• Keine Ergebnisse gefunden

Untersuchungen zu Ovarialzysten beim Meerschweinchen

N/A
N/A
Protected

Academic year: 2022

Aktie "Untersuchungen zu Ovarialzysten beim Meerschweinchen"

Copied!
148
0
0

Wird geladen.... (Jetzt Volltext ansehen)

Volltext

(1)

Tierärztliche Hochschule Hannover Klinik für Kleintiere

Untersuchungen zu Ovarialzysten beim Meerschweinchen

INAUGURAL-DISSERTATION zur Erlangung des Grades einer Doktorin der Veterinärmedizin

- Doctor medicinae veterinariae - (Dr. med. vet.)

vorgelegt von Alexandra Riecken

aus Lübeck

Hannover 2008

(2)

Wissenschaftliche Betreuung: Prof. Dr. M. Fehr

1. Gutachter: Prof. Dr. M. Fehr

2. Gutachter: Prof’in Dr. Dr. N. Parvizi

Tag der mündlichen Prüfung: 20.11.2008

(3)

Meinen Eltern und Großeltern

(4)
(5)

Inhaltsverzeichnis:

Inhaltsverzeichnis:... I

1 Einleitung ...- 13 -

2 Literaturübersicht ...- 14 -

2.1 Anatomie der Ovarien ...- 14 -

2.1.1 Anatomie der Ovarien beim Meerschweinchen ...- 14 -

2.1.1.1 Anatomie der Rete ovarii ...- 15 -

2.1.1.2 Physiologie der Rete ovarii ...- 16 -

2.1.1.3 Veränderungen im Bereich der Rete ovarii...- 17 -

2.1.1.4 Rete ovarii beim Meerschweinchen ...- 17 -

2.2 Physiologie der Ovarien ...- 18 -

2.2.1 Östrogene ...- 18 -

2.2.1.1 Östrogenwirkungen ...- 18 -

2.2.1.2 Auswirkungen von überhöhtem Östrogeneinfluss ...- 19 -

2.2.1.3 Östradiol-17 β beim weiblichen Meerschweinchen ...- 20 -

2.2.2 Progesteron...- 22 -

2.2.2.1 Progesteronwirkungen...- 22 -

2.2.2.2 Auswirkungen von überhöhtem Progesteroneinfluss...- 22 -

2.2.2.3 Progesteronwerte beim weiblichen Meerschweinchen ...- 23 -

2.3 Zyklusstandbestimmung mittels Vaginalzytologie ...- 25 -

2.3.1 Prinzip der Vaginalzytologie...- 25 -

2.3.1.1 Die verschiedenen Zyklusstadien...- 25 -

2.3.1.2 Die verschiedenen Zellen ...- 27 -

2.3.2 Vaginalzytologie beim weiblichen Meerschweinchen...- 28 -

2.3.2.1 Der Sexualzyklus des weiblichen Meerschweinchens ...- 28 -

2.3.2.2 Die Vaginalmembran ...- 28 -

2.3.2.3 Anfertigung eines Vaginalabstriches ...- 29 -

2.3.2.4 Mikroskopische Beurteilung ...- 30 -

2.3.2.5 Typische Zellbilder der einzelnen Zyklusstadien...- 30 -

(6)

2.4.1 Ovarialzysten beim Meerschweinchen...- 33 -

2.4.1.1 Prävalenz und Ätiologie ...- 33 -

2.4.1.2 Zystenarten ...- 34 -

2.4.1.3 Klinische Symptome, Diagnose und Therapie...- 35 -

2.4.2 Ovarialzysten bei anderen Tierarten ...- 36 -

2.5 Sonografische Untersuchung des Geschlechtsapparates...- 38 -

2.5.1 Sonografische Untersuchung beim Kleintier ...- 38 -

2.5.1.1 Vorteile und Einsatzmöglichkeiten ...- 38 -

2.5.1.2 Durchführung ...- 38 -

2.5.2 Sonografische Untersuchung beim Meerschweinchen ...- 39 -

2.5.3 Darstellung von Ovarialzysten ...- 40 -

2.6 Röntgenologische Untersuchung des Geschlechtsapparates...- 41 -

2.6.1 Röntgenologische Untersuchung beim Kleintier ...- 41 -

2.6.1.1 Durchführung ...- 41 -

2.6.2 Röntgenologische Untersuchung beim Meerschweinchen ...- 42 -

2.6.3 Darstellung von Ovarialzysten ...- 42 -

2.7 Palpationsbefunde bei Ovarialzysten ...- 42 -

3 Material und Methode ...- 43 -

3.1 Material ...- 43 -

3.1.1 Technische Ausrüstung ...- 43 -

3.1.1.1 Ultraschall ...- 43 -

3.1.1.2 Röntgen ...- 43 -

3.1.1.3 Labor ...- 44 -

3.1.2 Tiere ...- 45 -

3.1.2.1 Referenzgruppe ...- 45 -

3.1.2.2 Weibliche Meerschweinchen mit Verdacht auf Ovarialzysten ...- 45 -

3.2 Methode...- 47 -

3.2.1 Klinische Allgemeinuntersuchung ...- 48 -

3.2.2 Sonografische Untersuchung...- 48 -

3.2.3 Röntgenologische Untersuchung...- 49 -

3.2.4 Blutuntersuchung ...- 50 -

(7)

3.2.5 Zyklusstandbestimmung...- 51 -

3.2.6 Bestimmung von Östradiol-17 β und Progesteron ...- 52 -

3.2.7 Meerschweinchen mit Verdacht auf Ovarialzysten ...- 53 -

3.2.8 Referenzgruppe ...- 53 -

3.2.9 Statistische Auswertung ...- 54 -

4 Ergebnisse ...- 56 -

4.1 Referenzgruppe ...- 56 -

4.1.1 Zyklusstandbestimmung...- 56 -

4.1.1.1 Zellen...- 57 -

4.1.1.2 Proöstrus...- 59 -

4.1.1.3 Östrus ...- 61 -

4.1.1.4 Metöstrus ...- 63 -

4.1.1.5 Diöstrus ...- 65 -

4.1.1.6 Beurteilung der Vaginalmembran ...- 66 -

4.1.2 Östradiol-17 β und Progesteron...- 67 -

4.1.2.1 Östradiol-17 β...- 67 -

4.1.2.2 Progesteron...- 70 -

4.1.3 Sonografische Untersuchung...- 72 -

4.2 Meerschweinchen mit Ovarialzysten ...- 73 -

4.2.1 Klinische Symptome der erkrankten Meerschweinchen ...- 73 -

4.2.2 Sonografische Untersuchung...- 75 -

4.2.3 Röntgenologische Untersuchung...- 77 -

4.2.4 Ovarialzysten...- 78 -

4.2.4.1 Zystendurchmesser...- 78 -

4.2.4.2 Untersuchung auf Normalverteilung und Vergleich der Durchmesser ...- 80 -

4.2.4.3 Zystenvolumina ...- 80 -

4.2.4.4 Signifikanz der Unterschiede in den Zystenvolumina ...- 83 -

4.2.4.5 Gesamtzystenvolumina ...- 83 -

4.2.4.6 Seitenvergleich der Gesamtzystenvolumina ...- 85 -

4.2.4.7 Anzahl der Zysten ...- 85 -

4.2.4.8 Altersabhängigkeit der Zystenvolumina ...- 85 -

(8)

4.2.4.9 Altersabhängigkeit der Zystenanzahl ...- 87 -

4.2.4.10 Hormone im peripheren Blut der erkrankten Meerschweinchen ...- 88 -

4.2.4.11 Signifikanz der abweichenden Hormonwerte ...- 88 -

4.2.4.12 Hormonwerte bei Meerschweinchen mit klinischen Symptomen...- 89 -

4.2.4.13 Abhängigkeit der veränderten Hormonwerte von den Zystengrößen ...- 90 -

4.2.4.14 Hormone im Zystenpunktat der erkrankten Meerschweinchen ...- 91 -

5 Diskussion ...- 92 -

5.1 Tiere ...- 92 -

5.1.1 Referenzgruppe ...- 92 -

5.1.2 Meerschweinchen mit Ovarialzysten ...- 92 -

5.2. Zytologische Untersuchung...- 93 -

5.3.1 Anfertigung des Vaginalabstriches ...- 93 -

5.2.2 Mikroskopische Beurteilung ...- 93 -

5.2.3 Auswertung ...- 93 -

5.2.4 Zyklusphasen...- 94 -

5.2.5 Vaginalmembran ...- 94 -

5.3 Östradiol-17 β und Progesteron...- 95 -

5.3.1 Blutentnahme ...- 95 -

5.3.2 Messung der Hormonwerte ...- 95 -

5.3.3 Östradiol-17 β...- 95 -

5.3.4 Progesteron...- 96 -

2.3.5 Mittelwerte ...- 96 -

5.4 Sonografische Untersuchung...- 97 -

5.4.1 Technische Voraussetzungen ...- 97 -

5.4.2 Vorbereitung und Durchführung ...- 98 -

5.4.3 Darstellung der Ovarien ...- 98 -

5.5 Röntgenologische Untersuchung...- 99 -

5.6 Ovarialzysten...- 99 -

5.6.1 Größe, Anzahl, Seitenverteilung und Altersabhängigkeit...- 100 -

5.6.2 Östradiol-17 β und Progesteron bei Meerschweinchen mit Ovarialzysten ...- 100 -

