Tierärztliche Hochschule Hannover Zentrum für Infektionsmedizin, Abteilung
Fischkrankheiten und Fischhaltung und Institut für Zoologie
Untersuchung zur Elektrobetäubung von Regenbogenforellen (Oncorrhynchus mykiss)
INAUGURAL – DISSERTATION Zur Erlangung des Grades einer Doktorin
der Veterinärmedizin
- Doctor medicinae veterinariae - ( Dr. med. vet. )
Vorgelegt von Uta Reimers
(Krefeld)
Hannover 2008
Wissenschaftliche Betreuung: A. pl.-Prof. Dr. Dieter Steinhagen
Abteilung Fischkrankheiten und Fischhaltung Zentrum für Infektionsmedizin
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover PD Dr. rer. nat. Karl-Heinz Esser
Institut für Zoologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
1. Gutachter: Prof. Dr. Dieter Steinhagen 2. Gutachter: Prof. Dr. Jörg Hartung
Tag der mündlichen Prüfung: 29. Mai 2008
Die Studie wurde durch das Niedersächsische Landesamt für Verbraucherschutz und Lebensmittelsicherheit finanziell unterstützt.
Meiner Familie gewidmet
Inhaltsverzeichnis
1 EINLEITUNG... 15
2 LITERATURÜBERSICHT ... 17
2.1 Fisch als Lebensmittel ... 17
2.2 Haltung und Schlachtprozess ... 17
2.3 Tierschutz und Filetqualität ... 18
2.4 Beurteilung von Reizwahrnehmung und Betäubung ... 20
2.5 Betäubungsmethoden ... 21
2.6 Erkenntnisse über die Elektrobetäubung ... 26
3 MATERIAL UND METHODEN ... 29
3.1 Fische, Haltung, Fütterung ... 29
3.2 Ableitung von EEG-Signalen... 29
3.2.1 Herstellung der Elektroden zur EEG-Ableitung... 29
3.2.2 Implantation von Elektroden zur EEG-Ableitung ... 30
3.2.2.1 Ermittlung der Lokalisation der Elektrodenimplantation ... 30
3.2.2.2 Implantation der Elektroden ... 31
3.2.3 Ableiten von EEG-Signalen ... 33
3.2.3.1 Erzeugung von Lichtblitzen ... 35
3.2.3.2 Ableiten des Signals ... 36
3.3 Elektrobetäubung ... 36
3.3.1 Apparativer Aufbau der Elektrobetäubung ... 36
3.3.2 Durchführung der Elektrobetäubung ... 37
3.4 Ableiten von EEG-Signalen nach der Elektrobetäubung ... 37
3.5 Bestimmung der Wasserbeschaffenheit ... 38
3.6 Betäubung durch Perkussion ... 38
3.7 Klinisch-chemische Untersuchung von Blutparametern ... 38
3.9 Röntgenaufnahmen ... 40
3.10 Statistische Auswertung ... 40
4 ERGEBNISSE... 41
4.1 EEG-Abnahme ... 41
4.1.1 Lokalisation der Bohrlöcher für die Implantation der Elektroden ... 41
4.1.2 VERs („Visual Evoked Responses“) im EEG ... 42
4.1.3 Ergebnisse der EEG-Ableitungen ... 43
4.2 Verhaltensbeobachtungen ... 46
4.2.1 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung durch Perkussion .... 46
4.2.2 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit pulsierendem Strom ... 47
4.2.2.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem Strom in Abhängigkeit der Betäubungszeit ... 48
4.2.2.2 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von pulsierendem Strom in Abhängigkeit der Plattenposition ... 49
4.2.3 Vergleich der Elektrobetäubung durch pulsierenden Strom und der Betäubung durch Perkussion ... 50
4.2.4 Verhaltensreaktionen von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Wechselstrom .. 50
4.2.4.1 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom in Abhängigkeit der Betäubungszeit ... 51
4.2.4.2 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom in Abhängigkeit der Frequenz ... 52
4.2.4.3 Auftreten unterschiedlicher Verhaltensreaktionen nach Einwirkung von Wechselstrom in Abhängigkeit der Plattenposition ... 53
4.2.5 Wiedererlangen der Reizwahrnehmung nach Einwirkung von Wechselstrom oder pulsierendem Strom in Abhängigkeit der Stromdichte ... 53
4.2.6 Vergleich der Betäubungsmethode Elektrobetäubung mit Wechselstrom und der Betäubungsmethode Perkussion ... 54
4.3.1 Cortisol ... 54
4.3.2 Natrium ... 59
4.3.3 Kalium ... 60
4.3.4 Hämatokrit ... 60
4.4 Schlachtkörperuntersuchung ... 61
4.4.1 Perkussion... 64
4.4.2 Pulsierender Strom ... 64
4.4.3 Wechselstrom ... 66
4.4.4 Vergleich pulsierender Strom und Wechselstrom hinsichtlich der Schlachtkörpermerkmale ... 68
4.4.5 pH-Messungen ... 69
4.4.6 Laktatmessungen ... 74
5 DISKUSSION ... 77
5.1 Ist Elektrobetäubung tierschutzgerecht? ... 77
5.2 Stressbelastung ... 80
5.3 Schlachtkörperbeschaffenheit ... 83
5.4 Zusammenfassende Bewertung der Elektrobetäubung hinsichtlich Tierschutz und Schlachtkörperbeschaffenheit ... 87
6 ZUSAMMENFASSUNG ... 89
7 SUMMARY ... 91
8 LITERATURVERZEICHNIS ... 93
9 DANKSAGUNG ... 99
Tab. 1 Betäubungsmethoden, die als nicht tierschutzgerecht gelten ... 23 Tab. 2 Betäubungsmethoden, die als tierschutzgerecht gelten ... 25 Tab. 3 Messpunkte des Schädels von Regenbogenforellen in Speisefischgröße zur
Lokalisation der Bohrpunkte für die Implantation von Elektroden ... 42 Tab. 4 Verhaltensparameter von Regenbogenforellen nach Betäubung mit Abnahme
von EEGs (n = 15)……… 45 Tab. 5 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Perkussion ... 47 Tab. 6 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Position der Elektrodenplatten und der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede zur
Betäubung durch Perkussion ... 48 Tab. 7 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede ... 49 Tab. 8 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
pulsierenden Strom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten mit Darstellung signifikanter Unterschiede ... 49 Tab. 9 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Position der Elektrodenplatten und der Betäubungszeit mit Darstellung signifikanter Unterschiede zur Betäubung durch Perkussion ... 51 Tab. 10 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Betäubungszeit mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ... 52 Tab. 11 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch
Wechselstrom in Abhängigkeit der Frequenzeinstellungen mit Darstellung signifikanter Unterschiede ... 52
Tab. 12 Beobachtetes Verhalten von Regenbogenforellen nach Betäubung durch Wechselstrom in Abhängigkeit der Plattenposition mit Darstellung
signifikanter Unterschiede ... 53 Tab. 13 Mittelwerte und Standardabweichungen von Stressparametern im Blut von
Forellen nach Betäubung durch Strom und durch Perkussion ... 56 Tab. 14 Signifikante Unterschiede der Stressparameter in Abhängigkeit der Stromart,
der Betäubungszeit, der Plattenposition und der Frequenz... 57 Tab. 15 Auftreten signifikanter Unterschiede der Stressparameter bei den durch Strom
betäubten Forellen im Vergleich zu den durch Perkussion betäubten Forellen 57 Tab. 16 Zusammenfassende Darstellung von Unterschieden bei Stressparametern im
Blut von Forellen nach Elektrobetäubung und nach Betäubung durch
Perkussion ... 58 Tab. 17 Einfluss von Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach der Betäubung auf Hämatokrit und Elektrolyte im Blut von Forellen ... 58 Tab. 18 Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen
nach Betäubung mit pulsierendem Strom und durch Perkussion. Registriert wurde das Auftreten von Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Kiemenblutungen. Signifikante Unterschiede zwischen Forellen, die mittels Strom betäubt wurden und durch Perkussion betäubte Forellen sind durch Sternchen (*) gekennzeichnet ... 65 Tab. 19 Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von der Position der Elektrodenplatten ... 65 Tab. 20 Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit pulsierendem Strom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit ... 66 Tab. 21 Häufigkeit und Stärke von Veränderungen im Schlachtkörper von Forellen
