekunden
SIV Schweineinfluenzavirus SPF spezifisch Pathogen frei
Std. Stunde
T T. Trueperella
TBST Trisgepufferte Salzlösung mit Tween 20®
Th T-Helferzelle
TNF-α Tumornekrosefaktor alpha U µ mikro (x 10-6)
U/min Umdrehungen pro Minute V
V Volt
V. Vena
Z z.B. zum Beispiel
1 Einleitung
Bei der enzootischen Pneumonie handelt es sich um eine chronische Atemwegsinfektion des Schweines, die weltweit nach wie vor zu großen wirtschaftlichen Verlusten führt. Diese Verluste sind auf verringerte Tageszunahmen, schlechtere Futterverwertung und eine verlängerte Mastdauer bei infizierten Tieren zurückzuführen. Als Erreger der Erkrankung konnte Mycoplasma (M.) hyopneumoniae, ein zellwandloses Bakterium aus der Klasse der Mollicutes, identifiziert werden. Dieses adhäriert an das zilientragende Epithel des porzinen Respirationstraktes und führt zur Beeinträchtigung der mukoziliären Clearance.
Zusammen mit einer Modulation des Immunsystems führt diese Beeinträchtigung zu einer erhöhten Empfänglichkeit infizierter Schweine gegenüber Sekundärerregern.
Die Diagnosestellung gestaltet sich bei der enzootischen Pneumonie bisweilen schwierig. Die kulturelle Anzucht, die als Goldstandard bezeichnet wird, ist zeitaufwendig, kostenintensiv und geht oft mit falsch-negativen Resultaten einher.
Grund dafür kann die Überwucherung mit M. hyorhinis sein, einem Erreger, der ebenfalls häufig in der Lunge nachgewiesen werden kann. Beim serologischen Nachweis sind bei der Verwendung von kommerziellen Enzyme-linked Immunosorbent Assays (ELISA) Kreuzreaktionen mit M.-flocculare-spezifischen Antikörpern möglich. Hierbei handelt es sich um eine weitere Mykoplasmenspezies beim Schwein, welche als apathogener Besiedler der Nasenhöhle und der Lunge gilt.
Ein weiteres Problem ist, dass es bei einem Nachweis von M.-hyopneumoniae-spezifischen Antikörpern mittels ELISA derzeit nicht möglich ist, zwischen kolostralen, Impf- und Infektionsantikörpern zu unterscheiden.
Diese Unterscheidung ist von Bedeutung, da die am häufigsten angewandte Maßnahme zur Kontrolle der enzootischen Pneumonie die Impfung der Tiere in Kombination mit einer Verbesserung von Haltungs- und Managementfaktoren ist. Die gegenwärtigen kommerziellen Impfstoffe, bei denen es sich um inaktivierte Ganzzellpräparationen handelt, verleihen dabei jedoch nur einen partiellen Schutz. Sie verringern zwar die entstehenden Lungenläsionen und verbessern so die Tageszunahmen, sind aber nicht in der Lage, die Übertragung des Erregers und eine Infektion der Tiere zu verhindern. So kann M. hyopneumoniae trotz erfolgter Impfung in der Lunge betroffener Schweine nachgewiesen werden. Zwar gibt es zusätzlich zu
den Ganzzellpräparationen auch neu entwickelte Subunit-Impfstoffe, diese sind bisher jedoch nicht in der Lage, eine protektive Immunität zu induzieren.
Vermutete Unterschiede in der Effizienz verschiedener Impfstoffe konnten auf Grund von diversen Unterschieden in verschiedenen durchgeführten Studien bisher nicht verifiziert werden. Eine Einschätzung darüber, welchen Einfluss der jeweils eingesetzte Impfstoff auf einen möglicherweise mangelhaften Impfschutz hat, wird zusätzlich durch die Tatsache erschwert, dass bisher keine Unterscheidung zwischen Impf- und Infektionsantikörpern möglich ist. Um die Effizienz verschiedener Impfstoffe untersuchen zu können sowie mittelfristig die Unterscheidung von Impf- und Infektionsantikörpern zu ermöglichen, ist es erforderlich, die Antikörperbildung nach Immunisierung von Schweinen mit verschiedenen Impfantigenen unter Standardisierung von beeinflussenden Umweltfaktoren zu untersuchen. Eine Zielsetzung dieser Arbeit war daher die Gewinnung und Charakterisierung von Hyperimmunseren und bronchoalveolärer Lavage Flüssigkeit (BALF) von Schweinen nach einer Mehrfachimpfung mit den in kommerziell verfügbaren Impfstoffen am meisten verwendeten Impfantigenen unter standardisierten Bedingungen zur Analyse der gebildeten IgG- und IgA-Antikörper. Dabei stellte die systematische Untersuchung von Lungenproben auf das Vorhandensein von M. hyopneumoniae, M. hyorhinis und M. flocculare und die dazu notwendige Etablierung von qPCR-Assays eine Grundvoraussetzung dar, um einerseits den tatsächlichen negativen Infektionsstatus bei der Gewinnung der Hyperimmunseren zu verifizieren und um andererseits beim Nachweis von potentiellen Infektionsantikörpern falsche Interpretationen der Untersuchungsergebnisse durch das Vorhandensein von Kreuzreaktionen mit M. hyorhinis oder M. flocculare zu vermeiden.
2 Literaturteil
2.1 Mycoplasma hyopneumoniae
2.1.1 Ätiologie
Im Jahre 1965 identifizierten (MARE u. SWITZER 1965) und (GOODWIN et al. 1965) das Bakterium M. hyopneumoniae als primären Erreger der enzootischen Pneumonie des Schweines. Der Erreger gehört zur Gattung Mycoplasma innerhalb der Klasse Mollicutes (Lat.: mollis: weich, cutis: Haut). Diese Zellen besitzen keine Zellwand und weisen einen Durchmesser von nur 0,3 µm bis 0,5 µm auf. Sie besitzen eine pleomorphe Struktur, die von kugel- oder birnenförmig bis hin zu verzweigten oder helikalen Filamenten reicht. Einzelkolonien haben einen Durchmesser von etwa 50 µm bis 600 µm und sind typischerweise spiegeleiförmig. Mit einer Genomgröße von nur 580 kb bis 1.380 kb zählen Mykoplasmen zu den kleinsten sich selbständig vermehrenden Zellen (RAZIN et al. 1998). Durch die umfangreiche Reduktion des Genoms sind sie nur in der Lage, wesentlich weniger Enzyme zu exprimieren als andere Bakterienspezies. Sie besitzen deshalb nur ein eingeschränktes Repertoire an Stoffwechselwegen und sind folglich auf engen Kontakt mit Wirtszellen und deren Nährstoffe angewiesen. Man findet sie daher nur in parasitären oder kommensalen Lebensformen vor. Mykoplasmen sind somit in der Regel streng wirtsspezifisch und weisen dabei einen Tropismus zum Epithel der Atemwege und des Urogenitaltraktes auf (RAZIN 1978).
Anders als bei anderen Mykoplasmenspezies sind Einzelkolonien von M. hyopneumoniae nicht spiegeleiförmig, da ihnen eine zentrale Zone fehlt (ASSUNCAO et al. 2005). Innerhalb der Gattung Mycoplasma gehört M. hyopneumoniae zu den langsam wachsenden Spezies (RAZIN et al. 1998). Obwohl der Erreger als primär respiratorisches Pathogen und streng extrazellulär gilt, wurde er auch in anderen Organen, wie z.B. der Leber, der Milz, den Nieren und den Bronchiallymphknoten, nachgewiesen (LE CARROU et al. 2006, WOOLLEY et al.
2012). Die Dissemination in innere Organe erfolgt dabei vergleichsweise schnell (MAROIS et al. 2007) und ist transient (LE CARROU et al. 2006, WOOLLEY et al.
2012). Ein Einfluss dieser systemischen Streuung in innere Organe auf die Entstehung der enzootischen Pneumonie wird daher für unwahrscheinlich gehalten (MAROIS et
al. 2007). Da der Erreger auch in Lymphknoten nachgewiesen werden konnte, wird eine Verbreitung über die Lymphbahnen oder auch die Blutbahn von diesen Autoren vermutet.