5.7 Ausblick ...- 101 -

(9)

6 Zusammenfassung ...- 103 -

7 Summary ...- 105 -

8 Literaturverzeichnis...- 107 -

9 Anhang ...- 125 -

9.1 Ergebnistabellen ...- 125 -

9.1.1 Referenzgruppe ...- 125 -

9.1.1.1 Übersicht über die ermittelten Hormonwerte...- 125 -

9.1.1.2 Hormonwerte aufgeteilt auf die einzelnen Zyklusphasen ...- 130 -

9.1.1.3 Hormonwerte aufgeteilt nach Zyklustagen ...- 134 -

9.1.2 Meerschweinchen mit Ovarialzysten ...- 137 -

9.1.2.1 Zystendurchmesser...- 137 -

9.1.2.2 Kreuztabelle der Zystenanzahl ...- 139 -

9.1.2.3 Übersicht über die erkrankten Tiere...- 140 -

9.1.2.4 Hormonwerte der erkrankten Meerschweinchen ...- 142 -

9.2 Tabellenverzeichnis...- 144 -

9.3 Abbildungsverzeichnis ...- 146 -

Danksagung ...- 148 -

(10)

Verzeichnis der Abkürzungen

A. Arteria

Abb. Abbildung bzw. beziehungsweise ccm Kubikzentimeter

cm Zentimeter

DNS Desoxyribonukleinsäure EDTA Ethylendiamitetraazetat

EIA Enzym Immuno Assay

et al. et alii etc. et cetera

FSH Follikel-stimulierendes Hormon

g Gramm (Gewichtsangaben)

Maßeinheit für die relative Zentrifugalbeschleunigung (Labortechnik) G Maßeinheit für das Gauge-System zur Einteilung von Kanülengrößen

GC Gas-Chromatographie

ggf. gegebenenfalls

GnRH Gonadotropin-Releasing-Hormon hCG humanes Chorion-Gonadotropin

HE Haematoxylin-Eosin

IE Internationale Einheiten i.m. intramuskulär

incl. inclusive

IZ Intermediärzellen

Kg Kilogramm

KGW Körpergewicht KI Konfidenzintervall

L Leukozyten (Vaginalzytologie)

Lumbalwirbel (röntgenologische Topografie) LH Luteinisierendes Hormon

(11)

µg Mikrogramm

MHz Megaherz

ml Milliliter

mm3 Kubikmillimeter

µm Mikrometer

n Anzahl der Probanden

ng Nanogramm

n. s. nicht signifikant

PAS Para-Aminosalicyl-Säure PBA Protein-Binding-Assay PBZ Parabasalzellen

pg Piccogramm

RIA Radioimmunoassay

RNS Ribonukleinsäure

S Standardabweichung

s.c. subcutan

SFZ Superfizialzellen

T Thoraxwirbel

Tab. Tabelle z. B. zum Beispiel

V. Vena

°C Grad Celsius

(12)
(13)

1 Einleitung

Ovarialzysten gehören zu den häufigsten Erkrankungen beim weiblichen Meerschweinchen.

Bei einer Vielzahl der betroffenen Tiere treten keine klinischen Symptome auf. Dennoch werden regelmäßig Meerschweinchen aufgrund einer durch Ovarialzysten bedingten Symptomatik beim Kleintierarzt vorgestellt oder Ovarialzysten im Rahmen einer klinischen Untersuchung als Zufallsbefund diagnostiziert. Aus diesem Zwiespalt zwischen Zufallsbefund bzw. Ursache von Krankheitssymptomen entstehen für den Kleintierpraktiker neue Anforderungen an Diagnostik und Therapie.

Zur Diagnostik von Ovarialzysten werden neben einer ausführlichen klinischen Allgemeinuntersuchung auch das Röntgen und der Ultraschall beim Meerschweinchen eingesetzt. Untersuchungen der Hormone im peripheren Blut werden zurzeit jedoch in aller Regel nicht durchgeführt.

Zur hormonellen Erkrankung bzw. zu den mit der Zystenbildung verbundenen hormonellen Folgen liegen bislang keine Studien vor. Ziel dieser Arbeit sollte es daher sein, neue Erkenntnisse über Ovarialzysten beim weiblichen Meerschweinchen zu erlangen. Dabei sollten vor allem die Zusammenhänge zwischen Zystengröße und Hormonproduktion der Zysten sowie die Abhängigkeit klinischer Symptome von diesen beiden Parametern untersucht werden.

Hierzu sollten zunächst Referenzwerte für die Hormone Östradiol und Progesteron im peripheren Blutplasma weiblicher Meerschweinchen ermittelt werden. Schließlich sollte die Frage geklärt werden, ob eine Ermittlung der Hormonwerte von praktischer Bedeutung für die Beurteilung von Prognose und Therapie bei Meerschweinchen mit Ovarialzysten sein könnte.

(14)

2 Literaturübersicht 2.1 Anatomie der Ovarien

2.1.1 Anatomie der Ovarien beim Meerschweinchen

Die Ovarien des Meerschweinchens liegen kaudal (PREISSECKER 1958, JUNG 1962, MOSSMANN u. DUKE 1973, HAMEL 2002) bzw. kaudolateral der Nierenpole (BREAZIL u.

BROWN 1976,WOERLE u. WOLF 1977) an der Dorsalwand der Bauchhöhle (WOERLE u. WOLF

1977). Laut COOPER u. SCHILLER (1975) ist dies nur für das rechte Ovar zutreffend, während das linke kraniolateral der linken Niere zu finden ist. Die Ovarien sind längsoval, gelblichweiß (COOPER u. SCHILLER 1975) bis rötlich und haben eine Länge von 3-5 mm (PREISSECKER 1958,JUNG 1962,COOPER u. SCHILLER 1975, WOERLE u. WOLF 1977,HAMEL

2002), sind 2-4 mm breit (COOPER u. SCHILLER 1975, WOERLE u. WOLF 1977) und 2-3 mm dick (COOPER u. SCHILLER 1975). Laut BREAZIL u. BROWN (1976) dagegen sind sie 6-8 mm lang und haben einen Durchmesser von 4-5 mm.

Die Ovarien setzen sich aus dem gefäßreichen, dicht strukturierten Cortex und dem zellreichen, lockeren Stroma (FABER u. HAID 1972,DEVI u.THANGAVELU 1973,DÖCKE 1981) zusammen. Das Stroma strahlt in radiären Strängen in den Cortex ein (PREISSECKER 1958). Es beinhaltet die größeren Blut- und Lymphgefäße, einen Teil der Rete ovarii und ein wenig Drüsengewebe. Auch Follikel sind vorhanden, jedoch keine funktionellen (MOSSMANN u.

DUKE 1973). Die Ovarien sind von einer Bindegewebs- und Fettkapsel umschlossen (DEVI u.

THANGAVELU 1973, BREAZIL u. BROWN 1976, WOERLE u. WOLF 1977) und mit Serosa überzogen (DÖCKE 1981). Die Oberfläche erhält durch mit bloßem Auge erkennbare Follikel (HOFFMANN 1961, JUNG 1962, WOERLE u. WOLF 1977) sowie Gelbkörper, die in den Cortex eingebettet sind und teilweise über die Organoberfläche hinausragen (COOPER u. SCHILLER

1975, BREAZIL u. BROWN 1976,DÖCKE 1981), ein unebenes und narbiges Aussehen.

Die Ovarien sind mit einem kurzen Mesovarium an der Bauchdecke befestigt (BREAZIL u.

BROWN 1976,WOERLE u. WOLF 1977), das am kaudomedialen Rand der Ovarien ansetzt und über welches Blutgefäße und Nerven in das Stroma eintreten (PREISSECKER 1958,COOPER u.

SCHILLER 1975, HAMEL 2002). Im Gegensatz zu vielen anderen Säugetieren besitzen Meerschweinchen keine vollständigen Bursa ovarica, sondern eine in ventrolaterale Richtung offene Peritonealtasche, die sich zum Zeitpunkt der Ovulation durch Muskelkontraktion um das Ovar schließen kann. Diese wird gebildet vom Ligamentum suspensorium ovarii, dem Mesovarium, dem Ligamentum ovarii proprium den Tubenschlingen mit ihrem kurzen Gekröse sowie dem Infundibulum tubae (PREISSECKER 1958,JUNG 1962).

(15)

Die Blutversorgung der Ovarien wird von den Arteriae ovaricae gewährleistet, die der Aorta dicht kaudal der Arteriae renales entspringen (PREISSECKER 1958, WOERLE u. WOLF 1977, JONES et al. 1987), retroperitoneal entlang der Bauchwand verlaufen und über das Mesovarium den Hilus des Ovars erreichen (MOSSMANN u. DUKE 1973). Direkt an den Arteriae ovaricae sowie an deren Verzweigungen bestehen Anastomosen zur uterinen Blutversorgung (MOSSMANN u.DUKE 1973,JONES et al. 1987).