nach Betäubung mit Wechselstrom und durch Perkussion. Registriert wurde das Auftreten von Strommarken, Wirbelsäulenblutungen, Filetblutungen und Kiemenblutungen. Signifikante Unterschiede zwischen Forellen, die mittels Strom betäubt wurden und durch Perkussion betäubte Forellen sind durch Sternchen (*) gekennzeichnet ... 67
Position der Elektrodenplatten ... 68 Tab. 23 Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der Betäubungszeit ... 68 Tab. 24 Auftreten signifikanter Unterschiede bei Veränderungen des Schlachtkörpers
von Forellen nach der Betäubung mit Wechselstrom in Abhängigkeit von der Frequenzeinstellung ... 68 Tab. 25 Signifikante Unterschiede in der Stärke und Häufigkeit der
Schlachtkörperparameter Strommarken, Wirbelsäulenblutungen und
Filetblutungen in Abhängigkeit von der Stromart; angegeben sind Mittelwerte und Standardabweichungen ... 69 Tab. 26 Laktatspiegel im Blutplasma und pH-Werte im Filet von Forellen nach
Betäubung durch Kopfschlag oder elektrischen Strom; angegeben sind
Mittelwerte und Standardabweichungen ... 71 Tab. 27 Veränderung der Laktatspiegel im Blut und des pH-Wertes im Filet von
Regenbogenforellen nach Betäubung: Auftreten signifikanter Unterschiede der Schlachtkörperparameter in Abhängigkeit der Stromart, der Betäubungszeit, der Plattenposition und der Frequenz ... 72 Tab. 28 Laktatspiegel im Plasma und pH-Werte im Filet bei Forellen mit
Muskelkontraktionen, Körperzittern und Schnappatmung nach Betäubung;
angegeben sind Mittelwerte und Standardabweichungen ... 74 Tab. 29 Signifikante Unterschiede im Plasma – Laktatspiegel und pH-Wert des Filets
zwischen unterschiedlich betäubten Forellen ... 75 Tab. 30 Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Stromdichte und Betäubungszeit
im Hinblick auf Betäubungserfolg und Tierschutz ... 80 Tab. 31 Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit, Plattenposition
und Frequenz im Hinblick auf die Stressbelastung während der
Elektrobetäubung ... 83
Tab. 32 Zusammenfassende Bewertung von Stromart, Betäubungszeit und Plattenposition im Hinblick auf die Schlachtkörperbeschaffenheit nach
erfolgter Elektrobetäubung ... 86 Tab. 33 Vor- und Nachteile der Betäubungsmethoden Perkussion und Elektro-
betäubung ... 88
°C Grad Celsius µS Mikrosiemens
$ Paragraph
∑ Summe
A Atmung
A/dm² Ampere/Quadratdezimeter (Stromdichte) Abb. Abbildung
ACTH Adreno-Corticotropes Hormon ATP Adenosintriphosphat
Au Augendrehreflex BM Betäubungsmittel
BNC Bayonet Neill Concelmann ca. circa
cm Zentimeter
CO2 Kohlenstoffdioxid D. Deutschland
d.c. direct current (Gleichstrom) dm² Quadratdezimeter
E Erholung
EEG Elektroenzephalogramm FAO Food Agriculture Organisation FZ Flossenzittern
g Gramm
GIT Gastrointestinaltrakt
H2O Wasserstoff + Sauerstoff = Wasser Hz Herz
KdZ Kiemendeckelzittern kg Kilogramm
K/S Kopf/Schwanz-Position kV Kilovolt
L Liter Min. Minuten
MK Muskelkontraktion ml Milliliter
mm Millimeter mmol Millimol MW Mittelwert n Anzahl nb nicht beurteilt neg negativ ng Nanogramm Nr. Nummer
N.S. nicht signifikant nzb nicht zu beurteilen
o/u Plattenposition oben/unten P Perkussion
pH potentia Hydrogenii pos positiv
pS pulsierender Strom s. siehe
SA Schnappatmung
seitl. seitliche Plattenposition Sek. Sekunde
Std. Stunden
S.U. signifikante Unterschiede V Volt
v. von
VER Visuell Evozierte Reaktionen WS Wechselstrom
z.B. zum Beispiel
Einleitung
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1 EINLEITUNG
Fisch als Nahrungsmittel liefert wichtige Nährstoffe für den menschlichen Körper. Die stetig steigende Nachfrage nach Fisch als Lebensmittel muss aufgrund der starken Überfischung vieler natürlicher Ressourcen vornehmlich durch die Aquakultur abgedeckt werden (FAO 2007). Bei der Aufzucht von Fischen in der Aquakultur stehen vor allem wirtschaftliche Bedingungen im Vordergrund. Die Haltung, Schlachtung und Verarbeitung soll möglichst kostengünstig und wenig zeit- und arbeitsintensiv sein. Doch auch der Tierschutz, die Tiergesundheit sowie der Umweltschutz haben an Bedeutung gewonnen. Eine tierschutzgerechte Aufzucht und Handhabung von Fischen hat so zu erfolgen, dass sie den Fischen Möglichkeit zur Adaption bietet und nicht zu gesundheitlichen Schäden führt. Ein schonender Umgang mit den Fischen während der Phase der Vorbereitung zur Schlachtung hat großen Einfluss auf die Lebensmittelqualität und die Lagerungsfähigkeit des Produktes.
So sind die Aspekte des Tierschutzes eng verknüpft mit den Aspekten der wirtschaftlichen Relevanz (POLI et al. 2005). Das Einfangen der Fische vor der Betäubung mit Keschern oder durch Abfischen, das Halten der Tiere in großer Zahl auf engstem Raum sowie das weitere Handling stellen starke Stressfaktoren dar, die physiologische Reaktionen und biochemische Prozesse, die post mortem ablaufen, beeinflussen. Diese haben entsprechende Auswirkungen auf die Qualität, die Qualitätswahrung, die technologische Eigenschaft und die Frische des Lebensmittel Fisch.
Gegenwärtig werden marktfähige Regenbogenforellen in deutschen Fischzuchtbetrieben durch Perkussion („Abschlagen“) betäubt und anschließend durch Entbluten und Ausnehmen getötet. In anderen Ländern der Europäischen Union sind darüber hinaus CO2-Betäubung oder das Einsetzen der Fische in Eiswasser übliche Verfahren zur Betäubung von Speisefischen vor der Schlachtung (ROBB 2002). Diese Verfahren liefern überwiegend Fische in einer hohen Lebensmittelqualität, hinsichtlich der Kriterien Verarbeitungsgeschwindigkeit und Tierschutz sind diese und auch andere übliche Schlachtverfahren für Forellen nicht immer als befriedigend zu bewerten (ROBB 2002). Ein weiteres mögliches Verfahren zur Betäubung von Forellen ist die Elektrobetäubung. Die Elektrobetäubung ist wenig zeit- und arbeitsintensiv und ermöglicht die Verarbeitung großer Fischmengen. Für diese Verfahren brauchen die Fische nicht wie beim Abschlagen aus dem Wasser entfernt und einzeln gehandelt zu werden. Dies würde einen möglichst stressfreien Prozess ermöglichen.
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Ziel dieser Arbeit ist, die Elektrobetäubung sowohl hinsichtlich der Anforderungen des Tierschutzes als auch hinsichtlich der Schlachtkörperqualität zu untersuchen. Dazu wurde geprüft, ob und unter welchen Bedingungen eine Verbindung zwischen dem sofortigen Verlust der Reizwahrnehmung der Forellen und der Fleischqualität gesehen werden kann. Ein erster wichtiger Teil der Arbeit war daher die Überprüfung der Reizwahrnehmung der Forellen nach erfolgter Betäubung. Dies erfolgte durch Abnahme von Elektroenzephalogrammen und Untersuchung auf visuell evozierte Reaktionen, die durch Lichtblitze hervorgerufen wurden. Außerdem wurden nach der Betäubung Verhaltensbeobachtungen angestellt. Durch Heranziehen von hämatologischen Daten wurde desweiteren die Stressbelastung der Forellen unter dem Betäubungsprozess beurteilt.
Schließlich wurden noch die Schlachtkörper der Forellen auf Auswirkungen der Elektrobetäubung hin untersucht.
Literaturübersicht
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2 LITERATURÜBERSICHT
2.1 Fisch als Lebensmittel
Seit Jahrtausenden ist der Fisch ein wichtiger Lieferant wertvoller Nährstoffe für den menschlichen Körper. Fisch enthält hochwertiges Eiweiß und liefert lebenswichtige Omega- 3-Fettsäuren. Diese gehören zu den ungesättigten Fettsäuren, die der Mensch selbst nicht synthetisieren kann. Zudem versorgt der Fisch den Menschen mit lebenswichtigen Vitaminen wie Vitamin A, D, B1, B2 und B12.
In den Anfängen der Fischzucht diente die Produktion allein zur Deckung des Eigenbedarfs.