2.1.2 Epidemiologie
Das Bakterium M. hyopneumoniae ist weltweit verbreitet. Da für M.-hyopneumoniae-Infektionen keine Meldepflicht vorliegt und es keine Handelseinschränkungen für M.-hyopneumoniae-positive Tiere gibt, sind Prävalenzen für einzelne Länder jedoch nicht genau bekannt (MAES et al. 2018). Seit der Durchführung eines nationalen Sanierungsprogramms, bei dem vollständige und partielle Depopulationen von positiven Beständen mit einer antibiotischen Behandlung kombiniert wurden, gilt die Schweiz mit einer Inzidenz von 0,2% als frei von M. hyopneumoniae (STARK et al. 2007).
Bis heute sind Hausschweine und Wildschweine die einzigen Wirte, bei denen eine Infektion mit M. hyopneumoniae bekannt ist. Es gibt zwar keine Hinweise auf eine Altersresistenz, klinische Symptome werden jedoch hauptsächlich bei Mastschweinen beobachtet (MAES et al. 1996). Obwohl einzelne Mykoplasmenspezies einen Tropismus zum Epithel des Urogenitaltraktes aufweisen, konnte dieses für M. hyopneumoniae bisher nicht bestätigt werden. Es erfolgt daher keine intrauterine Infektion (PRIKAZSKY 1988), sodass Neonaten als erregerfrei anzusehen sind. Die erste Übertragungsmöglichkeit ist daher während der Säugezeit gegeben, wenn die Ferkel Kontakt zu Sauen haben, die den Erreger ausscheiden (MAES et al. 2018).
Der Erregereintrag in zuvor negative Bestände findet hauptsächlich über den Zukauf subklinisch infizierter Tiere oder auf aerogenem Weg statt. So konnte die Wiedereinschleppung in sanierte spezifisch Pathogen freie (SPF) Bestände laut einer Schweizer Studie in 43,0% der Fälle auf den Zukauf neuer Tiere und in 22,4% auf die Übertragung durch die Luft zurückgeführt werden (HEGE et al. 2002). Die Übertragung des Erregers über die Luft wurde schon früh vermutet und als mögliche Ursache für eine Reinfektion mehrerer als M.-hyopneumoniae-frei eingestufter Bestände in Betracht gezogen (GOODWIN 1985, STARK et al. 1992). Der Erreger konnte 1998 zum ersten Mal mittels Luftfiltern und einer nested PCR in der Stallluft nachgewiesen werden (STARK et al. 1998). Die Studie ergab zudem, dass die Wahrscheinlichkeit,
den Erreger nachzuweisen, in Beständen mit klinischer Symptomatik am höchsten ist.
Die Ursache hierfür ist eine höhere Erregerkonzentration in der Luft basierend auf einer erhöhten Ausscheidungsrate. Diese entsteht, wenn die Tiere in der klinischen Phase vermehrt husten und niesen und den Erreger dabei vermehrt ausscheiden. In einem Aerosolmodell konnte des Weiteren gezeigt werden, dass der an Luftpartikel gebundene Erreger über eine Strecke von 150 m transportiert werden kann (CARDONA et al. 2005). Schließlich wurde in einer späteren Studie die Übertragung über längere Strecken von bis zu 9,2 km bewiesen (OTAKE et al. 2010). Eine anschließende experimentelle Infektion mit den über diese Entfernung übertragenen und aus der Luft isolierten Erregern konnte beweisen, dass diese immer noch infektiös waren.
Nach der Einschleppung in einen Bestand erfolgt die Übertragung durch Tröpfcheninfektion beim Niesen und Husten oder durch direkten Kontakt von Tier zu Tier (MORRIS et al. 1995). Wichtige Infektionsketten sind dabei die Übertragung (i) von positiven Sauen auf ihre Ferkel während der Säugezeit (MAES et al. 2018), (ii) zwischen Buchtengenossen, vor allem nach Neugruppierung und (iii) von älteren auf jüngere Tiere bei kontinuierlicher Belegung. Besteht ein direkter Kontakt zu infizierten Tieren, ist das Risiko einer Serokonversion im Gegensatz zu einem indirektem Kontakt um das Siebenfache erhöht (MORRIS et al. 1995).
Für neugeborene Ferkel stellen Sauen, die den Erreger ausscheiden, die erste Infektionsquelle dar (CALSAMIGLIA u. PIJOAN 2000, SIBILA et al. 2007a).
Jungsauen, die neu in einen Bestand eingestallt werden, können sich über den Kontakt zu erregerpositiven Altsauen infizieren. Hatten die Jungsauen bis dahin noch keinen Kontakt mit dem Erreger, kommt es zu einer Infektion mit massiver Erregerausscheidung mit einem deutlich erhöhten Risiko der Übertragung des Erregers auf die Ferkel im Vergleich zu chronisch infizierten Altsauen (GARZA- MORENO et al. 2018).
2.2 Enzootische Pneumonie
2.2.1 Pathogenese
Bei der enzootischen Pneumonie handelt es sich um eine klassische Faktorenkrankheit, bei der biotische und abiotische Faktoren miteinander interagieren.
Das primäre Ereignis bei der Etablierung einer Infektion ist die Adhäsion des Erregers an das zilientragende Epithel des Respirationstraktes. Dabei sind Mykoplasmen bevorzugt an der Spitze der Flimmerhärchen nachzuweisen, wo sie sich auch vermehren können (BLANCHARD et al. 1992). Die Adhäsion wird durch spezifische, an der Zelloberfläche der Mykoplasmen befindliche Adhäsine einerseits und durch Rezeptoren auf der Zilienmembran der Epithelzelle andererseits vermittelt. Zhang et al. konnten zeigen, dass Glykolipide der Zilienmembran Rezeptoren für M. hyopneumoniae darstellen (ZHANG et al. 1994). Dieselben Autoren identifizierten auch Adhäsine von M. hyopneumoniae, wie ein 97 kDa großes, sich auf der Zelloberfläche befindendes Protein, das als P97 benannt wurde und in der Lage ist, an Zilien zu binden (ZHANG et al. 1995). Die R1-Region dieses Proteins in der Nähe des C-terminalen Endes ist ein Zilien-bindendes Epitop, von dem mindestens acht Wiederholungen notwendig sind, um die Adhäsion zu vermitteln (HSU u. MINION 1998a, MINION et al. 2000). Eine anschließende molekulare Analyse der DNA-Sequenz in der Nähe dieses Proteins ergab, dass dieses Gen (mhp183) Teil eines Operons mit zwei offenen Leserastern ist. Dabei codiert das zweite Gen (mhp182) ein 102,3 kDa großes Protein, bezeichnet als P102 (HSU u. MINION 1998b).
Von beiden Genen kommen jeweils sechs Paraloge im Genom vor. Man spricht in diesem Zusammenhang von der P97-/P102-Paralog-Familie (MINION et al. 2004). Ein weiteres, aber nicht verwandtes und von Gen mhp494 codiertes Adhäsin ist P159 (BURNETT et al. 2006).
Nach dem initialen Schritt der Adhäsion kommt es zur Ziliostase, zum Verklumpen der Zilien und in Folge zu deren Verlust (DEBEY u. ROSS 1994, SARRADELL et al. 2003).
Essentiell für das Hervorrufen dieser Veränderungen ist die zuvor beschriebene, enge Assoziation der Mykoplasmen an das zilientragende Epithel. Zu diesem Ergebnis kam eine Studie, in der die Anbringung eines bakteriendichten Filters zwischen Erreger und Epithel dazu geführt hat, dass die spezifischen Veränderungen an den Zilien ausblieben (DEBEY u. ROSS 1994). Durch die Ziliostase und den Verlust der Zilien
kommt es zu einer deutlichen Beeinträchtigung der mukoziliären Clearance von Zelldebridement und zu einem vermehrten Vordringen von Erregern in die tiefen Atemwege. Zusammen mit einer Hemmung der Makrophagenaktivität (CARUSO u.
ROSS 1990) wird dadurch der Respirationstrakt empfänglicher für Sekundärinfektionen (MAROIS et al. 2009, PARK et al. 2016).
Makroskopische Gewebeveränderungen sind typischerweise in den kranialen und mittleren Lungenlappen, im kranialen Bereich der Lobi caudales sowie im Lobus accessorius vorzufinden (KOBISCH u. FRIIS 1996). Diese Bereiche stellen sich als dunkle, rot bis gräuliche, verfestigte, atelektatische Areale dar. Häufig kann eine Vergrößerung der Lungenlymphknoten beobachtet werden. Etwa acht Wochen nach der Infektion sind Ausheilungsprozesse zu beobachten. Sie stellen sich als kleine eingezogene Risse aus Narbengewebe dar (KOBISCH u. FRIIS 1996, SORENSEN et al. 1997).