2.1.1.1 Anatomie der Rete ovarii

Die Rete ovarii sind das Homolog zu den Rete testis beim männlichen Tier (ALLEN 1904, BYSKOV 1974, WENZEL u. ODEND’HAL et al. 1985) und sind als normale Struktur im Ovar eines jeden erwachsenen Haustieres zu finden (WILKERSON 1923). Sie entwickeln sich aus Zellen des Mesonephros (ALLEN 1904, BYSKOV 1974), die während der Embryonalphase in das sich entwickelnde Organ einwandern (STEIN 1976, WENZEL u. ODEND’HAL 1985). Die als Erstes erkennbaren kleinen Tubuli im Ovarialstroma entwickeln sich zu einem verzweigten Gangsystem entlang der Längsachse des Ovars in Richtung des Hilus (STEIN u. ANDERSON

1979, ODEND’HAL et al.1986).

Das Retesystem besteht aus Röhrengruppen, die miteinander Anastomosen bilden und zu einem Großteil im Bereich des Hilus ovarii, aber auch in der Medulla und im Mesovarium zu finden sind (ALLEN 1904, WILKERSON 1923, BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, WENZEL u.

ODEND’HAL 1985).

Die Rete ovarii werden in drei Regionen unterteilt (BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, BYSKOV et al. 1977, BYSKOV 1978, STEIN u. ANDERSON 1979, ODEND’HAL et al.1986). Das extraovarielle Retesystem besteht aus Tubuli im periovariellen Gewebe dorsomedial des Ovars (STEIN 1976). Diese werden von einschichtigem Epithel mit eigener Basalmembran begrenzt und enden laut BYSKOV (1975) blind. Das verbindende Retesystem ist der markanteste Anteil der Rete ovarii (WENZEL et al1986). Es besteht aus einem Labyrinth aus unregelmäßigen Zellsträngen, Kanälen, schmalen Zellausläufern und einer Basalmembran.

Ein Teil des verbindenden Retesystem befindet sich im Randbereich der Ovarien und der andere Anteil im Mesovarium. Das intraovarielle Retesystem wird von Zellsträngen innerhalb des Ovargewebes gebildet. Diese Stränge können ein- bis mehrschichtig sein und sind mit einer Basalmembran umgeben, die zu den Keimzellen hin unterbrochen ist. Die intraovariellen Rete penetrieren das Ovar ausgehend von den verbindenden Rete und reichen weit in die Medulla und den Cortex des Ovars hinein (BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, STEIN 1976, BYSKOV 1978, STEIN u. ANDERSON 1979, ODEND’HAL et al.1986, WENZEL et al.

(16)

Das Epithel der Rete ovarii besteht aus quader- bis säulenförmigen Zellen (WILKERSON 1923, BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, BYSKOV 1974, BYSKOV et al. 1977, BYSKOV 1978, WENZEL u. ODEND’HAL 1985, ODEND’HAL et al.1986,WENZEL et al.1986), die teilweise mit Zilien besetzt sind. (BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, WENZEL et al.1986). Laut BYSKOV

(1975) ist dies bei den Epithelzellen des verbindenden Retesystems immer der Fall.

Es besteht ein direkter Zellkontrakt zwischen den Zellen der Rete ovarii und den Keimzellen sowie den Granulosazellen und den Eizellen (BYSKOV et al. 1977, BYSKOV 1978). Ein Teil der Oozyten und Follikel sind, einzeln oder in Nestern liegend, direkt in den Röhren des Retesystems eingeschlossen, während die meisten lediglich Kontakt zu ihnen haben (BYSKOV

u. LINTERN-MOORE 1973, STEIN u. ANDERSON 1979). Bei diesem Kontakt handelt es sich um eine offene Verbindung, die regelmäßig vor allem im intraovariellen Retesystem zwischen Keimzellen und Retezellen besteht (BYSKOV 1975). Die Eizellen, die sich innerhalb des Röhrensystems des intraovariellen Rete befinden, weisen oft Degenerationen auf (BYSKOV

1975).

2.1.1.2 Physiologie der Rete ovarii

Die Rete ovarii sind essenziell für die Einleitung und Fortführung der Meiose, das normale Wachstum und Bestehen des Ovargewebes, die Follikelreifung sowie die Entwicklung der frühen Granulosazellschichten (BYSKOV u. LINTERN-MOORE 1973, BYSKOV 1974, BYSKOV et al. 1977, BYSKOV 1978, WENZEL u. ODEND’HAL 1985). Dies wird unter anderem abgeleitet von der Beobachtung, dass sowohl der Beginn der Meiose als auch der Follikelentwicklung in jenen Bereichen des Cortex stattfindet, in denen ein direkter Kontakt zwischen den Keimzellen und den Zellen des Retesystems besteht (BYSKOV 1975, BYSKOV et al. 1977). Da die Keimzellen sowohl in offenem Kontakt mit den Epithelzellen als auch mit den Retezellen stehen, besteht außerdem die Möglichkeit einer doppelten Herkunft der Granulosazellen (BYSKOV 1975).

Zudem zeigen die Zellen des Retesystems Hinweise auf eine starke holokrine Sekretion (ARCHBALD et al. 1971, STEIN 1976, ODEND’HAL et al.1986). Bei diesen Hinweisen handelt es sich um PAS-politives Material in den Lumen der Reteröhren, entlang der äußeren Oberfläche sowie in den Epithelzellen. Außerdem finden sich aktive Vesikel des Golgi- Apparates sowie Zusammenballungen von Lipidtröpfchen (STEIN 1976).

Es besteht die Möglichkeit, dass die Rete ovarii auf Hormoneinflüsse reagieren oder auch selbst welche produzieren könnten (ODEND’HAL et al. 1986).

(17)

2.1.1.3 Veränderungen im Bereich der Rete ovarii

Bei verschiedenen Spezies wie Rind, Schaf, Schwein, Hund, Katze, Frettchen, Nerz, Ratte und Maus werden zystische Veränderungen des Retesystems beobachtet (WILKERSON 1923, WENZEL u. ODEND’HAL 1985, ODEND’HAL et al. 1986, GASCHEN et al. 1998, KON et al.

2007).Laut ODEND’HAL et al.(1986)könnten diese durch eine Verlegung der Röhrenöffnung im Retesystem zustande kommen. In seltenen Fällen kommen auch tumoröse Veränderungen vor (WENZEL u. ODEND’HAL 1985).

2.1.1.4 Rete ovarii beim Meerschweinchen

Im Gegensatz zu vielen anderen untersuchten Tierarten wird beim Meerschweinchen kein enger Kontakt zwischen den Oozyten und den Zellen des Retesystems beschrieben. Ein Kontakt besteht lediglich bei einigen der inneren Keimzellen, nicht jedoch bei dem Großteil der Oozyten im Kortex (DEANESLY 1975).

Es wird hieraus die Schlussfolgerung gezogen, dass das Retesystem beim Meerschweinchen keinen Einfluss auf die Entwicklung der Primordialfollikel im Kortex haben kann (DEANESLY

1975). Jedoch könnte es eine gewisse Rolle beim Wachstum der Follikel in der Medulla und im Hilusbereich spielen (DEANESLY 1975).

Zudem gibt es laut DEANESLY (1975) keine Hinweise auf Zellübertritte von den Rete ovarii zu den Follikeln, womit eine doppelte Herkunft der Granulosazellen ausgeschlossen wäre.

Auch beim Meerschweinchen bilden die Rete ovarii regelmäßig seröse Zysten aus. Diese entstehen spontan ohne erkennbare Ursache (WISEL et al. 1991).

(18)

2.2 Physiologie der Ovarien

Die im Ovar gebildeten Hormone (Östrogene, Progesteron, Androgene und Relaxin) gehören zu den Steroidhormonen. Diese befinden sich zu einem großen Teil gebunden in Leber und Nieren, während nur ein kleiner Anteil frei im Plasma zu finden ist (PINEDA 1989). Die Hormone werden, gebunden an Albumin, im Blut zu den Zielzellen transportiert. An der Zielzelle angekommen, erfolgt eine Bindung der Hormone an spezifische zytoplasmatische Rezeptoren und ein Transport durch das Innere der Zelle bis zum Kern. Dort binden sie an spezifische Kernrezeptoren. Hier kommt es zu einer Veränderung des DNS-Chromatins des Kerns und zu einer Beeinflussung der Genomaktivität. Die RNS-Synthese wird verstärkt und eine besondere Boten-RNS gebildet. Diese bewirkt die Bildung von Proteinen und Enzymen, die letztlich für die ausgelöste Zellreaktion verantwortlich sind (FABER u. HAID 1972, REINBOTH 1980, DÖCKE 1981,PINEDA 1989, NAGHAMA 1992, SQUIRES 2003).