Seit der Möglichkeit der Konservierung wird mit Fisch weltweit gehandelt. Laut Angaben der Welternährungsorganisation (=Food Agriculture Organisation, FAO) lag im Jahr 2004 der Weltertrag an Fisch bei 106 Millionen Tonnen, pro Kopf waren dies 16,6 kg Fisch im Jahr.
2002 waren es noch 14 kg Fisch. 43 % der Fischerzeugnisse stammen aus der Aquakultur.
Laut einer Schätzung der FAO soll die Nachfrage nach Fisch bis zum Jahr 2030 auf 160 Millionen Tonnen ansteigen. Diese Steigerung soll vor allem durch die Aquakultur abgedeckt werden. Forellen spielen mit knapp 2 Millionen Tonnen (2004) eine große Rolle in der Aquakultur. Die Wachstumsrate der Forellenproduktion lag bei 5,1 % (FAO 2006).
2.2 Haltung und Schlachtprozess
Die Haltung von Forellen erfolgt in der Regel in Durchlaufanlagen, Erdteichen, Fließkanälen oder Rinnenanlagen. Aufgrund des hohen Sauerstoffbedarfs muss hierbei auf einen hohen Wasserdurchlauf geachtet werden. Genauere Angaben zur Haltung von Forellen sind bei Bohl zu finden (BOHL et al. 1999). Um Forellen verarbeiten und verkaufen zu können, müssen sie zuvor aus den Teichen abgefischt werden. Da Forellen ganzjährig verkauft werden können, handelt es sich hierbei nicht um einen einmal jährlich stattfindenden Prozess, sondern erfolgt kontinuierlich. In der Regel wird im Zuge des Abfischens das Wasser in den Teichen abgelassen, um die Fische vor dem als Mönch bezeichneten Ablauf zu konzentrieren. Dieses zieht die kurzzeitige Haltung vieler Fische auf engem Raum mit sich („Crowding“). Teilweise werden die zu verarbeitenden Forellen mittels Kescher aus den Teichen gefischt und zum Transport oder zur kurzfristigen Lagerung in Fischkübeln, Wannen oder Eimern gehalten.
Häufig werden Forellen auch mit Zugnetzen an einem bestimmten Teil des Teiches konzentriert, um sie dann mit Keschern herauszufangen (BOHL et al. 1999). Bereits nach halbstündiger Haltung von Fischen (Atlantischer Lachs, Salmo salar) auf engem Raum
kommt es zu einer erheblichen Hormonausschüttung (FAGERLUND 1967). Heftige Bewegungen auf engem Raum können bei den Fischen zu Schuppenverlusten und Hautverletzungen führen. Schuppenverlust stellt bei Süßwasserfischen einen erheblichen Stressfaktor dar (SMITH 1982). Aufgrund der Stresssituation ist der Sauerstoffbedarf erhöht, die Fische produzieren vermehrt Schleim, der sich wiederum auf die Kiemen legt und die Sauerstoffaufnahme zusätzlich erschwert. Ungeeignete Maschengröße oder defekte Kescher können beim Abfischen weiterhin zu Verletzungen führen (BOHL et al. 1999). Nach dem Abfischen oder Abkeschern durchlaufen die Fische einen Sortierungsprozess nach Größe oder Gewicht. Dies kann per Hand oder über einen Sortiertisch erfolgen. Somit durchlaufen Forellen bereits vor dem eigentlichen Schlachtprozess zahlreiche belastende Situationen.
2.3 Tierschutz und Filetqualität
Tiergesundheit, Umweltschutz und Gesichtspunkte des Tierschutzes haben in den letzten Jahren auch im Bereich Fischerei immer mehr an Bedeutung gewonnen. Ein schonender Umgang in der Haltung, während der Vorbereitung zur Schlachtung und während der Schlachtung selbst erfüllen nicht nur ethische Aspekte des Tierschutzes. Eine „Balance zwischen belastenden und fördernden Lebensbedingungen“ (POLI et al. 2005) hat auch eine große wirtschaftliche Relevanz, da ein möglichst stressfreier Umgang mit den Tieren einen großen Einfluss auf die Qualität des Lebensmittels und seine Lagerungsfähigkeit hat. Das Einfangen der Fische vor der Betäubung mit Keschern oder Netzen sowie das Halten der Tiere in großer Zahl auf engstem Raum stellen erhebliche Stressfaktoren dar. Bei der Betäubung durch Perkussion sind diese Prozesse die Regel. Sie beeinflussen physiologische Reaktionen und biochemische Prozesse, die post mortem ablaufen. Stress bedeutet aufgrund hoher Muskelaktivität schneller Verbrauch von Muskelenergie und damit vermehrte Milchsäureproduktion aufgrund der einsetzenden anaeroben Glykolyse. Durch das Laktat kommt es zu einem schnellen pH-Abfall in der Muskulatur und schnellerem Eintritt des rigor mortis (Erstarrung der Muskulatur post mortem). Das hat entsprechende Auswirkungen auf die Qualität, die Qualitätswahrung, die technologische Eigenschaft und die Frische des Lebensmittels Fisch. Bei rohem Fisch sind das Erscheinungsbild der Haut, der Status des rigor mortis, die Augen und Kiemen, Farbe, Geruch, Schleimbildung und der Zustand des Fleisches entscheidende sensorisch feststellbare Qualitätsmerkmale (POLI et al. 2005).
Heftige Schwimmbewegungen vor und während des Schlachtvorgangs sowie heftige Fluchtbewegungen führen aufgrund erhöhter Muskelaktivität zu einer verminderten Qualität des Lebensmittel Fisch, die sich in Form blasseren Fleisches, weicherer Textur und
Literaturübersicht
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geringerem Bindungsvermögen für Wasser äußert (POLI et al. 2005). Unter Stress kommt es zur Ausschüttung des Adreno-Corticotropen Hormons (ACTH). ACTH reguliert die Corticosteroidausschüttung aus der Nebenniere, so dass der Cortisolspiegel ansteigt. Die Hormonkaskade ist speziesabhängig und bei Tierarten wie Rind, Schaf, Schwein, Nerz, Fuchs, Vogel und verschiedenen Fischarten untersucht. Beim Rind liegen die Basiswerte des Cortisols bei unter 10 ng/ml, in Stresssituationen steigen sie auf bis zu 55 ng/ml (THUN et al.
1981 ). Bei Schweinen können sie von 1,3 ng/ml in stressfreien Situationen bzw. im höheren Alter von 0,5 ng/ml (EKKEL et al. 1997) auf bis zu 150 ng/ml ansteigen (VON BORELL u.
LADEWIG 1992). Je nach Dauer und Art des Stimulus und je nach Tierart steigt und sinkt der Cortisolspiegel oder bleibt konstant hoch. So kommt es bei Fischen durch Kurzzeitstressoren in der Regel zu einem schnellen Anstieg der Cortisolwerte gefolgt von einem baldigen Abfall. Durch Langzeitstressoren hervorgerufene hohe Cortisolwerte bleiben auf hohem Niveau und sinken nicht ab (PICKERING et al. 1982). Dieser Verlauf ist bei anderen Tierarten nicht zu beobachten. Durch Langzeitstressoren hervorgerufene hohe Cortisolwerte sinken, wie z.B. beim Schwein, nach einiger Zeit nach der akuten Antwort ab, auch wenn die Stresssituation weiterhin besteht (MORMÈDE et al. 2007). Cortisol erhöht die Glukoneogenese und die Lipidmobilisation. Folge dieser Ausschüttungen sind eine erhöhte Herzfrequenz, höhere Sauerstoffaufnahme, Mobilisation von Energiereserven und ein erhöhter Plasmaglukosespiegel (BARRY et al. 1993). Durch die erhöhte Herztätigkeit und den größeren Bedarf an Sauerstoff erhöht sich die Zahl der Erythrozyten und damit der Hämatokritwert (REDDY u. LEATHERLAND 1988). Erhöhte Cortisol- und Hämatokritwerte stellten auch Parisi und Mitarbeiter bei Fischen als Auswirkung einer Stresssituation vor der Schlachtung fest (PARISI et al. 2001). Ein Absinken des Natriumspiegels durch vermehrten Verlust von Elektrolyten über die Kiemen kann bei Süßwasserfischen in Stresssituationen ebenfalls beobachtet werden (BONE et al. 1995). Wenn Fische zur Betäubung im Wasser verbleiben können, ein Fangen im Kescher und weitere Manipulationen am einzelnen Fisch nicht Teil des Schlachtprozesses sind, kann eine derartige Belastung weitgehend vermieden werden. Diese Forderungen könnten durch eine Elektrobetäubung erfüllt werden. Allerdings werden bei Fischen nach Elektrobetäubung häufig Haemorrhagien in der Muskulatur beobachtet (SPENCER 1967; HOLLENDER u. CARLINE 1994; KESTIN et al. 1995;
GREGORY u. GRANDIN 1999). Blutungen können Hämatome hervorrufen, was zur Degradierung der Fleischqualität führen kann (MICHIE 2001). Diese scheinen besonders bei der Verwendung von Wechselstrom aufzutreten. Bei der Frequenzeinstellung 50 Hz konnten sogar Verletzungen, Dislokationen und Frakturen beobachtet werden (HAUCK 1949;
SHARBER u. CAROTHERS 1988; HABERA et al. 1996; AINSLIE et al. 1998). Neuere Studien zeigten, dass nach Anwendung von höherfrequentem Wechselstrom dieses Problem nicht mehr auftrat (LINES u. KESTIN 2005). Der zeitlich limitierte Einsatz von Strom bei der Elektrobetäubung soll die Fleischqualität verbessern, und aufgrund verzögertem rigor mortis soll es durch Elektrobetäubung zu einer verbesserten Qualität und zu festerer Struktur kommen (ROTH et al. 2002). Die Evaluierung eines sicheren Verfahrens zur Elektrobetäubung von Forellen zur Verbesserung des Schlachtprozesses unter Aspekten des Tierschutzes und der Lebensmittelqualität erscheint dringend geboten.