Auf histologischer Ebene führt eine Infektion mit M. hyopneumoniae zu einer katarrhalisch-interstitiellen Bronchopneumonie. Charakterisiert wird diese Pneumonie durch die Einwanderung von mononukleären Entzündungszellen in die Lamina propria der Bronchien, Bronchiolen und Alveolarsepten (SARRADELL et al. 2003). Damit geht eine deutliche lymphoretikuläre Hyperplasie des Bronchus-assoziierten lymphatischen Gewebes (BALT) einher und es kommt zur Bildung von lokalen Lymphfollikeln. Vor allem in der chronischen Entzündungsphase können diese als knötchenartige Strukturen das Lumen der Bronchiolen einengen (KOBISCH u. FRIIS 1996). Als weiterer Befund kann im Lumen der Bronchien ein Exsudat aus mukoidem Material und polymorphen Entzündungszellen nachgewiesen werden (KOBISCH u. FRIIS 1996, RODRIGUEZ et al. 2004).
Virulenzfaktoren
Die Virulenz von verschiedenen M.-hyopneumoniae-Feldisolaten unterscheidet sich zum Teil deutlich (VICCA et al. 2003, VILLARREAL et al. 2009, WOOLLEY et al. 2012).
Bislang konnte nicht abschließend geklärt werden, wodurch der Unterschied zwischen virulenten und avirulenten Stämmen bzw. pathogenen und apathogenen Mykoplasmenspezies wie z.B. M. flocculare hervorgerufen wird (MAES et al. 2018).
Vicca et al. konnten bei der Analyse von zufällig vervielfältigter polymorpher DNA
(RAPD), einer besonderen Form der PCR, eine 5.000 bp große Bande identifizieren, die nur in moderat und hochvirulenten Isolaten zu finden war (VICCA et al. 2003).
Untersuchungen die klären, ob diese Bande als Virulenzmarker dienen kann, stehen noch aus. Des Weiteren wird eine Korrelation zwischen dem schnelleren Wachstum in vitro und der Vermehrungsfähigkeit von Isolaten im Respirationstrakt sowie dem Grad der entstehenden Lungenveränderungen beschrieben (MEYNS et al. 2007). Ein klarer Zusammenhang zwischen der Adhäsionsfähigkeit und der Virulenz der unterschiedlichen Isolate wurde dabei jedoch nicht bestätigt.
Ein weiteres Virulenzmerkmal scheint die Zytotoxizität von durch den Erreger freigesetzten Stoffen zu sein. Es konnte gezeigt werden, dass beispielsweise die pathogenen M.-hyopneumoniae-Stämme 7448 und 7442 im Gegensatz zum apathogenen M.-hyopneumoniae-Stamm J in der Lage sind, Wasserstoffperoxid aus Glycerol zu bilden (GALVAO FERRARINI et al. 2018). Das Enzym GlpO, eine Glycerol-3-Phosphat Oxidase, konnte dafür verantwortlich gemacht werden. Für M. mycoides subsp. mycoides (VILEI u. FREY 2001) und M. pneumoniae (HAMES et al. 2009) konnte gezeigt werden, dass die Produktion von Wasserstoffperoxid aus Glycerol direkt mit der Zytotoxizität in Zusammenhang steht. Ein weiterer möglicher Virulenzmechanismus ist der Myo-Inositolmetabolismus von M. hyopneumoniae, der bisher bei keiner anderen Mykoplasmenspezies beschrieben wurde (FERRARINI et al. 2016, GALVAO FERRARINI et al. 2018). Da Myo-Inositol im Surfactant der Lunge von Säugetieren enthalten ist und dort von M. hyopneumoniae als zusätzliche Kohlenstoffquelle für die Energieproduktion genutzt werden kann, kann diese Fähigkeit einer der Gründe für die hohe Virulenz, verglichen mit M. hyorhinis oder M. flocculare, sein (GALVAO FERRARINI et al. 2018). In einer Ganzzell-Proteom-Studie, in der der pathogene M.-hyopneumoniae-Stamm 7448, der apathogene M.-hyopneumoniae- Stamm J und M. flocculare miteinander verglichen wurden, konnte zwar eine hohe Übereinstimmung der detektierten Proteine von 70% ermittelt werden, es gab aber viele qualitative und quantitative Unterschiede, die mit dem unterschiedlichen Grad der Pathogenität assoziiert sein können (PAES et al. 2018). Unter diesen waren beispielsweise Adhäsine, Proteasen und Proteine, die bei oxidativem Stress verstärkt exprimiert werden. Diese könnten ebenfalls Virulenzfaktoren darstellen, die die Ausprägung der klinischen Symptome möglicherweise beeinflussen.
Immunantwort
Die Zellen des angeborenen Immunsystems, zu denen unter anderem Makrophagen, polymorphkernige Granulozyten, natürliche Killer (NK)-Zellen und dendritische Zellen zählen, spielen eine entscheidende Rolle bei der schnellen, effektiven und unspezifischen Eliminierung von Erregern, die die äußeren Barrieren des Wirtsorganismus überwunden haben (MURPHY u. WEAVER 2018a). Makrophagen und Granulozyten spielen dabei als Phagozyten eine bedeutende Rolle und nehmen Erreger über Phagozytose auf und töten sie anschließend ab. Dabei kommt es zur Produktion sogenannter Zytokine, die im Folgenden weitere Granulozyten und Makrophagen, sowie auch Zellen der adaptiven Immunantwort anlocken. Als Schnittstelle zwischen dem angeborenen und dem erworbenen Immunsystem fungieren die dendritischen Zellen. Sie nehmen Antigene oder Erreger auf, prozessieren die Moleküle und präsentieren diese nach der Migration in ein peripheres lymphatisches Organ, wie z.B. den Lymphknoten oder dem BALT, naiven Lymphozyten. Dadurch werden die Lymphozyten aktiviert und reifen zu Antigen-spezifischen B- oder T-Zellen. Solche B-Zellen sind für die Produktion von spezifischen Antikörpern, also für die humorale spezifische Abwehr verantwortlich. Die Antigen-spezifischen T-Zellen stellen dagegen zusammen mit den unspezifischen Phagozyten einen wichtigen Teil der zellvermittelten Immunantwort dar. Die Immunzellen kommunizieren über ein komplexes System von Zytokinen, Chemokinen, Rezeptormolekülen und Signalkaskaden miteinander, sodass eine effektive Erregereliminierung stattfinden kann (MURPHY u. WEAVER 2018b).
Zellvermittelte Immunreaktion
Kommt es zu einer Kolonisation des Respirationstraktes mit M. hyopneumoniae, werden Lipoproteine des Erregers von den Toll-like-Rezeptoren 2 oder 6, die an der Zelloberfläche von Makrophagen liegen, erkannt und es kommt zu einer Aktivierung dieser Makrophagen, die folglich ihre Phagozytoseleistung steigern und proinflammatorische Zytokine produzieren (MUNETA et al. 2003). Durch die Sekretion solcher proinflammatorischen Zytokine, wie z.B. dem Tumornekrosefaktor (TNF)-α oder Interleukin (IL)-1, werden weitere Makrophagen und auch Lymphozyten angelockt, sodass bei einer M.-hyopneumoniae-Infektion die Anzahl an TNF-α- oder IL-1-sezernierenden Zellen im betroffenen Lungengewebe gegenüber nicht infizierten Tieren signifikant erhöht ist (RODRIGUEZ et al. 2004). Deutlich höhere Werte dieser
beiden proinflammatorischen Zytokine werden folglich in der BALF (ASAI et al. 1993, THACKER et al. 2000a) oder auch im bronchoalveolären Exsudat (LORENZO et al.