2.2.1 Östrogene

Östrogene werden in den Theka-interna- und Granulosazellen der Follikel produziert.

Außerhalb des Ovars findet auch eine Bildung von geringen Mengen in den Nebennieren und bei den meisten Tieren in der Plazenta statt (PINEDA 1989). Laut WOODMAN (1997) ist eine Bildung zudem auch in anderen Organen wie Leber, Haut etc. möglich.

Die Ausschüttung der Östrogene wird durch die Hormone FSH und LH und möglicherweise auch durch intrafollikuläre Faktoren wie Inhibin und Gonadocrinin gesteuert (PINEDA 1989, WOODMAN 1997).

Bei einigen Tierarten konnte Östradiol-17 ß als das wichtigste Östrogen mit typischer Wirkung identifiziert werden (JANIAK 1971). Auch REINBOTH (1980) und CHASTAIN u.

GANJAM (1986) sehen in Östradiol-17 ß das physiologisch wichtigste Östrogen, obwohl auch Östron fast überall nachgewiesen werden kann.

2.2.1.1 Östrogenwirkungen

Östrogene üben überwiegend Wachstumseffekte aus und sorgen für die Entwicklung und Erhaltung der funktionellen Strukturen der weiblichen Geschlechtsorgane. Außerdem sind sie verantwortlich für die Ausbildung der sekundären Geschlechtsmerkmale wie Körperbau, Wachstum, Haar- bzw. Gefiederverteilung und die Entwicklung der Milchdrüsen. Ferner sorgen sie für das sexualtypische Verhalten im Östrus (JANIAK 1971, FABER u. HAID 1972,

(19)

REINBOTH 1980, CHASTAIN u. GANJAM 1986, PINEDA 1989, HUTCHISON 1996, WOODMAN

1997, SQUIRES 2003).

Hinzu kommen Einflüsse auf Uterus, Vagina und Vulva in Form einer verstärkten Durchblutung, Vaskularisation, Hyperämie, Wasser- und Salzretention, Ödemen, verstärktem Uterus-Tonus, zunehmenden Myometrium-Kontraktionen im Proöstrus und Östrus, Abfall der Antikörper im Uterus, Reduktion der lokalen Abwehr und Verhornung des Vaginalepithels.

Am Ovar sorgen sie für ein forciertes Follikelwachstum, gesteigerte Reaktivität auf Gonadotropine, die Erhaltung des Gelbkörpers sowie eine Hypertrophie der Granulosazellen.

Zudem hemmen sie die Ausschüttung von Wachstumshormonen, unterdrücken das Knochenwachstum, verstärken die Ossifizierung der Epiphysen und unterbrechen das postpubertäre Wachstum (JANIAK 1971, FABER u. HAID 1972, REINBOTH 1980, CHASTAIN u.

GANJAM 1986, PINEDA 1989, HUTCHISON 1996, WOODMAN 1997). Auch haben Östrogene einen Einfluss auf den Kohlehydrat-, Lipid- und Proteinstoffwechsel (REINBOTH 1980, HUTCHISON 1996). Sie sorgen für die Senkung des Plasma-Cholesterin-Spiegels, eine Retention von Wasser, Phosphor, Kalzium und Natrium sowie eine Stickstoffretention mit anaboler Wirkung am Uterus (FABER u. HAID 1972). Eine Beeinflussung einiger Neuropeptide und vieler Hormonrezeptoren ist ebenfalls unter Östrogenwirkung festzustellen (WOODMAN 1997).

2.2.1.2 Auswirkungen von überhöhtem Östrogeneinfluss

Überhöhte Östrogenwirkungen sorgen im Uterus für ein Ungleichgewicht mit einer Hyperplasie des Drüsenepithels und einer übermäßigen mukösen Sekretion. Durch eine Dilatation der Zervix wird die Einwanderung von Bakterien in den Uterus erleichtert. Zudem kommt es zu einer Knochenmarkssuppression mit verminderter Erythropese, Thrombo- zytopenie und einer aplastischen Anämie. In der frühen Trächtigkeit kann es zu Aborten kommen (PINEDA 1989, HUTCHISON 1996). Hinzu kommen kutane Symptome wie Haarverlust bis hin zur Alopezie im Flanken- und Perinealbereich und am ventralen Abdomen, sowie eine Hyperpigmentierung der Haut (HUTCHISON 1996, MILLER 2004).

(20)

2.2.1.3 Östradiol-17 β beim weiblichen Meerschweinchen

Beim Meerschweinchen sind nur die Ovarien zur Bildung von Östradiol-17 β befähigt. Weder in den Nebennieren noch in der Plazenta ist die Synthese von Östradiol-17 β nachweisbar (FEDER et al. 1967, KALLOO u. BHAVNANI 1978).

Die Werte für Östradiol-17 β weiblicher Meerschweinchen im peripheren Blut nehmen mit zunehmendem Follikelwachstum signifikant zu und zeigen einem deutlichen prä- ovulatorischem Peak. Nach der Ovulation fallen sie auf einen gleich bleibend niedrigen Level ab (CROIX u. FRANCHIMONT 1975, GARRIS u. FOREMAN 1984, WISEL et al. 1991 HAMMARSTRÖM et al. 1992). GARRIS u. MITCHELL (1979) beschreiben zusätzlich einen kleineren Peak an Tag 6 des Zyklus. Laut SASAKI u.HANSON (1974)und HUTZ et al. (1990) ist die Östradiol-17-β-Konzentration dagegen ohne signifikante Veränderungen relativ konstant. Eine Übersicht der in den oben genannten Studien gemessenen Östradiol-17-β- Konzentrationen beim weiblichen Meerschweinchen findet sich in Tabelle 1.

Der Zeitpunkt der Ovulation wird in den meisten Studien anhand der Vaginalzytologie bestimmt (CROIX u. FRANCHIMONT 1975, GARRIS u. MITCHELL 1979, HUTZ et al. 1990), wobei GARRIS u. MITCHELL (1979) dies auf die Phase der offenen Vaginalmembran beschränken. Aber auch eine Orientierung an äußeren Merkmalen wird verwendet. Hierbei handelt es sich entweder um die Öffnung der Vaginalmembran (JOSHI et al. 1973) oder um das Vorhandensein des Duldungsreflexes (SASAKI u. HANSON 1974).

Die am häufigsten zur Bestimmung der Östradiol-17-β-Werte verwendete Methode ist der Radio Immuno Assay (CHALLIS et al. 1971, SASAKI u.HANSON 1974, CROIX u. FRANCHIMONT

1975, GARRIS u. MITCHELL 1979, GARRIS u. FOREMAN 1984, WESTFAHL u. VEKASY 1988, HUTZ et al. 1990, WISEL et al. 1991, HAMMARSTRÖM et al. 1992), aber auch eine Bestimmung mittels Spektrometrie kommt zum Einsatz (KALLOO u. BHAVNANI 1978).

(21)

Tab. 1: Östradiol-17 β im Blutplasma weiblicher Meerschweinchen

Autor Joshi et al. Sasaki u. Croix u. Garris u. Hutz et. Al Wisel et al.

Hanson Franchimont Mitchell

Jahr 1973 1974 1975 1979 1990 1991

Methode RIA RIA RIA RIA RIA RIA

Maßeinheit [pg/ml] [pg/ml] [pg/ml] [pg/ml] [pg/ml] [pg/ml]

Tag 1 12,9 ± 7,1

Tag 2 23 ± 6

Tag 3 4,2 ± 2,7

Tag 4 bis stetiger

Tag 5 11,6 ± 1,0 Abfall

Tag 6 geringer 37,7 ± 3,4

Tag 7 Anstieg konstant 15,8 ± 4,2 konstant

Tag 8 bei < 30,0 bei

Tag 9 12,0 - 23,0 51,0 ± 4,0

Tag10 4,2 ± 2,7

Tag 11 markanter bis

Tag 12 Anstieg 11,6 ± 1,0 44,0 ± 2,05

Tag 13 Anstieg

Tag 14

Tag 15 Proöstrus Präovulat. 15,8 ± 4,2 Präovulat.

Tag 16 mit Peak bei Peak bei Peak bei

Tag 17 187 ± 56 70 98,2 ± 3,3 85,0 ± 5,05

Tag 1 = Tag der Ovulation; leere Kästchen = keine Angaben des Autors vorhanden

(22)

2.2.2 Progesteron

Progesteron wird in den Gelbkörpern der Ovarien und bei vielen Tieren außerdem in der Plazenta und manchmal auch in den Nebennieren gebildet. Die Synthese wird durch LH stimuliert (PINEDA 1989).

2.2.2.1 Progesteronwirkungen

Progesteron entfaltet seine Wirkung in der Regel nur bei vorhergehender oder gleichzeitiger Östrogenwirkung. Im Gegensatz zu den Östrogenen wirkt Progesteron vor allem differenzierend. Es ist zuständig für die Aufrechterhaltung der Trächtigkeit und überführt die Uterusschleimhaut von der Proliferations- in die Sekretionsphase (FABER u. HAID 1972, REINBOTH 1980,PINEDA 1989, HUTCHISON 1996, WOODMAN 1997, SQUIRES 2003).