2.4 Beurteilung von Reizwahrnehmung und Betäubung
Eine Gehirndysfunktion und damit einhergehend ein Verlust visuell evozierter Reaktionen (VER) kann mithilfe eines Elektroenzephalogramms (EEG) untersucht werden (ROBB et al.
2000). Mit diesem Verfahren werden die Leitungsbahnen zum Gehirn, über die die Retina im Auge stimuliert wird und die für die Reaktion auf Lichtblitze verantwortlich ist, auf ihre Aktivität untersucht. Ist die Funktionalität dieser Leitungsbahn aufgehoben, treten keine VERs im EEG auf, und der Fisch gilt als unempfänglich für Lichtstimuli. Aufgrund dessen, dass es sich hierbei um eine sehr einfache Leitungsbahn handelt, gilt der Verlust der Reaktion auf visuelle Stimuli als sicherer Indikator für eine tief greifende Gehirnfehlfunktion und damit einhergehend für den Verlust der Reizempfindlichkeit (ROBB et al. 2000). Mittels Elektrodenimplantation im Bereich des Tectum opticum (Teil des Mittelhirns) und des Cerebellum (Kleinhirn) können Elektroenzephalogramme von Fischen abgenommen werden.
Diese Methode wurde beispielsweise von Kestin und Mitarbeitern beim Atlantischen Lachs angewandt (KESTIN et al. 1991). Das Tectum opticum, das von zahlreichen Blutkapillaren durchzogen wird, stellt die Verarbeitungsinstanz für das optische System dar. Bei Fischen spielen optische Reize für die Lokalisation von Nahrung eine wichtige Rolle. Dies erklärt auch das stark ausgebildete Tectum, den mächtig entwickelten dorsalen Teil des Mesencephalons (Mittelhirn). Im Tectum opticum liegen unterschiedliche Arten von Zellen zur Verarbeitung von Informationen von sich bewegenden Objekten, zur Erfassung von Position und Kontur von Objekten oder zur Reaktion auf Helligkeit, Kontrast und Geschwindigkeit vor (BONE et al. 1995). Die Sehnerven, die sich im Chiasma opticum (Sehnervenkreuzung) kreuzen, ziehen vom Auge durchs Diencephalon (Zwischenhirn) und steigen zum Tectum opticum auf. Das Cerebellum stellt die Dorsalregion des Metencephalons (Hinterhirn) dar, welches ebenfalls stark entwickelt ist. Das Cerebellum ist eine wichtige
Literaturübersicht
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Integrationsinstanz für das akustische- und das Lateralissystem (Seitenlinienorgan, Sinnesorgan für Druckreize) (BLÜM et al. 1998).
Das Verhalten, das von Fischen nach Elektrobetäubung gezeigt wird, kann ebenfalls ein guter Indikator für die Beurteilung der Reizempfindlichkeit der Fische sein (ROBB 2003; POLI et al. 2005). Es können Körper- und Flossenzittern, Muskelkontraktionen und Kiemendeckelbewegung beobachtet werden. Schwimmverhalten, Kiemen- und Augenbewegung sind die Merkmale, die zur Beurteilung des Betäubungserfolges herangezogen werden (POLI et al. 2005). Jedoch ist nicht jedes Merkmal zur sicheren Beurteilung des Empfindungsverlustes geeignet. So muss eine Immobilisation, die nach einer Betäubung auftreten kann, nicht gleichbedeutend sein mit dem Verlust der Reizempfindlichkeit (ROBB 2002). Durch Ersticken betäubte Fische verlieren ihr Empfindungsvermögen vor dem Verlust der Muskelaktivität (ROBB 2002). Anders ist dies bei der Betäubung im Eisschlamm. Während das Eis schnell zur Lähmung der Muskulatur führt, verlieren die Fische erst nach mehreren Minuten ihre Reizempfindlichkeit (ROBB 2002). Auch die Elektroimmobilisation (Stromfluss mit geringer Stromdichte über mehrere Minuten) führt bei Fischen zwar zur Bewegungslosigkeit, jedoch nicht zum Verlust der Reizempfindlichkeit (ROBB 2002). Nicht alle Verhaltensweisen, die Fische nach einer Betäubung zeigen, können somit als sicherer Indikator für die Beurteilung der Empfindlichkeit gegenüber Reizen herangezogen werden. Auftretende Verhaltensmerkmale bei Lachsen wurden von Kestin und Mitarbeitern und Robb und Roth untersucht (KESTIN et al. 2002; ROBB 2003). Dabei wurde festgestellt, dass vor allem eine gleichmäßige Kiemendeckelbewegung sowie ein vorhandener Augendrehreflex deutliche Anzeichen für wiedererlangte Reizwahrnehmung darstellen.
2.5 Betäubungsmethoden
Die Anforderungen, die an die Betäubungsmethoden für Fische zur Schlachtung gestellt werden, sind groß. Die Betäubung soll einfach und schnell durchführbar sein, die Qualität des Schlachtkörpers nicht negativ beeinflussen und kostengünstig sein. Viele bisher angewandte Schlachtmethoden können jedoch zu Schäden und Schmerzen bei den Tiere führen (CHERVOVA 1997). Um als tierschutzgerecht zu gelten, sollte die Betäubungsmethode zu einem schnellen Verlust der Reizwahrnehmung führen. Erst eine Gehirndysfunktion und damit einhergehend der Verlust visuell evozierter Reaktionen werden als synonym mit dem Verlust der Reizwahrnehmung angesehen (DALY et al. 1988; KESTIN et al. 1991).
Gegenwärtig werden marktfähige Regenbogenforellen in deutschen Fischzuchtbetrieben
durch Perkussion („Abschlagen“) betäubt, anschließend erfolgt das Entbluten und Ausnehmen (BOHL et al. 1999). Weitere Betäubungsverfahren, die in anderen Ländern der Europäischen Union angewandt werden, sind z.B. die CO2-Betäubung oder das Einsetzen der Fische in Eiswasser (ROTH et al. 2002; LINES u. KESTIN 2005).
Die zahlreichen Methoden zur Betäubung und Tötung von Fischen können in zwei Kategorien eingeteilt werden. Dieses sind zum einen Methoden, die zu einem langsamen Verlust der Reizempfindlichkeit führen und somit als nicht tierschutzgerecht gelten. Dazu zählen die in Norwegen und England vor dem Ausbluten und dem Ausnehmen angewandte Betäubung mittels CO2-Narkose und die Immobilisierung in Eisschlamm beim Atlantischen Lachs (Salmo salar) und bei der Regenbogenforelle (Oncorhynchus mykiss); hinsichtlich Qualität und Wohl der Fische verursachen diese Methoden Bedenken. Die CO2-Narkose führt zu akutem Stress und Fluchtreaktionen der Fische (ROBB 2002) sowie zum frühen Einsetzen der Leichenstarre und Erweichung der Muskelstruktur (ROTH et al. 2002). Man kann davon ausgehen, dass die CO2-Narkose nicht zum Verlust der Reizempfindlichkeit führt und Schmerzen während der Schlachtung erzeugt (KESTIN et al. 1995; ROBB et al. 2000). Bei Lachsen und Forellen wird häufig Lebendkühlung als Betäubungsmethode angewandt (SKJERVOLD et al. 2001). Die Tiere werden vor der Betäubung auf 1°C gekühlt, mit dem Ziel, die Fische vor der Schlachtung zu sedieren, um so die Fleischqualität zu bewahren. Oft wird diese Methode kombiniert mit einer CO2-Narkose. Anhand von VER-Untersuchungen konnte gezeigt werden, dass die Zeit bis zum Verlust der Reizempfindlichkeit durch den Abfall der Temperatur herausgezögert wird (KESTIN et al. 1995). Daher gilt diese Methode aus ethischen Gründen als nicht geeignet für die Schlachtung von Fischen. Weitere als nicht tierschutzgerecht geltende Methoden sind die Verwendung eines sauerstofffreien Bads, der Einsatz von Betäubungsmitteln (auf Eugenolen beruhende Betäubungs- bzw.