2006) infizierter Tiere gemessen. Weitere proinflammatorische Zytokine, wie beispielsweise IL-2, IL-4, IL-6 und IL-8 werden ebenfalls verstärkt sezerniert (RODRIGUEZ et al. 2004, LORENZO et al. 2006), sodass diverse potente proinflammatorische Zytokine vorhanden sind, die die Einwanderung von Immunzellen ins Gewebe stimulieren. Dieses führt zu einer ausgeprägten Entzündungsantwort mit deutlichem lymphoretikulären Charakter. Dieser lymphoretikuläre Entzündungscharakter kann auch durch die moderate, unspezifische Mitogenität von M. hyopneumoniae auf Lymphozyten verstärkt werden (MESSIER u. ROSS 1991). Bei einer M.-hyopneumoniae-Infektion kommt es durch einen weiteren Mechanismus ebenfalls zu einer Stimulierung der zellvermittelten Immunantwort und der damit einhergehenden Entzündungsantwort. So sind Mitglieder der P97-/P102-Paralog- Familie in der Lage, Plasminogen, welches im Respirationstrakt vom Schwein vorkommt, zu binden und dadurch dessen Umwandlung in das aktive Enzym Plasmin zu erleichtern (SEYMOUR et al. 2010, SEYMOUR et al. 2012). Die Plasminkonzentration in BALF infizierter Schweine ist durchweg höher als bei nicht infizierten Schweinen und es besteht eine signifikante Korrelation zwischen der Plasminaktivität in BALF und der Erregerlast in den Luftwegen sowie dem Spiegel unterschiedlicher proinflammatorischer Zytokine (WOOLLEY et al. 2013). Folglich kann die Aktivierung von Plasmin ebenfalls einen möglichen Mechanismus zur Stimulierung der zellvermittelten Immunantwort durch M. hyopneumoniae darstellen.
Eine überschießende Entzündungsreaktion des Wirtes als Antwort auf eine Infektion mit M. hyopneumoniae gilt als Hauptursache der für die enzootische Pneumonie typischen Gewebeschäden in der Lunge (MAES et al. 2018).
Neben den genannten immunstimulierenden können zugleich aber auch immunsuppressive Effekte auf die zellvermittelte Immunantwort beobachtet werden.
So wird bei einer Infektion mit M. hyopneumoniae ein signifikanter Anstieg des antiinflammatorischen Zytokins IL-10, das die Phagozytoseaktivität von Makrophagen hemmt, in infizierten Trachealringen (THANAWONGNUWECH et al. 2001) und auch in Infektionsversuchen im BALT, den Alveolarsepten und bronchoalveolärem Exsudat (LORENZO et al. 2006) sowie in BALF und den Alveolarmakrophagen (THANAWONGNUWECH u. THACKER 2003) nachgewiesen. In Übereinstimmung
dazu wird beschrieben, dass bei einer M.-hyopneumoniae-Infektion die Effektivität der Phagozytose von polymorphkernigen neutrophilen Granulozyten (ASAI et al. 1996) und Makrophagen (CARUSO u. ROSS 1990) reduziert ist, was die Entstehung von Sekundärinfektionen begünstigen kann. Diese Hemmung der Makrophagenaktivität wird auch mit einer unvollständigen Elimination des Erregers und dessen teils bis zu 7 Monate andauernder Persistenz in Lungen infizierter Tiere (PIETERS et al. 2009) in Verbindung gebracht (PIETERS u. MAES 2019).
Humorale Immunreaktion
Bei einer Infektion mit M. hyopneumoniae wird auch eine humorale Immunantwort induziert. In Infektionsversuchen wurden erste spezifische Antikörper nach 21 - 28 Tagen nachgewiesen (KOBISCH et al. 1993, SORENSEN et al. 1997, PIETERS et al.
2017). Bei einer natürlichen Infektion über direkten oder indirekten Kontakt zu infizierten Tieren ist diese Zeitspanne deutlich verlängert, sodass unter diesen Bedingungen spezifische Antikörper erst nach 35 - 42 Tagen detektiert werden können (FANO et al. 2005). In Feldstudien wird die Serokonversion oft im Alter von 8 - 24 Wochen beobachtet, also am Ende der Ferkelaufzucht und während der Mastperiode (ANDREASEN et al. 2000, LEON et al. 2001, SIBILA et al. 2007b). Als Reaktion auf Immunisierungen können nach 3 – 4 Wochen Antikörper im Serum detektiert werden (THACKER et al. 1998, MARTELLI et al. 2014).
Immunevasion
Ein Großteil der Adhäsine der P97/P102-Paralog-Familie und P159 werden nach der Translation prozessiert, gespalten und an der Zelloberfläche sezerniert (DJORDJEVIC et al. 2004, BURNETT et al. 2006, BOGEMA et al. 2012, RAYMOND et al. 2013). Da für solche Spaltungsprozesse multiple Spaltstellen vorliegen und diese mit unterschiedlicher Effektivität gespalten werden, kommt es zu einer Vielfalt an möglichen Proteinfragmentkombinationen, die auf der Zelloberfläche von M. hyopneumoniae präsentiert werden können (BOGEMA et al. 2012). Die Ausbildung solch einer variablen Oberflächenarchitektur stellt einen unter Mykoplasmen weit verbreiteten Mechanismus dar, um die Immunabwehr des Wirtes zu umgehen (RAZIN et al. 1998). Neben Adhäsions-Lipoproteinen unterliegen auch weitere Proteine mit unterschiedlichsten Funktionen endoproteolytischer Spaltung (TACCHI et al. 2016), was zu einer erweiterten Variabilität der Zelloberflächentopographie führt und dem Wirtsorganismus das Erkennen und die spezifische Erregerbekämpfung erschwert.
2.2.2 Klinische Symptomatik
Die enzootische Pneumonie des Schweines zeichnet sich hauptsächlich durch trockenen, nicht-produktiven Husten aus, der zum Teil mit leichtem Fieber und Anorexie vergesellschaftet ist (KOBISCH et al. 1993, MAES et al. 1996). Der Verlauf der Erkrankung ist chronisch und durch eine hohe Morbidität sowie eine geringe Mortalität gekennzeichnet. Die typischen Symptome werden hauptsächlich bei Mastschweinen, manchmal aber auch schon in der Ferkelaufzucht beobachtet (PIETERS u. MAES 2019). Unter experimentellen Bedingungen tritt der charakteristische Husten bei SPF Schweinen etwa 14 bis 21 Tage nach der Infektion, bei hochvirulenten Stämmen aber auch schon früher, auf und hält für etwa zwei Monate an (BEREITER et al. 1990, SORENSEN et al. 1997, KWON et al. 2002, WOOLLEY et al. 2012, GARCIA-MORANTE et al. 2016). In Übertragungsexperimenten werden Schweine, die erregerfrei sind, entweder in direkten oder indirekten Kontakt mit zuvor experimentell mit M. hyopneumoniae infizierten Schweinen gebracht, und so der natürliche Infektionsweg nachgebildet. In solchen Übertragungsexperimenten ist die Inkubationszeit länger und beträgt bei direkt exponierten Schweinen 28 Tage, bei indirekt exponierten Tieren sogar 42 Tage (FANO et al. 2005). Der Schweregrad der klinischen Symptome ist dabei von der Virulenz des verwendeten Infektionsstammes abhängig (VICCA et al. 2003, WOOLLEY et al. 2012).
Porcine Respiratory Disease Complex
Der Begriff Porcine Respiratory Disease Complex (PRDC) wird für multifaktoriell bedingte Atemwegserkrankungen verwendet und beschreibt einen Krankheitskomplex, der typischerweise durch Fieber, verminderte Futteraufnahme, Dyspnoe und Husten gekennzeichnet ist, woraus eine schlechte Futterverwertung und verzögertes Wachstum resultieren (HALBUR 1998). Der Schweregrad der klinischen Manifestation hängt dabei von dem Zusammenspiel zwischen viralen und bakteriellen Erregern, Umweltfaktoren, Management und auch tierindividuellen Faktoren, wie Immunstatus, Alter und Genetik, ab. Bei der Ätiologie des PRDC spielt M. hyopneumoniae aufgrund der bereits beschriebenen Schädigung des mukoziliären Apparates und der Immunsuppression eine wichtige Rolle (OPRIESSNIG et al. 2011).
Bakterielle Erregerinteraktionen
Eine vorausgehende Schädigung des respiratorischen Epithels durch M. hyopneumoniae begünstigt eine Folgeinfektion mit Pasteurella (P.) multocida (PARK et al. 2016). Bei einer solchen Koinfektion verschlimmern sich die klinischen Symptome deutlich (AMASS et al. 1994, SORENSEN et al. 1997) und die Tiere entwickeln teils hohes Fieber, schweren Husten und Dyspnoe (CIPRIAN et al. 1988).
Ähnliche Auswirkungen werden auch bei einer Koinfektion mit Actinobacillus (A.) pleuropneumoniae beobachtet (MAROIS et al. 2009). Weitere häufig isolierte Begleitkeime aus veränderten Lungen sind Bordetella (B.) bronchiseptica, Haemophilus (H.) parasuis, Trueperella (T.) pyogenes sowie Streptokokken und Staphylokokken (OPRIESSNIG et al. 2011, MAES et al. 2018).