Am Uterus wird die Abnahme von Östrogen-Rezeptoren und damit eine Hemmung der Östrogenwirkung induziert. Progesteron sorgt außerdem für das Wachstum des Endometriums und eine Beruhigung des Myometriums durch eine Senkung von Frequenz und Amplitude der spontanen Muskelkontraktionen und Senkung der Sensitivität der glatten Muskelzellen für Oxytocin. Außerdem bewirkt es die Sekretion der sogenannten Uterusmilch von den Gebärmutterdrüsen, die Vorbereitung der Schleimhaut auf die Implantation, eine Unterdrückung der zellvermittelten Abwehr und Immunsuppression. Progesteron ist außerdem am Wachstum und der Differenzierung der Milchdrüse beteiligt und hemmt das Heranreifen weiterer Follikel. Zudem fördert Progesteron die Ökonomie des Körperstoffwechsels mit Appetitstimulation, Tendenz zu physischer Inaktivität und Gewichtszunahme sowie Mutterverhalten. Zusätzlich kommt es zu einer Steigerung der Körpertemperatur und hypnotischen Effekten im Gehirn (FABER u. HAID 1972, REINBOTH

1980,PINEDA 1989, HUTCHISON 1996, WOODMAN 1997).

2.2.2.2 Auswirkungen von überhöhtem Progesteroneinfluss

Eine überhöhte Progesteronwirkung sorgt für gesteigerten Appetit und Trägheit und daraus resultierende Gewichtszunahme. Zudem wird eine Vergrößerung des Gesäuges, gelegentlich mit Laktation und eine Veränderung des Temperaments und des Fells bewirkt. In manchen Fällen kommt es zur Induktion einer zystischen Endometriumshyperplasie, einer Muko- oder Pyometra. Auch gutartige Knötchen im Gesäuge sind möglich. Zudem ist Progesteron ein Insulinantagonist und wirkt in höheren Konzentrationen diabetogen (HUTCHISON 1996).

(23)

2.2.2.3 Progesteronwerte beim weiblichen Meerschweinchen

Die Progesteronwerte weiblicher Meerschweinchen im peripheren Blut steigen mit zunehmendem Follikelwachstum deutlich an. Sie sind am Tag 5 (CHALLIS et al. 1971, SASAKI

u. HANSON 1974, BLATCHLEY et al. 1976, HUTZ et al. 1990) bzw. Tag 8 (WISEL et al. 1991) am höchsten. Eine Abnahme erfolgt zwischen Tag 7 und 13-15 des Zyklus (GARRIS u.

FOREMAN 1984, WESTFAHL u. VEKASY 1988) bzw. laut CHALLIS et al. (1971) zwischen Tag 9 und 12, laut BLATCHLEY et al. (1976) und WISEL et al. (1991) zwischen Tag 11 und 13 und laut SASAKI u.HANSON (1974) zwischen Tag 11 und dem Zyklusende.

Sowohl FEDER et al. (1967) als auch CROIX u. FRANCHIMONT (1975) und GARRIS u.

MITCHELL (1979) beschreiben dagegen einen präovulatorischen Peak an Tag 1 mit anschließendem extremen Abfall sowie bei CROIX u. FRANCHIMONT (1975) einem kleinen Peak im Postöstrus. Nach einem kurzen Abfall schließt sich ein progressiver Anstieg bis Tag 11 und 12 bzw. Tag 8 (GARRIS u. MITCHELL 1979) und letztendlich ein Abfall bis zum Proöstrus an.

HOSSAIN et al. (1979) beschreiben einen progressiven Anstieg der Progesteronkonzentration ab dem Tag der Ovulation mit einem Maximum am Tag 12 und daran anschließend einen Abfall bis zum Tag 1 des darauf folgenden Zyklus.

Eine Übersicht über die in den oben genannten Studien bestimmten Progesteron-Werte ist in Tabelle 2 dargestellt.

Die Bestimmung des Ovulationszeitpunktes erfolgt meistens anhand des Zellbildes in einer Vaginalspülprobe, die an jenen Zyklustagen gewonnen wird, an denen die Vaginalmembran geöffnet ist (JOSHI et al. 1973, BLATCHLEY et al. 1976,GARRIS u.MITCHELL 1979, HOSSAIN et al. 1979). Lediglich CROIX u. FRANCHIMONT (1975) entnehmen Proben über den gesamten Zyklus der Meerschweinchen. Auch eine Bestimmung anhand äußerer Merkmale wie der Vaginalmembran (CHALLIS et al. 1971) oder des Duldungsreflexes (FEDER et al. 1967, SASAKI u.HANSON 1974) wird beschrieben.

In den meisten Studien wird der Radioimmunoassay zur Bestimmung der Progesteronwerte verwendet (BLATCHLEY et al. 1975, BLATCHLEY et al. 1976, SASAKI u.HANSON 1974, CROIX

u. FRANCHIMONT 1975, HOSSAIN et al. 1979, GARRIS u. FOREMAN 1984, WESTFAHL u.

VEKASY 1988,HUTZ et al. 1990, WISEL et al. 1991, HAMMARSTRÖM et al. 1992). Allerdings ist auch eine Messung mittels Gas-Chromatographie (FEDER et al. 1967) oder Protein- Binding-Assay möglich (CHALLIS et al. 1971, GARRIS u.MITCHELL 1979).

(24)

. 2: Progesteron im Blutplasma weiblicher Meerschweinchen 1 = Tag der Ovulation, leere Kästchen = keine Angaben vom Autor

(25)

2.3 Zyklusstandbestimmung mittels Vaginalzytologie

2.3.1 Prinzip der Vaginalzytologie

Bei der Vaginalzytologie wird die relative Häufigkeit der verschiedenen Epithelzelltypen des Vaginalepithels als Marker für den endokrinen Entwicklungsstand des Tieres verwendet (ENGLAND 1998).

2.3.1.1 Die verschiedenen Zyklusstadien Proöstrus

Im Proöstrus kommt es durch Gonadotropinstimulation zu schnellem Follikelwachstum. Die in den Follikeln produzierten und sezernierten Östrogene sorgen für eine rasche Verdickung des Vaginalepithels (PINEDA 1989) durch eine starke Zellvermehrung und Zunahme der Zellschichten (FELDMAN u. NELSON 2004). Eine Dicke von bis zu 16 Schichten kann erreicht werden (ENGLAND 1998).

Hierdurch werden die obersten Zellschichten von der Blutversorgung mehr und mehr abgetrennt. Es kommt zum Zelltod und zunehmender Verhornung. Die Zellen werden größer und ungleichmäßiger und schälen sich ab (NICOL u. SNELL 1954, FELDMAN u. NELSON 2004).

So findet sich zunehmend squamöses Epithel mit Anzeichen für Hyperplasie, Hypertrophie und Mitosen in den basalen Schichten. Laut NICOL u. SNELL (1954) legt das Vorhandensein von zahlreichen Lipoidtröpfchen in den absterbenden Zellen die Vermutung nahe, dass es sich um eine Form von fettiger Zelldegeneration handelt.

Östrus

Kurz vor dem Beginn des Östrus ist die Östradiol-17-β-Konzentration am höchsten (FELDMAN u. NELSON 2004). Dementsprechend zeigt das Vaginalepithel während des Östrus seine maximale Verhornung (ENGLAND 1998).

Metöstrus

Der Metöstrus beschreibt die Phase zwischen der Ovulation und der vollständigen Ausbildung des Gelbkörpers. Es kommt zu einer Umstellung von Östrogen- auf Progesterondominanz (PINEDA 1989). Das Vaginalepithel hat zu diesem Zeitpunkt eine Dicke von 3-6 Zellschichten (ENGLAND 1998).

(26)

Vermutlich aufgrund der hohen Mengen an Zelldetritus durch das abgeschilferte Epithel des Östrus kommt es in dieser Phase zum massenhaften Auftreten von neutrophilen Granulozyten (FELDMAN u. NELSON 2004).

Diöstrus

Der Diöstrus ist die längste Zyklusphase. Durch volle Gelbkörperausprägung liegt eine Progesterondominanz vor und es kommen vor allem kernhaltige, gesunde Epithelzellen vor (FELDMAN u. NELSON 2004). Gegen Ende des Diöstrus kommt es zu einer Regression des Gelbkörpers, wodurch zum Ende des Diöstrus wieder basale Progesteronwerte vorliegen (PINEDA 1989, FELDMAN u. NELSON 2004).

Anöstrus

Beim Anöstrus handelt es sich um die Phase der Inaktivität zwischen Ende der Gelbkörper- und Beginn der nächsten Follikelphase (FELDMAN u. NELSON 2004). Der Mechanismus des Anöstrus ist noch nicht vollständig geklärt. Physiologisch ist diese Phase bei allen Tierarten vor der Pubertät, bei alten Tieren und während der Trächtigkeit. Als Teil des Sexualzyklus tritt er nur bei monoöstrischen Tieren auf (PINEDA 1989).