Beruhigungsmittel, wie z.B. Nelkenöl), Salz- oder Ammoniakbädern sowie die Elektroimmobilisierung bzw. Elektrofischerei (ROBB 2002). Diese Methoden führen nicht zu einem sofortigen Verlust der Reizempfindlichkeit, so dass die Tiere einer maximalen Stresssituation ausgesetzt sind. Sie zeigen heftige Aversionen und Fluchtversuche. Es kann - abhängig von der Methode - bis zu vierzig Minuten dauern, bis die Tiere ihre Empfindlichkeit gegenüber Reizen verlieren. Bei einigen Methoden kommt es nur zu einer Immobilisierung, nicht aber zu einem Verlust der Reizempfindlichkeit. Dies entspricht nicht den Anforderungen des Tierschutzes und übt sich zudem schlecht auf die Schlachtkörperqualität aus (ROBB 2002). Milchsäure wird verstärkt gebildet, der pH im Filet fällt schnell ab, die Leichenstarre tritt früh ein.
Literaturübersicht
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Zu den Methoden, die als tierschutzgerecht gelten, zählen neben der Elektrobetäubung die Betäubung durch Perkussion, der hydraulische Schock, der Bolzenschuss sowie das Erschießen (ROBB 2002). Diese Methoden sind nicht für alle Fischarten anwendbar. So kann der Bolzenschuss z.B. nur bei großen Fischen wie Thunfischen angewandt werden. Einige Methoden weisen Unsicherheiten auf. So besteht bei der Verwendung des hydraulischen Schocks die Gefahr, dass es bei zu weiter Entfernung vom Explosionsherd nur zur Behinderung, aber nicht zum Verlust der Reizempfindlichkeit sowie bei zu großer Nähe zum Explosionsherd zu Blutungen und Verletzungen kommt. Das Abschlagen der Fische führt bei richtiger Anwendung sofort zur Bewegungslosigkeit und zum Verlust visuell erzeugter Reaktionen im Elektroenzephalogramm. Unter dieser schnell wirkenden, effektiven Betäubung haben die Fische eine nur geringe Stressbelastung zu ertragen. Wird der Schlag jedoch mit zu geringer Kraft oder falsch platziert ausgeführt, wird keine sofortige Unempfindlichkeit erreicht und der Fisch erheblich verletzt. Dies ist wiederum mit einer hohen Belastung der Fische verbunden (KESTIN et al. 1995). In Tabelle 1 und 2 nach Robb und Kestin (ROBB 2002) sind langsam und schnell wirkende Betäubungsmethoden mit ihren Vor- und Nachteilen dargestellt.
Tabelle 1: Betäubungsmethoden, die als nicht tierschutzgerecht gelten
Tötungsart Beschreibung Vorteile Nachteile
Ersticken Haltung der Fische außerhalb des Wassers;
Gasaustausch sinkt ab;
Kiemenlamellen fallen zusammen
- wenig zeitintensiv - kostengünstig - große Fischmengen - keine Rückstände - akzeptable Schlacht- körperbeschaffenheit hinsichtlich Blutungen
- langsam
- Stress, Aversionen - Schlachtkörperqualität beeinträchtigt durch:
Anstieg v. Milchsäure, hoher ATP-Verbrauch, rascher pH-Abfall, früher rigor mortis
Ersticken in Eis Ersticken in Eiswasser- Schlamm, aus dem nach 10 Minuten das Wasser abgelassen wird
- wenig zeitintensiv - kostengünstig - große Fischmengen - keine Rückstände - gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- bei temperierten Fischen noch späterer Verlust der Gehirnaktion als beim Töten an Luft
- Stress
- Empfindungslosigkeit gegenüber Reizen reversibel Tod erst durch Filetieren - Anstieg v. Milchsäure
Ausbluten Teilweise ohne vorherige Betäubung;
Herausschneiden oder Herausziehen der Kiemen;
Zurück im Wasser bluten die Fische aus
- kostengünstig - keine Rückstände - gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- langsam
- Stress, Aversionen - zeitaufwendig
Fortführung Tabelle 1
Tötungsart Beschreibung Vorteile Nachteile
Ausnehmen Teilentnahme (GIT oder GIT u. Leber) oder alle Eingeweide;
Tod durch Ausbluten und Ersticken
- kostengünstig - gute Schlachtkörper- beschaffenheit (vermutlich)
- langsam - Stress - zeitaufwendig
Enthauptung Nur bei Aalen
Vollständige Abtrennung vom Kopf
- kostengünstig - langsam
- Stress, Aversionen - zeitaufwendig
Betäubungsmittel (BM)
Lebensmittelechte BM o.
Beruhigungsmittel (beruhen i.d.R. auf Eugenolen, z.B. Nelkenöl) bis zum Verlust der motorischen Fähigkeit oder des
Reaktionsvermögens
- wenig arbeitsintensiv - große Mengen möglich - keine Aversionen - keine körperliche Aktivität
- gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- Verlust Empfindungs- vermögen oder nur sediert??
- negative Geschmacks- Beeinflussung??
-Zulassungsproblematik in Deutschland
- Entsorgungsproblematik des Betäubungswassers - Kosten??
- Rückstände??
CO2-Narkose Besonders in Norwegen;
CO2 hochlöslich in H2O;
im Meerwasser führt CO2 zum Abfall des pH (bis 4,5), bis H2O mit Gas gesättigt; Tiere verbleiben 4,5 Minuten bzw. bis zur Bewegungslosigkeit (Lachs: 6 Min.; Aal: 1,3 Std.)
- wenig arbeitsintensiv - große Mengen möglich - keine Rückstände - gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- langsam - Aversionen
- Bewegungslosigkeit vor dem Verlust des
Empfindungsvermögen gegenüber Reizen Ausnehmen erfolgt bei voller Reizempfindlichkeit
O2-freies Wasserbad Entfernung des O2 durch Einführen eines inerten Gases (z.B. Stickstoff oder Argon); (Entgasung)
- wenig arbeitsintensiv - große Mengen möglich - keine Rückstände
- schwierig, genug O2 dem Wasser zu entziehen, dass Fische ihr
Empfindungsvermögen verlieren und den O2- freien Zustand beizube- halten (durch Bewegung der Fische löst sich O2 aus der Atmosphäre im Wasser)
- Aversionen
Salz-Ammoniakbad Bad mit Trockensalz oder Ammoniak; Lösung des Schleims und
Bewegungslosigkeit, Verarbeitung
- langsam (>30 Min.) - Aversionen
- Verdacht: Bewegungs- losigkeit nur durch Erschöpfung
- verboten (D., 1999)
Elektro- immobilisation
Durch Wechselstrom über einige Min., niedrige Spannung Immobilisation
- wenig arbeitsintensiv - wenig zeitintensiv - große Mengen möglich - keine Rückstände
- vollstdg. Erschöpfung in Muskulatur
- kein Empfindungs- verlust
- früher rigor mortis
Elektrofischerei Pulsierender Gleichstrom;
Anziehen und Elektro- Immobilisation, treiben an Oberfläche, Abfischen
- große Mengen möglich - keine Rückstände
- Empfindungsverlust??