Virale Erregerinteraktionen
Nicht nur bakterielle, sondern auch virale Infektionen können durch M. hyopneumoniae initiiert oder begünstigt werden. So führt beispielsweise eine Infektion mit dem PRRS-Virus nach vorangegangener Infektion mit M. hyopneumoniae zu einer Potenzierung der virusinduzierten Lungenveränderungen und einer damit einhergehender Verschlimmerung der respiratorischen Symptome (THACKER et al.
1999, THANAWONGNUWECH et al. 2004). Signifikant höhere Spiegel an proinflammatorischen Zytokinen in BALF solcher dual infizierter Tiere, im Vergleich zu monoinfizierten Tieren, werden als mögliche Ursache für die Potenzierung der Lungenveränderungen diskutiert (THANAWONGNUWECH et al. 2004). Kommt es während einer bestehenden M.-hyopneumoniae-Infektion zu einer Folgeinfektion mit dem Subtyp H1N1 des Schweineinfluenzavirus (SIV), wird eine deutlichere klinische Symptomatik ausgelöst durch einen additiven Effekt beider Erreger auf die Entstehung der Gewebeschädigung der Lunge, beobachtet (THACKER et al. 2001, DEBLANC et al. 2012). Bei Koinfektionen mit M. hyopneumoniae und dem Subtyp H1N2 des SIV, der bei einer Monoinfektion virulenter als der oben genannte Subtyp H1N1 ist, blieb dieser Effekt dagegen aus, sodass von einem Subtyp-abhängigen Zusammenspiel beider Erreger ausgegangen werden muss (DEBLANC et al. 2012). Zur Erregerinteraktion zwischen M. hyopneumoniae und PCV-2 gibt es kontroverse Berichte. Zwar wurden bei einer PCV-2-Infektion nach bestehender M.-hyopneumoniae-Infektion eine Potenzierung der virusinduzierten Lungenläsionen, verbunden mit einer höheren Menge und einer längeren Präsenz des PCV-2-Antigens, sowie einer erhöhten Inzidenz des post-weaning multisystemic wasting Syndrome
(PMWS) beobachtet (OPRIESSNIG et al. 2004, SEO et al. 2014), dies konnte in einer anderen Studie mit fast identischem Versuchsaufbau jedoch nicht bestätigt werden (SIBILA et al. 2012).
2.2.3 Diagnostische Möglichkeiten
Obwohl verschiedene Methoden für den Nachweis von M. hyopneumoniae zur Verfügung stehen, kann der Nachweis einer M.-hyopneumoniae-Infektion bisweilen eine Herausforderung darstellen, weshalb eine Kombination von verschiedenen Methoden empfohlen wird (NATHUES et al. 2012).
Hustenindex
Da die klinischen Symptome der enzootischen Pneumonie nicht spezifisch genug sind, ist eine alleinige klinische Diagnose der Erkrankung nicht möglich. Die Erfassung klinischer Symptome mit Hilfe des Hustenindexes stellt aber ein zuverlässiges und praktikables Hilfsmittel bei der Diagnose der enzootischen Pneumonie dar (NATHUES et al. 2012). Der Hustenindex gibt dabei an, wie viel Prozent der beobachteten Tiere einer definierten Gruppe innerhalb einer Minute husten (BAHNSON 1993).
Schlachtkörperbeurteilung
Ebenfalls nur hinweisend auf, jedoch nicht pathognomonisch für die enzootische Pneumonie, können die typischen Lungenveränderungen sein, deren Erfassung und Einstufung am Schlachthof häufig dafür verwendet wird, die Inzidenz der Erkrankung sowie deren Einfluss auf den Schlachterlös einzuschätzen (SIBILA et al. 2009).
Scoringsysteme, die eine Vergleichbarkeit der Bewertung des Schweregrades und des Ausmaßes der Lungenläsionen zwischen verschiedenen Studien gewährleisten, wurden von verschiedenen Autoren (GOODWIN et al. 1969, HANNAN et al. 1982, MADEC u. KOBISCH 1982) beschrieben. Für die gesicherte Diagnose der enzootischen Pneumonie muss die Schlachtkörperbeurteilung jedoch mit anderen Nachweismethoden kombiniert werden (SIBILA et al. 2009).
Kultureller Erregernachweis
Der Goldstandard für den Nachweis von M. hyopneumoniae ist die kulturelle Anzucht (PIETERS u. MAES 2019). Vor allem in einer späten Phase der Infektion, in der nur noch wenige Erreger vorliegen, ist die kulturelle Anzucht dem Immunofluoreszenztest (IFT), dem Antigen-ELISA und der PCR überlegen (SORENSEN et al. 1997). Das Wachstum des Erregers kann allerdings vier bis acht Wochen in Anspruch nehmen und es werden komplex angereicherte Nährmedien benötigt. Das am häufigsten verwendete Medium ist Friis Medium (FRIIS 1975, FRIIS 1979). Um optimale Ergebnisse zu erhalten, muss das zur Herstellung des Mediums verwendete Serum frei von M.-hyopneumoniae-spezifischen Antikörpern sein (THACKER 2004). Andere Mykoplasmenspezies, die ebenfalls in der Lunge von Schweinen nachgewiesen werden, wachsen im selben Nährmedium, weisen aber z.B. im Falle von M. hyorhinis mit 4 - 5 Stunden (GARDELLA u. DEL GIUDICE 1995) eine deutlich kürzere Verdopplungszeit als M. hyopneumoniae mit einer Verdopplungszeit von 5 - 8 Stunden (CALUS et al. 2010). In vielen Fällen kommt es daher zur Überwucherung der Kulturen durch M. hyorhinis und M. hyopneumoniae kann, obwohl in der Probe enthalten, nicht mehr nachgewiesen werden (FRIIS 1975, MAES et al. 1996). Die kulturelle Anzucht ist also sehr zeit- und kostenaufwendig und geht oft mit falsch-negativen Ergebnissen einher. Folglich sollte sie nicht alleine dazu verwendet werden, einen Bestand als frei von M. hyopneumoniae einzustufen bzw. die Erregerfreiheit von Tieren oder Tiergruppen zu bestätigen (THACKER 2004). Nichts desto trotz bleibt die kulturelle Anzucht aber unerlässlich, um die Sammlung an Isolaten zu vergrößern, welche dann wieder in Forschung, Diagnostik, Impfstoffentwicklung und Resistenzprüfung eingesetzt werden können (MAES et al.
2018).
Zur Verbesserung der Nachweisrate wird die Zugabe von Cycloserin und Anti-M.-hyorhinis-Serum (FRIIS 1971) oder auch die Zugabe von Anti-M.-flocculare-Serum empfohlen (ASSUNCAO et al. 2005). Eine selektive Wachstumshemmung von M. hyorhinis kann auch durch die Zugabe von Kanamycin erreicht werden (COOK et al. 2016). Zudem gibt es Hinweise darauf, dass das Wachstum von M. hyorhinis durch Pepton negativ beeinflusst wird (FERRARINI et al.
2016).
Serologischer Erregernachweis
Anfänglich wurden M.-hyopneumoniae-spezifische Antikörper mittels Komplementbindungsreaktion, dem indirekten Hämagglutinationstest oder ELISA nachgewiesen (KOBISCH u. FRIIS 1996). Dabei wurden aber öfter Kreuzreaktionen mit weiteren Mykoplasmenspezies wie M. hyorhinis oder M. flocculare beobachtet (FREEMAN et al. 1984). Durch die Weiterentwicklung des ELISA mittels der Verwendung von Tween®20 bei der Extraktion von Antigenen konnte die Spezifität dieses Tests deutlich erhöht werden (NICOLET et al. 1980). Dabei weist der ELISA gegenüber den beiden anderen Methoden eine höhere Sensitivität auf und detektiert Antikörper noch bis zu einem Jahr nach der Infektion (ARMSTRONG et al. 1983, KOBISCH u. NICOLET 1987, BEREITER et al. 1990). Der ELISA hat daher die beiden erstgenannten Testverfahren abgelöst und stellt ein kostengünstiges, schnelles und gut automatisierbares Verfahren dar, das Informationen über das Vorhandensein spezifischer Antikörper und die erforderliche Zeit bis zur Serokonversion liefert (SIBILA et al. 2009).