Das Vaginalepithel ist in dieser Phase lediglich 2-3 Schichten dick (ENGLAND 1998).

(27)

2.3.1.2 Die verschiedenen Zellen

Folgende Zelltypen werden im Vaginalabstrich angetroffen und zur Charakterisierung herangezogen:

Parabasalzellen

Hierbei handelt es sich um die gesündesten Epithelzellen (FELDMAN u. NELSON 2004). Sie sind klein, rund und besitzen große, aktive Zellkerne und einen schmalen Zytoplasmaring (ENGLAND 1998, FELDMAN u. NELSON 2004).

Intermediärzellen

Intermediärzellen sind bis zu doppelt so groß wie Parabasalzellen. Sie sind unregelmäßig geformt und besitzen einen kleineren, vesikulären Kern (FELDMAN u. NELSON 2004).

Superfizialzellen

Bei Superfizialzellen handelt es sich um tote Zellen. Sie sind am größten, sehr unregelmäßig geformt und besitzen kleine, pyknotische Kerne oder sind vollständig kernlos (FELDMAN u.

NELSON 2004).

Kernlose Schollen oder „Schaumzellen“

Als Schollen bezeichnet man große, tote, unregelmäßig geformte Zellen ohne Kern.

(FELDMAN u. NELSON 2004).

Polymorphkernige Leukozyten

Erythrozyten

(28)

2.3.2 Vaginalzytologie beim weiblichen Meerschweinchen

2.3.2.1 Der Sexualzyklus des weiblichen Meerschweinchens

Der Sexualzyklus des weiblichen Meerschweinchens ist sehr regelmäßig und typisch (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917, EDIGER 1976). Der Zyklus setzt mit dem Erreichen der Geschlechtsreife im dritten Lebensmonat ein und wiederholt sich saisonal unabhängig (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917).

Eine Wiederholung erfolgt alle 15-16 Tage (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917, SELLE 1922, BACSICH u. WYBURN 1939, KÜHNEL u. MENDOZA 1992) bzw. 17 Tage (GRABOWSKY 1970, HUTZ et al. 1990). Laut TERRIL u.CLEMONS (1998) dagegen dauert der Zyklus 15-19 Tage.

Schwankungen zwischen 13 und 20 (BACSICH u. WYBURN 1939, EDIGER 1976) bzw. 21 Tagen sind möglich (YOUNG et al. 1935).

Die vier Zyklusphasen des Meerschweinchens unterscheiden sich deutlich in ihrer Länge. Auf den Proöstrus und den Metöstrus entfallen jeweils ein bis eineinhalb Tage (KÜHNEL u.

MENDOZA 1992) bzw. laut LILLEY et al. (1997) jeweils zwei bis vier Tage. Der Östrus ist die kürzeste Phase und wird mit einer Dauer von acht bis zehn (LILLEY et al. 1997) bzw. bis 24 Stunden angegeben (KÜHNEL u. MENDOZA 1992), während der Diöstrus den längsten Zeitraum des Zyklus ausmacht. Er wird von SELLE (1922) mit einer Länge von acht bis zehn Tagen und von KÜHNEL u. MENDOZA (1992) mit 13-15 Tagen angegeben.

2.3.2.2 Die Vaginalmembran

Grobe Hinweise auf den Zyklusstand gibt das Vorhandensein der Vaginalmembran, die üblicherweise zum Zeitpunkt des Östrus verschwindet. Für eine genaue Beurteilung der Zyklusstadien ist es jedoch notwendig, einen Vaginalabstrich anzufertigen und diesen zytologisch zu untersuchen (LILLEY et al. 1997).

Bei der Vaginalmembran handelt es sich um eine epitheliale Struktur, die die Vaginalöffnung vollständig verschließt. Unmittelbar vor Östrusbeginn reißt diese ein und bleibt maximal zwei Tage lang offen (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1919, TERRIL u. CLEMONS 1998), bevor sie von den Seiten her wieder zuwächst (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1919).

(29)

2.3.2.3 Anfertigung eines Vaginalabstriches

Zwei Methoden zur Anfertigung eines Vaginalabstriches beim Meerschweinchen finden Verwendung. Zum einen ist eine Entnahme mittels Tupfer möglich, zum anderen eine Gewinnung mittels Lavage. Bei beiden Methoden wird zunächst die Anogenitalregion gereinigt. Laut LILLEY et al. (1997) wird hierfür am besten sterile Baumwolle, die mit phosphat-gepufferter Kochsalzlösung getränkt ist, verwendet.

Entnahme eines Vaginalabstriches mittels Tupfer

Bei geschlossener Vaginalmembran ist diese als Erstes vorsichtig mit einem Tupfer zu perforieren. Die Vagina wird mittels eines kleinen Nasenspekulums untersucht. Anschließend wird ein feuchter, steriler Tupfer ca. 2 cm tief in das proximale Drittel der Vagina eingeführt und zweimal an der Vaginalwand entlang gedreht. Es folgt das Abrollen des Tupfers auf einem Objektträger und eine anschließende Trocknung an der Luft (STOCKARD u.

PAPANICOLAOU 1917, YOUNG 1937) oder eine Fixation mittels Zytospray (LILLEY et al.

1997).

Entnahme eines Vaginalabstriches mittels Lavage

Hierfür wird das Meerschweinchen in Rückenlage verbracht und die Vagina mit zwei Fingern, die rechts und links der Vaginalöffnung liegen und vorsichtigen Zug zur Seite ausüben, geöffnet. Mittels einer Küvette mit angefügtem Glasrohr wird 1 ccm warmer, physiologischer Kochsalzlösung etwa 25-40 mm tief in die Vagina verbracht. Durch zweimaliges Komprimieren der Küvette wird eine charakteristische Probe der Zellen im Lumen gewonnen (SELLE 1922).

Vorteile dieser Methode liegen darin, dass eine Probennahme ausreicht, um mehrere Abstriche anzufertigen. Außerdem ist das Risiko der Kontamination der Probe geringer und bei hochfrequenter Probennahme kommt es nicht zu Überschneidungen, weil alle Zellen ausgewaschen werden (SELLE 1922).

(30)

2.3.2.4 Mikroskopische Beurteilung

Die angefertigten Abstriche werden zunächst gefärbt. Sowohl die Färbung nach Papanicolaou (LILLEY et al. 1997) als auch eine Hämatoxylin-Eosin-Färbung (YOUNG 1937) sind hierfür geeignet.

Anschließend findet eine Beurteilung des angefertigten Präparates nach allgemeinen zytologischen Grundsätzen statt. Hierfür wird der Abstrich unter dem Lichtmikroskop bei 100 bis 400facher Vergrößerung untersucht (LILLEY et al. 1997).

2.3.2.5 Typische Zellbilder der einzelnen Zyklusstadien

Im Vaginalabstrich des Meerschweinchens kommen vier verschiedene Zellarten vor. Hierbei handelt es sich um schuppenartige Superfizialzellen, schuppenartige Intermediärzellen, polymorphkernige Leukozyten und Parabasalzellen (LILLEY et al. 1997, TOUMA et al. 2001).

Die Zellbilder der einzelnen Zyklusstadien überlappen sich und machen so eine Beurteilung schwierig. Daher ist eine Einteilung anhand der Quantität der einzelnen Zellen sinnvoll (LILLEY et al. 1997). Die Kombination aus den verschiedenen Zelltypen und den relativen Zellzahlen ist dann charakteristisch genug, damit der genaue Zykluszeitpunkt ermittelt werden kann (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917).

Da Leukozyten bei manchen Tieren nicht im Laufe des Metöstrus verschwinden oder bereits früh wieder im Zellbild erscheinen, sind vordergründig die Epithelzellen zur Klassifikation zu verwenden (YOUNG 1937).

Viele Autoren unterteilen den Zyklus des Meerschweinchens nur in den Diöstrus und den Östrus bzw. die Sexualperiode, die wiederum in vier verschiede Phasen gegliedert wird:

Phase I (6-11 Stunden)

Es sind viele große, runde, squamöse Superfizialzellen vorhanden (STOCKARD u.

PAPANICOLAOU 1917, SELLE 1922, YOUNG 1937, BACSICH u. WYBURN 1939, NICOL u. SNELL

1954, GRABOWSKY 1970). Diese verhornen zunehmend mit fortschreitender Dauer (YOUNG

1937).

Die Zellkerne sind meist pyknotisch und teilweise in Stücke zerbrochen, das Zellplasma ist degeneriert. In der HE-Färbung stellen sich diese Zellen rot dar. Andere Zellen sind vorhanden, aber nicht charakteristisch für diese Phase (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917).

(31)

In den meisten Zellen sind Lipoid-Tröpfchen unterschiedlicher Größe im Zytoplasma anzutreffen (NICOL u. SNELL 1954, GRABOWSKY 1970).

Das Vaginalsekret ist in dieser Phase mukös (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917).

Phase II (2-4 Stunden)

Zu beobachten sind zunehmend flache, verhornte kernlose Zellen (STOCKARD u.