- Leiden
- Wirbelsäulenbrüche - Blutungen
Literaturübersicht
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Tabelle 2: Betäubungsmethoden, die als tierschutzgerecht gelten
Tötungsart Beschreibung Vorteile Nachteile
Perkussion Lachsindustrie, Angler, kommerzielle Fischer;
Fische müssen aus dem Wasser geholt und ruhig gestellt werden, um den Schlag zielgerecht ausführen zu können
- gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- bei ordnungsgemäßer Durchführung sofortiger Verlust der
Reizempfindlichkeit - keine Rückstände
- wenn nicht
ordnungsgemäß durch- geführt: Verletzungen, kein sofortiger Verlust der Reizempfindlichkeit - arbeitsintensiv - zeitintensiv - nicht für größere Fischmengen geeignet
Hydraulischer Schock
Schockwelle (durch einen Sprengkörper) im Wasser, die zur Betäubung führt
- große Mengen möglich - wenig arbeitsintensiv - wenig zeitintensiv - keine Rückstände
- in Nähe des Explosionsherdes:
Beschädigung Schlachtkörper;
Blutungen
- außerhalb der Reichweite der Schockwelle:
Behinderung und Verletzungen, kein Empfindungs- Verlust
Bolzenschuss Bolzenschussmethode mit anschließender
Durchbohrung des Rückenmarks mittels einer Stange oder eines Drahts;
dadurch Zerstörung des oberen Teils des Rückenmarks keine weiteren Bewegungen und Windungen des Fischs
- gute Schlachtkörper- beschaffenheit
- wenn ordnungsgemäß:
schnelle Bewegungs- losigkeit und schneller Verlust VER
(Hilfe:Pinealorgan als anatom. Marker; aber:
Gehirn klein, Bewegung des Fischs erschweren Genauigkeit) - wenn nicht ordnungsgemäß: Be- hinderung, Verletzungen, kein Verlust der
Reizempfindlichkeit - zeitintensiv - arbeitsintensiv
Erschießen Große Thunfische; Fische werden an Fischerhaken an die Wasseroberfläche geholt und mit einem Kopfschuss mit einer Flinte Kaliber 12 oder Magnum 357 getötet
- wenn nicht ordnungsgemäß:
Behinderung, Verletzungen
- durch Knall des Schusses Stress, Fluchtversuch - arbeitsintensiv - zeitintensiv
Elektro- betäubung
- wenig arbeitsintensiv - wenig zeitintensiv - große Mengen möglich - sofortiger Verlust der Reizempfindlichkeit- bei richtiger Stromanwendung
- Blutungen
- vermehrte Laktatbildung (Starrkrämpfe)
- Stromanschluss erforderlich
2.6 Erkenntnisse über die Elektrobetäubung
Elektrobetäubung wird seit Jahren als mögliche Betäubungsmethode für Fische untersucht (AZAM et al. 1989). Wichtige Parameter hinsichtlich des Betäubungserfolges sind Stromstärke, Dauer des Stromflusses, Stromspannung, Frequenz und Stromart (LINES et al.
2003). Bei adäquater Einstellung der Parameter sterben die betäubten Fische, bevor sie eine Empfindlichkeit für Reize wiedererlangen (ROBB et al. 2002). Somit werden den Tieren keine Schmerzen oder Leiden während des Schlachtprozesses zugefügt. Um eine ausreichende Dauer der Unempfindlichkeit gegenüber Reizen zu erreichen, werden laut van de Vis und Mitarbeitern sowohl hohe Stromstärken als auch lange Einwirkzeiten des Stromflusses benötigt (VAN DE VIS et al. 2001). Ist die Stromstärke ausreichend hoch gewählt, verlieren die Fische ihre Bewegungsfähigkeit und die Reaktivität auf Lichtblitze sofort (KESTIN et al. 1995; ROBB 2003). Bei nicht ausreichend hohen Spannungsgradienten sind die Fische während des Stromflusses immobilisiert, zeigen jedoch im Anschluss an die Betäubung starke Abwehrreaktionen (KESTIN et al. 1995). Die Dauer der Unempfindlichkeit korreliert mit der Dauer des Stromflusses – ein länger anhaltender Stromfluss führt zu einer länger anhaltenden Unempfindlichkeit gegenüber Reizen (LINES u. KESTIN 2005), wobei es zu individuellen Variationen kommen kann (LINES et al. 2003). Zwar reicht bereits ein Stromfluss von einer Sekunde aus, um die Fische in einen Zustand der Unempfindlichkeit zu versetzen. Dies führt jedoch nicht zu einer permanenten Empfindungslosigkeit gegenüber Reizen, innerhalb derer die Forellen versterben (LINES et al. 2003). Eine schnelle und permanente Empfindungslosigkeit wird erst nach einer Betäubungszeit von 60 Sekunden erreicht (LINES et al. 2003). Eine Betäubung mittels Wechselstrom über nur wenige Sekunden kann zwar zum Ausbleiben von VERs, der Reaktionen auf taktile Reize und der Augenbewegung führen, es kommt jedoch nach kurzer Zeit wieder zur Erholung der Fische (ROBB 2003). Diese äußert sich in Form unregelmäßiger Kiemendeckel- und Schwimmbewegungen bis zur vollständigen Erholung mit gleichmäßigen Kiemenbewegungen und koordinierten Schwimmbewegungen (LINES et al. 2003). Die Elektrobetäubung kann mittels pulsierendem Strom oder mittels Wechselstrom erfolgen. Laut Robb führt die Verwendung von pulsierendem Strom (d.c. = direct current) nicht zum Verlust der Reizwahrnehmung, sie kann jedoch zur Immobilisation führen (ROBB 2003).
Unterschiede in der Leitfähigkeit des Wassers führen zu Unterschieden in Spannung und Stromstärke (LINES u. KESTIN 2004). Die Position des Fisches im Betäubungsbecken sowie die Größe des Fischs haben weniger Einfluss auf die elektrische Feldstärke im Fisch selbst als die Leitfähigkeit des Wassers. So treten große Unterschiede bezüglich der Feldstärke auf,
Literaturübersicht
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sobald die Leitfähigkeit des Wassers geringer als 50 µS/cm und höher als 500 µS/cm ist (LINES u. KESTIN 2004). Bei niedriger Leitfähigkeit ist die elektrische Feldstärke im Fisch um die Hälfte niedriger als im Wasser selbst. Bei hoher Leitfähigkeit ist die Feldstärke im Fisch um die Hälfte höher als im Wasser (LINES u. KESTIN 2004).
Die Auswirkung der Elektrobetäubung auf die Filetqualität von Fischen wurde hinsichtlich unterschiedlicher Merkmale untersucht. Die Muskulatur wird durch den elektrischen Strom stimuliert, was zu einem pH-Abfall in der Muskulatur und zu einer Beeinträchtigung der Qualität des Schlachtkörpers führt. Ein rascher pH-Abfall kann zu Veränderungen in der Farbe der Muskulatur führen. Die Muskulatur wird heller und opak (ROBB 2001). Im Vergleich zu der Betäubung durch Perkussion konnten bei Forellen nach Elektrobetäubung höhere Laktat- und leicht niedrigere pH-Werte gemessen werden (POLI et al. 2005). Dies wirkte sich jedoch nicht weiter auf den Schlachtkörper aus (POLI et al. 2005). Im Vergleich zur Betäubung mittels CO2 konnten bei den mittels Strom betäubten Forellen ähnliche oder bessere biochemische Parameter gemessen und eine geringere Ansäuerung der Muskulatur beobachtet werden (SEBASTIO et al. 1996). Weitere mögliche negative Auswirkungen der Elektrobetäubung sind Haemorrhagien und Brüche der Wirbelsäule (GREGORY u.
GRANDIN 1999). Dabei führte die Verwendung von Wechselstrom mit einer Frequenz von 50 Hz zu stärkerer Ausbildung von Haemorrhagien und Knochenbrüchen als die Verwendung von 1000 Hz (GREGORY u. GRANDIN 1999; LINES u. KESTIN 2005). Bei der Verwendung von 1000 Hz konnten die negativen Auswirkungen auf die Filetqualität minimiert oder sogar eliminiert werden (LINES et al. 2001); der Vorteil von 50 Hz ist jedoch die Möglichkeit der direkten Stromnutzung aus dem Hauptversorgungsnetz (LINES u.
KESTIN 2005).
Auch für andere Tierarten liegen Untersuchungen hinsichtlich dieser Problematik vor (NOWAK 2003). Beim Geflügel führt eine überhöhte Stromstärke in der Regel zu Knochenbrüchen und Blutungen. Hochfrequenter Strom führt hingegen zu geringerer Ausbildung von Haemorrhagien (SPENCER 1967). Eine direkte Stromapplikation auf den Kopf der Fische führt nur in diesem Bereich zu Haemorrhagien und würde so die negativen Auswirkungen auf die Filetqualität verhindern. Eine derartige Konstruktion wäre jedoch sehr komplex und kostenintensiv (LINES et al. 2003).