Es sind verschiedene indirekte und kompetitive Tests erhältlich, von denen häufig der IDEXX M. hyo Ab Test (IDEXX Laboratories, Westbrook, Maine) und das Thermo Scientific™ Oxoid™ Mycoplasma hyopneumoniae Nachweiskit (Oxoid Limited, Hampshire, England; früher Dako ELISA) Anwendung finden. Bei Ersterem handelt es sich um einen indirekten ELISA, bei dem die Platten mit M.-hyopneumoniae- Ganzzelllysat beschichtet sind und im Folgenden als IDEXX ELISA bezeichnet wird.
Bei Letzterem handelt es sich um einen monoklonalen kompetitiven Test, bei dem die Platten mit einem 74 kDa großen Protein beschichtet sind (FELD et al. 1992). Dieser Test wird fortan als Oxoid ELISA bezeichnet. Beide Tests weisen eine sehr hohe Spezifität von 100% auf (SORENSEN et al. 1997, AMERI-MAHABADI et al. 2005, ERLANDSON et al. 2005), sodass Serum ohne M.-hyopneumoniae-spezifische Antikörper auch als solches erkannt und die Gefahr von falsch-positiven Ergebnissen sehr gering ist. Für die Sensitivität werden mit 49% - 100% für den Oxoid ELISA und 37,3% - 100% für den IDEXX ELISA jedoch sehr unterschiedliche Werte angegeben und es besteht somit ein teils hohes Risiko, dass falsch-negative Testergebnisse ermittelt werden (AMERI-MAHABADI et al. 2005, ERLANDSON et al. 2005, FANO et al. 2012). Der Grund für die schwankende und zum Teil sehr niedrige Sensitivität von ELISAs ist die Zeitspanne, die zwischen der Infektion und der Serokonversion
verstreicht, sodass folglich die Diagnose der Infektion im frühen Stadium nicht möglich ist (AMERI-MAHABADI et al. 2005, ERLANDSON et al. 2005, PIETERS et al. 2017).
Ein ELISA eignet sich daher weniger, um den Infektionsstatus eines Einzeltieres zu bestimmen. Er sollte hauptsächlich zur Überwachung des Gesundheitsstaus auf Herdenbasis eingesetzt werden (GOMES NETO et al. 2014). Da ELISAs nicht in der Lage sind, zwischen maternalen Antikörpern, Impf- und Infektionsantikörpern zu unterscheiden, ist die Interpretation positiver Ergebnisse zum Teil sehr schwierig und muss mit Bedacht und unter Berücksichtigung der im Bestand durchgeführten Impfungen und Managementmaßnahmen erfolgen (BEILAGE et al. 2005, GOMES NETO et al. 2014).
Molekularer Erregernachweis mittels PCR
Die PCR hat sich zur am häufigsten eingesetzten Nachweismethode etabliert (PIETERS u. MAES 2019). Nach Beschreibung der ersten PCR zum Nachweis von M. hyopneumoniae im Jahre 1991 (HARASAWA et al. 1991) wurden diverse weitere M.-hyopneumoniae-spezifische PCRs beschrieben (ARTIUSHIN et al. 1993, STEMKE et al. 1994, MATTSSON et al. 1995, BLANCHARD et al. 1996, BAUMEISTER et al.
1998, CAI et al. 2007). Bei diesen PCR-Protokollen wird jeweils nur eine Erregerspezies nachgewiesen und man spricht von einer singleplex PCR. Im Anschluss an die Amplifikation wird mittels Agarosegelelektrophorese beurteilt, ob spezifische DNA-Sequenzen detektiert und amplifiziert werden konnten. Einen Fortschritt in der PCR-Diagnostik stellt die nested PCR dar. Bei dieser Methode werden zwei Primerpaare verwendet, wobei das Amplifikat der ersten Primer als Vorlage für das zweite Primerpaar dient. Auf diese Weise kann die Sensitivität deutlich verbessert und das Detektionslimit auf ein Genomäquivalent eines bestimmten Erregers abgesenkt werden. Es wurden verschiedene M.-hyopneumoniae-spezifische nested PCR entwickelt (STEMKE 1997, STARK et al. 1998, CALSAMIGLIA et al. 1999, VERDIN et al. 2000, KURTH et al. 2002). Wird mehr als eine Spezies in einer Reaktion nachgewiesen, spricht man von einer multiplex PCR. Stakenborg et al. etablierten die erste multiplex PCR mit der sowohl M. hyopneumoniae als auch M. hyorhinis und M. flocculare in flüssigem Kulturmaterial nachgewiesen werden konnten (STAKENBORG et al. 2006).
Ein weiterer Fortschritt in der Entwicklung der PCR-Diagnostik ist die real-time oder auch quantitative PCR (qPCR), die sich im Vergleich zu den anderen Methoden darin unterscheidet, dass das Amplifikat nicht mittels im Anschluss an die PCR durchgeführter Gelelektrophorese nachgewiesen werden muss, sondern bereits während der Amplifikation mittels Fluoreszenzfarbstoffen quantifiziert wird. Bei dieser Methode findet also nicht nur ein qualitativer Nachweis statt, sondern es wird auch die detektierte Erreger- bzw. DNA-Menge ermittelt. Es wurden bereits mehrere qPCR Assays für den Nachweis von M.-hyopneumoniae-spezifischer DNA-Sequenzen beschrieben (DUBOSSON et al. 2004, STRAIT et al. 2008, MAROIS et al. 2010). Bei Verwendung von spezifischen Primerpaaren, die jeweils mit einem unterschiedlichen Fluoreszenzfarbstoff markiert sind, sogenannten Sonden, können in einer qPCR ebenfalls mehrere unterschiedliche Erreger bzw. DNA-Sequenzen detektiert werden, sodass man von einer multiplex qPCR spricht (FOUROUR et al. 2018). Aufgrund ihrer Genauigkeit, der hohen Durchsatzleistung und der Verwendbarkeit einer Vielzahl an unterschiedlichem Probenmaterial hat sich die qPCR zur meistverwendeten Nachweismethode für M. hyopneumoniae entwickelt (PIETERS u. MAES 2019).
Für den Erregernachweis mittels PCR weist die Verwendung von Lungengewebe inklusive eines Bronchus aus einem Bereich mit für die enzootische Pneumonie typischen Läsionen als Probenmaterial die höchste Sensitivität auf (PIETERS u. MAES 2019). Ein großer Vorteil der verschiedenen PCR-Methoden ist, dass sich neben solchen post mortem entnommenen Proben auch unterschiedliche intra vitam zu gewinnende Probematerialien, wie z.B. Speichel, Nasen-, Tonsillen-, Larynx- und Tracheobronchialtupfer sowie BALF für die Untersuchung eignen (PIETERS u. MAES 2019). Die Sensitivität dieser intra vitam gewonnenen Proben unterscheidet sich jedoch deutlich. Beim Vergleich solcher Probematerialien weisen Tracheobronchialtupfer und BALF-Proben die höchste Sensitivität auf (KURTH et al.
2002, FABLET et al. 2010, VILLARREAL et al. 2011), wohingegen M. hyopneumoniae bei infizierten Tieren in Nasentupfern nur diskontinuierlich nachgewiesen werden kann (CALSAMIGLIA et al. 1999). Die Nachweisrate in Larynxtupfern ist ebenfalls deutlich höher als in Nasentupfern (PIETERS et al. 2017) und Speichel gilt als irregulärer Indikator mit geringer Sensitivität (FABLET et al. 2010, ROOS et al. 2016, PIETERS et al. 2017). Proben aus den tiefen Atemwegen zeigen also eine höhere Sensitivität als Proben aus dem oberen Respirationstrakt (MAES et al. 2018).
Da die PCR eine Nachweismethode mit sehr hoher Sensitivität ist, bei der schon geringe Erregermengen detektiert werden, entsteht aber auch ein erhöhtes Risiko von Kreuzkontaminationen. Vor allem die hoch sensitive nested PCR ist hierfür anfällig (STEMKE 1997, CAI et al. 2007). Daher muss die Probenentnahme und spätere Verarbeitung der zu untersuchenden Proben unter größter Sorgfalt erfolgen. Wird das richtige Probematerial ausgewählt, reicht die Sensitivität einer singleplex PCR aus und es muss nicht das sehr hohe Kontaminationsrisiko, das bei einer nested PCR besteht, in Kauf genommen werden (KURTH et al. 2002). Neben möglichen Kontaminationen stellt die genetische Variation von M. hyopneumoniae ein weiteres Problem beim Erregernachweis mittels PCR dar (STAKENBORG et al. 2005b, NATHUES et al. 2011, CHARLEBOIS et al. 2014). Diese kann ebenfalls zu falsch-negativen Ergebnissen führen (STRAIT et al. 2008). Aus diesem Grund wird empfohlen, gleichzeitig auf verschiedene Zielsequenzen zu untersuchen und dadurch die Nachweisrate zu erhöhen (MAROIS et al. 2010). Mittels PCR ist keine Unterscheidung zwischen lebenden und toten Bakterien möglich, sodass positive Ergebnisse und deren Relevanz unter Berücksichtigung der im Bestand und beim jeweiligen Tier vorliegenden Krankheitsgeschehen interpretiert werden müssen (SIBILA et al. 2009).