PAPANICOLAOU 1917, SELLE 1922, YOUNG 1937,BACSICH u. WYBURN 1939, NICOL u. SNELL

1954), die alle eine Vielzahl kleiner Lipoid-Tröpfchen enthalten (NICOL u. SNELL 1954).

Durch die hohe Zellzahl in dieser Phase stellt sich das Vaginalsekret zu diesem Zeitpunkt käsig dar (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917).

Phase III (4-6 Stunden)

Vor allem verhornte Zellen, aber auch kleine, kernhaltige Epithelzellen finden sich im Zellbild (SELLE 1922, YOUNG 1937, BACSICH u. WYBURN 1939, NICOL u. SNELL 1954).

Zudem befinden sich polymorphkernige Leukozyten im Abstrich, die sich um alle anderen Zellen herumgruppieren (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917, YOUNG 1937, NICOL u. SNELL

1954). SELLE (1922) beschreibt dies erst in einer vierten Phase.

Phase IV (1-2 Stunden)

Diese Phase wird durch eine Leukozytendominanz und desquamierte Epithelzellen gekennzeichnet (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917, YOUNG 1937, BACSICH u. WYBURN

1939, NICOL u. SNELL 1954). Zudem kann eine leichte Hämorrhagie mit roten Blutkörperchen vorkommen. Jedoch ist diese nur bei wenigen Tieren zu beobachten und eventuell als Artefakt einzuordnen (STOCKARD u. PAPANICOLAOU 1917, YOUNG 1937, NICOL u. SNELL 1954).

Diöstrus

Der Diöstrus ist die längste Zyklusphase. Er ist vor allem durch das Vorhandensein von kleinen, runden Parabasalzellen und polymorphkernigen Leukozyten gekennzeichnet (SELLE

1922). Andere Zellen sind in dieser Phase ebenfalls vorhanden, aber nur in sehr geringer Zahl (LILLEY et al. 1997). Zum Ende hin nimmt die Anzahl der Epithelzellen zu (STOCKARD u.

PAPANICOLAOU 1917).

(32)

DONOVAN (1971),KÜHNEL u. MENDOZA (1992) und LILLEY et al. (1997) unterscheiden neben dem Diöstrus auch noch Proöstrus, Östrus und Metöstrus:

Proöstrus

Während des Proöstrus dominieren die squamösen Intermediärzellen. Alle anderen Zelltypen sind nur vereinzelt erkennbar (LILLEY et al. 1997). ORSINI u. DONOVAN (1971) beschreiben dagegen im Proöstrus lediglich kernhaltige Epithelzellen und Leukozyten.

Östrus

Der Östrus ist durch die Dominanz von schuppenartigen Superfizialzellen gekennzeichnet.

Diese sind zu etwa gleichen Teilen kernhaltig oder kernlos (LILLEY et al. 1997). LautORSINI

u. DONOVAN (1971) ist die Östrusphase durch einen deutlichen Leukozyteninflux gekennzeichnet.

Metöstrus

Während des Metöstrus finden sich alle Zelltypen im Vaginalabstrich. Typisch ist der Influx polymorphkerniger Leukozyten, der in dieser Phase zu beobachten ist. Zudem sind kernlose Superfizialzellen häufiger festzustellen als Intermediär- und Parabasalzellen (LILLEY et al.

1997).

Es ist nicht möglich, anhand dieses Zellbildes den Zeitpunkt der Brunst oder der Ovulation abzuleiten (YOUNG 1937).

(33)

2.4 Ovarialzysten

Ovarialzysten sind definiert als eingeschlossene Kavernen mit dünnwandiger, epithelialer Begrenzung und flüssiger oder halbflüssiger Füllung, die transparent, serös und von gelblicher Färbung ist (BEREGI et al. 1999, PERCY u. BARTHOLD 2001, RUELØKKE et al.

2003).

KING (1978) und KELLER et al. (1987) definieren fünf Zystenarten, die bei als Haustieren gehaltenen Säugetieren vorkommen können. Sie unterscheiden vier gemeinsame Typen:

Follikelzysten, Lutealzysten, Einschlusszysten und Parovarialzysten. Doch während KING

(1978) als fünfte Art noch die sehr seltenen Hautzysten darstellt, beschreiben KELLER et al.

(1987) Zysten ausgehend von den Rete ovarii. MACLACHLAN (1987) charakterisiert noch eine sechste Zystenart. Neben den von KELLER et al.(1987)charakterisierten Typen beschreib er noch Zysten ausgehend von Epithelzellen, die der Ovaroberfläche anliegen.

Allen Ovarialzysten ist gemein, dass die Ursachen für ihre Entstehung bislang ungeklärt sind (EYESTONE u. AX 1984, MACLACHLAN 1987).

2.4.1 Ovarialzysten beim Meerschweinchen

2.4.1.1 Prävalenz und Ätiologie

Ovarialzysten treten mit einer hohen Prävalenz beim weiblichen Meerschweinchen auf. Diese wird in der Literatur sehr unterschiedlich angegeben und variiert von 30 % (SOMMEREY et al.

2004) über 58 % (NIELSEN et al.2003) und 76 % (KELLER et al.1987, O'ROURKE 2004) bis zu 90 % (ISENBÜGEL u. FRANK 1985, HAMEL 2002). Laut QUATTROPANI (1976 u. 1981) und RUELØKKE et al. (2003) sind sie sogar bei bis zu 100 % aller weiblichen Meerschweinchen histologisch nachzuweisen, weshalb die Möglichkeit eines physiologischen Vorkommens diskutiert wird.

Sowohl die Wahrscheinlichkeit, dass Zysten auftreten als auch deren Größe nehmen mit steigendem Alter der Tiere zu (QUATTROPANI 1976, KELLER et al.1987, NIELSEN et al. 2003, SOMMEREY et al. 2004). Die Größe variiert von 5 µm bis 7 cm (KELLER et al. 1987, RUELØKKE et al.2003,O'ROURKE 2004), laut ISENBÜGEL (1985) sogar bis zu 10 cm, während RICHARDSON (2000) sie mit bis zu 3 cm angibt.

Sowohl ein- als auch beidseitiges Auftreten von Ovarialzysten ist möglich, wobei die beidseitige Form deutlich häufiger vorkommt. Einseitige Zysten befinden sich gehäuft am rechten Ovar (KELLER et al. 1987, O'ROURKE 2004). Laut KELLER et al.(1987) sind 81,5 %

(34)

(2003) dagegen beschreibenbei 38 % aller Tiere beidseitige Zysten und unilaterale Zysten zu 81 % am linken Ovar. Hierbei sind keine signifikanten Unterschiede zwischen Tieren mit unterschiedlichem Reproduktionsstatus erkennbar.

Die Ursachen für die Entstehung von Ovarialzysten beim Meerschweinchen sind bislang unbekannt, allerdings wird ein hormoneller Einfluss angenommen. Während ISENBÜGEL u.

FRANK (1985), BEREGI et al.(1999) und HAMEL (2002) eine Häufung bei allein gehaltenen weiblichen Meerschweinchen beschreiben und von einer Ursache in diesem Bereich ausgehen, nehmen EWRINGMANN u. GLÖCKNER (2005) eine hormonelle Dysfunktion an, da auch bei Tieren aus Zuchtbeständen regelmäßig Ovarialzysten auftreten. Auch Zusammenhänge mit östrogenen Substanzen (QUANT u. HUTZ 1993, QUESENBERRY 1994) und eine Malfunktion der Epithel-Ionenpumpe (RUELØKKE et al.2003) werden ebenso wie eine Veränderung der Zellpermeabilität und Zelldilatation (Quattropani 1976 u. 1981) diskutiert. Laut SHI et al. (2002) steigern zudem Defekte im Inhibin-FSH-System die Häufigkeit der Zystenbildung. Ebenso ist bei adipösen Tieren eine erhöhte Inzidenz beobachtet worden (SOMMEREY et al. 2004). Laut QUATTROPANI (1976) konnten an den Epithelzellen der Zysten weder Hinweise auf eine sekretorische Aktivität noch Mitosen festgestellt werden.

Mehrere Studien sind beschrieben, in denen untersucht wurde, inwieweit sich Östrogengaben auf die Anzahl und Größe von Ovarialzysten beim Meerschweinchen auswirken. Hierbei hat sich ergeben, dass mit Östrogenen behandelte Tiere eher dazu neigen, Zysten auszubilden.

Mit steigender Dauer der Östrogenbehandlung nimmt sowohl deren Anzahl als auch deren Größe zu (QUANDT u.HUTZ 1993, CAMPION et al. 1996, SILVA et al. 1998).