Aale benötigen einen sehr langen und hohen Stromfluss, um eine ausreichend lange Empfindungslosigkeit zu erreichen (VAN DE VIS et al. 2001). Die Betäubung von Aalen mittels Strom ist im deutschen Tierschutzgesetz verankert (Tierschutzgesetz § 13 (5) 2., Anlage 3, Teil II, 3.11). Für diese Fischart sind Parameter sowohl hinsichtlich der
Leitfähigkeit des Wassers als auch hinsichtlich Stromstärke und Betäubungszeit geregelt. Für andere, nicht weiter definierte Fischarten schreibt das Tierschutzgesetz bei Anwendung der Elektrobetäubung nur eine ausreichende Größe und eine vollständige Bedeckung der Elektrodenplatten mit Wasser zur Sicherung der gleichmäßigen elektrischen Durchströmung der Fische vor (Tierschutzgesetz Anlage 3, Teil II, 3.10).
Aufgrund der Möglichkeit, die Fische in ihrer Gruppe im Wasser zu belassen und so auf ein
„Handling“ der Fische verzichten zu können, wird der Zeitraum vor der Schlachtung als weitgehend stressfrei eingeschätzt (SIGHOLT et al. 1997; PARISI et al. 2001; POLI et al.
2005). Bei adäquater Einstellung der Betäubungsparameter und sicherem und schnellen Erreichen der Empfindungslosigkeit gegenüber Reizen könnten die Forderungen des Tierschutzgesetztes erfüllt und die negativen Auswirkungen von Stress auf die Schlachtkörperqualität vermieden werden.
Material und Methoden
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3 MATERIAL UND METHODEN
3.1 Fische, Haltung, Fütterung
Für die Untersuchungen wurden Regenbogenforellen (Oncorhynchus mykiss) in Speisefischgröße (25 bis 33,5 cm, 211,3 bis 570,9 g) verwendet. Die Fische entstammten kommerziellen Forellenzuchten aus der Umgebung von Hannover. Die Forellen wurden in Rundstrombecken mit einem Fassungsvermögen von ca. 250 Liter unter ständigem Zustrom von Leitungswasser gehalten, wodurch eine Wasserströmung erzeugt wurde. Zusätzlich wurde das Wasser über Sprudelsteine belüftet. In dieser Vorrichtung wurden die Forellen bei 10-15°C bis zu einer Woche gehalten und während dieser Zeit nicht gefüttert.
3.2 Ableitung von EEG-Signalen
3.2.1 Herstellung der Elektroden zur EEG-Ableitung
Als Elektroden zur Ableitung der EEGs wurden Kanülen (Sterican°, 0,90 x 40 mm, 20 G x 1
½“, Gr. 1, Firma Braun) verwendet. Versilberter Kupferdraht (0,4 mm, Firma Conrad, Nr. 60 55 73) wurde durch die Kanülen geschoben und am Konusende mit abgeschirmtem Elektrokabel (Firma Conrad, Nr. 100136) verlötet. Konus und Kabel wurden zusätzlich mittels eines Epoxidklebers (Epoxy-Kleber, Firma Conrad, Nr. 81 33 37) fixiert. Dadurch wurde auch der Konus verschlossen und vor Feuchtigkeit geschützt. Die Kanülenspitzen wurden auf 0,5 cm Länge gekürzt. Durch Einklemmen der Kanüle am Konus wurde der Draht in der Kanüle fixiert. Die Spitze der gekürzten Kanüle wurde abgerundet. Die so entstandenen Elektroden (Kanülenspitze samt Konus) wurden zur Isolierung mit einem Isolierlack überzogen und trocknen gelassen. Nach der Trocknungsphase wurde die Spitze der Kanüle vom Lacküberzug befreit, um sicher zu stellen, dass der Teil der Elektrode, der innerhalb der Schädelhöhle platziert werden sollte, elektrischen Strom leitet. Die Leitfähigkeit der Elektrode und des Kabels wurde mittels eines Multimeters (Voltcraft VC 120, Nr.: 12 16 16) geprüft. Weiterhin wurde der elektrische Widerstand der Elektroden gemessen, um zu überprüfen, ob es durch den Lacküberzug tatsächlich zu einer sicheren Isolierung gekommen war. Dazu wurden die Elektroden in eine Kaliumchloridlösung getaucht und der elektrische Widerstand mittels eines Multimeters bestimmt.
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Das freie Ende des Elektrodenkabels wurde mit einem BNC-Stecker (BNC-Stecker für RG174; Lötanschluss, Bajonettverschluss) oder einem Bananenstecker (Schraubanschluss, 4 mm) zum Anschluss an den Verstärker oder zur Erdung der Forelle im Wasser verbunden.
3.2.2 Implantation von Elektroden zur EEG-Ableitung
3.2.2.1 Ermittlung der Lokalisation der Elektrodenimplantation
Zur Ableitung visuell evozierter Potentiale mussten Elektroden oberhalb des Tectum opticum und des Cerebellum in den Schädel der Forelle implantiert werden. Zur genauen Lokalisation dieser Gehirnregionen wurden Schädel, Schädelhöhle, die Schädeldecke samt Haut und Meningen sowie das Gehirn vermessen. Dieses bildete die Grundlage zur Festlegung der Bohrpunkte sowie der Bohrtiefe für die Implantation der Elektroden (s. Tabelle 13 - Ergebnisse). Dabei musste sehr vorsichtig vorgegangen werden, um nicht das Gehirn zu beschädigen. Andererseits musste die Bohrung tief genug erfolgen, um einen Kontakt zu der Gehirnoberfläche zu gewährleisten. Die Messpunkte Maul - Tectum opticum und Maul - Cerebellum ermöglichten die Feststellung der genauen Lage des Gehirns im Schädel von Forellen mit Speisefischgröße. Zur Eingrenzung des Operationsfeldes wurden auf dem Kopf der Forelle eine rostrale und eine kaudale Schnittgrenze festgelegt. Die rostrale Grenze lag unmittelbar kaudal der Augen, die kaudale Grenze ungefähr auf Höhe des Übergangs vom harten Schädel zum weichen Körper der Forelle. (s. Abb. 1 und 2).
Material und Methoden
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A C B 1
2 2 D
F G E 2
1
A C B 1
2 2
D
F G E
1
A
B C1 D C2
A A
B C1 D C2
Abb. 1: Schädel einer Regenbogenforelle in der Ansicht von dorsal; die eingezeichneten Linien zeigen die craniale und caudale Schnittgrenze des Operationsfeldes; Strecke A-B: Abstand Maul – Tectum opticum; Strecke A-C: Abstand Maul – Cerebellum; Strecke D-E: Breite Tectum opticum; Strecke F-G: Breite Cerebellum;
Bohrpunkt für das Cerebellum ; Bohrpunkt für das Tectum opticum
Abb. 2: Offen dargelegte Schädelhöhle einer Regenbogenforelle; A: Bohrtiefe; B: Schädelhöhle; C1/C2: Tectum opticum; D: Cerebellum
3.2.2.2 Implantation der Elektroden
Narkose
Zur Implantation der Elektroden wurden die Forellen mittels MS 222 bis zum Verlust des Gleichgewichtssinnes und des Augendrehreflexes narkotisiert. Dann wurden die Forelle in einer selbstgebauten Narkoseanlage (Abb. 3) in Narkose gehalten. Dazu wurden sie in eine Halterung aus Polystyrol mit der Dorsalseite nach oben fixiert. Ein Polyethylenschlauch wurde in das Maul der Fische geführt. Mittels einer Pumpe wurde Wasser, versetzt mit MS 222, durch den Schlauch über die Kiemen gespült. Das Wasser wurde in einer Schale gesammelt und der Pumpe wieder zugeführt. Während der Implantation wurde zudem die Haut der Forellen befeuchtet.
1 2
Abb. 1 Abb. 2
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Abb. 3: Narkosevorrichtung für die Implantation der Elektroden
Präparation des Operationsfeldes
Während der Operation wurden die Augen der Forelle mit einem feuchten Tuch abgedeckt und der Körper feucht gehalten. Im Bereich des festgelegten Operationsfeldes (Abb. 1) wurde die Haut von der Schädeldecke mit einem Skalpell entfernt. Verbliebene Hautbestandteile wurden vollständig mit einem Skalpell abgeschabt, um eine saubere und trockene Fläche zu schaffen. Aufkommende Blutungen wurden mit Wattestäbchen oder mit einem Thermokauter gestillt und die Fläche zusätzlich trocken geblasen. Schemenhaft ließen sich anschließend die Gehirnregionen Tectum opticum und Cerebellum durch die Schädeldecke erkennen. Auf Höhe des Tectum opticum wies die Schädeldecke jeweils in Form dieser Gehirnregion eine kräftigere Färbung des Knorpelbereichs auf.