Histologischer Erregernachweis
Bei der Immunhistochemie (IHC) und dem IFT wird M. hyopneumoniae mittels monoklonalen oder polyklonalen spezifischen Antikörpern in Paraffin- bzw.
Gefrierschnitten in Lungengewebe detektiert (CHEIKH SAAD BOUH et al. 2003, OPRIESSNIG et al. 2004). Bei der In-situ-Hybridisierung (ISH) wird dagegen spezifische DNA in Paraffinschnitten nachgewiesen. Dazu werden repetitive DNA-Sequenzen des Genoms oder 16S ribosomale DNA als Ziel verwendet (BOYE et al. 2001). IHC und ISH haben den Vorteil, dass neben dem Erregernachweis auch eine histologische Beurteilung der Läsionen möglich ist (PIETERS u. MAES 2019). Alle drei Methoden haben allerdings den Nachteil, dass sie nur post mortem anwendbar sind (SIBILA et al. 2009). Für den Nachweis ist intaktes respiratorisches Epithel mit anhaftenden Mykoplasmen erforderlich. Wird ein Gewebestück ohne Bronchus untersucht, oder liegen bereits degenerative Prozesse vor, die zur Ablösung des Epithels geführt haben, besteht das Risiko falsch-negativer Ergebnisse (CAI et al.
2007, PIETERS u. MAES 2019). In akuten Phasen, in denen der Erreger in hoher
Konzentration vorliegt, haben die Tests eine sehr hohe Sensitivität. In späten Phasen sind sie der PCR, bei der eine Amplifikation der Zielsequenz stattfindet, jedoch deutlich unterlegen (BLANCHARD et al. 1996, CAI et al. 2007). Der histologische Erregernachweis wird derzeit nicht in der Routinediagnostik angewandt.
2.2.4 Therapie
Kommt es zu klinischen Ausbrüchen der enzootischen Pneumonie, ist eine antibiotische Behandlung der erkrankten Tiere angezeigt. Wie alle zellwandlosen Bakterien sind Mykoplasmen resistent gegenüber antimikrobiellen Wirkstoffen, die die Zellwandsynthese hemmen (RAZIN et al. 1998). Dazu gehören β-Laktam Antibiotika, Makrolide mit 14-gliedrigem Ring, Polymyxine, Rifamycine, Trimetoprim und Sulfonamide. Gute Wirksamkeit vermitteln dagegen Tetrazykline und Makrolide mit 16- gliedrigem Ring. Sie finden häufig bei der Therapie der enzootischen Pneumonie Anwendung (VICCA et al. 2004). Auch Lincosamide, Pleuromutiline, Fluorochinolone, Florfenicol und Aminoglykoside werden erfolgreich eingesetzt (GAUTIER- BOUCHARDON 2018). Durch eine antibiotische Behandlung verbessern sich die täglichen Zunahmen und die Lungenläsionen und die klinischen Symptome werden reduziert (THACKER et al. 2006, CIPRIAN et al. 2012, DEL POZO SACRISTAN et al.
2012a, DEL POZO SACRISTAN et al. 2012b). Ähnlich wie bei der Impfung kommt es aber nicht zu einer vollständigen Erregereliminierung, sondern nur zu einer Reduktion der Erregerzahl in den Atemwegen. Dadurch besteht die Gefahr, dass nach Abschluss der Behandlung die Symptome erneut auftreten und der therapeutische Erfolg nur vorübergehend ist (THACKER et al. 2006, MAES et al. 2018). Ein unzureichender Therapieerfolg kann auch darauf zurückzuführen sein, dass der Wirkstoff zwar gegen Mykoplasmen, nicht aber gegen möglicherweise vorliegende Sekundärerreger wirksam ist (DEL POZO SACRISTAN et al. 2012a). Es wird eine Behandlung über einen Zeitraum von 1 – 3 Wochen mit durchgehender Medikation oder einem Aussetzen der Medikation in der zweiten Behandlungswoche, eine sogenannte Pulsmedikation, empfohlen (MAES et al. 2008, DEL POZO SACRISTAN et al. 2012a).
Erste erworbene Resistenzen von M.-hyopneumoniae-Feldisolaten gegenüber Makroliden mit 16-gliedrigem Ring (Tylosin und Tilmicosin), Lincosamiden (Lincomycin), und Fluorchinolonen (Enrofloxacin, Flumeqin) wurden von Vicca et al.
beschrieben (VICCA et al. 2004). Zudem gibt es erworbene Resistenzen gegenüber Vertretern der Wirkstoffklassen der Fluorchinolone, Makrolide, Lincosamide und auch gegenüber Chlortetrazyklin (STAKENBORG et al. 2005a, LE CARROU et al. 2006, VICCA et al. 2007, THONGKAMKOON et al. 2013, TAVIO et al. 2014). Die Entwicklung von Resistenzen wird jedoch nicht als vorrangiges Problem bei der Therapie der enzootischen Pneumonie betrachtet (MAES et al. 2008, PIETERS u.
MAES 2019).
2.2.5 Weitere Kontrollmaßnahmen
Da die klinische Manifestation der enzootischen Pneumonie von vielen Faktoren beeinflusst wird, ist es auch bei der Bekämpfung bzw. Kontrolle unerlässlich, weitere intrinsische und extrinsische Faktoren zu optimieren. Der Optimierung von Management- und Haltungsbedingungen kommt dabei eine Schlüsselrolle zu (MAES et al. 2008).
Optimierung der Management- und Haltungsbedingungen
Die Belegung nach dem Rein-Raus-Prinzip ist die wichtigste Kontrollmaßnahme bei der Bekämpfung der enzootischen Pneumonie (MAES et al. 2008). Dieses Produktionssystem ermöglicht die Unterbrechung der sonst kontinuierlich stattfindenden Erregerübertragung zwischen unterschiedlichen Altersgruppen. Die Erkenntnis, dass der Erreger noch 214 Tage nach einer Infektion in infizierten Tieren nachgewiesen werden kann und solche Tiere eine mögliche Infektionsquelle für andere Tiere darstellen (PIETERS et al. 2009), verleiht dieser Aussage Nachdruck.
Außerdem gewährleistet dieses System die Möglichkeit der adäquaten Reinigung und Desinfektion der Stallabteile vor dem Einstallen neuer Tiere. Da unter anderem der Zukauf neuer Tiere als vorrangige Eintragsquelle des Erregers beschrieben wird (HEGE et al. 2002), sind geschlossene Produktionssysteme anzustreben. Kann diese Produktionsform nicht umgesetzt werden, sollte der Zukauf von Schweinen nur aus Herden mit höherem, mindestens aber mit demselben Gesundheitsstatus erfolgen (MAES et al. 2008).
Ein weiterer Managementfaktor bei der Bekämpfung der enzootischen Pneumonie ist die Belegdichte, da eine hohe Belegdichte ebenfalls einen Risikofaktor darstellt
(POINTON et al. 1985). Um den durch eine hohe Belegdichte entstehenden Stress mit resultierender negativer Beeinflussung des Immunsystems zu verhindern, sollte Überbelegung vermieden werden. Auch Neu- und Umgruppierung, welche zu erheblichem Stress bei den Schweinen führen, sollten vor diesem Hintergrund so selten wie möglich praktiziert werden und es sollte auf eine möglichst stabile Gruppenzusammensetzung geachtet werden (MAES et al. 1996).
Betrachtet man das Herden- bzw. Gruppenmanagement in ferkelerzeugenden Betrieben, so stellt die Jungsaueneingliederung einen weiteren wesentlichen Aspekt der ausschlaggebenden Managementfaktoren dar. Die Wahrscheinlichkeit, dass Ferkel sich bei den Sauen anstecken, ist in Herden, in denen keine angemessene Jungsaueneingliederung stattfindet, höher (MOORKAMP et al. 2009). Eine adäquate und effiziente Jungsaueneingliederung zur Aufrechterhaltung der Herdenimmunität ist somit ebenfalls eine wichtige Maßnahme bei der Kontrolle der enzootischen Pneumonie (GARZA-MORENO et al. 2017, GARZA-MORENO et al. 2018).
