Optimierung der Transfektion

Die Protoplastierung wurde im Folgenden stets nach den in Tabelle 3.5 für Versuch C angegebenen Parametern durchgeführt. Für die anschließende Transfektion der Protoplasten wurde zunächst der pilzliche Expressionsvektor pAN7-1 eingesetzt und das Protokoll nach Rohe et al. (1996) angewendet. Die Protoplasten-Suspension wurde in einem 15 ml-Reaktionsröhrchen mit 10 µg des zuvor linearisierten Plasmids 20 Minuten bei Raumtemperatur (20°C) inkubiert. Danach wurden 1,4 ml einer 50%igen PEG-6000-Lösung zugegeben und die Mischung 20 Minuten auf Eis inkubiert. Die transfizierten Protoplasten wurden gewaschen und zentrifugiert, um sie vom PEG zu befreien, und danach in einem 1 M Sorbit enthaltenden Puffer mit 10x FRIES-Medium drei Tage bei 17°C zur Regeneration inkubiert. Danach wurden die Zellen auf Selektionsmedium ausplattiert.

Abb. 3.37a zeigt die auf den Selektionsplatten gewachsenen (A) sowie die später vereinzelten Kolonien (B) nach der Transfektion. Der Einsatz von 1x10⁷ Protoplasten pro Transfektionsansatz erbrachte insgesamt ca. 800 bis 1000 Kolonien, was einer Transfektionseffizienz von 0,008% bis 0,01% entspricht. Die Kolonien auf den Selektionsplatten waren allerdings sehr klein und wuchsen während der gesamten Inkubationszeit nicht merklich. Nach Vereinzelung der Kolonien auf neuen

auf ein Minimum senkte (vgl Abb. 3.37a, B). Über die Ursachen kann bislang nur spekuliert werden. Scheinbar waren die vereinzelten Kolonien nicht stabil transfiziert, so dass die Fremd-DNA nicht vollständig in das Genom der Pilzzellen eingebaut wurde. Ein anderer Grund könnte die Instabilität des Antibiotikums in den Selektionsplatten sein. Der Vektor pAN7-1 ist Träger der Hygromycin-B-Resistenzkassette. Dieses Antibiotikum ist nach Herstellerangaben jedoch nur höchsten vier Wochen in Agarplatten haltbar. Da die Platten bei 17°C mindestens zwei Wochen inkubiert werden, könnte ein Teil des Antibiotikums schon abgebaut sein, bevor die Transformanden auf den Platten wachsen, womit der Selektionsdruck erheblich vermindert wird. Durch erneutes Umsetzen der Transformanden auf frisches Selektionsmedium sterben nicht stabil transfizierte Kolonien ab.

Es war deshalb wichtig die Methode zu optimieren, um den ständigen Verlust an Transformanden zu minimieren. Ein erster Ansatzpunkt war dabei, die Zeitspanne der PEG-Behandlung zu verlängern, um eine möglichst stabile Transfektion zu erreichen. In mehreren Arbeiten zu diesem Thema wurden sowohl die Protoplastierungen von zahlreichen Streptomyces-Arten (Gaisser, 1998; Faust, 2000; Weitnauer, 2002) als auch von Ustilago maydis (Hillig, 2005) und Colletotrichum graminicola (Rauchhaus, 2002) beschrieben. Bei den Transfektionen dieser Organismen wurden die Protoplasten nach Zugabe der DNA und der PEG-Lösung sofort auf Platten ohne Antibiotikum ausplattiert und mindestens 24 Stunden inkubiert. Das Selektionsmedium wurde erst nach dieser Inkubationszeit auf den Platten verteilt. Diese Methode sollte auch für die Transfektion von R.-commune-Protoplasten getestet werden.

In zwei Versuchsansätzen (Versuche I und II) wurden 10 µ g des Vektors pAN7-1 sowohl linearisiert als auch zirkulär für die Transfektion von jeweils 1x10⁷/200 µl Protoplasten eingesetzt. Das Protoplasten-DNA-Gemisch wurde mit jeweils 500 µl 50%iger PEG-6000-Lösung versetzt und sofort auf vier (jeweils 175 µl) Limabohnenagarplatten mit Saccharose ausplattiert. Zwei der Platten wurden nach einem Tag (Versuch A bzw. C), die anderen zwei nach weiteren 24 Stunden (Versuch B bzw. D) mit einer Hygromycin-B-Lösung überschichtet (Endkonzentration 100 µ g/ml) und 14 Tage bei 17°C inkubiert.