Implantation und Fixierung der Elektroden
Durch vollständige Durchbohrung (Bohrer Proxxon Minimot 40IE) des Schädelknorpels auf jeder Seite oberhalb des Tectum opticum sowie einmal oberhalb des Cerebellum wurden Bohrlöcher zur Aufnahme der Elektroden geschaffen (s. Abb. 1). Die Elektroden wurden während der Implantation und der weiteren Messungen an ihren Kabeln an einem Stativ hängend in Position gehalten. Die Elektroden wurden in die Bohrlöcher 0,5 cm weit eingeführt und mit einem Mehrkomponentenkleber („Gluma Comfort Bond“, Firma M+W Dental GmbH, Büdingen) auf dem Kopf der Forelle fixiert. Für diesen Kleber war eine
Schale Pumpe
Halterung
Material und Methoden
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trockene Oberfläche wichtig, damit eine feste Verbindung mit der Schädeldecke hergestellt werden konnte. Bereits geringgradige Feuchtigkeit der Schädeldecke verhinderte diese Verbindung, so dass sich der Klebstoff wieder löste.
Der Klebstoff bestand aus insgesamt drei Komponenten. Die ersten beiden Komponenten waren „Gluma Etch 20 Gel“ zur Ätzung des Knochens (20%ige Phosphorsäure) und „Gluma Comfort Bond“ (Haftvermittler), ein lichthärtender Einkomponenten-Haftvermittler für Schmelz und Dentin. Diese Komponente bestand aus dem hydrophilen Monomer 4-META mit der Fähigkeit, sowohl das organische Kollagen zu benetzen als auch an den Knochen chemisch zu binden. Die dritte Komponente war „Charisma“, ein lichthärtendes Kunststoffgemisch für die Füllungstherapie und die Inlaytechnik im Dentalbereich. Der Klebstoff wurde bei den Forellen folgendermaßen angewandt: Nach Entfernung der Haut und Trockenlegung des Operationsfeldes wurde zunächst das „Gluma Etch 20 Gel“ auf die Schädeldecke aufgetragen und nach 20 Sekunden gründlich mit Wasser entfernt. Die Schädeldecke wurde anschließend luftgetrocknet und der Dentin-Haftvermittler „Gluma Comfort Bond“ dreifach aufgetragen. Nach 15 Sekunden Einwirkzeit wurde der Haftvermittler luftgetrocknet und 20 Sekunden mit UV-Licht (Super Lit 75, M+W Dental, Halogen-Polymerisationsgerät) gehärtet. Anschließend wurden die Löcher zur Aufnahme der Elektroden an den entsprechenden Stellen in die Schädeldecke gebohrt. Nach Bohrung und Implantierung der Elektroden wurde die dritte Komponente des Klebers auf die Schädeldecke gegeben. Dazu wurde „Charisma“ mit einem Tropfen „Gluma Comfort Bond“ vermischt, erweicht und um die Elektroden herum auf die Schädeldecke gegeben. Nach Ausrichten der Elektroden wurde der Kleber zweimal 20 Sekunden mit UV-Licht gehärtet. Während der Anwendung des UV-Lichts war es wichtig, die Augen der Forelle bedeckt zu halten, um die Sehkraft nicht zu beeinträchtigen.
3.2.3 Ableiten von EEG-Signalen
Nach Implantation der Elektroden wurden die Forellen in ein 133 L fassendes Beobachtungsbecken aus Polyethylen umgesetzt, in dem später auch die Elektrobetäubung vorgenommen wurde (s. Abbildung 4). Es besaß zur Beobachtung der Forellen ein Sichtfenster aus Acrylglas. Um ein Herausreißen der Elektroden durch Schwimm- oder Abwehrbewegungen der Forellen zu verhindern, wurden die Forellen fixiert. Dies geschah in einem Kunststoffbecken, in dem seitlich, in Längsrichtung und nach oben Begrenzungen
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flexibel angebracht werden konnten, die der Forelle ein Stehen im Wasser, aber keine Schwimmbewegungen ermöglichten. Um einen möglichst ungehinderten Stromfluss zu gewährleisten, waren Boden und Seiten des Beckens mit großlöchrigen Kunststoffgittern versehen (nicht in Abb. 4 abgebildet). Die Forellen mit den implantierten Elektroden wurden noch unter Betäubung in diesem Becken fixiert und anschließend in das Polyethylenbecken eingesetzt.
e.g. AC (50Hz, 60s, 50V, 0,27A)
e.g. AC (50Hz, 60s, 50V, 0,27A)
z.B. AC (50Hz, 60s, 50V, 0,27A)
generator
VER
trigger -
generator
VER
trigger
Plattenelektrode
Puls- Oszilloskop
+ Differenz- verstärker
Stroboskop
Abb. 4: Vorrichtung zur Ableitung von EEG-Signalen
Anschließend wurden die Elektroden mit der Apparatur zur Aufnahme der Elektroencephalogramme verbunden. Die Elektrode über der rechten Seite des Tectum opticum diente zur Aufnahme von visuell evozierten Reaktionen (VER) als Antwort auf Lichtblitze, die auf der linken Körperseite der Fische generiert wurden (Aufnahmeelektrode).
Die Elektrode über dem Cerebellum diente zur Aufnahme von Störsignalen (Referenzelektrode). Diese wurden mit den Signalen abgeglichen, die von der Aufnahmeelektrode mit aufgenommen wurden. Die Elektrode über der linken Seite des Tectum opticum diente zur Erdung der Forelle (Erdungselektrode).
Zur Registrierung von EEGs wurden Aufnahme- und Referenzelektrode mit einem Verstärker verbunden. Zum Einsatz kam ein Differential-Amplifier WPI (World Precision Instrument DAM 50). Der Differenzverstärker ermöglichte einen Abgleich der von Referenz- und Aufnahmeelektrode aufgezeichneten Signale. Somit ließen sich Störsignale größtenteils Transformator
Material und Methoden
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eliminieren und das Nutzsignal hervorheben und verstärken (s. Abb. 4). Zur weiteren Eliminierung von Störsignalen wurde ein Filter (Ithaco 4213, Electronic Filter) eingesetzt. Die Erdungselektrode wurde mit dem Erdungskabel verbunden.
Das im Differenzverstärker amplifizierte Signal wurde mit Hilfe eines Oszilloskops dargestellt. Bei der Tätigkeit des Gehirns kommt es zu elektrischen Spannungswechseln. Ein Elektroencephalograph misst diese bioelektrischen Potenzialschwankungen im Gehirn, und diese werden auf dem Bildschirm eines Oszilloskops (hier: Hitachi Digital VC 7504) abgebildet. Es gibt eine typische EEG-Aktivität des Wachzustands. Davon unterscheiden sich die z.B. durch Lichtblitze hervorgerufenen Aktivitäten des Gehirns, die sich in Form eines Ausschlags zeigen. Diese Potenzialschwankungen können verstärkt (s. Differenzverstärker) und gemessen werden. Veränderungen, die über mehrere Erfassungsperioden andauern, wie es hier der Fall war, wurden im Average-Mode aufgezeichnet. Dabei werden mehrere Signalverläufe punktweise gemittelt. Somit ist eine Störunterdrückung bei Vorliegen eines periodischen Nutzanteils und überlagertem Rauschen möglich. Das Oszilloskop wurde sowohl mit dem Pulsgenerator zur Erzeugung von Lichtblitzen als auch mit dem Filter und dem Differenzverstärker verbunden.
3.2.3.1 Erzeugung von Lichtblitzen
Lichtblitze zur Induktion von VERs wurden mit Hilfe eines Stroboskops (Super Strobe Model) erzeugt. Die Frequenz der Lichtblitze wurde durch einen Pulsgenerator bestimmt, der mit dem Stroboskop verbunden wurde. Mit dem Pulsgenerator (HSE Stimulator P) wurden Impulse mit einem Grundrhythmus von 7x100 ms bei faradischer Reizart und monophasischer Impulsform erzeugt. Der Pulsgenerator wurde mit dem Oszilloskop verbunden, so dass auf dem Bildschirm des Oszilloskops die jeweiligen Lichtblitze abgebildet wurden und Reize mit den Ausschlägen in den EEGs verglichen werden konnten.
Zur Vermeidung von Störungen wurden die Versuche in einem abgeschirmten Raum durchgeführt, dessen Fenster mit lichtundurchlässiger Folie abgedunkelt waren. Zudem wurden alle elektrischen Geräte, die nicht für diesen Versuch gebraucht wurden, zur Vermeidung elektrischer Störungen aus dem Raum entfernt.