Bezüglich des Hygienemanagements weist der Erreger durch das Fehlen einer Zellwand eine geringe Tenazität auf (RAZIN 1978). Bei Einhaltung der üblichen Hygienemaßnahmen kann daher keine Übertragung des Erregers durch Betreuungspersonal von infizierten auf freie Tiergruppen beobachtet werden (BATISTA et al. 2004). Es wurde jedoch bewiesen, dass M. hyopneumoniae bis zu acht Tage unter bestimmten Bedingungen außerhalb des Wirtes überleben kann (BROWNE et al. 2017). Die Optimierung dieser Faktoren kann daher als essentiell für eine nachhaltige Kontrolle des Erregers angesehen werden. Da eine schlechte Luftqualität und hohe Schadgaskonzentrationen in der Stallluft ebenfalls das respiratorische Epithel schädigen und damit das Entstehen einer klinisch manifesten Erkrankung fördern, sind eine gute Luftqualität und geringe Schadgaskonzentrationen ebenfalls anzustrebende Managementfaktoren, da die Entstehung von Atemwegsinfektionen, insbesondere von Sekundärinfektionen, ansonsten begünstigt wird (DONHAM 1991).
Impfung
In vielen Ländern liegt die Impfdichte bei über 70% (MAES et al. 2008). In Beständen, in denen die enzootische Pneumonie endemisch ist, ist sie das wichtigste
Kontrollmittel. Unterschiedliche Impfstrategien werden praktiziert, die sich nach dem Produktionssystem, der Art des Bestandes und dem Infektionsmuster richten. Am häufigsten wird die Impfung von Saug- und Absetzferkeln durchgeführt (HAESEBROUCK et al. 2004). Ursprünglich war die zweifache intramuskuläre (i. m.) Impfung die am häufigsten angewandte Methode. In den letzten Jahren werden jedoch vermehrt One-Shot-Impfstoffe bei der i. m. Immunisierung eingesetzt. Sie sind mit weniger Arbeitsaufwand verbunden und ihre Wirkung wurde in verschiedenen Studien bestätigt (BACCARO et al. 2006, MAES et al. 2008, DUIVON et al. 2018, NIELSEN et al. 2018). Ebenfalls vergleichsweise neu ist ein Impfstoff, der intradermal (i. d.) appliziert wird (TASSIS et al. 2012).
Bei kommerziell erhältlichen Impfstoffen handelt es sich um Bakterine, also um inaktivierte M.-hyopneumoniae-Ganzzelllysate. Eine Übersicht über die häufig verwendeten Impfstoffe gibt Tabelle 1. Derzeit basieren die meisten Impfantigene auf dem M.-hyopneumoniae-Stamm J. Sie unterscheiden sich vor allem in den zugesetzten Adjuvantien. Diese werden benötigt, um das Immunsystem zu stimulieren und die Immunabwehr gegenüber dem Antigen zu aktivieren. Dabei sind Aluminiumsalze eher schonend, wohingegen Öl-basierte Formulierungen reaktiver, aber auch potenter sind (SIMIONATTO et al. 2013).
Tabelle 1: Übersicht über häufig eingesetzte kommerzielle M.-hyopneumoniae-Impfstoffe nach MAES et al. (2018)*.
Impfstoff M.-
hyopneumoniae-
Stamm Adjuvans Immuni-
sierungs- route
Wiederholungs- impfung nach
… Wochen Hyogen (Ceva) Ceva Stamm BA
2940-99 Imuvant (W/O J5
LPS) i. m. -
Hyoresp (Merial) k. A. Aluminiumhydroxid i. m. 3 - 4
Ingelvac MYCOFLEX (Boehringer
Ingelheim)
Stamm J Isolat B-
3745 Impran (Wasser-in-Öl
Emulsion) i. m. -
M+Pac (Intervet Int.) k. A. Mineralöl +
Aluminiumhydroxid i. m. 3 - 4 Mypravac Suis (Hipra
Lab) Stamm J Levamisol +
Carbomer i. m. 3
Porcilis® M. Hyo
(Intervet) Stamm 11 dl-α-Tocopherol
Acetat i. m. 3
Porcilis® PCV M. Hyo
(MSD-Intervet Int.) Stamm J Mineralöl +
Aluminiumhydroxid i. m. -
Porcilis® M. Hyo ID Once (MSD-Intervet
Int.) Stamm 11 Paraffinöl + dl-α-
Tocoferylacetat i. d. -
Stellamune®
Mycoplasma (Eli Lilly) NL 1042 Mineralöl + Lecithin i. m. 2 - 4 Stellamune® ONE (Eli
Lilly) NL 1042 Amphigen Base +
Drakeol 5 (Mineralöl) i. m. - Suvaxyn® M.Hyo
(Zoetis) P-5722-3 Carbopol i. m. 2
Suvaxyn® MH-ONE
(Zoetis) P-5722-3 Carbopol + Squalane i. m. -
Suvaxyn® M. Hyo –
Para suis (Zoetis) P-5722-3 Carbopol + Squalane i. m. 2 Suvaxyn® CIRCO +
MH RTU (Zoetis) P-5722-3 Squalane + Poloxamer 401
Polysorbate 80 i. m. -
*Impfstoffe, die nur in einem oder wenigen Ländern erhältlich sind, wurden nicht aufgeführt; k. A. = keine Angaben verfügbar
Die positiven Effekte einer Impfung sind auf eine deutliche Reduktion der Ausprägung und Prävalenz von Lungenläsionen sowie der klinischen Symptome zurückzuführen (THACKER et al. 2000a, MEYNS et al. 2006). Dieses resultiert des Weiteren in verbesserten Tageszunahmen und einer verbesserten Futterverwertung (MAES et al.
1998, JENSEN et al. 2002) sowie niedrigeren Behandlungskosten pro Tier (MAES et al. 1999). Der exakte Wirkmechanismus ist allerdings noch nicht bekannt. Vranckx et al. stellten fest, dass durch eine Impfung die Einwanderung von Makrophagen in Lungengewebe, in dem Läsionen vorliegen, reduziert wird (VRANCKX et al. 2012). In Übereinstimmung dazu werden mehr IL-10 sezernierende Zellen im Gewebe und höhere Konzentrationen an IL-10 in BALF nachgewiesen (MARCHIORO et al. 2013, MARTELLI et al. 2014). Die Stimulation einer Th2- Immunantwort durch eine Impfung scheint daher einen wesentlichen Aspekt der Protektivität darzustellen. Auch die Sekretion von IL-12 wird durch eine Impfung induziert und es kommt zusätzlich zu einer Stimulation einer Th1-Immunantwort (MARCHIORO et al. 2013, MARTELLI et al. 2014). Zusätzlich wird eine Produktion von Interferon (IFN)-γ-sezernierenden Lymphozyten im Blut induziert (THACKER et al. 2000a, MARTELLI et al. 2014).
Außerdem konnte gezeigt werden, dass bei einer Infektion von immunisierten Schweinen mit M. hyopneumoniae auch die Konzentration an TNF-α in der BALF signifikant niedriger ist als bei einer Infektion von ungeimpften Tieren (THACKER et al.
2000a).
Neben der zellulären wird vor allem die humorale Immunantwort durch eine Impfung stimuliert und es werden spezifische Antikörper gebildet. Die Höhe der systemischen IgGs lässt dabei jedoch keinen Rückschluss auf das Ausmaß der Protektivität zu (DJORDJEVIC et al. 1997, THACKER et al. 1998). Auch die Rolle von lokalen Antikörpern bei der Reduktion von Lungenläsionen ist noch nicht abschließend geklärt (THACKER et al. 2000a). Djordjevic et al. konnten auch hier keinen Zusammenhang zwischen Antikörperspiegel und Lungenläsionen feststellen (DJORDJEVIC et al.
1997). Da mukosale IgAs aber an der ersten Interaktionsstelle zwischen Erreger und Wirt vorzufinden sind, werden sie als wichtiger Abwehrmechanismus bei der Infektion angesehen (THACKER et al. 2000a).
Trotz der verschiedenen stimulierten Abwehrmechanismen bietet eine Impfung allerdings nur partiellen Schutz, da weder die Kolonisation des Respirationstraktes noch die Erregerübertragung zwischen den Tieren verhindert werden können und es