Abbildung 3.37b zeigt als Beispiel nur eine der Selektionsplatten nach 14-tägiger Inkubation (A). Alle anderen Platten sahen dieser sehr ähnlich, unabhängig davon, ob mit linearisiertem oder zirkulärem Plasmid transfiziert wurde oder ob das Selektionsmedium nach einem oder zwei Tagen auf die Platten aufgebracht wurde. Wie man im Vergleich zur Platte in Abbildung 3.37a erkennen kann (A), sind hier neben einer Vielzahl sehr kleiner Kolonien (ähnlich denen in Abb. 3.37a, A) vor allem auch eine Anzahl große Kolonien gewachsen, welche schon die typische rosa Myzelfärbung zeigen. In Tabelle 3.6 ist die Auswertung der vier Versuchsansätze zusammengefasst. Von den Selektionsplatten wurden jeweils alle groß gewachsenen Kolonien isoliert. Dazu wurden dann jeweils so viele der kleinen Kolonien bis zur Gesamtzahl 100 vereinzelt. Die Kolonien wurden erneut auf Hygromycin-B-Selektionsplatten vereinzelt und 14 Tage bei

17 °C inkubiert (vgl. Abb. 3.37b, B). Danach wurden die überlebenden Kolonien ausgezählt und zusätzlich mittels PCR auf das Vorhandensein der Hygromycin-B-Resistenzkassette überprüft. Diese konnte ausnahmslos in allen Transformanden nachgewiesen werden (Daten nicht gezeigt). Die Auszählung der Kolonien zeigte, dass die bereits auf den ersten Selektionsplatten groß gewachsenen Kolonien auch auf den zweiten Platten fast alle anwuchsen, während der Großteil der kleinen Kolonien auf den neuen Selektionsplatten abgestorben war. Dies zeigt, dass die großen Kolonien mit hoher Wahrscheinlichkeit stabil transfiziert wurden. Sie konnten bereits zu Beginn der Inkubationszeit auf den ersten Selektionsplatten dem Selektionsdruck ausweichen, weil sie von Anfang an in der Lage waren das Hygromycin-B in den Platten abzubauen und damit zu wachsen. Deshalb erscheinen sie auch größer als alle nachwachsenden Kolonien. Die große Anzahl an abgestorbenen Zellen zeigt, dass diese nicht stabil transfiziert wurden und erst später auf den ersten Selektionsplatten wachsen, wenn ein Teil des Antibiotikums auf Grund der langen Inkubationszeit bei 17°C schon im Abbau begriffen ist.

Die Optimierung der Methode verlief dahingehend positiv, als dass stabil transfizierte Pilzkolonien von nicht stabil transfizierten besser zu unterscheiden waren. Dies ersparte im Folgenden unnötige Arbeit und Zeitaufwand, da von den Selektionsplatten nach der Transfektion nur noch die großen, mit hoher Wahrscheinlichkeit transfizierten, Kolonien auf neuen Platten vereinzelt wurden. Eine Erhöhung der Transfektionseffizienz konnte allerdings auch bei dieser Methode nicht erreicht werden. Möglicherweise ist dazu der Einsatz höherer Konzentrationen an Protoplasten pro Transfektionsansatz notwendig. Wie aber die folgenden Versuche zeigen, war dies zum Erreichen der jeweiligen Versuchsziele nicht erforderlich.

Abbildung 3.37a

Abbildung 3.37b

Abbildung 3.37: Aufnahmen der ersten und zweiten Selektionsplatten vor (a) und nach Optimierung (b) der Protoplasten-Transfektion.

Abbildung 3.37a zeigt einen Ausschnitt einer Selektionsplatte (A) sowie einer Platte mit bereits vereinzelten Pilzkolonien (B) vor Optimierung der Transfektions-Methode nach jeweils 14 Tagen Inkubation. Die Kolonien auf der ersten Selektionsplatte wachsen meist sternförmig und bleiben sehr klein.

80% bis 90% der Kolonien sterben nach Vereinzelung auf neuen Selektionsplatten ab.

Abbildung 3.37b zeigt Fotografien von Platten nach Optimierung der Methode. Auf der Selektionsplatte (A) wachsen nach 14-tägiger Inkubation große rosa gefärbte Kolonien (markiert durch rote Pfeile). Diese sind stabil transfiziert und wachsen auch nach der Vereinzelung auf neuen Selektionsplatten (B).

Versuch Versuchsteil Anzahl großer Kolonien

Anzahl überlebender

Kolonien

Anzahl kleiner Kolonien

Anzahl überlebender

Kolonien Versuch

I

A 18 18 (100%) 82 7 (8,5%)

B 33 29 (87,9%) 77 12 (15,6%)

Versuch II

C 15 12 (80%) 85 6 (7,1%)

D 20 18 (90%) 80 26 (32,5%)

Tabelle 3.6: Zusammenfassung und Auswertung des Optimierungsversuchs der Protoplasten-Transfektion.

In Versuch I wurde linearisiertes Plasmid (pAN7-1) für die Transfektion eingesetzt. Versuch II wurde mit zirkulärem Vektor durchgeführt. Die jeweiligen Versuchsteile bezeichnen die Zugabe des Selektionsmediums nach 24 (A bzw. C) oder 48 (B bzw. D) Stunden nach Transfektion.