2.4.1.2 Zystenarten

Es werden verschiedene Zystentypen unterschieden. QUATTROPANI (1976) beschreibt zystische Strukturen, die sich überall im Ovar, aber vor allem im Hilus befinden. Dort stehen sie mit dem dort befindlichen Röhrensystem, den Rete ovarii, in Verbindung. Große Zysten liegen eher einzeln an verschiedenen Orten, während kleine ein zusammenhängendes Netzwerk bilden. All diese Zysten weisen die gleichen zwei Epithelzelltypen auf, die in ihrer Struktur denen der Rete ovarii entsprechen. Es handelt sich (auch laut PERCY u. BARTHOLD

2001) um ein einfaches Epithel mit quader- bis säulenförmigen Epithelzellen, das entweder mit einfachen Zilien oder Zilienbüscheln zum Zystenlumen hin besetzt ist. Zusammen mit einem gehäuftem Auftreten im Hilusbereich, dem Zusammenhängen der kleinen Zysten und keinen Hinweisen auf Ähnlichkeit mit atretischen Follikeln wird dies als Hinweis auf ein Ausgehen vom Retesystem der Ovarien gewertet. Auch PERCY u. BARTHOLD (2001),

(35)

EATWELL (2003) und RUELØKKE et al. (2003) beschreiben das ovarielle Retesystem als Ausgangsstruktur der Zysten und ferner eine Häufung im Hilusbereich des Ovars. BEREGI et al. (1999) dagegen stellen ausschließlich Follikelzysten fest.

SHI et al.(2000u. 2002) unterteilen drei unterschiedliche Typen, die beim Meerschweinchen vorkommen können: zum einen seröse Zysten bzw. zystische Rete ovarii. Diese sind von einem flachen, säulen- bzw. quaderförmigen Epithel mit einfachen Zilien umgeben.

Follikelzysten sind dünnwandig mit einem Wall aus Granulosazellen und einer vakuolisierten Thekazellschicht. Sie sind üblicherweise größer als 50 µm und mit Flüssigkeit gefüllt. Im Mesovarium und Mesosalpinx vorkommende vesikuläre Strukturen werden als parovariale Zysten angesprochen.

Bei den beim Meerschweinchen vorkommenden Ovarialzysten handelt es sich zu 63,5% um seröse Zysten, die vor allem in der Hilusregion des Ovars vorkommen. Mit 22,4% sind Follikelzysten deutlich seltener und parovariale Zysten treten nur in Ausnahmefällen auf (SHI

et al. 2000 u. 2002).

2.4.1.3 Klinische Symptome, Diagnose und Therapie

Nur ein geringer Anteil der Ovarialzysten ist hormonell aktiv und löst durch vermehrte Östrogenbildung das auffälligste klinische Erscheinungsbild der bilateralen Alopezie aus.

Diese breitet sich von der Flankenregion her aus und kann sich bis zum Kopf des Tieres erstrecken. Auch verändertes Verhalten wie Aggressivität oder Dauerbrunst können auftreten (EATWELL 2003, O'ROURKE 2004, EWRINGMANN u. GLÖCKNER 2005, GÖBEL u.

EWRINGMANN 2005). Nach NIELSEN et al. (2003) tritt eine symmetrische Alopezie bei 4,6 % aller Tiere mit Ovarialzysten auf. Zudem kann es zu einer Knochenmarksdepression kommen, wodurch eine Panzytopenie und eine höhere Infektanfälligkeit hervorgerufen werden (EWRINGMANN u. GLÖCKNER 2005, GÖBEL u. EWRINGMANN 2005). Meist handelt es sich hierbei um eher kleine Zysten (EWRINGMANN u. GLÖCKNER 2005).

Inaktive Zysten, vor allem ab einer Größe von 1,5 cm, können durch Verdrängung anderer Bauchhöhlenorgane klinische Symptome hervorrufen. Hierbei handelt es sich um ein umfangsvermehrtes, birnenförmiges, teilweise schmerzhaftes Abdomen, Gewichtsverlust, Depression, Verdauungsstörungen oder, bei verstärktem Druck auf das Zwerchfell, Atemprobleme (ISENBÜGEL u. FRANK 1985, BEREGI et al.1999,HAMEL 2002 EATWELL 2003, RUELØKKE et al.2003,EWRINGMANN u. GLÖCKNER 2005, GÖBEL u.EWRINGMANN 2005).

Zusätzlich kommen bei Meerschweinchen mit Ovarialzysten Uterusveränderungen wie Leiomyome, endometriale Hyperplasie, Endometritis und Mucometra gehäuft vor. Eine

(36)

durch die Kompression des Ovargewebes (KELLER et al.1987, RICHARDSON 1992, DUTTON

1999 PERCY u. BARTHOLD 2001, RUELØKKE et al. 2003,O'ROURKE 2004). SOMMEREY et al.

(2004) dagegen beschreiben zwar ein vermehrtes Auftreten von Uterustumoren bei Meerschweinchen mit Ovarialzysten; Endometritiden und Metritiden kommen dagegen häufiger bei Tieren ohne Zysten vor. Ein normaler Zyklus ist auch bei Meerschweinchen mit Ovarialzysten feststellbar (SHI et al. 2000).

Am besten und sichersten können Ovarialzysten mittels Ultraschall mit 7,5-10 MHz nachgewiesen und von anderen Umfangsvermehrungen wie beispielsweise Tumoren abgegrenzt werden (BEREGI et al. 1999, EWRINGMANN u. GLÖCKNER 2005). Ein Verdacht besteht oftmals schon nach der radiologischen bzw. palpatorischen Untersuchung (ISENBÜGEL

u. FRANK 1985, HAMEL 2002, O'ROURKE 2004).

Die Therapie der Wahl ist die Ovariohisterektomie. Ebenfalls ist ein Zerdrücken oder eine perkutane Punktion der Zysten unter Ultraschallkontrolle möglich. Ebenso wie eine Behandlung mit hCG (100 IE/kg i.m. oder s.c. mit einer Wiederholung nach 7-10 Tagen) oder Leuprolide/GnRH (25 µg mit einer Wiederholung nach 14 Tagen) zur Senkung der Östrogenproduktion. Allerdings bringen diese Methoden meistens keine dauerhafte Besserung und müssen nach einigen Monaten wiederholt werden (ISENBÜGEL u. FRANK 1985, QUESENBERRY 1994, FEHR 1997, DUTTON 1999, RICHARDSON 2000, HAMEL 2002, EATWELL

2003, MEYER 2003,RUELØKKE et al. 2003,O'ROURKE 2004, GÖBEL u.EWRINGMANN 2005).

Nach MAYER (2003) sowie EWRINGMANN u. GLÖCKNER (2005) empfiehlt sich jedoch eine solche konservative Therapie bei alten, anderweitig erkrankten oder immunsuppremierten Tieren mit erhöhtem Narkoserisiko.

2.4.2 Ovarialzysten bei anderen Tierarten

Die auftretenden Zystenarten sind bei allen Tierarten gleich, jedoch unterscheidet sich die Häufigkeitsverteilung der verschiedenen Zystentypen bei den einzelnen Tierarten deutlich.

So werden Zysten der Rete ovarii, wie sie beim Meerschweinchen am häufigsten vorkommen, bei Mäusen häufig (LONG 2002, KON et al. 2007) und bei anderen Tierarten wie Hund und Katze regelmäßig beschrieben (GELBERG et al. 1984, MACLACHLAN 1987). GELBERG et al.

(1984) charakterisieren das Auftreten von zystischen Rete ovarii bei der Katze als unabhängig von Alter, Rasse oder Reproduktionsstatus.

Follikel- und Lutealzysten kommen bei Kühen und Schweinen am häufigsten vor. Diese unterscheiden sich lediglich in der Dicke der Theka- und Granulosazellschichten und dem Grad ihrer Luteinisierung (M L 1987).

Referenzen

ÄHNLICHE DOKUMENTE

Der Nachweis erhöhter oder erniedrigter Östrogenkonzentrationen im Blutplasma kann daher nicht als Beweis oder Ausschluss für die Diagnose einer endokrin aktiven

Tabelle 1 : Angaben zum spätest möglichen Zeitpunkt der Bedeckung beim weiblichen Meerschweinchen………3 Tabelle 2: Dauer des Östrus beim Meerschweinchen nach

6) Aus welcher Region der Erde stammen Meerschweinchen ursprünglich? Und wann kamen sie nach Europa?. 7) Beschreibe, wie Meerschweinchenjunge zur

Werden Meerschweinchen im Freien gehalten, können bei uns Füchse, Schlangen und Marder den Tieren gefährlich werden. Hat das Gehege kein Schutzgitter über dem Gehege, werden auch

Meerschweinchenjunge haben bei der Geburt ein Gewicht zwischen 50 und 100 Gramm. Sie werden von der Mutter zwei bis drei Wochen lang gesäugt. Sie kosten aber von Beginn an,

Besonderheiten: Wurden bereits vor 2.000 bis 5.000 vor Christus in Südamerika als Fleischlieferant oder Opfertiere domestiziert. Jahrhundert wurden sie durch die Spanischen

Der Vater des 1744 in Wetzlar geborenen Landschaftsmalers Johann Wilhelm Becker führte Tier- und angeblich auch Genrebilder aus; über sein Leben sind keine Details

Diese Tiere haben jedoch sehr unter- schiedliche Bedürfnisse und eine völlig andere Körpersprache, was dazu führt, dass sie sich sogar gegen- seitig verletzen können.. Ein