3.4.3 Etablierung des Fusions-PCR-Systems für R. commune

Nachdem die Methode der Protoplastierung sowie der nachfolgenden Transfektion für R.

commune optimiert werden konnte, wurde für die Deletion von PFP1 zunächst eine Transfektion mit dem schon generierten binären Deletionsvektor pSS2(ble)-∆PFP1 versucht. Die Transfektion wurde in zwei Ansätzen durchgeführt. Für jeden Ansatz wurden 1x10⁷ Protoplasten eingesetzt, woraus jeweils ca. 900 transformierte Pilzkolonien entstanden. 78% der Pilz-Transformanden zeigten eine EGFP-Fluoreszenz, so dass die restlichen 22% als potentielle Deletionsmutanten auf das Vorhandensein von PFP1 getestet wurden. Alle mittels PCR überprüften Transformanden enthielten das Wildtyp-Gen, so dass eine enorme Anzahl an falsch positiven Kolonien detektiert wurde. Eine Gendeletion konnte auch hier nicht erreicht werden.

Die Auswertung zeigte, dass der erfolglose Versuch der Deletion des PFP1-Gens nicht durch die verwendete Methode bestimmt wurde. Ein Grund dafür könnte zumindest bei der Protoplasten-Transfektion die enorme Größe des eingesetzten Vektors von 13,3 kb sein. Je größer das eingesetzte DNA-Fragment, desto schwerer wird seine Aufnahme in die Protoplasten und desto geringer wird die Transfektionseffizienz (Kondo & McKay, 1984; Fleming et al., 1995). Ein anderer Grund für das Scheitern des Systems könnten die doppelt enthaltenen komplementär klonierten Sequenzen des GPD-Promotor sowie des TRPC-Terminators aus A. nidulans sein. Lagern sich diese Sequenzen bei der Übertragung der linearisierten T-DNA aneinander, können sie eine „Schleifen-artige“

Sekundärstruktur ausbilden, die dazu führt, dass eine homologe Rekombination unmöglich, oder zumindest behindert wird. Eine weitere Möglichkeit ist, dass durch die Verwendung des binären Vektors mehrere Basenpaare an DNA-Sequenzen mit übertragen wurden, die keine Homologien zur PFP1-Sequenz zeigten. Dadurch erhöht sich die Frequenz endogener Integrationen, die über sogenannte Mikrohomologien ausgetauscht werden können (Schiestl et al., 1993; Zhu & Schiestl, 1996; Chan et al., 2007). Dies sind allerdings nur Vermutungen. Fakt ist, dass in zwei unabhängigen Transfektionsmethoden mit dem binären Vektorkonstrukt und der EGFP-Selektionsmethode keine Deletion des PFP1-Gens erzielt werden konnte. Aus diesem Grund wurde es notwendig, eine neue Strategie zu entwickeln.

In einer Arbeit von Kuwayama et al. (2002) wurde eine Gendeletion im zellulären Schleimpilz Dictyostelium discoideum beschrieben. Als Methode zur Herstellung des zur Gendeletion verwendeten Konstruktes wurde eine Strategie entwickelt, die auf R.

commune übertragbar war. Durch vier PCR-Reaktionen konnte ein Deletionskonstrukt amplifiziert werden. Dieses wurde in die Zellen des Pilzes transferiert. Bei D. discoideum wurde die Transfektion durch Elektroporation von Zellen vorgenommen. R. commune konnte über Protoplasten transfiziert werden. In Abb. 3.38 ist die Fusions-PCR-Methode im Allgemeinen schematisch dargestellt. Zunächst werden in drei primären einfachen

des Wildtyp-Gens amplifiziert (Schritt 1). Dabei wird die Resistenz-Kassette so konstruiert, dass an ihrem 5’- und 3’-Ende angefügte Überhänge jeweils die komplementäre Sequenz zum Anfang bzw. Ende der Gensequenzen beinhaltet. Dies beruht auf der Konstruktion spezieller Oligonukleotide, welche die jeweils komplementären Enden enthalten. Durch die vierte PCR-Reaktion können somit die drei Fragmente über ihre komplementären Enden fusioniert werden (Schritt 2).

Diese Methode birgt viele Vorteile. Sie ist schnell, da nur das Fusions-PCR-Konstrukt amplifiziert werden muss, ohne Einsatz spezifischer Vektoren und zeitraubender Klonierungsschritte. Das Fusionskonstrukt wird direkt für die Transfektion eingesetzt. Es ist linear und um ein Vielfaches kleiner als ein zirkulärer binärer Vektor mit häufig über 10 kb, was den Einbau der Fremd-DNA erheblich erleichtert.

Abbildung 3.38: Schematische Darstellung des Prinzips der Fusions-PCR-Methode zur Konstruktion von Gen-Deletionskonstrukten.

Die Abbildung zeigt die beiden Schritte zur Herstellung eines Gen-Deletionskonstruktes mit der Fusions-PCR-Methode. In Schritt 1 werden über drei PCR-Reaktionen sowohl die 5‘- und 3‘-untranslatierten Regionen des Wildtyp-Gens (Oligonukleotide 1 bis 4) als auch eine Resistenz-Kassette amplifiziert (Oligonukleotide 5 und 6). Die Oligonukleotide 2 und 5 sowie 3 und 6 beinhalten zueinander komplementäre Sequenzen. Darüber können über die PCR in Schritt 2 die drei Fragmente fusioniert werden (Oligonukleotide 1 und 4).

3.4.4 Generierung der PFP1-Deletionsmutanten unter Verwendung der